Este trabajo fue financiado por The Nature Conservancy y donantes privados, recursos Legacy Fund Foundation, Gordon y Betty Moore Foundation, Environmental Defense Fund, programa Sea Grant de California, el programa nacional de investigación cooperativa de NMFS y una NOAA Beca de Saltonstall Kennedy #13-SWR-008. Investigación aplicada y la exploración marina (Dirk Rosen, Rick Botman, Andy Lauerman y David Jefferies) desarrollado, construido y mantenido la video herramienta de Lander. Agradecemos a Jim Seager y SeaGIS™ software para soporte técnico. Capitán y pescadores comerciales Tim Maricich y tripulación a bordo el F/V Donna Kathleen proporcionados apoyo en la implementación de la Lander de 2012-2015. Gracias a todos los que participaron en la recolección de datos de vídeo o análisis (Anne Tagini, Donna Kline, teniente Amber Payne, Bryon Downey, Marisa Ponte, Rebecca Miller, Matt Merrifield, Walter Heady, Steve Rienecke, EJ Dick y John Field).

Nota: Imágenes de los pasos de software se incluyen como Archivos complementarios. Tenga en cuenta que los pasos de software se describen a continuación son específicos para el software elegido (véase la Tabla de materiales). El enfoque general puede ampliarse a cualquier plataforma de software stereo.
1. preparar material de archivo de cámara estéreo para el análisis
Nota: Se recomienda la calibración utilizando un cubo de calibración. Un cubo de calibración es un tridimensional-marco de aluminio con precisamente puntos reflectantes colocados en la superficie. Cuando se utiliza en conjunción con software de calibración, un cubo de calibración conduce a una mayor precisión y exactitud que damero enfoques9.
<ol><li>Calibrar las cámaras Lander con software de calibración de equipo de música (figura 1 y figura 2; véase Tabla de materiales para una recomendación de software). Nota: Calibración puede verificarse antes de su uso en el campo mediante la medición de objetivos de tamaños conocidos a diferentes distancias (ver 1 Video complementario). Error en la medición promedio para un objetivo de 50 cm a distancias de 3 m (o menos) debería ser un 2% de la longitud de destino conocido. También tenga en cuenta que una calibración determinada sólo será válida si posiciones de cámara no cambian con respecto a uno con el otro. Es fundamental para cuidar y evitar empujones involuntarios de las cámaras hasta que se ha realizado muestreo todos.</li>
	<li>Recopilar datos de campo con la Lander calibrado (figura 1, 2 de Video suplementaria).</li>
	<li>Después de completar estudio de campo, crear una nueva carpeta de proyecto que contiene archivos de vídeo y calibración. Nota: En cada proyecto de carpeta se necesita mínimo de cinco archivos: izquierda y derecha ". Archivos de calibración de cámara", los archivos de izquierda y derecha video (. MP4 o. Formato AVI solamente) y la lista de especies (formato .txt).</li>
	<li>En el software de medición estéreo, iniciar un nuevo proyecto de medición y cargar archivos de vídeo y calibración apropiados. Nota: Imágenes de todos los pasos de software están disponibles entre los Archivos complementarios.<ol>
<li>Desplácese a 'Medida' > 'Nuevo archivo de medida'.</li>
		<li>Configurar el directorio de la imagen desplazándose a 'Imagen' > 'directorio de conjunto imagen' y elija la carpeta que contiene todos los archivos de proyecto.</li>
		<li>La cámara izquierda de la carga ". Cam"archivo navegando en 'Estéreo' > 'Cámaras' > 'Izquierda' > 'Archivo de la cámara de carga' y seleccionar el archivo correspondiente.</li>
		<li>Repita el paso 1.4.3 para cargar la cámara ". Archivo de la CAM" Nota: Estos archivos contienen las medidas de calibración para cada cámara (p. ej., tamaño de píxel, relación de aspecto, distorsión radial, decentring distorsión, etc.) y se utilizará para medir pescados y calcular la distancia de-la cámara (es decir, Z distancia).</li>
		<li>Definir la secuencia de la película para el archivo de vídeo izquierda desplazándose a 'Imagen' > 'definir la secuencia de la película' y seleccionando el archivo video de la cámara izquierda.</li>
		<li>Cargar el archivo de vídeo izquierdo en software de medición seleccionando 'Imagen' > 'imagen de carga'. Nota: Asegúrese de que la casilla de 'Lock' esté desactivada antes de cargar archivos de vídeo. Esto permite que ambos videos se carguen al mismo tiempo.</li>
		<li>Definir archivo de vídeo secuencia y carga de película para el video derecho usando los menús 'Estéreo' > 'imagen' > 'definir la secuencia de la película' y 'Stereo' > 'imagen' > 'imagen de carga'.</li>
		<li>La lista de especies de carga desplazándose a 'Medida' > 'Atributos' > ' editar/Cargar archivo de especies'.</li>
		<li>Introduzca información del identificador de encuesta en 'Campos de información' > 'Editar el valor del campo' y guardar archivo para crear una. Proyecto de EMObs.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sincronizar los vídeos con flash ligero, handclap, sello de hora Universal coordinada (UTC) o cualquier evento concreto de tiempo que se produce en ambos videos.<ol>
<li>Si se usa la hora UTC, marco-paso en el video izquierdo hasta que la hora comience una nueva segunda. Marco más adelante hasta la luz del flash o handclap ocurre.</li>
		<li>Marco-paso el video derecho hacia delante hasta que la hora corresponda exactamente con el video de la izquierda. Marco otro paso adelante hasta que el momento exacto la luz flash o handclap coincida con el vídeo de la izquierda. Nota: Es importante que videos se sincroniza con el mismo marco. Sincronización de vídeo debe revisarse periódicamente con la marca de tiempo del video para evitar deriva de marco de cámara durante el análisis. Un clap mano filmada también podría utilizar al principio y al final del video para probar ese derecho e izquierdos videos fueron sincronizados con el mismo marco.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Haga clic en el botón 'Lock' para garantizar videos jugar juntos y mantienen la sincronización.</li>
</ol>2. generar puntos de conteo y cálculo MaxN
Nota: Cada pescado inicialmente se marca con un punto 2D a la menor resolución taxonómica. Pescado con identificación incierta debe ser marcado para revisión posterior.
<ol><li>Espere para comenzar a contar peces hasta el final de una rotación completa de la cámara para asegurarse de que utiliza 360 grados. También espere hasta que el sedimento ha autorizado (generalmente < 1-2 min después del contacto con la parte inferior).<ol>
<li>Tan pronto como el Lander comienza su primera rotación, haga clic derecho para definir un nuevo período de la muestra: 'Definiciones de período' > 'Añadir nuevo inicio período'. Nombre período primer como "01" y haga clic en "Aceptar".</li>
	</ol>
</li>
	<li>Mientras que el Lander gira, comienzan cada pescado que entra en el marco con un punto 2D utilizando sólo la cámara izquierda de la marca.<ol>
<li>Para agregar un punto 2D, haga clic derecho, seleccionar "Añadir punto" y elegir el nombre de la especie correcta. Etiqueta para el nivel más bajo posible taxonómico, seleccionar «spp.» de especies desconocidas y haga clic en "Aceptar".</li>
		<li>Seguir marcar cada pez nuevo según paso 2.2.1 hasta la conclusión de la rotación.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Repita el protocolo procedimientos 2.1-2.2 para cada rotación adicional de Lander - asegurar que un nuevo período es definido al inicio de cada rotación de la cámara. Nota: Las curvas de acumulación de especies se utilizan para determinar que ocho rotaciones fueron, en promedio, suficientes para caracterizar la abundancia de peces en el presente estudio. Los investigadores deben considerar llevar a cabo pruebas preliminares con rotaciones de cámara adicional, sobre tiempos más largos de remojo, para caracterizar el número óptimo de rotaciones de cámara dentro de un ecosistema particular.</li>
	<li>Calcular cargos específicos de individuos observados por rotación de la cámara.<ol>
<li>Después de todas las rotaciones han sido enumeradas, exportación de puntos 2D desplazándose a 'Medida' > 'Resumen de medición' > 'Punto medidas' y guardar puntos 2D como archivo a.txt.</li>
		<li>Abra el archivo de punto de 2D.txt guardada como una hoja de cálculo y crear una tabla dinámica de especies vs número de rotación para resumir cuentas (tabla 1) desplazándose a 'Insertar' > 'Tabla dinámica'. Seleccione "Género y especie" para 'Etiqueta de la fila' y "Período" para 'Etiqueta de la columna'.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Elegir el MaxN para cada especie mediante la selección de la rotación de la cámara que tiene el mayor número de individuos de esa especie (tabla 1).</li>
	<li>Para peces identificados sólo a género, seleccione un MaxN de nivel de género basado en la rotación que tuvo el mayor número de individuos identificados a especie de ese género particular. Nota: Este paso ayuda a evitar la doble contabilización cada pez que sólo era identificables a grupos taxonómicos más altos (p. ej., sólo a género o familia). Por ejemplo, en la tabla 1, ' rotación 1' contiene 10 no identificado Sebastes spp y 33 miembros del género Sebastes identificados a especie, mientras que ' rotación 3' contiene sólo dos desconocidos Sebastes spp y 43 miembros de la el género que Sebastes identificados a especie. Por lo tanto ' rotación 3' se utilizará para MaxN cuenta de desconocidos Sebastes spp. De esta manera, se hace la suposición conservadora que 8 de los no identificados Sebastes spp. en ' rotación 1' fueron identificados en ' rotación 8'.</li>
	<li>Si múltiples rotaciones tienen el mismo Conde MaxN para una especie dada, elegir la primera rotación con MaxN para mediciones de puntos 3D.</li>
	<li>Para cada especie, tomar mediciones 3D de peces en la rotación que MaxN ocurrió.<ol>
<li>Utilizar los puntos 2D guardados en pasos 2.1-2.3 para navegar a los pescados del mismo exactos para la medición 3D.</li>
		<li>Zoom en menos de 4 X para identificar mejor la punta del hocico del pez y los bordes de las aletas caudales (figura 3). Nota: Puede ser necesario marco paso hacia adelante o hacia atrás para encontrar la mejor orientación de los peces para una medición 3D. La 'mejor' orientación es uno donde el hocico y los bordes de las aletas caudales son visibles en ambas cámaras.</li>
		<li>Manualmente en la punta del hocico, luego el borde de la cola en la cámara izquierda, haga clic en repetir la selección en el mismo orden en el video de la derecha.</li>
		<li>Seleccione la especie correcta identificación de menús desplegables, como se hizo en 2.2.1.</li>
		<li>Si una medida de la longitud 3D no es posible, por ejemplo si la cabeza y la cola de los peces no son visibles en ambas cámaras, luego marque un punto 3D en cambio la izquierda haga clic en la misma posición de los peces en los videos de izquierda y derecha. Llene los campos de información como antes y dejar el comentario "Excluir de la medida de longitud". Nota: MaxN puede ocurrir en diferentes rotaciones de las cámaras para las diferentes especies; sin embargo, para cualquier especie dada, las mediciones deben ocurrir en una rotación solamente (tabla 1).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Después de completar las mediciones 3D para todos los peces, exportar archivo de as.txt de datos para su posterior análisis.<ol>
<li>Desplácese a 'Medida' > 'Resumen de medición' > 'mediciones de punto y la longitud 3D' y save.txt para exportación.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. 95% Z distancia procedimiento para las áreas de estudio propios de cada especie
Nota: La distancia de 95% Z es una estimación de la distancia promedio de que una especie podría identificarse confiablemente en un determinado estudio y excluyendo casos de excepcionales condiciones de claridad del agua o la iluminación. Este cálculo tiene en cuenta las condiciones oceanográficas promedio para un determinado estudio y será necesario volver a calculado para cada nuevo estudio.
<ol><li>Uso simple de arranque para determinar si el tamaño de muestra es suficientemente grande como para caracterizar la distancia de detección confiable para cada especie.<ol>
<li>Para cada clase de tamaño de muestra (p. ej., recipientes de tamaño de muestra de 5 pescados), 1.000 al azar dibuja del tamaño de muestra seleccionada con el reemplazo de la población de la muestra y calcular la media cuantil del 95% de las distancias de estos 1.000 dibuja y trazar la resultante curva asintótica. Ver el código suministrado en el suplementario los archivos 1 y 2.</li>
		<li>Verificar que se obtuvieron muestras adecuadas comparando el tamaño de la muestra real con la asíntota de 95% Z distancia con el aumento de tamaño de la muestra.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Calcular el valor de 95% Z distancia como el cuantil del 95% de distancia de la cámara medido para una especie a través de todas las encuestas.</li>
	<li>Calcular el área efectiva para cada especie con el valor del 95% Z. Nota: En el caso de un rotación Lander, la representa valor de 95% Z el radio externo de una franja encuesta, con el radio interior determinada por la configuración física de la herramienta y cómo cerca de la base de las cámaras es capaces de observar. Mientras gira el Lander, se forma una zona de 'buñuelo' en forma de encuesta (figura 4).<ol>
<li>Calcular el área encuestada como: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/56635/56635eq1.jpg"> Nota: por ejemplo, una especie relativamente grande como Yelloweye Rockfish (Sebastes ruberrimus) tenía una distancia de 95% Z de 3,3 m y un área de estudio efectivo de 30,9 m2 por despliegue de Lander: 34,3 m2 (círculo externo) - 3,4 m2 (interno círculo) = 30,9 m2 (área de estudio total).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Usando el área calculado encuestados recuentos de especies individuales (paso 3.3.1), convert (MaxN) en estimaciones de densidad por cada encuesta visual utilizando la ecuación: <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/56635/56635eq2v3.jpg"> Nota: Un procedimiento similar podría ser usado para calcular una densidad volumétrica, en lugar de una densidad; sin embargo, ese proceso no se describe aquí.</li>
</ol><img alt="Table 1" src="/files/ftp_upload/56635/56635table1.jpg"> Tabla 1: tabla resumen ejemplo MaxN. La selección de MaxN para cada especie se demuestra con texto rojo y en negrita. Tenga en cuenta que un MaxN conservador para no identificado Sebastes spp fue determinada por la rotación con la mayoría Sebastes identificado especies (rotación 3). También, mientras que este estudio utilizó ocho rotaciones de cámara, sólo cuatro rotaciones se muestran en la tabla 1 para la simplicidad. El proceso de selección MaxN es idéntico independientemente del número de rotaciones.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56635/56635fig1.jpg"> Figura 1: Lander vídeo estéreo. Hardware clave numerada (1) umbilical, 300 m (2) dos grabadoras de video digital (DVR) con tarjetas de memoria de 32 GB extraíble interior impermeable, (3) dos LEDs salir 3.000 lúmenes a una temperatura de color de 5.000 K y (4). dos cámaras con resolución de líneas (líneas de TV) TV 620. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56635/56635fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56635/56635fig2.jpg"> Figura 2: cubo de calibración (500 x 500 x 300 mm). Ejemplo de una calibración con un 'cubo de calibración' se muestra en dos orientaciones diferentes: (A) el lado derecho del cubo es expulsado hacia las cámaras, y (B) la cara del cubo es paralela a la cara de las cámaras. Puntos rojos indican los puntos de referencia utilizados en este método de calibración particular y siempre deben ser identificados en el orden numerado. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56635/56635fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56635/56635fig3.jpg"> Figura 3: medición 3D colocado en miniatus Sebastes. La punta del hocico y del extremo de la cola fueron identificados en cada fotograma de la cámara para permitir la medición estéreo. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56635/56635fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56635/56635fig4.jpg"> Figura 4: zona por la herramienta de Lander. Área efectiva por la herramienta de Lander fue limitado por el mínimo distancia de Z y la distancia de 95% Z para cada especie. Observe que esta área crea un volumen de 'buñuelo' en forma de encuesta alrededor de lo Lander. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56635/56635fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

<ol>
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R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recovery+trajectories+of+kelp+forest+animals+are+rapid+yet+spatially+variable+across+a+network+of+temperate+marine+protected+areas+Recovery+trajectories+of+kelp+forest+animals+are+rapid+yet+spatially+variable+across+a+network+of+temperate+marine+protected.">Recovery trajectories of kelp forest animals are rapid yet spatially variable across a network of temperate marine protected areas Recovery trajectories of kelp forest animals are rapid yet spatially variable across a network of temperate marine protected.</a> Nat. Publ. Gr. , 1-14 (2015).</li><li>Starr, R. M., Wendt, D. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variation+in+Responses+of+Fishes+across+Multiple+Reserves+within+a+Network+of+Marine+Protected+Areas+in+Temperate+Waters.">Variation in Responses of Fishes across Multiple Reserves within a Network of Marine Protected Areas in Temperate Waters.</a> Plos One. 10 (3), 0118502 (2015).</li><li>Lester, S., Halpern, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biological+effects+within+no-take+marine+reserves:+a+global+synthesis.">Biological effects within no-take marine reserves: a global synthesis.</a> Mar. Ecol. Prog. Ser. 384, 33-46 (2009).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar

La métrica MaxN tradicional se basa en la idea de contar un número mínimo garantizado de personas presentes durante una encuesta. Si un cierto número de peces es visible simultáneamente en un único fotograma de vídeo, no puede ser todo menos presente, sino porque los peces son heterogéneamente distribuidos y móviles, la posibilidad de ver a todos los individuos simultáneamente durante un solo fotograma de vídeo es baja . Por lo tanto es probable que MaxN tradicional subestima el verdadero pescado abundancia<su...

A lo largo de la costa del Pacífico de Estados Unidos, muchas de las especies importantes para la pesca comercial y recreativa peces de fondo (por ejemplo, el complejo de rockfish (Sebastes spp.) y bacalao (Ophiodon elongatus)) están fuertemente asociados con hábitats de alto relieve, duros1,2,3,4,5. Gota de estéreo y vídeo cámaras son una atractiva herramienta no extractivo en hábitats rocosos debido a la relativa facilidad y simplicidad de la operación. Una variedad de sistemas de cámara de vídeo estéreo se han desarrollado y desplegado en el hemisferio sur, aguas poco profundas de los ecosistemas6,7,8,9,10y gota-cámaras de videos han ganado recientemente, tracción como una herramienta de gestión para entornos de arrecife rocoso de aguas profundas a lo largo de la costa del Pacífico11,12,13. Se intentó modificar estos diseños existentes de la cámara estéreo mediante un sistema de cámara de vídeo estéreo (en lo sucesivo, "Lander") para caracterizar mejor las poblaciones de peces en alto relieve seafloors a lo largo de la costa del Pacífico central (ver tabla de de Materiales). El Lander utilizado era diferente de los sistemas de videos existentes porque las cámaras se montaron a un bar giratorio central, que permite un completo 360° de cobertura del fondo marino en la ubicación de gota14. El Lander completó una rotación por minuto, lo que nos permitió caracterizar la abundancia y composición de la comunidad de un área rápidamente y alcanzar el mismo nivel de poder estadístico con menos despliegue de Lander. (Véase Starr (2016)14 para mayor detalle sobre las características de la configuración del módulo de aterrizaje). Pruebas preliminares en el sistema del estudio sugirieron que ocho rotaciones de las cámaras en nuestros estudios eran suficientes para caracterizar la riqueza y abundancia de las especies. Esta determinación se hizo por una observación de los rendimientos decrecientes en la abundancia de las especies y densidad de peces sobre las gotas más. Recomendamos que se realizó un estudio piloto incluyendo tiempos más largos de remojo en cualquier nuevo sistema para determinar el tiempo de remojo óptimas para una especie de estudio de ecosistema dado.
Mediante el uso de cámaras estéreo pares, tanto área de estudio total y densidad de peces absoluta puede calcularse para cada encuesta video; sin embargo, el uso de cámaras de rotación hizo necesario la modificación del tradicional pescado cuenta métricas. Estacionarios Videosistemas utilizan más a menudo "MaxN" como una conservador cuenta de peces en un despliegue6,10. MaxN tradicional describe el número máximo de peces de una determinada especie observado juntos en un solo fotograma de vídeo, con el fin de evitar el doble conteo de un pez que se dejaron y regresaron a marco. MaxN ha sido por lo tanto una estimación del número mínimo de peces conocidos para estar presente y puede subestimar el verdadero pescado abundancia6,10. La métrica MaxN fue redefinida para representar el mayor número de peces en cada rotación completa de las cámaras.
La segunda modificación a los métodos anteriores de videos estéreos era para tener en cuenta el hecho de que las especies de diferentes tamaños, color, y formas tienen diferentes distancias máximas de una identificación fiable. Por ejemplo, especies grandes como elongatus o tienen una forma alargada y pueden identificarse confiablemente a distancias mucho mayores en comparación con especies pequeñas y enigmáticas como el Squarespot Rockfish (Sebastes hopkinsi). Estos diferentes rangos máximos de detectabilidad cambian el área efectiva muestreado por el Lander para cada especie. Porque las cámaras estéreas nos permiten colocar cada pescado en un espacio tridimensional con un alto grado de precisión, uno puede determinar la distancia de las cámaras que cada pescado fue medido (es decir, la distancia de la"Z" por el "eje z" que es perpendicular a la línea recta trazada entre las cámaras). Para cada especie, la distancia dentro de los cuales el 95% de todos los individuos fueron observado (en adelante "distancia de 95% Z") se considera el radio de la zona de estudio y se utilizó para calcular el área total encuestado. Además de características específicos, identificabilidad se verá afectada por condiciones ambientales tales como la turbidez del agua. Porque estos factores pueden variar en tiempo y espacio, es importante utilizar la estadística de 95% Z sólo en conjunto. Mientras que va a ser altamente preciso para muestras grandes, cualquier una encuesta individual puede variar en área encuestada.
El protocolo que se detalla a continuación proporciona una guía sobre cómo crear y usar estas métricas. Aunque el objetivo era caracterizar el hábitat rocoso aguas profundas a lo largo de la costa del Pacífico, la metodología descrita para la cuenta MaxN modificada es fácilmente aplicable a cualquier sistema de cámara de gota giratoria. El número de rotaciones de cámara necesarios para caracterizar las poblaciones de peces dependerá de la dinámica de los ecosistemas locales, pero la conceptualización de la MaxN modificado seguirá siendo el mismo. Del mismo modo, mientras que utilizamos software fotogramétrico 3D para analizar vídeo estéreo, las técnicas descritas en este documento se aplican fácilmente a través de plataformas de software, como la localización exacta de los peces en un espacio tridimensional es posible. Además, el enfoque de la aplicación de un valor de 95% Z distancia podría considerarse en el futuro estudios con cámaras estéreo para tener en cuenta rangos específicos de detectabilidad y calcular con mayor precisión la abundancia de peces.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:877px;" width="876">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:201px;">calibration cube</td>
			<td style="width:193px;">SeaGIS</td>
			<td style="width:279px;">http://www.seagis.com.au/hardware.html</td>
			<td style="width:204px;">1000x1000x500 mm is the preferred dimensions. Other methods of calibration are available.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:201px;">CAL calibration software</td>
			<td style="width:193px;">SeaGIS</td>
			<td style="width:279px;">http://www.seagis.com.au/bundle.html</td>
			<td style="width:204px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:201px;">EventMeasure stereo measurement software</td>
			<td style="width:193px;">SeaGIS</td>
			<td style="width:279px;">http://www.seagis.com.au/event.html</td>
			<td style="width:204px;"></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:201px;">Statistical software</td>
			<td style="width:193px;">R Core Team 2017 (v. 3.4.0)</td>
			<td style="width:279px;"></td>
			<td style="width:204px;">Bootstrapping code can be found: https://github.com/rfields2017/JoVE-Bootstrap-Function</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:201px;">Spreadsheet Software</td>
			<td style="width:193px;">Microsoft Excel</td>
			<td style="width:279px;"></td>
			<td style="width:204px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:201px;">2&#160; waterproof cameras</td>
			<td style="width:193px;">Deep Sea Power and Light</td>
			<td style="width:279px;"></td>
			<td style="width:204px;">HD quality preferred</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:201px;">2 depth rated, waterproof lights</td>
			<td style="width:193px;">Deep Sea Power and Light : 3000 lumen LED with 5000k color temperature</td>
			<td style="width:279px;"></td>
			<td style="width:204px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:201px;">DVR recorder</td>
			<td style="width:193px;">Stack LTD DVR</td>
			<td style="width:279px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:201px;">standard PC</td>
			<td style="width:193px;"></td>
			<td style="width:279px;"></td>
			<td>Windows 10 preferred OS</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:201px;">rotating Lander platform</td>
			<td style="width:193px;">Marine Applied Research and Engineering (MARE)</td>
			<td style="width:279px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

development of new methods for quantifying fish density using underwater stereo-video tools

El uso de sistemas de cámaras de video en estudios ecológicos de peces continúa ganar la tracción como un método viable y no extractivo de medición longitudes de peces y estimar la abundancia de peces. Desarrolló e implementó una herramienta de cámara de vídeo estéreo giratoria que cubre 360 grados de toma de muestras, que maximiza el esfuerzo de muestreo en comparación con las herramientas de cámara estacionarios. Una variedad de estudios han detallado la capacidad de los sistemas estáticos, equipo de música de cámara para obtener mediciones altamente exactas y precisas de los peces; el objetivo aquí era en el desarrollo de enfoques metodológicos para cuantificar la densidad de peces utilizando sistemas de cámara giratoria. El primer enfoque fue desarrollar una modificación de la métrica MaxN, que normalmente es una cuenta conservadora del número mínimo de peces observada en una encuesta de la cámara. Redefinimos MaxN para ser el número máximo de peces observada en cualquier rotación dado el sistema de cámara. Cuando se toman las precauciones para evitar la doble contabilidad, este método para MaxN puede reflejar más exactamente verdadera abundancia obtenida desde una cámara fija. En segundo lugar, porque video estéreo permite pescado a asignarse en un espacio tridimensional, estimaciones precisas de la distancia de la cámara pueden obtenerse para cada pez. Utilizando el percentil 95% de la distancia observada desde la cámara para establecer áreas específicos estudiadas, nos cuenta las diferencias en la detectabilidad entre especies evitando la dilución de las estimaciones de densidad mediante el uso de la distancia máxima que era una especie observado. Contabilidad para esta gama de detección es fundamental para estimar con precisión la abundancia de peces. Esta metodología facilitará la integración de rotación estéreo video herramientas en contextos de gestión y ciencia aplicada.

Entre 2013 y 2014, llevamos a cabo 816 encuestas con el Lander de vídeo estéreo giratorio (figura 1) a lo largo de la costa central de California y MaxN y 95% Z distancia (figura 4) datos recogidos en más de 20 especies. Había patrones claros en la gama perceptible efectiva de especies observadas, probablemente debido a la interacción de la especie tamaño, forma y coloración (figura 5). Por ej...

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Development of New Methods for Quantifying Fish Density Using Underwater Stereo-video Tools

Describimos un nuevo método para el conteo de peces y estimación de abundancia relativa (MaxN) y la densidad de peces utilizando sistemas de estéreo y vídeo cámara de rotación. También se demuestra cómo utilizar distancia desde la cámara (distancia Z) para estimar la capacidad de detección específicos.

Desarrollo de nuevos métodos para cuantificar la densidad de peces utilizando herramientas de estéreo y vídeo subacuáticos

The use of video camera systems in ecological studies of fish continues to gain traction as a viable, non-extractive method of measuring fish lengths and ...

development-new-methods-for-quantifying-fish-density-using-underwater

Research

JoVE Journal

Environment

9.2K vistas.  Moss Landing Marine Laboratories. Describimos un nuevo método para el conteo de peces y estimación de abundancia relativa (MaxN) y la densidad de peces utilizando sistemas de estéreo y vídeo cámara de rotación. También se demuestra cómo utilizar distancia desde la cámara (distancia Z) para estimar la capacidad de detección específicos.

Video: Development of New Methods for Quantifying Fish Density Using Underwater Stereo-video Tools

Methods for Performing Crosses in Setaria viridis, a New Model System for the Grasses

Setaria viridis is an emerging model system for C4 grasses. It is closely related to the bioenergy feed stock switchgrass and the grain crop foxtail millet. Recently, the 510 Mb genome of foxtail millet, S. italica, has been sequenced 1,2 and a 25x coverage genome sequence of the weedy relative S. viridis is in progress. S. viridis has a number of characteristics that make it a potentially excellent model genetic system including a rapid generation time, small stature, simple growth requirements, prolific seed production 3 and developed systems for both transient and stable transformation 4. However, the genetics of S. viridis is largely unexplored, in part, due to the lack of detailed methods for performing crosses. To date, no standard protocol has been adopted that will permit rapid production of seeds from controlled crosses.
The protocol presented here is optimized for performing genetic crosses in S. viridis, accession A10.1. We have employed a simple heat treatment with warm water for emasculation after pruning the panicle to retain 20-30 florets and labeling of flowers to eliminate seeds resulting from newly developed flowers after emasculation. After testing a series of heat treatments at permissive temperatures and varying the duration of dipping, we have established an optimum temperature and time range of 48 &deg;C for 3-6 min. By using this method, a minimum of 15 crosses can be performed by a single worker per day and an average of 3-5 outcross progeny per panicle can be recovered. Therefore, an average of 45-75 outcross progeny can be produced by one person in a single day. Broad implementation of this technique will facilitate the development of recombinant inbred line populations of S. viridis X S. viridis or S. viridis X S. italica, mapping mutations through bulk segregant analysis and creating higher order mutants for genetic analysis.

Methods for Performing Crosses in Setaria viridis, a New Model System for the Grasses

We have developed a methodology for performing crosses in Setaria viridis (S. viridis). The method involves pruning the panicle prior to a hot water treatment to kill viable pollen. Crosses are performed following a well-controlled growth regime and typically result in the recovery of 1 to 7 cross-pollinated seed/s per panicle.

Los métodos para realizar cruces en<em&gt; Setaria viridis</em&gt;, Un nuevo sistema de modelo para las gramíneas

Setaria viridis is an emerging model system for C4 grasses. It is closely related to the bioenergy feed stock switchgrass and the grain crop foxtail ...

Investigación

Medio ambiente

A Fish-feeding Laboratory Bioassay to Assess the Antipredatory Activity of Secondary Metabolites from the Tissues of Marine Organisms

Marine chemical ecology is a young discipline, having emerged from the collaboration of natural products chemists and marine ecologists in the 1980s with the goal of examining the ecological functions of secondary metabolites from the tissues of marine organisms. The result has been a progression of protocols that have increasingly refined the ecological relevance of the experimental approach. Here we present the most up-to-date version of a fish-feeding laboratory bioassay that enables investigators to assess the antipredatory activity of secondary metabolites from the tissues of marine organisms. Organic metabolites of all polarities are exhaustively extracted from the tissue of the target organism and reconstituted at natural concentrations in a nutritionally appropriate food matrix. Experimental food pellets are presented to a generalist predator in laboratory feeding assays to assess the antipredatory activity of the extract. The procedure described herein uses the bluehead, Thalassoma bifasciatum, to test the palatability of Caribbean marine invertebrates; however, the design may be readily adapted to other systems. Results obtained using this laboratory assay are an important prelude to field experiments that rely on the feeding responses of a full complement of potential predators. Additionally, this bioassay can be used to direct the isolation of feeding-deterrent metabolites through bioassay-guided fractionation. This feeding bioassay has advanced our understanding of the factors that control the distribution and abundance of marine invertebrates on Caribbean coral reefs and may inform investigations in diverse fields of inquiry, including pharmacology, biotechnology, and evolutionary ecology.

This bioassay employs a model predatory fish to assess the presence of feeding-deterrent metabolites from organic extracts of the tissues of marine organisms at natural concentrations using a nutritionally comparable food matrix.

Un pez de amamantar Laboratorio Bioensayo para evaluar la actividad antidepredación de metabolitos secundarios de los tejidos de organismos marinos

Marine chemical ecology is a young discipline, having emerged from the collaboration of natural products chemists and marine ecologists in the 1980s with ...

Methods of Soil Resampling to Monitor Changes in the Chemical Concentrations of Forest Soils

Recent soils research has shown that important chemical soil characteristics can change in less than a decade, often the result of broad environmental changes. Repeated sampling to monitor these changes in forest soils is a relatively new practice that is not well documented in the literature and has only recently been broadly embraced by the scientific community. The objective of this protocol is therefore to synthesize the latest information on methods of soil resampling in a format that can be used to design and implement a soil monitoring program. Successful monitoring of forest soils requires that a study unit be defined within an area of forested land that can be characterized with replicate sampling locations. A resampling interval of 5 years is recommended, but if monitoring is done to evaluate a specific environmental driver, the rate of change expected in that driver should be taken into consideration. Here, we show that the sampling of the profile can be done by horizon where boundaries can be clearly identified and horizons are sufficiently thick to remove soil without contamination from horizons above or below. Otherwise, sampling can be done by depth interval. Archiving of sample for future reanalysis is a key step in avoiding analytical bias and providing the opportunity for additional analyses as new questions arise.

Repeated soil sampling has recently been shown to be an effective way to monitor forest soil change over years and decades. To support its use, a protocol is presented that synthesizes the latest information on soil resampling methods to aid in the design and implementation of successful soil monitoring programs.

Los métodos de remuestreo del suelo para controlar los cambios en las concentraciones químicas de los suelos forestales

Recent soils research has shown that important chemical soil characteristics can change in less than a decade, often the result of broad environmental ...

Protocols for Quantifying Transferable Pesticide Residues in Turfgrass Systems

Plant canopies in established turfgrass systems can intercept an appreciable amount of sprayed pesticides, which can be transferred through various routes onto humans. For this reason, transferable pesticide residue experiments are required for registration and re-registration by the United States Environmental Protection Agency (USEPA). Although such experiments are required, limited specificity is required pertaining to experimental approach. Experimental approaches used to assess pesticide transfer to humans including hand wiping with cotton gloves, modified California roller (moving a roller of known mass over cotton cloth) and soccer ball roll (ball wrapped with sorbent strip) over three treated turfgrass species (creeping bentgrass, hybrid bermudagrass and tall fescue maintained at 0.4, 5 and 9 cm, respectively) are presented. The modified California roller is the most extensively utilized approach to date, and is best suited for use at low mowing heights due to its reproducibility and large sampling area. The soccer ball roll is a less aggressive transfer approach; however, it mimics a very common occurrence in the most popular international sport, and has many implications for nondietary pesticide exposure from hand-to-mouth contact. Additionally, this approach may be adjusted for other athletic activities with limited modification. Hand wiping is the best approach to transfer pesticides at higher mowing heights, as roller-based approaches can lay blades over; however, it is more subjective due to more variable sampling pressure. Utility of these methods across turfgrass species is presented, and additional considerations to conduct transferable pesticide residue research in turfgrass systems are discussed.

Transferable pesticide residue experiments in turfgrass systems are integral components of human risk exposure assessments. Experimental approaches to measure transferable residues should be adjusted to the human interaction of interest and turfgrass system dynamics. Three transferable pesticide residue protocols are presented and the suitability across three turfgrass systems is discussed.

Protocolos para la cuantificación de residuos de plaguicidas transferibles en Sistemas de céspedes

Plant canopies in established turfgrass systems can intercept an appreciable amount of sprayed pesticides, which can be transferred through various routes ...

High-pressure, High-temperature Deformation Experiment Using the New Generation Griggs-type Apparatus

In order to address geological processes at great depths, rock deformation should ideally be tested at high pressure (&#62; 0.5 GPa) and high temperature (&#62; 300 &#176;C). However, because of the low stress resolution of current solid-pressure-medium apparatuses, high-resolution measurements are today restricted to low-pressure deformation experiments in the gas-pressure-medium apparatus. A new generation of solid-medium piston-cylinder (&#34;Griggs-type&#34;) apparatus is here described. Able to perform high-pressure deformation experiments up to 5 GPa and designed to adapt an internal load cell, such a new apparatus offers the potential to establish a technological basis for high-pressure rheology. This paper provides video-based detailed documentation of the procedure (using the &#34;conventional&#34; solid-salt assembly) to perform high-pressure, high-temperature experiments with the newly designed Griggs-type apparatus. A representative result of a Carrara marble sample deformed at 700 &#176;C, 1.5 GPa and 10-5 s-1 with the new press is also given. The related stress-time curve illustrates all steps of a Griggs-type experiment, from increasing pressure and temperature to sample quenching when deformation is stopped. Together with future developments, the critical steps and limitations of the Griggs apparatus are then discussed.

Rock deformation needs to be quantified at high pressure. A description of the procedure to perform deformation experiments in a newly designed solid-medium Griggs-type apparatus is here given. This provides technological basis for future rheological studies at pressures up to 5 GPa.

Deformación de alta presión, alta temperatura experimento utilizando el Griggs-tipo aparato de nueva generación

In order to address geological processes at great depths, rock deformation should ideally be tested at high pressure (&#62; 0.5 GPa) and high temperature ...

Bioindication Testing of Stream Environment Suitability for Young Freshwater Pearl Mussels Using In Situ Exposure Methods

Knowledge of habitat suitability for freshwater mussels is an important step in the conservation of this endangered species group. We describe a protocol for performing in situ juvenile exposure tests within oligotrophic river catchments over one-month and three-month periods. Two methods (in both modifications) are presented to evaluate the juvenile growth and survival rate. The methods and modifications differ in value for the locality bioindication and each has its benefits as well as limitations. The sandy cage method works with a large set of individuals, but only some of the individuals are measured and the results are evaluated in bulk. In the mesh cage method, the individuals are kept and measured separately, but a low individual number is evaluated. The open water exposure modification is relatively easy to apply; it shows the juvenile growth potential of sites and can also be effective for water toxicity testing. The within-bed exposure modification needs a high workload but is closer to the conditions of a natural juvenile environment and it is better for reporting the real suitability of localities. On the other hand, more replications are needed in this modification due to its high-hyporheic environment variability.

Bioindication Testing of Stream Environment Suitability for Young Freshwater Pearl Mussels Using In Situ Exposure Methods

In situ bioindications enable determination of the suitability of an environment for endangered mussel species. We describe two methods based on the juvenile exposure of freshwater pearl mussels in cages to oligotrophic river habitats. Both methods are implemented in variants for open water and hyporheic water environments.

Bioindicación para el examen de idoneidad del entorno de corriente joven agua dulce mejillones utilizando métodos de exposición In Situ de la perla

Knowledge of habitat suitability for freshwater mussels is an important step in the conservation of this endangered species group. We describe a protocol ...

Necropsy-based Wild Fish Health Assessment

Anthropogenic influences from increased nutrients and chemical contaminants, to habitat alterations and climate change, can have significant effects on fish populations. Adverse effects monitoring, utilizing biomarkers from the organismal to the molecular level, can be used to assess the cumulative effects on fishes and other organisms. Fish health has been used worldwide as an indicator of aquatic ecosystem health. The necropsy-based fish health assessment provides data on visible abnormalities and lesions, parasites, condition and organosomatic indices. These can be compared by site, season and sex, as well as temporally, to document change over time. Severity ratings can be assigned to various observations to calculate a fish health index for more quantitative assessment. A drawback of the necropsy-based assessment is that it is based on visual observations and condition factors, which are not as sensitive as tissue and subcellular biomarkers for sublethal effects. Additionally, it is rarely possible to identify causes or risk factors associated with observed abnormalities. So, for instance a raised lesion or "tumor" on the fins, lips or body surface may be a neoplasm. However, it could also be a response to a parasite, chronic inflammation or hyperplasia of normal cells in response to an irritant. Conversely, neoplasms, certain parasites, other infectious agents and many tissue changes are not visible and so may be underestimated. However, during the necropsy-based assessment, blood (plasma), tissues for histopathology (microscopic pathology), genomics and other molecular analyses, and otoliths for aging can be collected. These downstream analyses, together with geospatial analyses, habitat assessments, water quality and contaminant analyses can all be important in comprehensive ecosystem evaluations.

The health of wild fishes can be used as an indicator of aquatic ecosystem health. Necropsy-based fish health assessments provide documentation of visible lesions or abnormalities, data used to calculate condition indices as well as the opportunity to collect tissues for microscopic evaluation, gene expression and other more in-depth analyses.

Evaluación de la salud de peces basados en la necropsia

Anthropogenic influences from increased nutrients and chemical contaminants, to habitat alterations and climate change, can have significant effects on ...

A New Portable In Vitro Exposure Cassette for Aerosol Sampling

This protocol introduces a new in vitro exposure system, capable of being worn, including its characterization and performance. Air-liquid interface (ALI) in vitro exposure systems are often large and bulky, making transport to the field and operation at the source of emission or within the breathing zone difficult. Through miniaturization of these systems, the lab can be brought to the field, expediting processing time and providing a more appropriate exposure method that does not alter the aerosol prior to contacting the cells. The Portable In vitro Exposure Cassette (PIVEC) adapts a 37 mm filter cassette to allow for in vitro toxicity testing outside of a traditional laboratory setting. The PIVEC was characterized using three sizes of copper nanoparticles to determine deposition efficiency based on gravimetric and particle number concentration analysis. Initial cytotoxicity experiments were performed with exposed lung cells to determine the ability of the system to deposit particles while maintaining cell viability. The PIVEC provides a similar or increased deposition efficiency when comparing to available perpendicular flow in vitro exposure devices. Despite the lower sample throughput, the small size gives some advantages to the current in vitro ALI exposure systems. These include the ability to be worn for personal monitoring, mobility from the laboratory to the source of emission, and the option to set-up multiple systems for spatial resolution while maintaining a lower user cost. The PIVEC is a system capable of collecting aerosols in the field and within the breathing zone onto an air-interfaced, in vitro model.

A New Portable In Vitro Exposure Cassette for Aerosol Sampling

Here, we present a protocol to perform portable cellular aerosol exposures and measure cellular response. The method uses cells, grown at the air-liquid interface, mimicking in vivo physiology. Cellular response to copper nanoparticle aerosols was observed as oxidative stress through reactive oxygen species generation and cytotoxicity as lactate dehydrogenase release.

Un nuevo portátil In Vitro exposición Cassette para el muestreo de aerosoles

This protocol introduces a new in vitro exposure system, capable of being worn, including its characterization and performance. Air-liquid interface (ALI) ...

Combined Size and Density Fractionation of Soils for Investigations of Organo-Mineral Interactions

Combined size and density fractionation (CSDF) is a method used to physically separate soil into fractions differing in particle size and mineralogy. CSDF relies on sequential density separation and sedimentation steps to isolate (1) the free light fraction (uncomplexed organic matter), (2) the occluded light fraction (uncomplexed organic matter trapped in soil aggregates) and (3) a variable number of heavy fractions (soil minerals and their associated organic matter) differing in composition. Provided that the parameters of the CSDF (dispersion energy, density cut-offs, sedimentation time) are properly selected, the method yields heavy fractions of relatively homogeneous mineral composition. Each of these fractions is expected to have a different complexing ability towards organic matter, rendering this a useful method to isolate and study the nature of organo-mineral interactions. Combining density and particle size separation brings an improved resolution compared to simple size or density fractionation methods, allowing the separation of heavy components according to both mineralogy and size (related to surface area) criteria. As is the case for all physical fractionation methods, it may be considered as less disruptive or aggressive than chemically-based extraction methods. However, CSDF is a time-consuming method and furthermore, the quantity of material obtained in some fractions can be limiting for subsequent analysis. Following CSDF, the fractions may be analyzed for mineralogical composition, soil organic carbon concentration and organic matter chemistry. The method provides quantitative information about organic carbon distribution within a soil sample and brings light to the sorptive capacity of the different, naturally-occurring mineral phases, thus providing mechanistic information about the preferential nature of organo-mineral interactions in soils (i.e., which minerals, what type of organic matter).

Combined size and density fractionation (CSDF) is a method to physically separate soil into fractions differing in texture (particle size) and mineralogy (density). The purpose is to isolate fractions with different reactivities towards soil organic matter (SOM), in order to better understand organo-mineral interactions and SOM dynamics.

Tamaño combinado y fraccionamiento de densidad de los suelos para las investigaciones de interacciones de abonos minerales

Combined size and density fractionation (CSDF) is a method used to physically separate soil into fractions differing in particle size and mineralogy. CSDF ...

A Method for Quantifying Foliage-Dwelling Arthropods

Terrestrial arthropods play an important role in our environment. Quantifying arthropods in a way that allows for a precise index or estimates of density requires a method with high detection probability and a known sampling area. While most described methods provide a qualitative or semi-quantitative estimate adequate for describing species presence, richness, and diversity, few provide an adequately consistent detection probability and known or consistent sampling areas to provide an index or estimate with adequate precision to detect differences in abundance across environmental, spatial, or temporal variables. We describe how to quantify leaf-dwelling arthropods by sealing the leaves and end of branches in a bag, clipping and freezing the bagged material, and rinsing the previously frozen material in water to separate arthropods from the substrate and quantify them. As we demonstrate, this method can be used at a landscape scale to quantify leaf-dwelling arthropods with adequate precision to test for and describe how spatial, temporal, environmental, and ecological variables influence arthropod richness and abundance. This method allowed us to detect differences in density, richness, and diversity of leaf-dwelling arthropods among 5 genera of trees commonly found in southeastern deciduous forests.

We describe how to quantify leaf dwelling arthropods by sealing the leaves and end of branches in a bag, clipping and freezing the bagged material, and rinsing the previously frozen material in water to separate arthropods from the substrate for quantification.

Un método para cuantificar artrópodos que habitan en el follaje

Terrestrial arthropods play an important role in our environment. Quantifying arthropods in a way that allows for a precise index or estimates of density ...