MAK reconoce apoyo a esta labor de los institutos nacionales de salud / número - 1R15CA152985-01A1 de la concesión del Instituto Nacional del cáncer. Este proyecto ha sido apoyado también por el Miami Universidad pregrado Premio programa de investigación, las oportunidades de doctorado licenciatura Universidad de Miami para el programa de becas y el programa de eruditos de verano de la Universidad de Miami.

los procedimientos realizados en el video y se describen a continuación han sido aprobados por el cuidado institucional del Animal y el Comité uso (IACUC) en la Universidad de Miami.
 1. preparación y estímulo de prueba <ol><li>establecer dos zonas diferenciadas para el procedimiento quirúrgico, la mesa de operaciones y la mesa después de la operación. Etapa de ambas áreas con todos los materiales y utensilios necesarios.
	Tabla de <ol><li>el funcionamiento de la etapa bajo una campana de ventilación. Arreglar la mesa con el equipo de una manera que permite el funcionamiento continuo y sin trabas de procedimiento.</li>
		<li>Establecer un cuadro postoperatorio en la misma habitación y cerca de la mesa principal de la operación. Mantener ambas tablas como ambientes estériles durante el procedimiento.</li>
	</ol></li> <li>Lugar las siguientes fuentes en la mesa de operaciones: un tarro con tapa, un tubo de 15 mL, un par de tijeras quirúrgicas, una apretar botella de etanol al 70%, dos placas de espuma, dos pinzas, dos jeringas de 1 mL 21 calibre, dos tubos de 50 mL, tubo de uno centrífuga , un frasco criogénico, cuatro cojines quirúrgicos, diez pernos, un dispensador de toallitas de esterilización y un contenedor.</li>
	<li>Coloque los siguientes suministros en la mesa después de la operación: una balanza analítica, una 4 L dewar de nitrógeno líquido, un ancho superficial de la boca dewar, un flotante estante microtubo, un par de tijeras quirúrgicas, pinzas de dos, cuatro frascos criogénicos y un dispensador de toallitas o pañitos estériles.</li>
	<li>Llenan un 50 mL y un tubo de 15 mL a 75% volumen de formalina.</li>
	<li>Usando un perno en cada esquina, colocar un cojín quirúrgico a un tablero de la espuma de aproximado 30 cm x 30 cm para servir como la Junta de la disección. Utilice las cuatro clavijas restantes durante la operación. Preparar un pequeño tablero de la espuma con un paño quirúrgico para transferir a los órganos a la mesa después de la operación. 
	PRECAUCIÓN: Isoflurano (99.9%) es un producto químico tóxico y debe utilizarse en una campana de ventilación para garantizar el máximo nivel de seguridad de la depuración de gases anestésicos residuales 8. Información adicional sobre los riesgos a los investigadores asociados con el uso del método de caída libre con isoflurano puede encontrarse en un artículo por Taylor y Mook 8.</li>
	<li>Coloque un cojín quirúrgico en el tarro de cristal y remojo con unas gotas de isoflurano (99,9%) y coloque una toalla de papel sobre la parte superior para evitar el contacto directo del ratón con el isoflurano. Del mismo modo, utilice una almohadilla de quirúrgica línea tubo restante y poner en remojo con unas gotas de isoflurano y coloque una almohadilla adicional sobre la parte superior para evitar el contacto directo entre el ratón y el isoflurane.</li>
	<li>Nitrógeno líquido vertido en la boca ancha baja dewar hasta línea de llenado máximo se alcanza.</li>
	Compartimiento de <li>lugar el ratón seleccionado para la disección en la anestesia, es decir, el tarro de cristal con un paño empapado con unas cuantas gotas de isoflurano (99,9%) cubierto con la tapa, para ~ 1 min 
	Nota: Este tiempo varía de ratón a ratón. Una vez que el ratón está inconsciente, retire de la cámara y colocarlo sobre el tablero operativo.</li>
	<li>Oriente el ratón de manera que esté acostada lateral ventral y con su cabeza apuntado lejos del científico. Coloque el cabezal dentro del tubo con un cojín quirúrgico impregnado con unas gotas de isoflurano (99,9%) y realizar una prueba de estímulo una pizca de pie para asegurarse de que el ratón no responde a estímulos.
	<ol><li>Si esta prueba falla y el ratón responde a la prueba del pellizco de pie, repita el paso 1.8.</li>
	</ol></li></ol> 2. Inicial de incisión, punción del corazón y la eutanasia <ol><li>Pin las extremidades del ratón para el tablero de la espuma quirúrgica y mojado el lado ventral del ratón con etanol al 70%.</li>
	<li>Pellizcar la piel/piel cerca de la abertura uretral con pinzas y tire ligeramente hacia arriba. Hacer una incisión con las tijeras quirúrgicas a través de la cavidad abdominal a partir de la apertura uretral, la línea media y terminando en la barbilla.
	<ol><li>Cerca del punto de partida de la incisión inicial, agarra un lado de la piel/piel con las pinzas y hacer otra incisión con las tijeras hacia abajo y en diagonal hacia la pata trasera.</li>
		<li>Repetirlo de la misma manera en el lado opuesto. 
		Nota: La piel, la piel puede ser inmovilizada para crear una abertura más amplia, pero no es necesaria.</li>
	</ol></li> <li>Localizar el corazón y quitar el pericardio, que es el saco alrededor del corazón, para evitar la obstrucción de la aguja de la jeringa.
	<ol><li>Agarre el pericardio con el fórceps y cortar con las tijeras. Realizar la punción del corazón introduciendo con cuidado la aguja de la jeringa en el corazón y poco a poco empieza a retraer el émbolo.</li>
		<li>Para recolección de sangre óptimo, utilice el émbolo de la aguja para imitar la acción de bombeo del corazón y evitar demasiado rápido. 
		Nota: Por lo general alrededor de 1 mL de sangre se puede recoger.</li>
		<li>Después de completar la colección de sangre, disipar la sangre en el tubo de centrífuga y deseche la jeringa en el contenedor.</li>
		<li>Después de realiza la punción del corazón, realizar eutanasia quitando los accesorios conectando el corazón. 
		Nota: Heparina, un anticoagulante, no fue añadida a la jeringa en este procedimiento antes de la punción del corazón para permitir que la sangre a coagular para la colección de suero en este estudio específico. Sin embargo, si el investigador desea prevenir la coagulación de la sangre para recoger el plasma, la heparina podría añadirse a la jeringa antes de la punción del corazón.</li>
	</ol></li> <li>Si el estudio implica el genotipado del ratón, cortar una porción de la oreja con las tijeras y coloque en un tubo de centrífuga para una verificación de genotipos.</li></ol>
 3. extracción de páncreas <ol><li>localización del estómago en el lado izquierdo del ratón. Comenzar suavemente (para evitar el rasgado) separa el páncreas estómago y el duodeno mediante el uso de dos pinzas. 
	Nota: Al extraer el páncreas desde el estómago y los intestinos, es muy importante que las pinzas se utilizan suavemente para guiar el tejido del páncreas de los órganos y para no aplastar o romper el páncreas con el fórceps.
	<ol><li>Continuar separar el páncreas de las secciones de yeyuno e íleon del intestino delgado y por último de intestino ciego del intestino grande.</li>
	</ol></li> <li>En el intestino ciego, vuelva a colocar las pinzas y continuar la separación del páncreas a lo largo de los dos puntos restantes hacia el recto. 
	Nota: En este punto, es conveniente cortar y quitar la porción del estómago a la región de los dos puntos inmediatamente anterior del recto.</li>
	<li>Localizar el páncreas y Unido del bazo. Deslice el páncreas hacia el lado derecho del ratón. Separar las conexiones restantes entre el páncreas y la cavidad torácica con el fórceps para separar totalmente el páncreas y el bazo contiguas.</li>
	<li>Quitar el páncreas y extienda para el examen. Deje el bazo, atado páncreas para propósitos de identificación.
	<ol><li>Quitar todos del tejido conectivo, grasa y mesentérico del tejido del páncreas. 
		Nota: Este tejido es más blanco en color y así puede ser fácilmente distinguido del tejido del páncreas es más rosado en color. Esto es particularmente importante si el páncreas entero debe ser extirpado. Por ejemplo, si el páncreas tiene que ser pesado y en comparación con el peso corporal o entre grupos de animales. En el Ptf1a cre / +; LSL-Kras G12D / + modelo con ratones, específicamente en los meses más viejo, duro fibroso tejido pancreático puede estar presente. En este caso, deberá realizarse remoción cuidadosa del páncreas como los intestinos podrían ser entrelazados en tejido tumoral. En casos avanzados, bazo anormal y el tejido del hígado pueden también estar presentes.</li>
	</ol></li> <li>Si lo desea, eliminar otros órganos en este momento.</li></ol>
 4. recopilación de datos y almacenamiento <ol><li>después de la extracción de los órganos, mover las muestras al área de postoperatorio para la preservación de.</li>
	<li>Pesan cada órgano y colocarlos en su respectivo frasco criogénico. 
	Nota: a lo largo de ingenioh la masa de cada muestra, se deben registrar las irregularidades para futura referencia.</li>
	<li>Una vez que los órganos son pesados, colocarlos en el nitrógeno líquido para congelar rápido.</li>
	<li>Después de snap congelar, almacenar los órganos a-80 ° C para almacenamiento a largo plazo.</li>
	<li>Colocar las muestras de formol almacenada en la mesa durante la noche y la mañana siguiente cambiar su solución de formalina a etanol al 70%. 
	Nota: Estas muestras deben almacenarse a 4 ° C para almacenamiento a largo plazo.</li>
	<li>Para almacenamiento a largo plazo, congelación de la sangre y oído ponche a-80 ° C.. Para la recolección de suero de la sangre, que la sangre coagular durante 30 minutos y luego centrifugarlo. Eliminar la porción de suero con una pipeta y luego conservarlo a -80 ° C.</li>
</ol> 5. Limpiar herramientas <ol><li>desinfección la disección con los trapos de esterilización. Tapa el tubo con el isoflurano empapado cojín quirúrgico. Reemplace la almohadilla quirúrgica en el tablero de la espuma con una esponja quirúrgica fresca. Disponer las porciones del ratón que no fueron recogidas por el centro de &#39; política de eliminación de animales de s.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Fesinmeyer, M. D., Austin, M. A., Li, C. I., De Roos, A. J., Bowen, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differences+in+Survival+by+Histologic+Type+of+Pancreatic+Cancer.">Differences in Survival by Histologic Type of Pancreatic Cancer.</a> Cancer Epidemiol Biomarkers Prev. 14 (7), 1766-1773 (2005).</li><li>Jackson-Grusby, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+cancer+in+mice.">Modeling cancer in mice.</a> Oncogene. 21 (35), 5504-5514 (2002).</li><li>Heid, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+requirement+of+Rac1+in+a+mouse+model+of+pancreatic+cancer.">Early requirement of Rac1 in a mouse model of pancreatic cancer.</a> Gastroenterology. 141 (2), 719-730 (2011).</li><li>Hingorani, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preinvasive+and+invasive+ductal+pancreatic+cancer+and+its+early+detection+in+the+mouse.">Preinvasive and invasive ductal pancreatic cancer and its early detection in the mouse.</a> Cancer cell. 4 (6), 437-450 (2003).</li><li>Shi, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=KRAS2+Mutations+in+Human+Pancreatic+Acinar-Ductal+Metaplastic+Lesions+Are+Limited+to+Those+with+PanIN+Implications+for+the+Human+Pancreatic+Cancer+Cell+of+Origin.">KRAS2 Mutations in Human Pancreatic Acinar-Ductal Metaplastic Lesions Are Limited to Those with PanIN Implications for the Human Pancreatic Cancer Cell of Origin.</a> Mol Cancer Res. 7 (2), 230-236 (2009).</li><li>LaConti, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+serum+metabolomics+profiles+associated+with+malignant+progression+in+the+KrasG12D+mouse+model+of+pancreatic+ductal+adenocarcinoma.">Distinct serum metabolomics profiles associated with malignant progression in the KrasG12D mouse model of pancreatic ductal adenocarcinoma.</a> BMC Genomics. 16 (1), 1-10 (2015).</li><li>Ludwig, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surveying+the+serologic+proteome+in+a+tissue-specific+kras(G12D)+knockin+mouse+model+of+pancreatic+cancer.">Surveying the serologic proteome in a tissue-specific kras(G12D) knockin mouse model of pancreatic cancer.</a> Proteomics. 16 (3), 516-531 (2016).</li><li>Taylor, D. K., Mook, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isoflurane+Waste+Anesthetic+Gas+Concentrations+Associated+with+the+Open-Drop+Method.">Isoflurane Waste Anesthetic Gas Concentrations Associated with the Open-Drop Method.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 48 (1), 61-64 (2009).</li><li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals.">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> J Pharmacol Pharmacother. 1 (2), 87-93 (2010).</li><li>Li, D. S., Yuan, Y. H., Tu, H. J., Liang, Q. L., Dai, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+protocol+for+islet+isolation+from+mouse+pancreas.">A protocol for islet isolation from mouse pancreas.</a> Nature Protocols. 4 (11), 1649-1652 (2009).</li><li>Auer, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+frozen+tissue+storage+conditions+on+the+integrity+of+RNA+and+protein.">The effects of frozen tissue storage conditions on the integrity of RNA and protein.</a> Biotech Histochem. 89 (7), 518-528 (2014).</li><li>Ma, J., Leung, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Limbic+System+Participates+in+Mediating+the+Effects+of+General+Anesthetics.">Limbic System Participates in Mediating the Effects of General Anesthetics.</a> Neuropsychopharmacology. 31, 1177-1192 (2006).</li><li>Ijichi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aggressive+pancreatic+ductal+adenocarcinoma+in+mice+caused+by+pancreas-specific+blockade+of+transforming+growth+factor-&#946;+signaling+in+cooperation+with+active+Kras+expression.">Aggressive pancreatic ductal adenocarcinoma in mice caused by pancreas-specific blockade of transforming growth factor-&#946; signaling in cooperation with active Kras expression.</a> Genes Dev. 20 (22), 3147-3160 (2006).</li><li>Abiatari, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Moesin-dependent+cytoskeleton+remodelling+is+associated+with+an+anaplastic+phenotype+of+pancreatic+cancer.">Moesin-dependent cytoskeleton remodelling is associated with an anaplastic phenotype of pancreatic cancer.</a> J Cell Mol Med. 14 (5), 1166-1179 (2010).</li><li>Goodpaster, A. M., Romick-Rosendale, L. E., Kennedy, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=a+Statistical+significance+analysis+of+nuclear+magnetic+resonance-based+metabonomics+data.">a Statistical significance analysis of nuclear magnetic resonance-based metabonomics data.</a> Analytical biochemistry. 401, 134-143 (2010).</li><li>Yadav, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Idiopathic+Tumefactive+Chronic+Pancreatitis:+Clinical+Profile,+Histology,+and+Natural+History+After+Resection.">Idiopathic Tumefactive Chronic Pancreatitis: Clinical Profile, Histology, and Natural History After Resection.</a> Clin Gastroenterol Hepatol. 1 (2), 129-135 (2003).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Importancia con respecto a los métodos existentes Mientras que existen otros videos informales de disecciones de ratón, este artículo de vídeo ofrece primera calidad profesional, con revisión por pares, demostración de todos los pasos detallados necesarios para la extracción y recolección de lo páncreas de ratón por disección10 . Con el páncreas es un órgano principal de la actividad metabólica y de la insulina producción, disección y extracción del páncreas permite la preservación de las características fisiológicas11. Aislando el páncreas, futuros análisis pueden realizarse en la muestra. Este procedimiento permite la comparación y estudio de las interacciones de otros tejidos en el mismo organismo dentro del mismo plazo.
Limitaciones de la técnica La mayor limitación de este procedimiento es la terminación de la vida del ratón, evitando colección longitudinal y muestreo de múltiples muestras de tejido desde el mismo ratón. Para analizar las tendencias relacionadas con la edad, sexo u otros cuantificadores, debe implementarse una población transversal, como lo hemos hecho para el estudio de biomarcadores metabólicos del cáncer pancreático. Otra limitación de este protocolo es la incapacidad para detener el procedimiento. Una vez iniciada la euthanization, el procedimiento debe llevarse a cabo en su totalidad.
Pasos críticos en el protocolo Ejecución de la prueba de estímulo pellizcando la pata trasera del ratón es fundamental para que el ratón recibe un trato humano. Si el ratón no reacciona a este estímulo, entonces el procedimiento puede llevarse a cabo como estaba previsto. Sin embargo, debe mostrar el ratón una respuesta dificultad como resultado de la prueba de estímulo, el ratón debe devolverse a la cámara de anestesia por un período adicional de tiempo y la prueba que se repite hasta que una reacción a la prueba de estímulo no se observa12.
Del mismo modo, la punción del corazón terminal seguida por el retiro de las conexiones al corazón inmediatamente después de la muestra de sangre terminal se recoge como un método secundario de la eutanasia asegura que el sacrificio humano del ratón. Para asegurar un drenaje de sangre, el científico debe usar un movimiento de bombeo con la jeringa que es similar a los latidos del corazón del ratón, permitiendo máxima colección de sangre para análisis.
Modificaciones y la resolución de problemas Cambio de los órganos de formalina para soluciones de etanol 70% prepara los órganos para el proceso de inclusión para el análisis histológico. Soluciones de almacenamiento diferentes pueden ser necesarias si el científico elige realizar otros experimentos con los órganos. Antes del análisis, es importante limitar cualquier deshielo potencial de los órganos almacenados en el congelador de-80 ° C para preservar la integridad del órgano.
Uso de la Ptf1acre / +; LSL-KrasG12D / + modelo de ratón minimiza la ocurrencia de no pancreático primario tumores y enfermedades13. Por lo tanto, es importante tener en cuenta las irregularidades que son evidentes para el páncreas u otros órganos durante la disección y la recolección de las muestras de tejido para análisis.
Futuras aplicaciones Cosecha del páncreas de ratón por disección permite múltiples tipos de análisis a realizarse en la misma muestra. Las más populares incluyen, pero no se limitan a, microscopía de fluorescencia, hematoxilina e histología de eosina, inmunohistoquímica, espectrometría de masas y resonancia magnética nuclear espectroscopia6,7, 14 , 15. enfermedades como la diabetes, pancreatitis y cáncer de páncreas pueden ser estudiadas mediante las técnicas antes mencionadas16.

El ratón se ha convertido en un importante modelo animal de cáncer de páncreas humano1,2. En el Ptf1acre / +; LSL-KrasG12D / + modelo de ratón, Kristen oncogene de rata sarcoma (K-Ras) se activa exclusivamente en el páncreas, dando lugar a la iniciación de las lesiones precancerosas en el páncreas, conocidas como neoplasias intraepiteliales pancreáticas (PanINs), que el progreso para adenocarcinomas ductales pancreáticas, comúnmente contempladas como PDACs3. Este sistema de modelo de ratón ofrece uno de los modelos animales mejor disponibles para cáncer pancreático humano4,5, con la ventaja adicional que el PanINs surgen dentro de los primeros cinco meses de vida y con frecuencia el progreso PDAC dentro de un solo año4,5, mientras que el cáncer de páncreas ocurre más frecuentemente en los seres humanos 60-70 años de edad.
Extracción de páncreas por la disección de la Ptf1acre / +; LSL-KrasG12D / + ratones en diferentes edades permite el examen histológico longitudinal detallado de desarrollo del cáncer en el páncreas, que van desde las primeras etapas de PanIN a través de la progresión de la PDAC3,4 , 5. recolección del páncreas en edades que van de cinco a quince meses puede usarse para preparar tejido extractos para caracterizar los cambios globales en el metabolismo del páncreas4 que ocurren durante la transición de sano a enfermo del tejido 6,7.
Este artículo presenta a una completa guía visual de los pasos necesarios para realizar una extracción de páncreas de ratón y proporciona directrices para el almacenamiento de un páncreas para su posterior análisis. Esta guía será igualmente valiosa para personas que realizan investigación sobre otras enfermedades pancreáticas, incluyendo diabetes tipo y deben ser especialmente útiles para estudiantes e investigadores nuevos a la investigación que implica la cosecha de los páncreas de ratón utilizando disección de perfiles metabólicos o análisis histológicos.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="790">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Glass Jar&#160;</td>
			<td style="width:288px;">Corning</td>
			<td style="width:119px;">3140-150</td>
			<td style="width:167px;">The glass jar used in the video has been discontinued.&#160; This is its replacement.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Lid of Glass Jar</td>
			<td style="width:288px;">Corning</td>
			<td style="width:119px;">9985-150</td>
			<td>The glass jar lid used in the video has been discontinued.&#160; This is its replacement.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">15 mL Falcon Tubes</td>
			<td style="width:288px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">339650</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Surgical Scissors</td>
			<td style="width:288px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">9201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Squeeze bottle&#160;</td>
			<td style="width:288px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">03-409-10DD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">100% Ethanol</td>
			<td style="width:288px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">22-032-103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Formalin</td>
			<td style="width:288px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">245-684</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Foam Boards</td>
			<td style="width:288px;">Therapak</td>
			<td style="width:119px;">562908</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Forceps</td>
			<td style="width:288px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">200205SHN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">1 mL 21G Syringes</td>
			<td style="width:288px;">BD Biosciences</td>
			<td style="width:119px;">309624</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">50 mL Falcon Tubes</td>
			<td style="width:288px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">339652</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">2.0 mL Microcentrifuge Tubes&#160;</td>
			<td style="width:288px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">02-681-258</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Surgical Pads</td>
			<td style="width:288px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">S67011</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">T-Pins Length:&#160; 2&#34;&#160;</td>
			<td style="width:288px;">Advance Store Products</td>
			<td>X32T-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Sterilizing Wipes</td>
			<td style="width:288px;">Professional Disposables International Inc.</td>
			<td style="width:119px;">Q85084</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sharps Container</td>
			<td style="width:288px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">14-827-122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Analytical Balance</td>
			<td style="width:288px;">Marshall Scientific</td>
			<td style="width:119px;">ME-AE200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">4L Dewar</td>
			<td style="width:288px;">Taylor-Wharton</td>
			<td style="width:119px;">4LD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Shallow Wide Mouth Dewar</td>
			<td style="width:288px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">F3087-V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Floating Microtube Rack</td>
			<td style="width:288px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">60986-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Cryogenic Vial 1.2 mL, Sterile</td>
			<td style="width:288px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">10-500-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Isothesia (Isoflurane)&#160;</td>
			<td style="width:288px;">Henry Schein Animal Health</td>
			<td style="width:119px;">050033</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Liquid Nitrogen</td>
			<td style="width:288px;">Wright Brothers</td>
			<td style="width:119px;">NIT-60-XX</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mouse Kras Strain</td>
			<td style="width:288px;">The Jackson Laboratory</td>
			<td style="width:119px;">OO8179</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mouse Cre Strain</td>
			<td style="width:288px;">MMRRC</td>
			<td style="width:119px;">OOO435-UNC</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

dissection of the mouse pancreas for histological analysis and metabolic profiling

Hemos estado investigando el factor de transcripción específico de páncreas, 1a cre-recombinase; sarcoma de rata LOX-parada-lox-Kristen, glicina, ácido aspártico en el codón 12 (Ptf1acre / +; LSL-KrasG12D / +) tensión del ratón como un modelo humano de cáncer de páncreas. El objetivo de nuestros estudios actuales es identificar nuevos biomarcadores metabólicos de la progresión del cáncer de páncreas. Hemos realizado perfilado metabólico de orina, heces, sangre y extractos de tejido de páncreas, así como el análisis histológicos del páncreas a la progresión del cáncer de la etapa. El páncreas de ratón no es un órgano sólido bien definido como en los seres humanos, sino que es un tejido blando difusamente distribuido que no se identifica fácilmente por individuos familiarizados con la anatomía interna del ratón o por personas que tienen poca o ninguna experiencia realizando disecciones de órganos de ratón. El propósito de este artículo es proporcionar una step-wise manifestación visual para orientar a los novatos en la extirpación del páncreas de ratón por disección. Este artículo debe ser especialmente valioso para los estudiantes y los investigadores nuevos a la investigación que requiere la recolección del páncreas de ratón por disección de perfiles metabólicos o análisis histológicos.

La figura 1 muestra un resumen del funcionamiento área de medio ambiente y la figura 2 muestra el área de operación post. Aunque esta configuración proporciona la cantidad mínima de equipo y escenificando, individuos puede modificar esto para que mejor se adapte a las necesidades individuales. El protocolo debe ser optimizado según las necesidades específicas del experimento. Este procedimiento se lleva a cabo de forma que termina la vida de un ratón, que requieren adecuado euthanization9. Cuando el investigador está preparado, el ratón se coloca en la cámara de anestesia con las almohadillas empapadas de isoflurano (figura 3).
Una vez que el ratón está inconsciente, quite el ratón y coloque el lado dorsal en el tablero. Un pellizco del dedo del pie debe realizarse para que el ratón sea insensible al dolor (figura 4). Aplicar etanol al 70% para esterilizar el área de la incisión inicial. El sorteo de sangre terminal se realizarán en primer lugar, antes de la extirpación del páncreas, para asegurar la recuperación adecuada de la sangre. Antes de quitar la sangre, el pericardio debe eliminarse para evitar la obstrucción de la aguja de 21 G de apertura. Después de completar la terminal sangre dibujar, el corazón se extrae como un método secundario de la eutanasia y luego se extirpa el páncreas.
Comienza ubicando el estómago, que proporciona un buen punto de partida para la extracción del páncreas (figura 5). Nota: Debe tener mucho cuidado durante la extracción del páncreas, que es un tejido delicado y frágil, y por lo tanto todas las operaciones deben realizarse con la fuerza suave. Con unas pinzas, comenzar la disección comenzando a tirar suavemente del páncreas, del estómago y continuar separar el tejido pancreático de la funda externa del tracto gastrointestinal (GI) trabajando desde el estómago hasta el duodeno, el yeyuno y el íleon ( Figura 6). Una vez alcanzado el intestino ciego, más fácil extracción del páncreas se logra reposicionar el fórceps para que un fórceps sostiene el intestino ciego y los otros fórceps se utilizan para continuar separar el páncreas al intestino (figura 7). Después de la eliminación desde el intestino, el páncreas se coloca en el lado derecho del ratón y los restantes datos adjuntos son cortadas()figura 8).
El páncreas debe aventó hacia fuera para la inspección y cualquier anormalidad debe ser registrado (figura 9). En el Ptf1acre / +; LSL-KrasG12D / + ratón cepa, páncreas potencialmente podría contener un tumor endurecido (figura 10). Otros órganos también deben examinarse para la metástasis potencial. Una vez que el páncreas se ha eliminado, debe ser pesado y el peso registrado. Una porción del páncreas debe ser complemento congelado en nitrógeno líquido para futuros análisis de perfiles metabólicos u otras pruebas y una porción de páncreas deben colocarse en formalina para futuros análisis histológico. La figura 11 muestra el almacenamiento inicial de los diferentes órganos de la disección para uso en análisis posterior. Los órganos recogidos por disección y almacenado para estudio adicional dependerá de los objetivos del investigador individual.
Muestras de tejido y sangre pueden utilizarse para análisis histológicos y perfiles metabólicos. En la figura 12se muestra un ejemplo del análisis histológico de los tejidos del páncreas. Perfiles metabólicos pueden realizarse en las muestras de tejido congelado rápido y la muestra de sangre. Espectros de representante de resonancia magnética nuclear espectroscopia (NMR) de los componentes hidrofílicos e hidrofóbicos de los extractos de tejido del páncreas se muestran en la Figura 13A y 13B, respectivamente. Un espectro de RMN representativo recogido en una muestra de suero preparada de sangre recogida en el momento de un procedimiento de drenaje de sangre terminal se muestra en la figura 14.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55647/55647fig1.jpg"> 
Figura 1 : Puesta en escena del área de trabajo. Disposición general de herramientas adecuadas y condiciones de funcionamiento para la disección. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55647/55647fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55647/55647fig2.jpg"> 
Figura 2 : Puesta en escena de después de la operación zona. Disposición general de herramientas adecuadas y condiciones de funcionamiento de los procedimientos postoperatorios. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55647/55647fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55647/55647fig3.jpg"> 
Figura 3 : Anestesia cámara. Ambiente adecuado para la anestesia por isoflurano. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55647/55647fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55647/55647fig4.jpg"> 
Figura 4 : Estímulo examen. La prueba de estímulo llevó a cabo en el ratón antes de la incisión inicial para cualquier dolor o malestar no es ser soportada. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55647/55647fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55647/55647fig5.jpg"> 
Figura 5 : Extirpación del páncreas a partir. La orientación del ratón indica la extracción inicial del páncreas, lugar indicado por el fórceps. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55647/55647fig5large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55647/55647fig6.jpg"> 
Figura 6 : Extracción de páncreas a lo largo de los intestinos. Proceso de aislar del páncreas desde el tracto gastrointestinal. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55647/55647fig6large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55647/55647 alt="Figure 7" class="xfigimg" src=""></img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55647/55647>Fig7.jpg"/ &gt; 
Figura 7 : Extirpación del páncreas en el intestino ciego. Reposicionamiento de las pinzas una vez que el ciego se alcanza. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55647/55647fig7large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55647/55647fig8.jpg"> 
Figura 8 : Extirpación del páncreas. Lugar del páncreas a la derecha del ratón. Los restantes datos adjuntos deben cortarse para quitar totalmente el páncreas. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55647/55647fig8large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 9" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55647/55647fig9.jpg"> 
Figura 9 : Examen del páncreas. El páncreas con el bazo adjunto examinarse después del retiro del ratón. Bazo es indicado por la flecha vertical, y el páncreas está indicado por la flecha horizontal. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55647/55647fig9large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 10" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55647/55647fig10.jpg"> 
Figura 10 : Examen del páncreas. Páncreas con el bazo adjunto mostrando un tumor pancreático siendo examinado después del retiro del ratón. Bazo es indicado por la flecha vertical, y el páncreas está indicado por la flecha horizontal. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55647/55647fig10large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 12" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55647/55647fig12.jpg" style="opacity: 0.9; font-size: 14px;">
Figura 11 : Almacenamiento de información de los órganos quitados. Almacenamiento apropiado de los órganos y las muestras recogidas, preparado para almacenamiento a largo plazo y análisis futuros. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55647/55647fig11large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 11" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55647/55647fig11.jpg" style="opacity: 0.9;"> 
Figura 12 : Análisis histológico del páncreas tejido. Hematoxilina y eosina teñidos imágenes de tejidos del páncreas. A) tejido de páncreas normal de un Ptf1acre /-; LSL-KrasG12D /- control del ratón. B) PanIN tejido del páncreas de un Ptf1acre / +; LSL-KrasG12D / + estudio de ratón. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55647/55647fig12large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 13" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55647/55647fig13.jpg"> 
Figura 13 : Análisis de perfiles metabólicos. Espectros de los componentes de fase A) hidrofílico y B) hidrofóbica de extractos de tejido de páncreas después de homogeneización de tejidos y extracción de Cloroformo/metanol en protón unidimensional resonancia magnética nuclear espectroscopia (NMR). Los espectros de RMN fueron adquiridos en 850 MHz y son convenientes para el uso en análisis de perfiles metabólicos. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55647/55647fig13large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 14" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55647/55647fig14.jpg"> 
Figura 14 : Representante NMR espectro de suero. La sangre recogida por el procedimiento de sorteo de sangre terminal puede utilizarse para el análisis de perfiles metabólicos. Este espectro muestra un típico espectro de 850 MHz NMR unidimensional protón recogidos en el suero obtenido de una muestra de sangre terminal sorteo. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55647/55647fig14large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Dissection of the Mouse Pancreas for Histological Analysis and Metabolic Profiling at JoVE.com

Dissection of the Mouse Pancreas for Histological Analysis and Metabolic Profiling

Este artículo de video ofrece una demostración detallada de los procedimientos necesarios para eliminar con éxito el páncreas de un ratón por disección para análisis histológico y perfiles metabólicos.

Disección del páncreas de ratón para análisis histológico y perfiles metabólicos

We have been investigating the pancreas specific transcription factor, 1a cre-recombinase; lox-stop-lox- Kristen rat sarcoma, glycine to aspartic acid at ...

dissection-mouse-pancreas-for-histological-analysis-metabolic

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

36.2K vistas.  Miami University. Este artículo de video ofrece una demostración detallada de los procedimientos necesarios para eliminar con éxito el páncreas de un ratón por disección para análisis histológico y perfiles metabólicos.

Video: Dissection of the Mouse Pancreas for Histological Analysis and Metabolic Profiling

Dissection of Human Vitreous Body Elements for Proteomic Analysis

The vitreous is an optically clear, collagenous extracellular matrix that fills the inside of the eye and overlies the retina. 1,2 Abnormal interactions between vitreous substructures and the retina underlie several vitreoretinal diseases, including retinal tear and detachment, macular pucker, macular hole, age-related macular degeneration, vitreomacular traction, proliferative vitreoretinopathy, proliferative diabetic retinopathy, and inherited vitreoretinopathies. 1,2 The molecular composition of the vitreous substructures is not known. Since the vitreous body is transparent with limited surgical access, it has been difficult to study its substructures at the molecular level. We developed a method to separate and preserve these tissues for proteomic and biochemical analysis. The dissection technique in this experimental video shows how to isolate vitreous base, anterior hyaloid, vitreous core, and vitreous cortex from postmortem human eyes. One-dimensional SDS-PAGE analyses of each vitreous component showed that our dissection technique resulted in four unique protein profiles corresponding to each substructure of the human vitreous body. Identification of differentially compartmentalized proteins will reveal candidate molecules underlying various vitreoretinal diseases.

This video shows an effective technique for differentiating and dissecting the various semi-transparent structures of the human vitreous body in post mortem eyes.

La disección de los elementos humanos Cuerpo Vítreo para el análisis proteómico

The vitreous is an optically clear, collagenous extracellular matrix that fills the inside of the eye and overlies the retina. 1,2 Abnormal interactions ...

Investigación

Medicina

Collection Protocol for Human Pancreas

This dissection and sampling procedure was developed for the Network for Pancreatic Organ Donors with Diabetes (nPOD) program to standardize preparation of pancreas recovered from cadaveric organ donors. The pancreas is divided into 3 main regions (head, body, tail) followed by serial transverse sections throughout the medial to lateral axis. Alternating sections are used for fixed paraffin and fresh frozen blocks and remnant samples are minced for snap frozen sample preparations, either with or without RNAse inhibitors, for DNA, RNA, or protein isolation. The overall goal of the pancreas dissection procedure is to sample the entire pancreas while maintaining anatomical orientation.
Endocrine cell heterogeneity in terms of islet composition, size, and numbers is reported for human islets compared to rodent islets 1. The majority of human islets from the pancreas head, body and tail regions are composed of insulin-containing &beta;-cells followed by lower proportions of glucagon-containing &alpha;-cells and somatostatin-containing &delta;-cells. Pancreatic polypeptide-containing PP cells and ghrelin-containing epsilon cells are also present but in small numbers. In contrast, the uncinate region contains islets that are primarily composed of pancreatic polypeptide-containing PP cells 2. These regional islet variations arise from developmental differences. The pancreas develops from the ventral and dorsal pancreatic buds in the foregut and after rotation of the stomach and duodenum, the ventral lobe moves and fuses with the dorsal 3. The ventral lobe forms the posterior portion of the head including the uncinate process while the dorsal lobe gives rise to the rest of the organ. Regional pancreatic variation is also reported with the tail region having higher islet density compared to other regions and the dorsal lobe-derived components undergoing selective atrophy in type 1 diabetes4,5.
Additional organs and tissues are often recovered from the organ donors and include pancreatic lymph nodes, spleen and non-pancreatic lymph nodes. These samples are recovered with similar formats as for the pancreas with the addition of isolation of cryopreserved cells. When the proximal duodenum is included with the pancreas, duodenal mucosa may be collected for paraffin and frozen blocks and minced snap frozen preparations.

This video demonstrates a dissection procedure for processing human pancreas into multiple storage formats. Anatomical orientation is maintained throughout the pancreatic regions to allow definition of regional islet composition and density.

Colección Protocolo de páncreas humano

This dissection and sampling procedure was developed for the Network for Pancreatic Organ Donors with Diabetes (nPOD) program to standardize preparation ...

Whole Vitreous Humor Dissection for Vitreodynamic Analysis

The authors propose an effective technique to isolate whole, intact vitreous core and cortex from post mortem enucleated porcine eyes. While previous studies have shown the results of such dissections, the detailed steps have not been described, precluding researchers outside the field from replicating their methods. Other studies harvest vitreous either through aspiration, which does not maintain the vitreous structure anatomy, or through partial dissection, which only isolates the vitreous core. The proposed method isolates the whole vitreous body, with the vitreous core and cortex intact, while maintaining vitreous anatomy and structural integrity. In this method, a full thickness scleral flap in an enucleated porcine eye is first created and through this, the choroid tissue can be separated from the sclera. The scleral flap is then expanded and the choroid is completely separated from the sclera. Finally the choroid-retina tissue is peeled off the vitreous to leave an isolated intact vitreous body. The proposed vitreous dissection technique can be used to study physical properties of the vitreous humor. In particular, this method has significance for experimental studies involving drug delivery, vitreo-retinal oxygen transport, and intraocular convection.

The goal of this protocol is to show an effective technique to isolate whole, intact vitreous core and cortex from post mortem enucleated porcine eyes.

Todo el humor vítreo Disección de Análisis Vitreodynamic

The authors propose an effective technique to isolate whole, intact vitreous core and cortex from post mortem enucleated porcine eyes. While previous ...

Surgical Injury to the Mouse Pancreas through Ligation of the Pancreatic Duct as a Model for Endocrine and Exocrine Reprogramming and Proliferation

Expansion of pancreatic beta cells in vivo or ex vivo, or generation of beta cells by differentiation from an embryonic or adult stem cell, can provide new expandable sources of beta cells to alleviate the donor scarcity in human islet transplantation as therapy for diabetes. Although recent advances have been made towards this aim, mechanisms that regulate beta cell expansion and differentiation from a stem/progenitor cell remain to be characterized. Here, we describe a protocol for an injury model in the adult mouse pancreas that can function as a tool to study mechanisms of tissue remodeling and beta cell proliferation and differentiation. Partial duct ligation (PDL) is an experimentally induced injury of the rodent pancreas involving surgical ligation of the main pancreatic duct resulting in an obstruction of drainage of exocrine products out of the tail region of the pancreas. The inflicted damage induces acinar atrophy, immune cell infiltration and severe tissue remodeling. We have previously reported the activation of Neurogenin (Ngn) 3 expressing endogenous progenitor-like cells and an increase in beta cell proliferation after PDL. Therefore, PDL provides a basis to study signals involved in beta cell dynamics and the properties of an endocrine progenitor in adult pancreas. Since, it still remains largely unclear, which factors and pathways contribute to beta cell neogenesis and proliferation in PDL, a standardized protocol for PDL will allow for comparison across laboratories.

This protocol describes an injury model involving the surgical ligation of the pancreatic duct in the adult mouse pancreas, resulting in severe injury that establishes an environment that allows beta cell neogenesis and proliferation. This model can be used as a tool to study mechanisms involved in beta cell formation.

Lesión quirúrgica del páncreas del ratón a través de la ligadura del conducto pancreático como un modelo para el endocrino y exocrino Reprogramación y proliferación

Expansion of pancreatic beta cells in vivo or ex vivo, or generation of beta cells by differentiation from an embryonic or adult stem cell, can provide ...

Do's and Don'ts in the Preparation of Muscle Cryosections for Histological Analysis

Histological evaluation of muscle biopsies has served as an indispensable tool in the understanding of the development and progression of pathology of neuromuscular disorders. However, in order to do so, proper care needs to be taken when excising and preserving tissues to achieve optimal staining. One method of tissue preservation involves fixing tissues in formaldehyde and then embedding them with paraffin wax. This method preserves morphology well and allows for long-term storage at RT but is cumbersome and requires handling of toxic chemicals. Further, formaldehyde fixation results in antigen cross-linking, which necessitates antigen retrieval protocols for effective immunostaining. On the contrary, frozen sectioning does not require fixation and thus retains biological antigen conformation. This method also provides a distinct advantage in quick turn around time, making it especially useful in situations needing quick histological evaluation like intraoperative surgical biopsies. Here we describe the most effective method of preparing muscle biopsies for visualization with different histological and immunological stains.

Here we demonstrate the most efficient methods for freezing, embedding, cryosectioning, and staining of muscle biopsies to avoid freezing artifacts.

Qué hacer y qué no hacer en la preparación de Muscle criosecciones de Análisis histológico

Histological evaluation of muscle biopsies has served as an indispensable tool in the understanding of the development and progression of pathology of ...

Mouse Model for Pancreas Transplantation Using a Modified Cuff Technique

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the availability of the widest range of molecular probes and reagents to perform in vivo as well as in vitro studies. Based on our experience with various murine transplantation models, we developed a heterotopic pancreas transplantation model in mice with the intent to analyze mechanisms underlying severe ischemia reperfusion injury-associated early graft damage. In contrast to previously described techniques using suture techniques, herein we describe a new procedure using a non-suture cuff technique. 
In recent years, we have performed more than 300 pancreas transplantations in mice with an overall success rate of &gt;90%, a success rate never described before in mouse pancreas transplantation. The backbone of this non-suture cuff technique for graft revascularization consists of two major steps: (I) pulling the recipient vessel over a polyethylene/polyamide cuff and fixing it with a circumferential ligature, and (II) placing the donor vessel over the everted recipient vessel and fixing it with a second circumferential ligature. The resultant continuity of the endothelial layer results in less thrombogenic lesions with high patency rates and, finally, high success rates.
In this model, arterial anastomosis is achieved by pulling the abdominal aorta of the donor graft over the everted common carotid artery of the recipient animal. Venous drainage of the graft is achieved by pulling the portal vein of the graft over the everted external jugular vein of the recipient. This manuscript provides details and crucial steps of the organ recovery and organ implantation procedures, which will allow researchers with microsurgical skills to perform the transplantation successfully in their laboratories.

Among abdominal solid organ transplantation, pancreatic grafts are prone to develop severe ischemia reperfusion injury-associated graft damage, leading eventually to early graft loss. This protocol describes a model of murine pancreas transplantation using a non-suture cuff technique, ideally suited for analyzing these early, deleterious damages.

Modelo murino de trasplante de páncreas mediante una técnica modificada del pun ¢ o

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the ...

Echocardiographic and Histological Examination of Cardiac Morphology in the Mouse

An increasing number of genetically modified mouse models has become available in recent years. Moreover, the number of pharmacological studies performed in mice is high. Phenotypic characterization of these mouse models also requires the examination of cardiac function and morphology. Echocardiography and magnetic resonance imaging (MRI) are commonly used approaches to characterize cardiac function and morphology in mice. Echocardiographic and MRI equipment specialized for use in small rodents is&#160;expensive and requires a dedicated space. This protocol describes cardiac measurements in mice using a clinical echocardiographic system with a 15 MHz human vascular probe. Measurements are performed on anesthetized adult mice. At least three image sequences are recorded and analyzed for each animal in M-mode in the parasternal short-axis view. Afterwards, cardiac histological examination is performed, and cardiomyocyte diameters are determined on hematoxylin-eosin- or wheat germ agglutinin (WGA)-stained paraffin sections. Vessel density is determined morphometrically after Pecam-1 immunostaining. The protocol has been applied successfully to pharmacological studies and different genetic animal models under baseline conditions, as well as after experimental myocardial infarction by the permanent ligation of the left anterior descending coronary artery (LAD). In our experience, echocardiographic investigation is limited to anesthetized animals and is feasible in adult mice weighing at least 25 g.

Echocardiographic examination is frequently used in mice. Expensive high-resolution ultrasound devices have been developed for this purpose. This protocol describes an affordable echocardiographic procedure combined with histological morphometric analyses to determine cardiac morphology.

Examen ecocardiográfico e histológico de la morfología cardiaca en el ratón

An increasing number of genetically modified mouse models has become available in recent years. Moreover, the number of pharmacological studies performed ...

Dissection and Explant Culture of Murine Allantois for the In Vitro Analysis of Allantoic Attachment

The placenta is essential for the growth and development of mammalian embryos. For this reason, numerous genetic alterations and likely also environmental insults that disturb placenta development or function can cause early pregnancy loss in mice and humans. Nevertheless, simple in vitro assays to screen for potential effects on placenta formation are lacking. Here, we focus on modeling the first and critical step in placenta formation, which consists of the attachment of the allantois to the chorion. We describe a method to rapidly assess the attachment of allantoic explants on immobilized &#945;4&#946;1 integrin, which serves as a chorio-mimetic substrate.This in vitro approach enables a qualitative evaluation of the attachment and spreading behavior of multiple allantois explants at different consecutive time points. The protocol may be used to investigate the effect of targeted mouse mutations, drugs, or various environmental factors that have been linked to pregnancy complications or fetal loss on allantois attachment ex vivo.

Dissection and Explant Culture of Murine Allantois for the In Vitro Analysis of Allantoic Attachment

We describe an in vitro assay to model chorioallantoic attachment, the first step in placenta formation. The protocol demonstrates the dissection and explant culture of murine allantoides on immobilized &#945;4&#946;1 integrin. Allantois attachment is evaluated microscopically at pre-determined time points.

Disección y la cultura de explante de Allantois murino para el análisis In Vitro del accesorio alantoideo

The placenta is essential for the growth and development of mammalian embryos. For this reason, numerous genetic alterations and likely also environmental ...

Quantitative Micro-CT Analysis of Aortopathy in a Mouse Model of &#946;-aminopropionitrile-induced Aortic Aneurysm and Dissection

Aortic aneurysm and dissection is associated with significant morbidity and mortality in the population and can be highly lethal. While animal models of aortic disease exist, in vivo imaging of the vasculature has been limited. In recent years, micro-computerized tomography (micro-CT) has emerged as a preferred modality for imaging both large and small vessels both in vivo and ex vivo. In conjunction with a method of vascular casting, we have successfully used micro-CT to characterize the frequency and distribution of aortic pathology in &#946;-aminopropionitrile-treated C57/Bl6 mice. Technical limitations of this method include variations in the quality of the perfusion introduced by poor animal preparation, the application of proper methodologies for vessel size quantification, and the non-survivability of this procedure. This article details a methodology for the intravascular perfusion of a lead-based radiopaque silicone rubber for the quantitative characterization of aortopathy in a mouse model of aneurysm and dissection. In addition to visualizing aortic pathology, this method may be used for examining other vascular beds in vivo or vascular beds removed post-mortem.

This article describes a detailed methodology of using a radiopaque lead-based silicone rubber to perfuse the murine vasculature for aortic diameter quantification in a mouse model of aortic aneurysm and dissection.

Análisis de Micro-CT cuantitativa de Aortopathy en un modelo murino de disección y aneurisma de la aorta inducida por β-oxidasa

Aortic aneurysm and dissection is associated with significant morbidity and mortality in the population and can be highly lethal. While animal models of ...

Mechanisms Underlying Gut Hormone Secretion Using the Isolated Perfused Rat Small Intestine

The gut is the largest endocrine organ of the body, producing more than 15 different peptide hormones that regulate appetite and food intake, digestion, nutrient absorption and distribution, and post-prandial glucose excursions. Understanding the molecular mechanisms that regulate gut hormone secretion is fundamental for understanding and translating gut hormone physiology. Traditionally, the mechanisms underlying gut hormone secretion are either studied in vivo (in experimental animals or humans) or using gut hormone-secreting primary mucosal cell cultures or cell lines. Here, we introduce an isolated perfused rat small intestine as an alternative method for studying gut hormone secretion. The virtues of this model are that it relies on the intact gut, meaning that it recapitulates most of the physiologically important parameters responsible for the secretion in in vivo studies, including mucosal polarization, paracrine relationships and routes of perfusion/stimulus exposure. In addition, and unlike in vivo studies, the isolated perfused rat small intestine allows for almost complete experimental control and direct assessment of secretion. In contrast to in vitro studies, it is possible to study both the magnitude and the dynamics of secretion and to address important questions, such as what stimuli cause secretion of different gut hormones, from which side of the gut (luminal or vascular) is secretion stimulated, and to analyze in detail molecular sensors underlying the secretory response. In addition, the preparation is a powerful model for the study of intestinal absorption and details regarding the dynamics of intestinal absorption including the responsible transporters.

Here, we present a powerful and physiological model to study the molecular mechanisms underlying gut hormone secretion and intestinal absorption &#8212; the isolated perfused rat small intestine.

Mecanismos subyacentes de la secreción de la hormona del intestino utilizando los aislados perfusión intestino de rata

The gut is the largest endocrine organ of the body, producing more than 15 different peptide hormones that regulate appetite and food intake, digestion, ...