Este trabajo fue apoyado en parte por una subvención del NIH (HL098228 SR1) de CKB.

NOTA: Todos los animales procedimientos fueron aprobados por el Comité del Hospital Institucional Cuidado de Animales y Uso de los Niños de Nationwide. 1. Injerto de fabricación <ol><li> Hacer la solución ε-caprolactona y L-lactida copolímero P (LA / CL) mediante la adición de 100 mg de P (LA / CL) en 2 ml de dioxano bajo una campana de humos. Coloque la solución en un vórtice y se mezcla continuamente durante 1 a 1,5 horas para disolver completamente. </li><li> Mientras tanto, quitar una hoja de ácido poliglicólico (PGA) se sintió desde el congelador y cortar varias secciones 5 x 8 mm. También cortar la punta de un 0,1-10 l pipeta justo por encima del filtro. </li><li> Inserte una aguja de 19 (1,5 longitud) en el extremo distal de una punta de pipeta y envolver la PGA se sintió alrededor de la aguja utilizando micro forceps. </li><li> Empuje con cuidado el fieltro en el extremo distal de la punta de la pipeta, donde el lumen es más recto que la parte proximal, utilizando una aguja roma 18 g, mientras que el G aguja 19 se inserta en él. </li><li> Pipeta40 l P (CL / LA) solución en la punta de la pipeta de la parte superior. Saturar el PGA sentía con la solución. Luego empuje las burbujas de aire utilizando un dispensador de la pipeta. Repita este proceso si es necesario. </li><li> Coloque los injertos en un tubo de 50 ml y la colocan en un congelador de -80 ° C durante 20 min. Asegúrese de que el jefe de las agujas de bruces. </li><li> Transferir el tubo en un liofilizador y aspirar durante 24 horas. Asegúrese de abrir la tapa del tubo para que el flujo de aire. </li><li> Saque los injertos y sacarlos de las agujas. Corte ambos extremos del injerto dejando una sección de ~ 5 mm y volver a ponerlos sobre las agujas para mantener su forma. Mantener los injertos en un desecador. </li><li> Coloque el andamio a la luz ultravioleta en una siembra de células bioseguridad capó O / N antes. </li></ol> 2. Mononucleares de médula ósea La recolección de la célula y aislamiento <ol><li> La eutanasia a los ratones con sobredosis de ketamina / xilazina (ketamina, 200 mg / kg y xilazina, 20 mg / kg). </li><li> Quite los huesos (fémur und tibias) de 3 ratones durante 10 implantaciones de injerto y colocar en una placa de Petri con 10 cc RPMI. Corte ambos extremos de los huesos y médula ósea ras utilizando una jeringa con una aguja de calibre 25 en una nueva placa de Petri con medio RPMI 3 cc. Recoger la médula ósea y la solución de RPMI en un tubo de 15 cc y se lava la placa de Petri con medio RPMI adicional 2 cc para recoger el resto de BM. </li><li> Toma de muestras (5-10 l) y el recuento de células utilizando un contador de células automatizado o hemocitómetro. Registre el resultado. </li><li> Ponga 5 cc de Ficoll en un tubo de centrífuga de 15 cc y añadir la médula ósea y la solución de RPMI. Añadir la solución muy suavemente para evitar que se mezcla con Ficoll. </li><li> Centrifugar a 528 xg durante 30 minutos con &quot;NO FRENO&quot; a 24 ° C. </li><li> Retire la capa rosada superior. Recoger la capa intermedia clara la Figura 1, que es la capa de MNC, y diluirla con PBS 1:01. </li><li> Centrifugar la solución MNC diluido a 528 xg durante 10 min a 24 ° C. </li><li> Eliminar el sobrenadante y dilaúd el sedimento con 5 ml de PBS. </li><li> Centrifugar la solución de pellets a 528 xg durante 10 min a 24 ° C. </li><li> Eliminar el sobrenadante. Diluir el sedimento con el volumen apropiado de medio RPMI (~ 200 l). </li><li> Tomar una muestra de l 5-10 y contar las células utilizando un contador de células automatizado o hemocitómetro. Registre el resultado. Repita la célula contando una vez más y calcular el número medio de celda. </li><li> Diluir concentración de células a 1.000.000 células/10 l usando medio RPMI. </li></ol> 3. Siembra de células <ol><li> Andamio prehumedecido añadiendo 5 l RPMI luminally durante 5 minutos, luego retire RPMI. </li><li> Añadir 10 l de médula ósea procedentes de células mononucleares en RPMI del Paso 2,12 a luz andamios y esperar 10 minutos para permitir que las células se unan al andamio. </li><li> Cortar una aguja de 19 G hasta 1 cm de longitud y poner la aguja en el lumen del andamio para mantener la forma del andamio. Colocar la muestra en una placa de 24 pocillos. &lt;/ Li&gt; <li> Añadir 1000 l de RPMI a cada pocillo e incubar O / N en una incubadora. </li></ol> 4. Injerto de implantación <ol><li> Autoclave todas las herramientas quirúrgicas antes de la cirugía: 1x tijeras finas, 3x fórceps micro, pinzas vasculares micro de 2x, abrazadera 1x fórceps soliciten, sostenedor 1x micro aguja, tijeras de primavera 1x, 1x retractor. </li><li> 6-8 semanas de edad hembra C57BL / 6 se utilizan como ingeniería tisular receptores de injertos vasculares. Eliminar el ratón de su jaula y se pesa, entonces anestesiar a través de una inyección intraperitoneal en el cuadrante inferior derecho del abdomen con un cóctel de ketamina / xilazina (ketamina, 100 mg / kg y xilazina, 10 mg / kg). Ketoprofeno (5 mg / kg, ip) se usa como un analgésico de pre-anestesia. </li><li> Compruebe el nivel de sedación por pellizcos cuento, a continuación, cortar el pelo abdominal. Lubricar los ojos con un ungüento oftálmico estéril y colocar el ratón en una posición de decúbito dorsal sobre una almohadilla. Desinfectar el abdomen con almohadillas de betadine y alcohol. CoVer el ratón con un paño estéril y exponer sólo el área de la incisión. </li><li> Hacer una laparotomía de la línea media de la incisión por debajo de la xifoides a la región suprapúbica, e insertar un retractor de auto-retención. Envuelva los intestinos en solución salina gasa humedecida. Francamente definir la aorta infrarrenal y la vena cava. </li><li> Coloque dos pinzas vasculares micro tanto en lados proximal y distal de la aorta y la vena cava a continuación, separar sin rodeos la aorta desde la vena cava Transecta la vena cava. Si es necesario, ligar las ramas de la aorta abdominal con suturas monofilamento 10-0 sobre agujas afiladas. </li><li> Implantar una vena cava inferior con injerto de interposición extremo proximal y distal para terminar con anastomosis utilizando un 10-0 sutura estéril. Recorte el injerto, generalmente de 1-2 mm, dependiendo de la anatomía del ratón. Asegurar el injerto con una puntada en ambos extremos proximal y distal y empezar a suturar continuamente con 4-5 puntos de sutura desde el otro lado del injerto. Después de terminar la parte frontal, voltear las abrazaderas y los injertoshasta el otro lado y suturar la parte de atrás del injerto. Durante la implantación, lave el injerto con solución de heparina con frecuencia para prevenir la trombosis aguda. </li><li> Retire la abrazadera proximal y controlar la hemorragia mediante la aplicación de un agente de hemostato absorbible estéril tópica. Cuando la hemorragia se detiene por completo, retire la pinza distal y controlar la hemorragia de la misma manera. Hacer flujos sanguíneos seguros a través del injerto. </li><li> Cierre la musculatura abdominal y la piel de dos capas usando una sutura monofilamento 6-0 poliamida negro con aguja enhebrada incluido. </li><li> Inyectar 0,5 ml de solución salina por vía subcutánea y colocar el ratón en una jaula de recuperación en una almohadilla térmica hasta que el ratón es completamente móvil. Después de la recuperación, devuelva el ratón a una nueva jaula con ropa de cama de papel. Déle medicina para el dolor (ibuprofeno, 30 mg / kg, el agua potable) durante 48 horas. </li></ol>

<ol>
	<li>Heart Association, A. m. e. r. i. c. a. n. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+Disease+and+Stroke+Statistics&#8212;2012+Update.">Heart Disease and Stroke Statistics&#8212;2012 Update.</a> Circulation. 125, (2012).</li><li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Creation+Of+Viable+Pulmonary+Artery+Autografts+Through+Tissue+Engineering.">Creation Of Viable Pulmonary Artery Autografts Through Tissue Engineering.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 115, 536-546 (1998).</li><li>Hibino, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Late-term+results+of+tissue-engineered+vascular+grafts+in+humans.">Late-term results of tissue-engineered vascular grafts in humans.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 139, 431-436 (2010).</li><li>Shin'oka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Midterm+clinical+result+of+tissue-engineered+vascular+autografts+seeded+with+autologous+bone+marrow+cells.">Midterm clinical result of tissue-engineered vascular autografts seeded with autologous bone marrow cells.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 129, 1330-1338 (2005).</li><li>Brennan, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-engineered+vascular+grafts+demonstrate+evidence+of+growth+and+development+when+implanted+in+a+juvenile+animal+model.">Tissue-engineered vascular grafts demonstrate evidence of growth and development when implanted in a juvenile animal model.</a> Ann Surg. 248, 370-377 (2008).</li><li>Roh, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Construction+of+an+autologous+tissue-engineered+venous+conduit+from+bone+marrow-derived+vascular+cells:+optimization+of+cell+harvest+and+seeding+techniques.">Construction of an autologous tissue-engineered venous conduit from bone marrow-derived vascular cells: optimization of cell harvest and seeding techniques.</a> Journal of Pediatric Surgery. 42, 198-202 (2007).</li><li>Hibino, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-engineered+vascular+grafts+form+neovessels+that+arise+from+regeneration+of+the+adjacent+blood+vessel.">Tissue-engineered vascular grafts form neovessels that arise from regeneration of the adjacent blood vessel.</a> The FASEB Journal. 25, 2731-2739 (2011).</li><li>Hibino, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+critical+role+for+macrophages+in+neovessel+formation+and+the+development+of+stenosis+in+tissue-engineered+vascular+grafts.">A critical role for macrophages in neovessel formation and the development of stenosis in tissue-engineered vascular grafts.</a> The FASEB Journal. 25, 4253-4263 (2011).</li><li>Naito, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+the+Natural+History+of+Extracellular+Matrix+Production+in+Tissue-Engineered+Vascular+Grafts+during+Neovessel+Formation.">Characterization of the Natural History of Extracellular Matrix Production in Tissue-Engineered Vascular Grafts during Neovessel Formation.</a> Cells Tissues Organs. 195, 60-72 (2012).</li><li>Naito, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+Burst+Pressure:+Initial+Evaluation+of+the+Natural+History+of+the+Biaxial+Mechanical+Properties+of+Tissue+Engineered+Vascular+Grafts+in+the+Venous+Circulation+Using+a+Murine+Model.">Beyond Burst Pressure: Initial Evaluation of the Natural History of the Biaxial Mechanical Properties of Tissue Engineered Vascular Grafts in the Venous Circulation Using a Murine Model.</a> Tissue Eng. Part A. 20, (2013).</li><li>Mirensky, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-engineered+vascular+grafts:+does+cell+seeding+matter.">Tissue-engineered vascular grafts: does cell seeding matter.</a> Journal of Pediatric Surgery. 45, 1299-1305 (2010).</li><li>Roh, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-engineered+vascular+grafts+transform+into+mature+blood+vessels+via+an+inflammation-mediated+process+of+vascular+remodeling.">Tissue-engineered vascular grafts transform into mature blood vessels via an inflammation-mediated process of vascular remodeling.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 4669-4674 (2010).</li><li>Mirensky, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-engineered+arterial+grafts:+long-term+results+after+implantation+in+a+small+animal+model.">Tissue-engineered arterial grafts: long-term results after implantation in a small animal model.</a> Journal of Pediatric Surgery. 44, 1127-1133 (2009).</li><li>Lee, Y. U., Naito, Y., Kurobe, H., Breuer, C. K., Humphrey, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biaxial+mechanical+properties+of+the+inferior+vena+cava+in+C57BL/6+and+CB-17+SCID/bg+mice.">Biaxial mechanical properties of the inferior vena cava in C57BL/6 and CB-17 SCID/bg mice.</a> Journal of Biomechanics. 46, 2277-2282 (2013).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El modelo de ratón de TEVG es una herramienta valiosa para estudiar los mecanismos celulares y moleculares de la formación neotejido y el desarrollo de la estenosis. La cabeza de serie BM-MNC se muestra en ambas imágenes histológicas y de SEM de las células sembradas sobre el injerto 11. La eficiencia de la siembra de células también se demostró usando un ensayo de ADN 7. El uso de este sistema modelo se demostró que la siembra de células reduce la incidencia del desarrollo de la estenosis TEVG, que era el principal modo de fallo en nuestro ensayo clínico humano 3. Las células sembradas desaparecieron rápidamente de la TEVG, lo que sugiere que ejercen su efecto a través de un mecanismo de 8,12 paracrina. Se ha demostrado también que la formación de neovasos es un proceso regenerativo-inmune mediada, y que la de neovasos surge de crecimiento hacia el interior de las células vasculares (CE y SMC) de la pared del vaso vecina a lo largo de la superficie luminal del andamio. Por otra parte, la infiltración de macrófagos normales es esencial para la formación de neotejido vascular,pero cuando este proceso es excesiva que conduce al desarrollo de la estenosis TEVG 7,8. Estos resultados muestran la importancia de este modelo de ratón para la enfermedad humana. Las técnicas de microcirugía se pueden adaptar a otras aplicaciones vasculares, incluyendo injertos arteriales 13 y la arteria a la fístula venosa. Operamos más de 1.000 implantaciones IVC interposición de injerto de cada año y la tasa de mortalidad es inferior al 1%. Para una exitosa implantación del injerto, hay varios puntos importantes a mencionar. En primer lugar, se prefiere la anestesia inyectable para esta operación debido a que es necesario girar el ratón alrededor varias veces durante la anastomosis. El efecto de la anestesia general dura alrededor de una hora y todo el tiempo de la cirugía para un cirujano experto micro es de aproximadamente 30-45 min, lo que proporciona suficiente tiempo para completar la cirugía. Si el animal se despierta durante la cirugía, 0,05-0,1 ml de un cóctel de anestesia pueden ser inyectados intramuscularcular. En segundo lugar, la mayor parte de las pequeñas ramas aórticas necesita para ser ligado a prevenir el exceso de pérdida de sangre, mientras que la separación de la vena cava inferior y la aorta de la zona abdominal. También hay que tener en cuenta de no lesionar la vena cava inferior, cuando se separa de la aorta. En tercer lugar, cuando se suturó el injerto, los primeros dos suturas en ambos lados son los pasos más importantes de todo el proceso. Cuando no se colocan con cuidado, es difícil separar las capas anterior y posterior de la VCI. Si las capas no están claramente identificados, hay una mayor probabilidad de suturar accidentalmente juntos. Aunque la sutura de la VCI para el injerto, es importante no estirar la VCI, que puede causar el desgarro. También asegúrese de no cortar demasiado IVC para reemplazar la misma longitud del injerto. Por lo general aproximadamente 1 a 2 mm de IVC se eliminó para reemplazar un 3 a 5 mm del injerto debido a la tensión longitudinal de la VCI. Si se retira la misma longitud de la VCI, se hace anastomosismosis extremadamente difícil. En cuarto lugar, hay una gran tensión a la tensión variaciones con respecto a la formación y el desarrollo TEVG estenosis. Por ejemplo, no cabeza de serie C57BL / 6 ratones (tipo salvaje) mostró una tasa mucho más alta de la estenosis de SCID / bg ratones (ratones inmunodeficientes) 8,12. Además, a partir de nuestra experiencia, los ratones SCID / bg son mucho más fáciles de operar en comparación con ratones C57BL / 6 debido a su más rígida de la pared IVC 14. Tenga esto en cuenta cuando se trabaja en una nueva cepa de ratones. La fabricación del injerto, BM-MNC cosecha y procesos de siembra de células son sencillo, sólo hay un par de procesos para ser consciente de. En primer lugar, para la fabricación de injerto, es muy importante que no se &#39;montón&#39; el fieltro mientras que empujarla con la aguja roma 18 G. Hemos intentado diferentes métodos para empujar el fieltro hasta el extremo distal de las puntas de pipeta. Empujar el injerto con una aguja roma mostró el mejor resultado, con diferencia. El interiordiámetro de la aguja de punta roma es ligeramente más grande que el diámetro exterior de la aguja que el fieltro se envuelve alrededor. Por lo tanto, la aguja más pequeña puede deslizarse ajustadamente en la aguja de punta roma más grande y el fieltro posteriormente puede ser empujado hacia abajo con cantidades iguales de fuerza alrededor de la circunferencia del fieltro, que evitará el amontonamiento del fieltro. Hemos observado anteriormente que los injertos agrupados mostraron baja permeabilidad a las 2 semanas. Además, es crítico para eliminar todas las burbujas porque las burbujas se causar agujeros en la superficie y la sangre andamio se fuga a través del agujero después de la implantación. En segundo lugar, cuando los huesos están separados por BM-MNC cosecha, asegúrese de limpiar el hueso tanto como sea posible para que no se incluyen demasiado músculo o pelo. Si es necesario, se recomienda usar un filtro de tejido antes de que el proceso de centrifugación de densidad. Este modelo de TEVG funcionó bien en la circulación venosa, que es un sistema de baja presión y alto flujo. Sin embargo, en la circulación arterial, unaalta presión y el sistema de flujo alta, que observaron altas tasas de ruptura con injertos de PGA debido a su característica de la degradación rápida. Lo que significa que el injerto pierde su resistencia estructural ante la neotejido gana suficiente fuerza para resistir la presión arterial. Hemos utilizado el ácido poliláctico (PLA) injertos previamente, pero mostró una alta prevalencia de formación de aneurismas. También se tarda más de 2 años en degradarse completamente PLA in vivo, que es más de la vida de los ratones. Para una futura aplicación en las técnicas de fabricación de injerto circulación arterial, por ejemplo, un injerto electrospun está actualmente en desarrollo.

Las cardiopatías congénitas son enfermedades graves que afectan a casi el 8% de los nacimientos vivos en los Estados Unidos. Aproximadamente el 25% de los recién nacidos con defectos congénitos del corazón o de 2,4 por 1.000 nacidos vivos, requieren tratamiento invasivo en el primer año de su vida 1. El tratamiento más efectivo para la enfermedad cardiaca congénita es la cirugía reconstructiva. Por desgracia, las complicaciones derivadas de la utilización de conductos vasculares actualmente disponibles son la causa más importante de morbilidad y mortalidad postoperatorias. Para solucionar este problema, hemos desarrollado los primeros ingeniería tisular injertos vasculares (TEVGs) para uso clínico 2. TEVGs se construyeron a partir de tubos de poliéster biodegradables sembradas con médula ósea autóloga células mononucleares derivadas (CMN-MO) y implantados como conductos venosos para la cirugía cardíaca congénita. Los resultados mostraron excelentes tasas de permeabilidad a 1-3 años de seguimiento, pero con incidencia significativa de la estenosis <shasta&gt; 3,4. Estaba claro que era necesaria una mejor comprensión de la formación neotejido vascular y el mecanismo subyacente a la aparición de estenosis TEVG. Con el fin de comprender mejor el desarrollo de TEVGs y el mecanismo de desarrollo de la estenosis, un modelo ovino se ha creado 5,6. En este modelo, los TEVGs transformaron con éxito en los vasos que viven y fueron similares tanto en la morfología y la función de las venas nativas. Este uso de un modelo animal de gran tamaño era un buen primer paso para proporcionar información importante sobre la pre-clínico que ayudó el uso clínico de TEVGs. Sin embargo, la plena comprensión de los mecanismos celulares y moleculares de la formación neotejido vascular en TEVGs utilizando modelos animales grandes es limitada, debido a las limitaciones en la caracterización molecular de fenotipos de células vasculares debido a la falta de especies de herramientas moleculares específicas. Para superar estas deficiencias, un modelo murino de TEVGs fue desarrollado por razón del rápido avance de la genética del ratón y su extensa moleculacaracterización r con la ventaja añadida de una escala de tiempo más corta. El modelo murino interposición IVC recapitula fielmente el proceso de formación de neovasos que se produce en grandes animales y los seres humanos, pero durante un transcurso de tiempo mucho más corto 6-9. Aquí, un protocolo detallado para la fabricación del injerto a pequeña escala usando andamios biodegradables, se describe BM MNC-recolección y el aislamiento, la BM MNC-siembra en andamio, y la implantación del injerto en un modelo murino.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:616px;" width="615">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Name</td>
			<td style="width:139px;">Company</td>
			<td style="width:133px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:168px;">Comments</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">polyglycolic acid (PGA) felt</td>
			<td>Biomedical Structures</td>
			<td></td>
			<td>Custome ordered</td>
		</tr>
		<tr height="45">
			<td height="45" style="height:45px;width:176px;">&#603;-caprolactone and L- 
			lactide copolymer P(LA/CL)&#160;</td>
			<td>Gunze Inc.</td>
			<td></td>
			<td>Custome ordered</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Pipet tip, 0.1-10 &#956;l&#160;</td>
			<td>Fisher Sientific</td>
			<td>02-707-456</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Lyophilizer&#160;</td>
			<td>Labconco</td>
			<td>7070020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">RPMI medium 1604</td>
			<td>gibco</td>
			<td>11875-093</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Petri dish</td>
			<td>BD</td>
			<td>353003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:176px;">24 well plate</td>
			<td>Corning</td>
			<td>3526</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">15cc tube&#160;</td>
			<td>BD</td>
			<td>352096</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Ficoll</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>10831-100ml</td>
			<td>Also called &#39;Histopaque&#39;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">DPBS</td>
			<td>gibco</td>
			<td>14190-144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="39">
			<td height="39" style="height:39px;width:176px;">Littauer Bone Cutter 4.5&#34; Straight</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-8480</td>
			<td>For BM harvesting</td>
		</tr>
		<tr height="27">
			<td height="27" style="height:27px;width:176px;">Forceps 4.5&#34;</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-8120</td>
			<td>For BM harvesting</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Scissors 4.5&#34;</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5912</td>
			<td>For BM harvesting</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:176px;">Microscope</td>
			<td style="width:139px;">Leica</td>
			<td style="width:133px;">M80</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:176px;">C57BL/6J (H-2b), Female</td>
			<td style="width:139px;">Jackson Laboratories&#160;</td>
			<td style="width:133px;">664</td>
			<td style="width:168px;">8-12 weeks</td>
		</tr>
		<tr height="39">
			<td height="39" style="height:39px;width:176px;">Ketamine Hydrochloride Injection</td>
			<td style="width:139px;">Hospira Inc.</td>
			<td style="width:133px;">NDC 0409-2053</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Xylazine Sterile Solution</td>
			<td style="width:139px;">Akorn Inc.</td>
			<td style="width:133px;">NADA# 139-236</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;width:176px;">ketoprofen</td>
			<td style="width:139px;">Fort Dodge Animal Health</td>
			<td style="width:133px;">NDC 0856-4396-01</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;width:176px;">Ibuprofen</td>
			<td style="width:139px;">PrecisionDose</td>
			<td style="width:133px;">NDC 68094-494-59</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="37">
			<td height="37" style="height:37px;width:176px;">Heparin Sodium</td>
			<td style="width:139px;">Sagent Pharmaceticals</td>
			<td style="width:133px;">NDC 25021-400</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="39">
			<td height="39" style="height:39px;width:176px;">Saline solution (Sterile 0.9% Sodium Chloride)</td>
			<td style="width:139px;">Hospira Inc.</td>
			<td style="width:133px;">NDC 0409-0138-22</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="39">
			<td height="39" style="height:39px;width:176px;">0.9% Sodium Chloride Injection</td>
			<td style="width:139px;">Hospira Inc.</td>
			<td style="width:133px;">NDC 0409-4888-10</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:176px;">Petrolatum Ophthalmic Ointment</td>
			<td style="width:139px;">Dechra Veterinary Products</td>
			<td style="width:133px;">NDC 17033-211-38</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Iodine Prep Pads</td>
			<td style="width:139px;">Triad Disposables, Inc.</td>
			<td style="width:133px;">NDC 50730-3201-1</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Alcohol Prep Pads</td>
			<td style="width:139px;">McKesson Corp.</td>
			<td style="width:133px;">NDC 68599-5805-1</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Cotton tipped applicators</td>
			<td style="width:139px;">Fisher Sientific</td>
			<td style="width:133px;">23-400-118</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:176px;">Fine Scissor</td>
			<td style="width:139px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">14028-10</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Micro-Adson Forcep</td>
			<td style="width:139px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">11018-12</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:176px;">Clamp Applying Forcep</td>
			<td style="width:139px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">00072-14</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">S&#38;T Vascular Clamp</td>
			<td style="width:139px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">00396-01</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">Spring Scissors</td>
			<td style="width:139px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">15008-08</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Colibri Retractors</td>
			<td style="width:139px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">17000-04</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Dumont #5 Forcep</td>
			<td style="width:139px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">11251-20&#160;</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Dumont #7 - Fine Forceps</td>
			<td style="width:139px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">11274-20</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Dumont #5/45 Forceps</td>
			<td style="width:139px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">11251-35</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Tish Needle Holder/Forceps</td>
			<td style="width:139px;">Micrins</td>
			<td style="width:133px;">MI1540</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;width:176px;">Black Polyamide Monofilament Suture, 10-0</td>
			<td style="width:139px;">AROSurgical Instruments Corporation</td>
			<td style="width:133px;">TI638402</td>
			<td style="width:168px;">For sutureing the graft</td>
		</tr>
		<tr height="37">
			<td height="37" style="height:37px;width:176px;">Black Polyamide Monofilament Suture, 6-0</td>
			<td style="width:139px;">AROSurgical Instruments&#160;</td>
			<td style="width:133px;">SN-1956</td>
			<td style="width:168px;">For musculature and skin closure</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Non-Woven Songes</td>
			<td style="width:139px;">McKesson Corp.</td>
			<td style="width:133px;">94442000</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Absorbable hemostat</td>
			<td style="width:139px;">Ethicon</td>
			<td style="width:133px;">1961</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:176px;">1 ml Syringe</td>
			<td style="width:139px;">BD</td>
			<td style="width:133px;">309659</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:176px;">3 ml Syringe</td>
			<td style="width:139px;">BD</td>
			<td style="width:133px;">309657</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:176px;">10 ml Syringe</td>
			<td style="width:139px;">BD</td>
			<td style="width:133px;">309604</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">18G 1 1/2 in, Needle</td>
			<td style="width:139px;">BD</td>
			<td style="width:133px;">305190</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">25G 1 in., Needle</td>
			<td style="width:139px;">BD</td>
			<td style="width:133px;">305125</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">30G 1 in., Needle</td>
			<td style="width:139px;">BD</td>
			<td style="width:133px;">305106</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Warm Water Recircultor</td>
			<td style="width:139px;">Gaymar</td>
			<td style="width:133px;">TP-700</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Warming Pad</td>
			<td style="width:139px;">Gaymar</td>
			<td style="width:133px;">TP-22G</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Trimmer</td>
			<td style="width:139px;">Wahl</td>
			<td style="width:133px;">9854-500</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

implantation of inferior vena cava interposition graft in mouse model

Andamios biodegradables sembrados con células mononucleares de médula ósea (BMC) se utilizan a menudo para la cirugía reconstructiva para tratar las anomalías cardíacas congénitas. Los resultados clínicos a largo plazo mostraron excelentes tasas de permeabilidad, sin embargo, con una incidencia significativa de la estenosis. Para investigar los mecanismos celulares y moleculares de la formación neotejido vascular y prevenir el desarrollo de estenosis en la ingeniería tisular injertos vasculares (TEVGs), hemos desarrollado un modelo de ratón del injerto con aproximadamente 1 mm de diámetro interno. En primer lugar, los TEVGs fueron ensambladas a partir de los andamios tubulares biodegradables fabricadas a partir de un material no tejido de ácido poliglicólico sintieron malla recubierta con copolímero de ε-caprolactona y L-lactida. Los andamios se colocaron entonces en un liofilizador, la aspiradora durante 24 horas, y se almacenaron en un desecador hasta la siembra de células. En segundo lugar, la médula ósea se obtuvieron de ratones donantes y las células mononucleares se aislaron por centrifugación en gradiente de densidad. En tercer lugar, aproximadamente un millón de células fueronsembradas en un andamio y se incubaron O / N. Por último, las células sembradas se implantan a continuación como injertos de interposición de la vena cava infrarrenal en ratones C57BL / 6. Los injertos implantados demostraron excelente permeabilidad (&gt; 90%) sin evidencia de complicaciones tromboembólicas o formación de aneurisma. Este modelo murino nos ayudará en la comprensión y la cuantificación de los mecanismos celulares y moleculares de la formación de neotejido en el TEVG.

Un diagrama esquemático de la implantación TEVG se muestra en la Figura 1. La médula ósea fue cosechada de un ratón donante y mono células nucleares se aislaron mediante centrifugación de densidad y luego sembró en un andamio biodegradable. Las células sembradas se incubaron O / N y se implantaron a un ratón receptor como una vena cava interposición de injerto inferior. La Figura 2 ilustra la microscopía electrónica de barrido del andamio PGA-P (CL / LA). El diámetro interno era de aproximadamente 1 mm y el espesor de pared fue de aproximadamente 0,17 mm. La porosidad total fue de 78,5% y la media de tamaños de poros fueron 45,4 ± 17,6 micras. La imagen bruto de un TEVG interpuesta en la VCI de ratones C57BL / 6 ratones se muestra en la Figura 3. Inmediatamente después de la implantación (A) y 2 semanas después de la implantación (B). (C) muestra la imagen bruta de un VCI nativo en comparación. Es evidente queinjerto se llenó con neotejido, sin embargo, todavía mantiene la forma de la original del injerto. Nuestro resultado anterior mostró que la degradación total del injerto toma hasta 12 semanas 10. La imagen de Doppler de modo B de ultrasonido y el color de un 2 semanas implantados TEVG Figuras 4A-B para mostrar la permeabilidad de los injertos implantados. Una imagen IVC nativa se añadió para la comparación (Figura 4, C). La siembra de células mejoró la permeabilidad del injerto significativamente, permeabilidades a las 2 semanas para injertos de cabezas de serie y sembradas son 65% y 91%, respectivamente (p &lt;0,05, prueba exacta de Fisher). La Figura 5 muestra la infiltración celular y la deposición de matriz extracelular en TEVG después de 2 semanas de la implantación. Injertos explantados teñidas con tinción H &amp; E mostraron formación neotejido largo del injerto y restos de material de soporte (A). Harts y tricrómico de Masson mostró deposición de elastina en la enTimal capa (B) y el colágeno en la capa media (C). Revestimiento de células endoteliales se observó en toda la capa de la íntima (D) y las células musculares lisas confluentes estaban presentes en todo el TEVG, especialmente por debajo de la CE revestimiento (E) como se muestra por CD31 y tinción αSMA, respectivamente. Por la segunda semana después de la implantación, la infiltración de macrófagos era evidente, como se indica con la tinción de F4/80 (F). <img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51632/51632fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51632/51632fig1.jpg" /> Figura 1. Esquema de la implantación. TEVG células mononucleares de médula ósea fueron cosechadas de un ratón donante, sembradas en un andamio biodegradable, y luego implantados como un injerto de interposición IVC a un ratón receptor. páginas delgado = &quot;always&quot;&gt; <img alt="Figura 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51632/51632fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51632/51632fig2.jpg" /> Imágenes de microscopía electrónica de la Figura 2. De barrido de un andamio. El diámetro exterior promedio fue de 1,45 mm, diámetro luminal era 1,1 mm, y la longitud fue de 3 mm. <img alt="Figura 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51632/51632fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51632/51632fig3.jpg" /> Figura 3. Implantado TEVG después de 2 semanas y IVC nativo. A) inmediatamente después de la implantación, B) 2 semanas después de la implantación, y C) IVC nativo para la comparación. fig4.jpg &quot;/&gt; Figura 4. Las imágenes de ultrasonido 2 semanas y IVC nativo. A) Imagen Doppler modo B y B) Color de TEVG después de 2 semanas. C) Nativo IVC para la comparación. <img alt="La figura 5" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51632/51632fig5highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51632/51632fig5.jpg" /> Figura 5. Imágenes representativas de las 2 semanas después TEVG operativa. A) H &amp; E (luz interior), B) Harts (rosa = elastina), tricrómico C) de Massion (azul = colágeno), D) CD31 (marrón = células endoteliales), E) αSMA (marrón = células del músculo liso), y F ) F4/80 (marrón = macrófagos).

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Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model

Para mejorar nuestro conocimiento de la formación de neotejido celular y molecular, un modelo murino de la TEVG fue desarrollado recientemente. Los injertos fueron implantados como injertos de interposición de la vena cava infrarrenal en ratones C57BL / 6. Este modelo logra resultados similares a los obtenidos en nuestra investigación clínica, pero durante un transcurso de tiempo mucho más corto.

Implantación de la vena cava inferior interposición del injerto en modelo de ratón

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. ...

implantation-of-inferior-vena-cava-interposition-graft-in-mouse-model

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

11.8K vistas.  Nationwide Children's Hospital.  Para mejorar nuestro conocimiento de la formación de neotejido celular y molecular, un modelo murino de la TEVG fue desarrollado recientemente. Los injertos fueron implantados como injertos de interposición de la vena cava infrarrenal en ratones C57BL / 6. Este modelo logra resultados similares a los obtenidos en nuestra investigación clínica, pero durante un transcurso de tiempo mucho más corto. 

Video: Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model

Electrolytic Inferior Vena Cava Model (EIM) of Venous Thrombosis

Animal models serve a vital role in deep venous thrombosis (DVT) research in order to study thrombus formation, thrombus resolution and to test potential therapeutic compounds (1). New compounds to be utilized in the treatment and prevention of DVT are currently being developed. The delivery of potential therapeutic antagonist compounds to an affected thrombosed vein has been problematic. In the context of therapeutic applications, a model that uses partial stasis and consistently generates thrombi within a major vein has been recently established. The Electrolytic Inferior vena cava Model (EIM) is mouse model of DVT that permits thrombus formation in the presence of continuous blood flow. This model allows therapeutic agents to be in contact with the thrombus in a dynamic fashion, and is more sensitive than other models of DVT (1). In addition, this thrombosis model closely simulates clinical situations of thrombus formation and is ideal to study venous endothelial cell activation, leukocyte migration, venous thrombogenesis, and to test therapeutic applications (1). The EIM model is technically simple, easily reproducible, creates consistent thrombi sizes and allows for a large sample (i.e. thrombus and vein wall) which is required for analytical purposes.

Electrolytic Inferior Vena Cava Model EIM of Venous Thrombosis

The electrolytic induction of endothelial activation to the internal surface of the Inferior Vena Cava results in venous type thrombus formation due to endothelial activation and partial blood stasis, two components of Virchow's triad.

Electrolítico de la vena cava inferior del modelo (EIM) de la Trombosis Venosa

Animal models serve a vital role in deep venous thrombosis (DVT) research in order to study thrombus formation, thrombus resolution and to test potential ...

Investigación

Medicina

Mouse Complete Stasis Model of Inferior Vena Cava Thrombosis

Venous thromboembolism (VTE) includes both deep vein thrombosis (DVT) and pulmonary embolism (PE). In the United States (U.S.), the high morbidity and mortality rates make VTE a serious health concern 1-2. After heart disease and stroke, VTE is the third most common vascular disease 3. In the U.S. alone, there is an estimated 900,000 people affected each year, with 300,000 deaths occurring annually 3. A reliable in vivo animal model to study the mechanisms of this disease is necessary.
The advantages of using the mouse complete stasis model of inferior vena cava thrombosis are several. The mouse model allows for the administration of very small volumes of limited availability test agents, reducing costs dramatically. Most promising is the potential for mice with gene knockouts that allow specific inflammatory and coagulation factor functions to be delineated. Current molecular assays allow for the quantitation of vein wall, thrombus, whole blood, and plasma for assays. However, a major concern involving this model is the operative size constraints and the friability of the vessels. Also, due to the small IVC sample weight (mean 0.005 grams) it is necessary to increase animal numbers for accurate statistical analysis for tissue, thrombus, and blood assays such as real-time polymerase chain reaction (RT-PCR), western blot, enzyme-linked immunosorbent (ELISA), zymography, vein wall and thrombus cellular analysis, and whole blood and plasma assays 4-8.
The major disadvantage with the stasis model is that the lack of blood flow inhibits the maximal effect of administered systemic therapeutic agents on the thrombus and vein wall.

The mouse complete stasis model of inferior vena cava thrombosis yields quantifiable amounts of vein wall tissue and thrombus. It has proven useful for evaluating interactions between the vein wall and the occlusive thrombus and in assessing the progression from acute to chronic inflammation.

Ratón completo modelo de estasis Inferior Vena Cava trombosis

Venous thromboembolism (VTE) includes both deep vein thrombosis (DVT) and pulmonary embolism (PE).  In the United States (U.S.), the high morbidity and ...

The Polyvinyl Alcohol Sponge Model Implantation

Wound healing is a complicated, multistep process involving many cell types, growth factors and compounds1-3. Because of this complexity, wound healing studies are most comprehensive when carried out in vivo. There are many in vivo models available to study acute wound healing, including incisional, excisional, dead space, and burns. Dead space models are artificial, porous implants which are used to study tissue formation and the effects of substances on the wound. Some of the commonly used dead space models include polyvinyl alcohol (PVA) sponges, steel wire mesh cylinders, expanded polytetrafluoroethylene (ePTFE) material, and the Cellstick1,2.
Each dead space model has its own limitations based on its material's composition and implantation methods. The steel wire mesh cylinder model has a lag phase of infiltration after implantation and requires a long amount of time before granulation tissue formation begins1. Later stages of wound healing are best analyzed using the ePTFE model1,4. The Cellstick is a cellulose sponge inside a silicon tube model which is typically used for studying human surgery wounds and wound fluid2. The PVA sponge is limited to acute studies because with time it begins to provoke a foreign body response which causes a giant cell reaction in the animal5. Unlike other materials, PVA sponges are easy to insert and remove, made of inert and non-biodegradable materials and yet are soft enough to be sectioned for histological analysis2,5.
In wound healing the PVA sponge is very useful for analyzing granulation tissue formation, collagen deposition, wound fluid composition, and the effects of substances on the healing process1,2,5. In addition to its use in studying a wide array of attributes of wound healing, the PVA sponge has also been used in many other types of studies. It has been utilized to investigate tumor angiogenesis, drug delivery and stem cell survival and engraftment1,2,6,7. With its great alterability, prior extensive use, and reproducible results, the PVA sponge is an ideal model for many studies1,2.
Here, we will describe the preparation, implantation and retrieval of PVA sponge disks (Figure 1) in a mouse model of wound healing.

A useful tool to analyze the effects of drugs, growth factors, and/or manipulated cells in an animal model of wound repair is described. This technique utilizes the properties of a polyvinyl alcohol (PVA) sponge to deliver and contain the desired treatment and also provide a platform to be excised and analyzed.

El alcohol polivinílico esponja modelo de implantación

Wound healing is a complicated, multistep process involving many cell types, growth factors and compounds1-3. Because of this complexity, wound healing ...

Stereotactic Intracranial Implantation and In vivo Bioluminescent Imaging of Tumor Xenografts in a Mouse Model System of Glioblastoma Multiforme

Glioblastoma multiforme (GBM) is a high-grade primary brain cancer with a median survival of only 14.6 months in humans despite standard tri-modality treatment consisting of surgical resection, post-operative radiation therapy and temozolomide chemotherapy 1. New therapeutic approaches are clearly needed to improve patient survival and quality of life. The development of more effective treatment strategies would be aided by animal models of GBM that recapitulate human disease yet allow serial imaging to monitor tumor growth and treatment response. In this paper, we describe our technique for the precise stereotactic implantation of bio-imageable GBM cancer cells into the brains of nude mice resulting in tumor xenografts that recapitulate key clinical features of GBM 2. This method yields tumors that are reproducible and are located in precise anatomic locations while allowing in vivo bioluminescent imaging to serially monitor intracranial xenograft growth and response to treatments 3-5. This method is also well-tolerated by the animals with low perioperative morbidity and mortality.

Stereotactic Intracranial Implantation and In vivo Bioluminescent Imaging of Tumor Xenografts in a Mouse Model System of Glioblastoma Multiforme

We describe an integrated method for the precise, stereotactic implantation of human glioblastoma multiforme cells into the brains of nude mice and subsequent serial in vivo imaging to monitor growth and response to treatment of the resultant xenografts.

La implantación estereotáctica intracraneal y<em&gt; En vivo</em&gt; Radiología bioluminiscente de xenoinjertos de tumores en un sistema modelo de ratón de glioblastoma multiforme

Glioblastoma multiforme (GBM) is a high-grade primary brain cancer with a median survival of only 14.6 months in humans despite standard tri-modality ...

Training a Sophisticated Microsurgical Technique: Interposition of External Jugular Vein Graft in the Common Carotid Artery in Rats

Neointimal hyperplasia is one the primary causes of stenosis in arterialized veins that are of great importance in arterial coronary bypass surgery, in peripheral arterial bypass surgery as well as in arteriovenous fistulas.1-5 The experimental procedure of vein graft interposition in the common carotid artery by using the cuff-technique has been applied in several research projects to examine the aetiology of neointimal hyperplasia and therapeutic options to address it. 6-8 The cuff prevents vessel anastomotic remodeling and induces turbulence within the graft and thereby the development of neointimal hyperplasia.
Using the superior caval vein graft is an established small-animal model for venous arterialization experiment.9-11 This current protocol refers to an established jugular vein graft interposition technique first described by Zou et al., 9 as well as others.12-14 Nevertheless, these cited small animal protocols are complicated.
To simplify the procedure and to minimize the number of experimental animals needed, a detailed operation protocol by video training is presented. This video should help the novice surgeon to learn both the cuff-technique and the vein graft interposition. Hereby, the right external jugular vein was grafted in cuff-technique in the common carotid artery of 21 female Sprague Dawley rats categorized in three equal groups that were sacrificed on day 21, 42 and 84, respectively. Notably, no donor animals were needed, because auto-transplantations were performed. The survival rate was 100 % at the time point of sacrifice. In addition, the graft patency rate was 60 % for the first 10 operated animals and 82 % for the remaining 11 animals. The blood flow at the time of sacrifice was 8&plusmn;3 ml/min. In conclusion, this surgical protocol considerably simplifies, optimizes and standardizes this complicated procedure. It gives novice surgeons easy, step-by-step instruction, explaining possible pitfalls, thereby helping them to gain expertise fast and avoid useless sacrifice of experimental animals.

Neointimal hyperplasia is the primary cause of stenosis in arterialized veins. We propose a new protocol whereby the right external jugular vein is grafted using the cuff technique in the common carotid artery of Sprague Dawley rats. The survival rate was 100 % at the time point of sacrifice.

La formación de una sofisticada técnica de microcirugía: La interposición de injerto de la vena yugular externa en la arteria carótida común en ratas

Neointimal hyperplasia is one the primary causes of stenosis in arterialized veins that are of great importance in arterial coronary bypass surgery, in ...

Mouse Models for Graft Arteriosclerosis

Graft arteriosclerois (GA), also called allograft vasculopathy, is a pathologic lesion that develops over months to years in transplanted organs characterized by diffuse, circumferential stenosis of the entire graft vascular tree. The most critical component of GA pathogenesis is the proliferation of smooth muscle-like cells within the intima. When a human coronary artery segment is interposed into the infra-renal aortae of immunodeficient mice, the intimas could be expand in response to adoptively transferred human T cells allogeneic to the artery donor or exogenous human IFN-&gamma; in the absence of human T cells. Interposition of a mouse aorta from one strain into another mouse strain recipient is limited as a model for chronic rejection in humans because the acute cell-mediated rejection response in this mouse model completely eliminates all donor-derived vascular cells from the graft within two-three weeks. We have recently developed two new mouse models to circumvent these problems. The first model involves interposition of a vessel segment from a male mouse into a female recipient of the same inbred strain (C57BL/6J). Graft rejection in this case is directed only against minor histocompatibility antigens encoded by the Y chromosome (present in the male but not the female) and the rejection response that ensues is sufficiently indolent to preserve donor-derived smooth muscle cells for several weeks. The second model involves interposing an artery segment from a wild type C57BL/6J mouse donor into a host mouse of the same strain and gender that lacks the receptor for IFN-&gamma; followed by administration of mouse IFN-&gamma; (delivered via infection of the mouse liver with an adenoviral vector. There is no rejection in this case as both donor and recipient mice are of the same strain and gender but donor smooth muscle cells proliferate in response to the cytokine while host-derived cells, lacking receptor for this cytokine, are unresponsive. By backcrossing additional genetic changes into the vessel donor, both models can be used to assess the effect of specific genes on GA progression. Here, we describe detailed protocols for our mouse GA models.

We describe protocols for our mouse graft arteriosclerois (GA) models which involve interposition of a mouse vessel segment into a recipient of the same inbred strain. By backcrossing additional genetic changes into the vessel donor, the model can assess the effect of specific genes on GA.

Modelos de ratón para Arteriosclerosis Graft

Graft arteriosclerois (GA),  also called allograft vasculopathy, is a pathologic lesion that develops over  months to years in transplanted organs ...

Vein Interposition Model: A Suitable Model to Study Bypass Graft Patency

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. Research models for bypass graft failure are essential for a better understanding of pathobiological and pathophysiological processes during graft patency loss. Large animal models, such as pigs or sheep, resemble human anatomical structures but require special facilities and equipment. This video describes a rat vein interposition model to investigate vein graft patency loss. Rats are inexpensive and easy to handle. Compared to mouse models, the convenient size of rats permits better operability and enables a sufficient amount of material to be obtained for further diverse analysis. In brief, the inferior epigastric vein of a donor rat is harvested and used to replace a segment of the femoral artery. Anastomosis is conducted via single stitches and sealed with fibrin glue. Graft patency can be monitored non-invasively using duplex sonography. Myointimal hyperplasia, which is the main cause for graft patency loss, develops progressively over time and can be calculated from histological cross sections.

This video demonstrates a model to study the development of myointimal hyperplasia after venous interposition surgery in rats.

La interposición de la vena del modelo: un modelo adecuado para estudiar la permeabilidad del injerto de bypass

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. ...

Patch Angioplasty in the Rat Aorta or Inferior Vena Cava

Pericardial patches are commonly used in vascular surgery to close vessels. To facilitate studies of the neointimal hyperplasia that forms on the patch, we developed a rat model of patch angioplasty that can be used in either a vein or an artery, creating a patch venoplasty or a patch arterioplasty, respectively. Technical aspects of this model are discussed. The infra-renal IVC or aorta are dissected and then clamped proximally and distally. A 3 mm venotomy or arteriotomy is performed in the infrarenal inferior vena cava or aorta of 6 to 8 week-old Wistar rats. A bovine pericardial patch (3 mm x 1.5 mm x 0.6 mm) is then used to close the site using a 10-0 nylon suture. Compared to arterial patches, venous patches show increased neointimal thickness on postoperative day 7. This novel model of pericardial patch angioplasty can be used to examine neointimal hyperplasia on vascular biomaterials, as well as to compare the differences between the arterial and venous environments.

We have established a model of pericardial patch angioplasty that can be used in either small-diameter veins or arteries. This model can be used to compare venous and arterial neointimal hyperplasia formation.

Parche angioplastia en la aorta de rata o de la vena cava inferior

Pericardial patches are commonly used in vascular surgery to close vessels. To facilitate studies of the neointimal hyperplasia that forms on the patch, ...

A Rat Model of Orthotopic Liver Transplantation Using a Novel Magnetic Anastomosis Technique for Suprahepatic Vena Cava Reconstruction

The rat model of orthotopic liver transplantation (OLT) is essential for transplant research. It is a very sophisticated animal model and requires a steep learning curve. The introduction of the cuff technique for anastomosis of the portal vein (PV) and infrahepatic vena cava (IHVC) has significantly simplified the transplant procedure in rats. However, due to the short anterior wall of the recipients' suprahepatic vena cava (SHVC), the cuff technique is very difficult to use for the reconstruction of the SHVC. Most researchers in this field still use the hand-suture technique for SHVC reconstruction, which makes it the bottleneck step in rat orthotopic liver transplantation. The magnetic anastomosis technique (i.e., magnamosis) is a method of connecting two vessels using the attractive force between two magnets. Our recent study has shown that the magnetic anastomosis technique is superior to the hand-suture technique for SHVC reconstruction in rats. In this article, we show a step-by-step protocol for SHVC reconstruction in rats using the novel magnetic anastomosis technique. In this model, the reconstruction of the PV and IHVC was performed by the standard cuff technique, while the reconstruction of the bile duct (BD) was performed by a stent technique. The hepatic re-arterialization was not performed. The magnetic anastomosis technique made SHVC reconstruction much easier and significantly shortened the anphepatic phase. After a reasonable learning curve, even researchers without advanced microsurgical skills can produce reliable and reproducible results using this rat model of OLT.

The reconstruction of the suprahepatic vena cava (SHVC) remains a difficult step in rat orthotopic liver transplantation. In this article, we show a step-by-step protocol for SHVC reconstruction in rats using a novel magnetic anastomosis technique.

Un modelo de rata de Orthotopic trasplante del hígado usando una técnica de Anastomosis magnética novela para la reconstrucción de la Vena Cava suprahepática

The rat model of orthotopic liver transplantation (OLT) is essential for transplant research. It is a very sophisticated animal model and requires a steep ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Medición de la contractilidad isométrica de la arteria mesentérica de ratón con cable miografía

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...