El trabajo de este manuscrito fue apoyado por el financiamiento al Dr. Neal por el Programa de Proyecto Piloto del Instituto de Medicina Vascular en Hemostasia y Biología Vascular (P3HVB) y la AAST Research Fellowship. Este trabajo es apoyado por los Institutos Nacionales de Salud de los EE.UU. concede 1 R35 GM119526-01 y UM1HL120877-01.

Los ratones se alojaron de acuerdo con las pautas de cuidado de animales de la Universidad de Pittsburgh (Pittsburgh, PA, EE.UU.) y de los Institutos Nacionales de Salud (NIH, Bethesda, MD, EUA) en condiciones libres de patógenos específicos con ciclos de luz y oscuridad de 12 h y libre acceso a Alimentación estándar y agua. Todos los experimentos con animales fueron aprobados y llevados a cabo de acuerdo con las directrices establecidas por el Animal Research and Care Committee en la Universidad de Pittsburgh. 1. Campo quirúrgico y configuración del instrumento <ol><li> Esterilice todos los instrumentos quirúrgicos, sutura, gasa, aplicadores de punta de algodón, tubería y conectores de tubería antes del procedimiento. <ol><li> Esterilizar instrumentos quirúrgicos, sutura, gasa y aplicadores de punta de algodón en un autoclave. Esterilice los conectores de tubería y tubos con óxido de etileno. </li></ol></li><li> Campo quirúrgico <ol><li> Encienda una almohadilla de calefacción de circulación de agua y ajuste a 37 ° C. Coloque un surgiCal azul encima de ella y luego un paño estéril en la parte superior de la almohadilla azul quirúrgica. </li><li> Abra todos los instrumentos esterilizados sobre el paño estéril. Utilice guantes estériles para evitar que se rompa la esterilidad durante este paso. </li><li> Llenar un recipiente de acero inoxidable con etanol al 70% y dejar de lado. Esto se usará para limpiar instrumentos entre animales. </li><li> Encender el esterilizador de microperlas y dejar calentar a 150 ° C. Esto también se utilizará para limpiar instrumentos entre animales. Si realiza la cirugía en más de 5 ratones, asegúrese de cambiar los instrumentos a un nuevo conjunto estéril. </li></ol></li><li> Configuración del Transductor <ol><li> Conecte un transductor estéril, tubería PE-50, dos agujas 23G y macho-macho luer, y una llave de paso de tres vías. 6 </li><li> Calibre y ajuste el transductor según las instrucciones del fabricante. </li></ol></li></ol> 2. Procedimiento quirúrgico de laceración del hígado <ol><li> Inducción y posicionamiento de la anestesia <li> Inyectar pentobarbital de sodio por vía intraperitoneal a una dosis de 70 mg / kg. La anestesia debe tener efecto entre 5-10 min; Evalúe la profundidad de la anestesia con un pellizco del dedo del pie. Si el ratón tiene respuesta a la pinza del dedo del pie, se necesita tiempo adicional o anestesia. Si se necesita anestesia adicional durante el procedimiento, suplemento de pentobarbital de sodio. No administre suplementos en cantidades mayores que 0,05 ml para prevenir la sobredosis. </li><li> Después de que el ratón esté completamente bajo anestesia, coloque el ratón en posición supina sobre una placa quirúrgica. Asegure los cuatro miembros del ratón a la tarjeta con cinta adhesiva. </li><li> Afeitar el abdomen y las inglesas bilaterales con una maquinilla de afeitar. </li><li> Remoje la gasa estéril con betadine y aplíquela en el abdomen y las inglesas bilaterales para la cirugía. Para los experimentos de supervivencia, preparar el abdomen y las ingles con betadina seguido de etanol para un total de tres ciclos de preparación. </li><li> Inserte una sonda de temperatura rectal para monitorear la temperatura central durante todo el procedimiento. Mantener el cLa temperatura del mineral entre 35-37 ° C. </li></ol></li><li> Arteria femoral y venosa <ol><li> Para la instalación de catéter venoso: rellene la tubería PE-10, una aguja de 30 G y una llave de tres vías con solución de lactato de Ringer de una bolsa intravenosa. </li><li> Para el montaje del catéter arterial: llenar el tubo de PE-10 y la aguja 30G con solución salina heparinizada (dilución 1:10 de 1.000 U de heparina). Se requiere heparina-solución salina para prevenir la coagulación. </li><li> Coloque el ratón debajo de un microscopio de disección. </li><li> Haga una incisión longitudinal de 4-5 mm sobre el músculo de la ingle usando tijeras quirúrgicas de Iris. El uso de fórceps Dumont agarra el tejido adiposo conectado al músculo adductor y tire lateralmente para una exposición limpia del haz femoral. No disecar a través del tejido adiposo ya que esto dará lugar a lesión vascular. </li><li> Cuidadosamente disecar el nervio lejos de la arteria y la vena con la pinza Dumont. Hay un cojín de grasa adyacente al nervio. Coge esto con un Dumont forcep anD tirar lateralmente; Esto extrae el nervio de la arteria creando un plano para la disección. Con otros Dumont forcep disección sin rodeos el tejido conectivo entre el nervio y la arteria. <ol><li> No tome el nervio durante esta parte de la disección. </li></ol></li><li> Bucle tres suturas de seda 6-0 alrededor de la arteria y la vena proximal a la femoral profunda despegue. <ol><li> Coloque la sutura 1 de forma más proximal y deje suelta. </li><li> Coloque la sutura 2 más distalmente y ate inmediatamente. </li><li> Coloque la sutura 3 entre la sutura 1 y 2 y deje suelta. </li></ol></li><li> Haga una arteriotomía en la superficie ventral del vaso. Se recomienda el uso de tijeras microvasculares para realizar la arteriotomía para evitar la transección del vaso. </li><li> Inserte el catéter de tres vías en la arteria. Empate inmediatamente la sutura 1 y 2 para asegurar el catéter en su lugar. </li><li> Conecte el catéter de tres vías al transductor y recoja los datos de la presión arterial basal. </li><li> Repita los pasos 2.2.4 a 2.2.6 en la ingle opuesta. Cannular la vena femoral de manera similar a la arteria. Realizar una venotomía en la superficie ventral del vaso seguido de la inserción del catéter. Este catéter puede utilizarse para la administración de fluidos o fármacos. </li></ol></li><li> Laceración del Hígado <ol><li> Pre-pesar un tubo que contiene 0,5 ml de PBS, tres triángulos de absorción, y un barco de pesada por ratón. </li><li> Haga una incisión de laparotomía de la línea media ventral comenzando en el proceso xifoide y extendiéndose caudalmente para permitir la exposición del hígado por completo. </li><li> Inserte un triángulo de absorción en el abdomen contra la pared abdominal derecha. Repita en el lado izquierdo. <ol><li> Asegúrese de que el triángulo de absorción está alejado del hígado para evitar un efecto hemostático después de que el hígado se laceró. </li></ol></li><li> Agarre cuidadosamente el lóbulo medio izquierdo del hígado y lacerar el 75% del lóbulo con tijeras quirúrgicas de Iris. Coloque el laceradoD en un tubo que contenía PBS. </li><li> Cierre la pared abdominal con grapas a través de un aplicador de grapas. Agarre la piel y los músculos y dispare la grapa. Hacer esto tan pronto como sea posible después de la laceración del hígado para evitar la pérdida de sangre fuera del abdomen. En experimentos de supervivencia, el abdomen se cierra en dos capas. Una sutura absorbible corriente para el músculo seguida por una capa de sutura no absorbible para la piel proporciona un cierre adecuado. </li><li> Para los ratones que son para los puntos de supervivencia más de 30 min los catéteres femorales deben ser removidos, la arteria y la vena atada con la sutura 3 de la etapa 2.2.6. Las arcadas bilaterales se cierran entonces en dos capas como se describe en el paso anterior. </li><li> Después de un tiempo específico de interés para la hemorragia (30 min a 72 h), retire las grapas. Retire los triángulos de absorción y póngalos en los correspondientes botes pesados ​​previamente pesados. Use triángulos de absorción adicionales para absorber cualquier sangre no absorbida. </li><li&gt; Pesar filtros de absorción para calcular la pérdida total de sangre. </li></ol></li><li> Cuidados postoperatorios <ol><li> Dejar los ratones que se deben sacrificar a los 30 min en el tablero quirúrgico y bajo supervisión constante y bajo anestesia completa hasta el momento del sacrificio. Los ratones son eutanasiados con una combinación de punción cardiaca y una sobredosis de isoflurano inhalado. </li><li> Coloque los ratones que son para los puntos de tiempo de supervivencia más larga en una jaula de recuperación en la parte superior de una almohadilla de calefacción de circulación de agua. Vigilar constantemente a los ratones durante la recuperación y no dejarlos desatendidos hasta que recuperen la conciencia para mantener la decúbito esternal. Devuelva el ratón a espacio en jaula con otros ratones sólo una vez que se ha recuperado de la anestesia. </li><li> Administrar analgesia postoperatoria con buprenex a 0,1 mg / kg por inyección subcutánea una vez despertado de la anestesia y cada 12 h después de la expiración del sacrificio. </li><li> Permitir a los ratones el libre acceso a los alimentos y el agua después de ser devueltos a suJaulas normales después de la operación. </li><li> En el momento del sacrificio para los ratones de supervivencia, la anestesia se realiza con isoflurano inhalado. Una vez bajo anestesia se recoge sangre a través de una punción cardiaca derecha, la pérdida de sangre se registra como se ha descrito anteriormente y finalmente se asegura la eutanasia con una sobredosis de isoflurano. </li></ol></li></ol>

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F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effects+of+antioxidants+on+a+porcine+model+of+liver+hemorrhage.">The effects of antioxidants on a porcine model of liver hemorrhage.</a> J Trauma Acute Care Surg. 80 (6), 964-971 (2016).</li><li>Morgan, C. E., Prakash, V. S., Vercammen, J. M., Pritts, T., Kibbe, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+validation+of+4+different+rat+models+of+uncontrolled+hemorrhage.">Development and validation of 4 different rat models of uncontrolled hemorrhage.</a> JAMA Surgery. 150 (4), 316-324 (2015).</li><li>Rosselli, D. D., Brainard, B. M., Schmiedt, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficacy+of+a+topical+bovine-derived+thrombin+solution+as+a+hemostatic+agent+in+a+rodent+model+of+hepatic+injury.">Efficacy of a topical bovine-derived thrombin solution as a hemostatic agent in a rodent model of hepatic injury.</a> Can J Vet Res. 14 (14), 303-308 (2015).</li><li>Sheppard, F. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+Nonhuman+Primate+(Rhesus+Macaque)+Model+of+Uncontrolled+Traumatic+Liver+Hemorrhage.">Development of a Nonhuman Primate (Rhesus Macaque) Model of Uncontrolled Traumatic Liver Hemorrhage.</a> Shock. 44, 114-122 (2015).</li><li>Nemzek-Hamlin, J. A., Hwang, H., Hampel, J. A., Yu, B., Raghavendran, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+murine+model+of+blunt+hepatic+trauma.">Development of a murine model of blunt hepatic trauma.</a> Comp Med. 63 (5), 398-408 (2013).</li><li>Vogel, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Platelet-derived+HMGB1+is+a+critical+mediator+of+thrombosis.">Platelet-derived HMGB1 is a critical mediator of thrombosis.</a> J Clin Invest. 125 (12), (2015).</li><li>Modery-Pawlowski, C. L., Tian, L. L., Ravikumar, M., Wong, T. L., Sen Gupta, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+and+in+vivo+hemostatic+capabilities+of+a+functionally+integrated+platelet-mimetic+liposomal+nanoconstruct.">In vitro and in vivo hemostatic capabilities of a functionally integrated platelet-mimetic liposomal nanoconstruct.</a> Biomaterials. 34 (12), 3031-3041 (2013).</li></ol>

Los autores no tienen intereses financieros que compitan para declarar.

El modelo de laceración de hígado murino descrito aquí proporciona un modelo fiable y consistente de hemorragia no controlada. Este modelo es sencillo de realizar, pero hay pasos importantes que requieren consideración meticulosa. La parte más difícil técnicamente del modelo es la canulación de los vasos femorales para la monitorización hemodinámica y la administración de fluidos / fármacos. Se debe tener cuidado durante la disección del nervio y la arteriotomía / venotomía. Es importante no tocar el nervio durante la disección de los vasos para evitar el daño nervioso resultante y la posible parálisis, especialmente para los modelos de supervivencia. La arteriotomía y la venotomía requieren un manejo delicado del vaso. Sugerimos el uso de tijeras microvasculares para prevenir la transección accidental del vaso. Mientras que la laceración hepática es menos difícil técnicamente es importante ser consistente en la parte del modelo para asegurar una hemorragia reproducible y consistente enel ratón. Nuestro modelo se desarrolló con la intención de probar agentes pro-hemostáticos en la reanimación y por lo tanto una importante consideración de colocación incluye asegurar que los triángulos de absorción se colocan lejos del sitio de laceración para evitar un empaque o efecto hemostático mecánico. Evite la manipulación innecesaria de otros órganos y otros lóbulos del hígado para prevenir lesiones no intencionales o sangrado durante esta parte de la cirugía. El abdomen debe cerrarse rápidamente después de la laceración para evitar la pérdida de sangre fuera del abdomen. Los ratones deben ser monitoreados de cerca durante el procedimiento, pero lo más importante después de la laceración se realiza dado los cambios hemodinámicos significativos que experimentan como lo demostró en la Figura 2 . Nuestra experiencia con estos cambios hemodinámicos significativos es que es improbable que el ratón sobreviva si su MAP cae por debajo de 10 mmHg durante&gt; 30 sy recomendamos el sacrificio del ratón en el que este occUrs. Si un líquido o fármaco debe ser probado para sus efectos hemostáticos recomendamos la administración poco después de la laceración, ya que los ratones tienden a coagular el área lacerada rápidamente. El uso del manejo del dolor es esencial si está interesado en realizar tiempos de observación más largos que los descritos aquí. Además, las extremidades posteriores deben ser monitoreadas para detectar signos de isquemia después de la ligadura de los vasos femorales. Debido a la amplia experiencia con estos procedimientos quirúrgicos, la incidencia de esta complicación en nuestro laboratorio es menos del 1% de todos los animales analizados. 4 , 6 Este modelo tiene una serie de limitaciones importantes, incluyendo el aspecto de la hemorragia incontrolada. Mientras que vemos hemorragia consistente en ratones en términos de pérdida de sangre algunos ratones responden de manera diferente y morirán rápidamente después de la laceración. Otra limitación en el modelo es el tamaño de la laceración hepática. Si bien nuestros datos demuestran un error estándar estrechoR en el peso del hígado resecado, cuando se realiza por diferentes individuos la posibilidad de una mayor variabilidad en el tamaño de la resección y por lo tanto hemorragia ciertamente existe. Además, la curva de aprendizaje para la disección microvascular y la canulación puede ser técnicamente difícil, y estimamos una curva de aprendizaje de 50 animales de nuestra experiencia, con una curva de aprendizaje estimada de 10 ratones para la reproducibilidad de la laceración hepática como se describe. De nuestra experiencia se puede esperar una supervivencia del 56% a las 72 h. Al realizar el modelo para el análisis de la supervivencia, una atención especial a la recuperación de la anestesia y el manejo apropiado del dolor son cruciales. En nuestro modelo actual, no hemos realizado ningún líquido suplementario o resucitación de drogas a los ratones más allá de lo que reciben antes de la laceración del hígado. Es importante observar que los animales deben ser monitoreados de cerca para detectar signos de angustia en la porción de supervivencia del modelo y tratados apropiadamente para el dolor. Pentobarbital es nuestro anestheTic de elección para los puntos temporales que nos interesaron pero otras opciones de anestesia son posibles y pueden afectar los resultados. El control del dolor es importante para controlar que los ratones son capaces de comer y beber libremente, que si no se controla puede conducir a la variabilidad fuera de la hemorragia y el tratamiento de interés. Este modelo también se presta para ser combinado con otros modelos tales como una lesión de tejido blando, pseudofractura o un modelo de politrauma. Además, este modelo podría adaptarse fácilmente para estudiar los efectos de los agentes hemostáticos tópicos en comparación con la intravenosa. Múltiples modificaciones alternativas de este modelo son posibles, pero no se han probado. Aunque los animales en este modelo fueron emparejados para la edad y el peso, es posible que los animales de diversos pesos podrían ser utilizados y el tamaño de la laceración hepática elegida basada en el peso. Resultados similares se pueden esperar de la laceración esplénica para los investigadores que no quieren dañar el hígado dependiendo del punto final de los intereses. Desconexión similarSe han utilizado modelos de hemorragia dirigida en otros animales 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 que proporcionan modificaciones alternativas potenciales al presente modelo. Finalmente, el tamaño de la laceración se puede aumentar para maximizar la pérdida de sangre, sin embargo, hemos encontrado que esto aumenta sustancialmente la mortalidad y que el daño a las venas hepáticas principales con modelos extendidos tienen un mayor grado de variabilidad. El hígado se ha utilizado en modelos anteriores no controlados; Sin embargo, la mayoría de estos modelos se realizaron en un modelo de rata. Nuestro desarrollo de un descontrolado hígado laceración modelo en ratones permite a los investigadores a tomar ventaja de la riqueza de las razas genéticamente modificadas. Otras ventajas de los modelos murinos incluyen la capacidad de realizar pruebas de alto rendimiento, rentabilidad y facilidad de manejo.Nuestro modelo permite el monitoreo hemodinámico, la cuantificación de la pérdida de sangre, y la evaluación de la mortalidad que los estudios previos suelen incluir sólo uno de estos aspectos de la evaluación. Somos capaces de realizar este modelo en múltiples ratones simultáneamente que permite no sólo de alto rendimiento, pero la disminución de la variabilidad en el modelo. En conclusión, presentamos aquí un modelo reproducible de hemorragia no controlada utilizando una laceración hepática estándar en un modelo murino. Nuestro modelo es ideal para evaluar nuevos fármacos hemostáticos en el contexto de hemorragia o trauma y puede ser utilizado en una evaluación a corto plazo de la pérdida de sangre o realizado para evaluar los efectos de supervivencia.

El trauma es la principal causa de muerte y discapacidad entre los jóvenes de todo el mundo. 1 La hemorragia incontrolada sigue siendo una de las principales causas de mortalidad entre los pacientes traumatizados gravemente heridos. 2 El tratamiento del paciente con trauma hemorrágico es doble: control de la hemorragia quirúrgica y reanimación y reemplazo de sangre perdida. Los modelos animales de choque hemorrágico han sido la piedra angular en la investigación de trauma y pueden ser utilizados en la evaluación de la fisiopatología y el tratamiento del shock traumático / hemorrágico. 3 , 4 El shock en los modelos animales puede lograrse ampliamente por dos métodos: hemorragia controlada y hemorragia incontrolada. 5 , 6 La hemorragia controlada se realiza mediante la extirpación de un volumen fijo de sangre o por extracción de sangre para lograr una determinada presión sanguínea (presión fija). Mientras que laAlgunos modelos son útiles en la evaluación de los mecanismos y alteraciones inmunitarias en el choque hemorrágico, no son aplicables a la prueba de agentes hemostáticos y no imitan el escenario clínico de hemorragia tras un traumatismo. En este sentido, se buscó desarrollar un modelo de hemorragia incontrolada que nos permitiera probar los cambios hemostáticos y los agentes procoagulantes en un modelo murino. El hígado es una opción atractiva para la hemorragia incontrolada en parte debido a la doble fuente de sangre al hígado y es uno de los órganos intrabdominal más comúnmente lesionados en el trauma romo y penetrante. Dada la alta relevancia clínica, el hígado se ha utilizado como modelo de hemorragia incontrolada, más comúnmente en modelos de ratas y porcinos, pero recientemente también en primates. 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 </suLos modelos murinos también han incorporado lesiones hepáticas, como un modelo de aplastamiento o un traumatismo cerrado; Sin embargo, estos modelos no resultan en choque hemorrágico secundario a la lesión hepática. 13 , 14 Los modelos de hemorragia hepática no controlada por ratas y porcinos, aunque valiosos en la observación de prácticas de reanimación y monitorización hemodinámica, son menos ventajosos que un modelo murino por diversas razones, tales como el costo, el número de animales utilizados y lo importante es la falta relativa de líneas transgénicas disponibles para el análisis De señalización celular y molecular específica. El presente modelo murino comparte similitudes importantes con los modelos de hemorragia hepática existentes, incluyendo la laceración estandarizada del hígado, la cuantificación de la pérdida de sangre, el monitoreo hemodinámico y la capacidad para realizar el análisis de supervivencia. Muchos modelos existentes sólo incorporan algunos de estos aspectos mientras que nuestro modelo fue desarrollado para medir muchas de las variaciones fisiológicasBles simultáneamente y en ratones múltiples. Además, el desarrollo de un modelo murino abre la puerta a investigaciones más allá de la reanimación ya mecanismos fisiopatológicos más grandes en hemorragia incontrolada con el potencial de un modelo rentable y de alto rendimiento usando técnicas moleculares avanzadas.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>SS/45 dumonts</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11203-25</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>surgical scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14068-12</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>hemostats</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>13009-12</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microscissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-08</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.8mm curved forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11009-13</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>suture reel 6-0</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18020-60</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>suture 4-0 silk w/ needle</td>
			<td>Owens Minor</td>
			<td>K188H</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>gauze 4x4</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cotton-tip applicator</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30G needle</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>23G needle</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10cc syringe</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50cc conical tube</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1cc syringe w/ 25G needle</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-826-88</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyethylene 10 tubing 100`(PE-10)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-170-12P</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyethylene 50 tubing 100`(PE-50)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-170-12B</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-way stopcock</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC9779127</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>surgical blue pad</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>50-7105</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Field dressings</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC9517505</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tape rolls 1&#34;</td>
			<td>Corporate Express</td>
			<td>MMM26001</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>straight side wide mouth jars</td>
			<td>VWR</td>
			<td>159000-058</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>stainless steel tray 8&#34; x 11&#34;</td>
			<td>VWR</td>
			<td>62687-049</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>male-male leur lock 3-way</td>
			<td>VWR</td>
			<td>20068-909</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterilization pouch 3&#34;x8&#34;</td>
			<td>VWR</td>
			<td>24008</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterilization pouch 5&#34;x10&#34;</td>
			<td>VWR</td>
			<td>24010</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>absorption triangles</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18105-03</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7mm wound clip applier</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>E0522687</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1000 7mm wound clips</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>E0522687</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>betadine (4oz)</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sterile gloves</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>eppendorfs&#160;</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/2cc Lo-Dose insulin syringe</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-826-79</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small weigh boat</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>lactated ringers</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>hepranized saline solution (.1&#181; hep + 9.9&#181;NaCl)</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>phosphate buffered saline&#160;</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pentobarbital&#160;</td>
			<td colspan="2">can be purchased through any global vendor</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wild M650 microscope w/ boom stand</td>
			<td>Leica</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digi-Med BPA-400 analyzer &#38; systems integrator</td>
			<td>Micro-Med</td>
			<td>SYS-400</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TXD-310 (Digi-Med Transducer)&#160;</td>
			<td>Micro-Med</td>
			<td>TXD-300</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Computer</td>
			<td>Dell</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microbead instrument sterilizer</td>
			<td>VWR</td>
			<td>11156-002</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oster A5 clippers w. size 40 blade</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10749-020</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>circulating heating pad 18x26</td>
			<td>Harvard</td>
			<td>py872-5272</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>rectal thermometer</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>RET-3</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

uncontrolled hemorrhagic shock modeled via liver laceration in mice with real time hemodynamic monitoring

La hemorragia no controlada es una causa importante de muertes evitables entre los pacientes traumatizados. Hemos desarrollado un modelo murino de hemorragia no controlada a través de una laceración hepática que da como resultado pérdida de sangre consistente, alteraciones hemodinámicas y supervivencia. Los ratones se someten a una resección normalizada del lóbulo medio izquierdo del hígado. Se les permite sangrar sin intervención mecánica. Los agentes hemostáticos se pueden administrar como terapia de pretratamiento o de rescate dependiendo del interés del investigador. Durante el tiempo de la hemorragia, se realiza monitorización hemodinámica en tiempo real a través de una línea arterial femoral izquierda. Luego se sacrifican los ratones, se cuantifica la pérdida de sangre, se recoge sangre para un análisis posterior y se recogen los órganos para el análisis de la lesión. El diseño experimental se describe para permitir la prueba simultánea de múltiples animales. Existe hemorragia hepática como modelo de hemorragia incontroladaN en la literatura, principalmente en modelos de ratas y porcinos. Algunos de estos modelos utilizan la monitorización hemodinámica o cuantifican la pérdida de sangre pero carecen de consistencia. El presente modelo incorpora la cuantificación de la pérdida de sangre, monitoreo hemodinámico en tiempo real en un modelo murino que ofrece la ventaja de usar líneas transgénicas y un mecanismo de alto rendimiento para investigar más a fondo los mecanismos fisiopatológicos en la hemorragia no controlada.

El modelo de laceración hepática produce una pérdida de sangre reproducible y consistente en ratones. La Figura 1A demuestra el peso consistente del hígado lacerado que se puede obtener con una desviación estándar de sólo 0,02 g. Esta consistencia en el peso del hígado lacerado permite la capacidad de reproducir el modelo entre los ratones y en diferentes configuraciones experimentales tales como diferentes protocolos de resucitación. Además, el peso reproducible del hígado lacerado, con un error estándar de sólo 0,01 g proporciona un modelo más estándar para la hemorragia incontrolada que a menudo es difícil de obtener en modelos animales. La validación de los efectos de sangrado de diferentes protocolos de tratamiento en el modelo se demuestra en la Figura 1B . Los ratones fueron pretratados con heparina (66 unidades, como control positivo para la pérdida de sangre), o el ácido tranexámico anti-fibrinolítico (TXA) (comoNegativo) y una nanopartícula pro-hemostática validada previamente en ensayos de hemorragia venosa de la cola murina. 15 Estos resultados demuestran la capacidad de este modelo para ser utilizado para evaluar los efectos hemostáticos o anticoagulantes en el establecimiento de hemorragia. La hemorragia no controlada suele ir acompañada de alteraciones hemodinámicas que son importantes para monitorizar. En la Figura 2, la presión arterial media (MAP) de ratones individuales después de la laceración hepática demuestra que se produce una caída precipitada y reproducible en MAP después de la laceración que da como resultado un estado de choque hemorrágico. Esto es importante ya que permite los efectos hemodinámicos de diferentes medidas de reanimación o intervención y permite una importante visión de la fisiología que rodea diversas condiciones experimentales. Si bien hay efectos hemodinámicos significativos después de la laceración hepática hemos encontrado tEl modelo se puede utilizar para evaluar los efectos de supervivencia ya que el modelo se ha evaluado hasta 72 h con una supervivencia del 56% en este momento ( Figura 3 ). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/55554/55554fig1.jpg" /> Figura 1: Validación de laceración hepática. ( A ) Pesos representativos del hıgado transectado. El peso medio del hígado fue 0,26 g con una desviación estándar de 0,02 gy un error estándar de la media de 0,01 g. Estos resultados demuestran la consistencia que puede obtenerse con la estimación visual de nuestra laceración del 75%. ( B ) Pérdida de sangre en gramos después del tratamiento previo con heparina, ácido tranexámico y una nanopartícula hemostática previamente validada. La pérdida de sangre media fue de 1,6, 0,60 y 0,65 g, respectivamente. Estos resultados validan la utilidad de este modelo para probar los efectos hemostáticos o anticoagulantes de un fármaco. Figura 2: Presión arterial media arterial después de la laceración del hígado. Los trazados gráficos de ratones individuales significan trazos de sangre arterial de más de 20 minutos que se sometieron a una operación simulada o la laceración hepática. La laceración hepática es seguida por una caída característica y precipitada de la presión arterial media (MAP) de los ratones que está ausente en los ratones operados simuladamente. <img alt="figura 3" src="/files/ftp_upload/55554/55554fig3.jpg" /> Figura 3: Curva de supervivencia de Kaplan-Meier después de la laceración del hígado. La supervivencia de 72 h en ratones que sufrieron la laceración hepática sin ningún tratamiento fue de 56%.

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Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring

La hemorragia incontrolada, una importante causa de mortalidad entre los pacientes con traumatismo, puede ser modelada usando una laceración hepática estándar en un modelo murino. Este modelo resulta en pérdida de sangre consistente, supervivencia, y permite la prueba de agentes hemostáticos. Este artículo proporciona el proceso paso a paso para realizar este valioso modelo.

El shock hemorrágico no controlado se modela a través de la laceración hepática en ratones con monitorización hemodinámica en tiempo real

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via ...

uncontrolled-hemorrhagic-shock-modeled-via-liver-laceration-mice-with

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

8.5K vistas.  University of Pittsburgh.  La hemorragia incontrolada, una importante causa de mortalidad entre los pacientes con traumatismo, puede ser modelada usando una laceración hepática estándar en un modelo murino. Este modelo resulta en pérdida de sangre consistente, supervivencia, y permite la prueba de agentes hemostáticos. Este artículo proporciona el proceso paso a paso para realizar este valioso modelo. 

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Fixed Volume or Fixed Pressure: A Murine Model of Hemorrhagic Shock

It is common knowledge that severe blood loss and traumatic injury can lead to a cascade of detrimental signaling events often resulting in mortality. 1, 2, 3, 4, 5 These signaling events can also lead to sepsis and/or multiple organ dysfunction (MOD). 6, 7, 8, 9 It is critical then to investigate the causes of suppressed immune function and detrimental signaling cascades in order to develop more effective ways to help patients who suffer from traumatic injuries. 10 This fixed pressure Hemorrhagic Shock (HS) procedure, although technically challenging, is an excellent resource for investigation of these pathophysiologic conditions. 11, 12, 13 Advances in the assessment of biological systems, i.e. Systems Biology have enabled the scientific community to further understand complex physiologic networks and cellular communication patterns. 14 Hemorrhagic Shock has proven to be a vital tool for unveiling these cellular communication patterns as they relate to immune function. 15, 16, 17, 18 This procedure can be mastered! This procedure can also be used as either a fixed volume or fixed pressure approach. We adapted this technique in the murine model to enhance research in innate and adaptive immune function. 19, 20, 21 Due to their small size HS in mice presents unique challenges. However due to the many available mouse strains, this species represents an unparalleled resource for the study of the biologic responses. The HS model is an important model for studying cellular communication patterns and the responses of systems such as hormonal and inflammatory mediator systems, and danger signals, i.e. DAMP and PAMP upregulation as it elicits distinct responses that differ from other forms of shock. 22, 23, 24, 25 The development of transgenic murine strains and the induction of biologic agents to inhibit specific signaling have presented valuable opportunities to further elucidate our understanding of the up and down regulation of signal transduction after severe blood loss, i.e. HS and trauma 26, 27, 28, 29, 30. 
There are numerous resuscitation methods (R) in association with HS and trauma. 31, 32, 33, 34 A fixed volume resuscitation method of solely lactated ringer solution (LR), equal to three times the shed blood volume, is used in this model to study endogenous mechanisms such as remote organ injury and systemic inflammation. 35, 36, 38 This method of resuscitation is proven to be effective in evaluating the effects of HS and trauma 38, 39.

The Hemorrhagic Shock model has been a reliable and reproducible resource facilitating the identification and understanding of signaling cascades associated with inflammation and end-organ damage after trauma. This article provides a step-by-step description of surgical and mechanical aspects associated with the Hemorrhagic Shock experimental procedure in mice.

Volumen fijo o fijado a presión: un modelo murino de shock hemorrágico

It is common knowledge that severe blood loss and traumatic injury can lead to a cascade of detrimental signaling events often resulting in mortality. 1, ...

Investigación

Medicina

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

Controlado lesiones laceración cervical en ratones

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

Real-time Cytotoxicity Assays in Human Whole Blood

A live cell-based whole blood cytotoxicity assay (WCA) that allows access to temporal information of the overall cell cytotoxicity is developed with high-throughput cell positioning technology. The targeted tumor cell populations are first preprogrammed to immobilization into an array format, and labeled with green fluorescent cytosolic dyes. Following the cell array formation, antibody drugs are added in combination with human whole blood. Propidium iodide (PI) is then added to assess cell death. The cell array is analyzed with an automatic imaging system. While cytosolic dye labels the targeted tumor cell populations, PI labels the dead tumor cell populations. Thus, the percentage of target cancer cell killing can be quantified by calculating the number of surviving targeted cells to the number of dead targeted cells. With this method, researchers are able to access time-dependent and dose-dependent cell cytotoxicity information. Remarkably, no hazardous radiochemicals are used. The WCA presented here has been tested with lymphoma, leukemia, and solid tumor cell lines. Therefore, WCA allows researchers to assess drug efficacy in a highly relevant ex&#160;vivo condition.

The whole blood cytotoxicity assay (WCA) is a cytotoxicity assay developed by incorporating high-throughput cell positioning technology with fluorescence microscopy and automated image processing. Here, we describe how lymphoma cells treated with an anti-CD20 antibody can be analyzed real-time in human whole blood to provide quantitative cellular cytotoxicity analysis.

En tiempo real Ensayos de citotoxicidad en sangre entera humana

A live cell-based whole blood cytotoxicity assay (WCA) that allows access to temporal information of the overall cell cytotoxicity is developed with ...

Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. However, due to the small size of the mouse, technical details of the intraoperative monitoring procedure suitable for the mouse were rarely described. Previously we have reported a monitoring procedure to obtain hemodynamic parameters for rats. Now, we adapted the procedure to acquire systemic and hepatic hemodynamic parameters in mice, a species ten-fold smaller than rats. This film demonstrates the instrumentation of the animals as well as the data acquisition process needed to assess systemic and hepatic hemodynamics in mice. Vital parameters, including body temperature, respiratory&#160;rate&#160;and heart&#160;rate were recorded throughout the whole procedure. Systemic hemodynamic parameters consist of carotid artery pressure (CAP) and central venous pressure (CVP). Hepatic perfusion parameters include portal vein pressure (PVP), portal flow rate as well as the flow rate of the common hepatic artery (table 1). Instrumentation and data acquisition to record the normal values was completed within 1.5 h. Systemic and hepatic hemodynamic parameters remained within normal ranges during this procedure.
This procedure is challenging but feasible. We have already applied this procedure to assess hepatic hemodynamics in normal mice as well as during 70% partial hepatectomy and in liver lobe clamping experiments. Mean PVP after resection (n= 20), was 11.41&#177;2.94 cmH2O which was significantly higher (P&#60;0.05) than before resection (6.87&#177;2.39 cmH2O). The results of liver lobe clamping experiment indicated that this monitoring procedure is sensitive and suitable for detecting small changes in portal pressure and portal flow rate. In conclusion, this procedure is reliable in the hands of an experienced micro-surgeon but should be limited to experiments where mice are absolutely needed.

This film demonstrates how to acquire systemic and hepatic hemodynamics in mice. The whole monitoring includes acquisition of vital parameters, systemic blood pressure, central venous pressure, common hepatic artery flow rate, and portal vein pressure as well as the portal flow rate in mice.

Monitoreo de Parámetros sistémicos y hemodinámicos hepática en ratones

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

Real-time Pressure-volume Analysis of Acute Myocardial Infarction in Mice

Acute myocardial infarction can lead to acute heart failure and cardiogenic shock. The evaluation of hemodynamics is critical for the evaluation of any potential therapeutic approach directed against acute left ventricular (LV) dysfunction. Current imaging modalities (e.g., echocardiography and magnetic resonance imaging) have several limitations since data on LV pressure cannot directly be measured. LV catheterization in mice undergoing coronary artery occlusion could serve as a novel method for a real-time evaluation of LV function.
At the beginning of the procedure, mice were anesthetized followed by endotracheal intubation. For LV catheterization, the right carotid artery was exposed via middle-neck incision. The catheter was introduced and placed into the LV cavity. Left thoracotomy was conducted and the left main coronary artery (LCA) was ligated. To induce reperfusion, the suture was released after 45 min. Pressure-volume data was recorded at all times.
Ligation of the LCA caused a decrease in LV systolic function as evidenced by a 30% reduction in stroke volume, LV ejection fraction (EF), and cardiac output. Maximum dP/dt as a parameter for LV contractility was also significantly reduced and diastolic function was severely impaired (minimum dP/dt -40%). Reperfusion over a period of 20 min did not lead to a complete recovery of LV function.
Real-time pressure-volume analysis served as a valid procedure for monitoring cardiac function during acute myocardial infarction in mice. Maintaining stable anesthesia and a standardized surgical approach was crucial to ensure valid results. As the early phase of acute myocardial infarction is critical for morbidity and mortality, the delineated method could be beneficial for preclinical evaluation of new strategies for cardioprotection.

Acute myocardial infarction in mice induces acute but incompletely characterized changes in left ventricular (LV) function. LV catheterization in mice undergoing coronary artery occlusion serves as a novel method for a real-time evaluation of LV function.

Análisis en tiempo real de presión-volumen del infarto agudo de miocardio en ratones

Acute myocardial infarction can lead to acute heart failure and cardiogenic shock. The evaluation of hemodynamics is critical for the evaluation of any ...

Complete and Partial Aortic Occlusion for the Treatment of Hemorrhagic Shock in Swine

Hemorrhage remains the leading cause of preventable deaths in trauma. Endovascular management of non-compressible torso hemorrhage has been at the forefront of trauma care in recent years. Since complete aortic occlusion presents serious concerns, the concept of partial aortic occlusion has gained a growing attention. Here, we present a large animal model of hemorrhagic shock to investigate the effects of a novel partial aortic balloon occlusion catheter and compare it with a catheter that works on the principles of complete aortic occlusion. Swine are anesthetized and instrumented in order to conduct controlled fixed-volume hemorrhage, and hemodynamic and physiological parameters are monitored. Following hemorrhage, aortic balloon occlusion catheters are inserted and inflated in the supraceliac aorta for 60 min, during which the animals receive whole-blood resuscitation as 20% of the total blood volume (TBV). Following balloon deflation, the animals are monitored in a critical care setting for 4 h, during which they receive fluid resuscitation and vasopressors as needed. The partial aortic balloon occlusion demonstrated improved distal mean arterial pressures (MAPs) during the balloon inflation, decreased markers of ischemia, and decreased fluid resuscitation and vasopressor use. As swine physiology and homeostatic responses following hemorrhage have been well-documented and are like those in humans, a swine hemorrhagic shock model can be used to test various treatment strategies. In addition to treating hemorrhage, aortic balloon occlusion catheters have become popular for their role in cardiac arrest, cardiac and vascular surgery, and other high-risk elective surgical procedures.

Here, we present a protocol demonstrating a hemorrhagic shock model in swine that uses aortic occlusion as a bridge to definitive care in trauma. This model has application in testing a wide range of surgical and pharmacological therapeutic strategies.

Completa y parcial obstrucción aórtica para el tratamiento del choque hemorrágico en cerdos

Hemorrhage remains the leading cause of preventable deaths in trauma. Endovascular management of non-compressible torso hemorrhage has been at the ...

Measurement of the Hepatic Venous Pressure Gradient and Transjugular Liver Biopsy

Here we provide a detailed protocol describing the clinical procedure of hepatic venous pressure gradient (HVPG) measurement in patients with advanced chronic liver disease followed by an instruction for transjugular biopsy. Under local anesthesia and ultrasound guidance, a catheter introducer sheath is placed in the right internal jugular vein. Using&#160;fluoroscopic guidance, a balloon catheter is advanced into the inferior vena cava (IVC) and inserted into a large hepatic vein. Correct and sufficient wedge position of the catheter is ensured by injecting contrast media while the balloon is blocking the outflow of the cannulated hepatic vein. After calibrating the external pressure transducer, continuous pressure recordings are obtained with triplicate recordings of the wedged hepatic venous pressure (WHVP) and free hepatic venous pressure (FHVP). The difference between FHVP and WHVP is referred to as HVPG, with values &#8805;10 mm Hg indicating clinically significant portal hypertension (CSPH). Before removing the catheter, pressure readings obtained in the IVC at the same level, as well as the right atrial pressure are recorded.
Finally, a transjugular liver biopsy can be obtained via the same vascular route. Different systems are available; however, core biopsy needles are preferred over aspiration needles, especially for cirrhotic livers. Again, under fluoroscopic guidance a biopsy needle introducer sheath is advanced into an hepatic vein. Next, the transjugular biopsy needle is gently advanced through the introducer sheath: (i) in case of aspiration biopsy, the needle is advanced into the liver parenchyma under aspiration and then removed quickly, or (ii) in case of a core biopsy, the cutting-mechanism is triggered inside the parenchyma. Several separate passages can be safely performed to obtain sufficient liver specimens via transjugular biopsy. In experienced hands, the combination of these procedures takes about 30-45 min.

Here, we present a protocol for measurement of hepatic venous pressure gradient (HVPG),the gold standard to diagnose clinically significant portal hypertension. Moreover, we describe how to perform a transjugular liver biopsy within the same session.

Medición del gradiente de presión venosa hepática y biopsia de hígado transjugular

Here we provide a detailed protocol describing the clinical procedure of hepatic venous pressure gradient (HVPG) measurement in patients with advanced ...

Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an insufficient oxygen supply and irreversible organ failure. The brain exerts only limited compensation capacities and is particularly at high risk of severe hypoxic damage.This article demonstrates the reproducible induction of life-threatening hemorrhagic shock in a porcine model by means of calculated blood withdrawal. We titrate shock induction guided by near-infrared spectroscopy&#160;and extended hemodynamic monitoring to display systemic circulatory failure, as well as cerebral microcirculatory oxygen depletion. In comparison to similar models that primarily focus on predefined removal volumes for shock induction, this approach highlights a titration by means of the resulting failure of macro- and microcirculation.

Hemorrhagic shock is a severe complication in seriously injured patients, which leads to life-threatening oxygen undersupply. We present a standardized method to induce hemorrhagic shock via blood withdrawal in pigs that is guided by hemodynamics and microcirculatory cerebral oxygenation.

Inducción de choque hemorrágico estandarizada guiada por oximetría cerebral y monitoreo hemodinámico extendido en cerdos

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an ...

Real-Time Monitoring of Neurocritical Patients with Diffuse Optical Spectroscopies

Neurophysiological monitoring is an important goal in the treatment of neurocritical patients, as it may prevent secondary damage and directly impact morbidity and mortality rates. However, there is currently a lack of suitable non-invasive, real-time technologies for continuous monitoring of cerebral physiology at the bedside. Diffuse optical techniques have been proposed as a potential tool for bedside measurements of cerebral blood flow and cerebral oxygenation in case of neurocritical patients. Diffuse optical spectroscopies have been previously explored to monitor patients in several clinical scenarios ranging from neonatal monitoring to cerebrovascular interventions in adults. However, the feasibility of the technique to aid clinicians by providing real-time information at the bedside remains largely unaddressed. Here, we report the translation of a diffuse optical system for continuous real-time monitoring of cerebral blood flow, cerebral oxygenation, and cerebral oxygen metabolism during intensive care. The real-time feature of the instrument could enable treatment strategies based on patient-specific cerebral physiology rather than relying on surrogate metrics, such as arterial blood pressure. By providing real-time information on the cerebral circulation at different time scales with relatively cheap and portable instrumentation, this approach may be especially useful in low-budget hospitals, in remote areas and for&#160;monitoring in open fields (e.g., defense and sports).

Presented here is a protocol for non-invasively monitoring cerebral hemodynamics of neurocritical patients in real-time and at the bedside using diffuse optics. Specifically, the proposed protocol uses a hybrid diffuse optical systems to detect and display real-time information on cerebral oxygenation, cerebral blood flow and cerebral metabolism.

Monitorización en tiempo real de pacientes neurocríticos con espectroscopias ópticas difusas

Neurophysiological monitoring is an important goal in the treatment of neurocritical patients, as it may prevent secondary damage and directly impact ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, including ischemia-reperfusion injury (IRI) of extrahepatic organs. This model requires numerous experiments and devices. The duration of anhepatic phase is closely related to the time to develop IRI after transplantation. In this experiment, we used hemodynamic changes to induce extrahepatic organ damage in rats and determined the maximum tolerance time. The time until the most severe organ injury varied for different organs. This method can easily be replicated and can also be used to study IRI of the extrahepatic organs after liver transplantation.

This paper provides a detailed description of how to build an animal model of the anhepatic phase (liver ischemia) in rats to facilitate basic research into ischemia-reperfusion injury after liver transplantation.

Lesión de isquemia-reperfusión de órganos mediante la simulación de cambios hemodinámicos en el modelo de trasplante de hígado de rata

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...