Este trabajo fue apoyado por el subsidio G12-RR003060 de NIH / CNRR / RCMI, conceder SC1HD068129 del Instituto Nacional Eunice Shriver de Salud Infantil y Desarrollo Humano, la Fundación Nacional para la Ciencia CBET 0.754.158 y PSC-CUNY 62337-00 40 de la City University de Nueva York.

El siguiente protocolo sigue las pautas de cuidado de animales establecidas por el Cuidado de Animales y el empleo Comisión Institucional (IACUC) en el City College de Nueva York. 1. Intubación animal (10-20 min) <ol><li> Antes de la cirugía, preparar la solución de Ringer mamíferos. Reúna las herramientas quirúrgicas, almohadilla eléctrica y animal pequeño ventilador en el banco (Figura 2). <ol><li> Para las mediciones de la permeabilidad de la barrera de sangre del cerebro hacen 10 ml de 1% de albúmina de suero bovino solución (BSA) en Ringer y se disuelven TRITC-dextrano 155 kD a 8 mg / ml en solución de BSA al 1%, solución de filtro con 25 mm de filtro de jeringa (0,2 micras tamaño de poro) y almacenar en una jeringa forrada con papel aluminio en la oscuridad. </li></ol></li><li> Se anestesia al animal utilizando isoflurano. Use 5,0% para la inducción y 1,5-3,0% para el mantenimiento. Alternativamente, una mezcla de ketamina (41,7 mg / kg) y xilazina (2.5 mg / kg de peso corporal) se puede utilizar. Profundidad de la anestesia se puede comprobar por los pies pizca de reflejoextremidades superiores e inferiores. <ol><li> Las dosis posteriores de la ketamina (41,7 mg / kg de peso corporal) y xilazina (2.3 mg / kg de peso corporal) se deben administrar en incrementos de ⅓ de la dosis máxima para evitar la sobredosificación. Se recomienda el uso de un ventilador de roedores para contrarrestar la depresión respiratoria inducida por la xilazina-. </li></ol></li><li> Coloque el cachorro anestesiado miente en su lado dorsal y asegurar su cabeza con el cono de plástico que se utiliza para entregar el anestésico (Figura 3a). <ol><li> Asegure el animal con cinta adhesiva en las extremidades delanteras y la cola (Figura 3a). </li><li> Una alternativa para asegurar la cabeza del cachorro es usar una placa de cabeza unida a una barra de metal. Nota: Asegúrese de que la almohada eléctrica se establece en 37 ° C para evitar la hipotermia (Figura 3a). </li></ol></li><li> Use las tijeras (Figura 2b) para hacer uno longitudinal y cuatro incisiones laterales en la piel que recubre el cuello (Figura 3b). Utilizando una técnica contundente, diseccionar la piel y colocarlo a un lado el uso de fórceps (Figuras 2c y 3c). <ol><li> Mantenga la piel hacia abajo con cinta adhesiva. Estabilice la cabeza en una posición horizontal (Figura 3c). </li></ol></li><li> Usando tijeras de primavera (Figura 2d) y la técnica de romo, glándulas de empuje y las capas de grasa a un lado para exponer la tráquea (Figura 3c). Identificar la localización de las arterias carótidas. <ol><li> Mantenga las arterias carótidas de distancia de la tráquea. Nota: La punción de las carótidas puede resultar en la pérdida masiva de sangre y muerte del cachorro. </li></ol></li><li> Usando tijeras de primavera (Figura 2d) disecar los músculos longitudinales que cubren la tráquea. Cortar los músculos longitudinales situados bajo la tráquea (Figura 3d). Nota: Los anillos traqueales deben ser claramente visibles (Figura 3e). <ol><li> Usofórceps (Figura 2c), atar dos pedazos de sutura alrededor de la tráquea. Un pedazo de sutura asegurar el tubo de ventilación y el segundo hilo se utiliza para cerrar la tráquea rostral al punto de inserción de tubos de ventilación (Figura 4a). Nota: Humedezca el tejido expuesto regularmente con solución de Ringer para prevenir la deshidratación. </li></ol></li><li> Usando tijeras de primavera (Figura 2d) hacer una incisión en uno de los anillos traqueales situados entre los dos hilos colocados en el paso 1.6.1 (Figura 4c). Nota: Asegúrese de que ningún líquido entra en la tráquea abierta. El líquido en la tráquea provocará asfixia. </li><li> Inserte el tubo de intubación (Figura 4b) en la tráquea y apretar el hilo inferior para asegurarlo. El uso de pinzas (Figura 2c), apretar el hilo superior para cerrar la parte posterior tráquea hasta el punto de la inserción de tubo de la intubación. <ol><li> Tighten y recorte los extremos de los dos hilos (Figura 4d-f). Nota: El vapor en el interior del tubo de intubación es una buena señal de control de flujo de aire. </li></ol></li><li> Rápidamente cambiar el suministro isoflurano al ventilador. Ajustar el volumen sistólico y la tasa de ventilación de acuerdo con el peso del animal. <ol><li> Selle el tejido circundante expuesta con elastómero (Figura 5a). Mantenga la superficie humedecida y limpia. </li></ol></li></ol> 2. Tráquea y Remoción del músculo para exponer el cráneo (5-10 min) <ol><li> Use las tijeras de resorte (Figura 2d) para cortar la tráquea adyacente al tubo de ventilación. Realice dos cortes a lo largo de la pared muscular de la cavidad bucal para exponer el extremo caudal del paladar (Figura 5b). Nota: Si es necesario, utilice un cauterizador para detener el sangrado. El sangrado incontrolable causará la muerte del animal. </li><li> Limpie elárea con abundante cantidad de solución de Ringer (Figura 5c). Identificar la diferencia entre la última vértebra y el hueso básica-occipital (Figura 5d). Nota: La distancia entre los huesos es un hito cráneo útil para localizar las estructuras del tronco cerebral. La oliva inferior se encuentra debajo de este vacío. El complejo olivar superior auditivo se encuentra debajo del hueso occipital basi-en dirección rostral de esta brecha (véase también la figura 1). </li><li> Limpie el área con unas pinzas (Figura 2c) y tijeras de primavera (Figura 2d). No perforar los vasos sanguíneos. Nota: Si es necesario, cauterizar para detener el sangrado. <ol><li> Después de que el área expuesta está limpio de grasa y tejido muscular, el espacio que separa el hueso Basi-occipital y la última vértebra debe ser visible (Figura 5d). </li></ol></li></ol> 3. Craneotomía (15-30 min) <ol><li> Utilice un microtaladro o un ultralimpiador sónico. Localice la pared medial de la bulla. <ol><li> Thin cráneo al hacer una forma invertida D hasta que las arterias subyacentes son visibles (Figura 5e). Nota: La arteria basilar (bas) se ejecuta en la parte superior de la línea media del tronco del encéfalo. La arteria cerebelosa inferior anterior (AICA) divisiones bilateralmente y se puede utilizar de forma fiable como un hito, ya que tiene una posición constante en diferentes animales. </li><li> Cuando se adelgaza el cráneo, suavemente romper utilizando un cincel de disección (Figura 2e). Retire la pieza de hueso con fórceps (figura 2c). Alternativamente, levantar y romper el cráneo con una aguja doblada. Nota: Repita este procedimiento hasta que el tamaño y la forma de la craneotomía es apropiado para el experimento planeado. Los bas y AICA deben ser visibles a través de la membrana duramadre (Figura 5f). </li></ol></li><li> Limpie la zona varias veces con solución de Ringer fresco. Usando pa absorbenteds secar la superficie de la membrana duramadre. <ol><li> Si es necesario, utilice una aguja de sutura para quitar la membrana duramadre sin desplazar o romper las arterias hito bas y AICA. Nota: Tras la dura punción de líquido cefalorraquídeo fluya hacia fuera. Limpie el área con una solución de Ringer y mantener húmedo durante todo el experimento. </li></ol></li></ol> 4. Experimento Electrofisiología <ol><li> Seleccione la polytrode según diseño de experimentos (Figura 7). Utilice un pincel fino para recubrir el polytrode con Dil. Transferir la solución con Dil en un tubo de microcentrífuga de 1 ml, sumergir el pincel en la solución y golpear suavemente el polytrode bajo control visual (es decir, utilizando un estereoscopio). Comience en la punta de la sonda y seguir con cuidado hasta que todos los electrodos se recubren uniformemente. <ol><li> Coloque el electrodo de tierra dentro de la cavidad oral. Cargue el polytrode en el soporte del electrodo (Figura 7b </strong&gt;). </li><li> Encienda el amplificador y compruebe que todas las conexiones funcionan bien. </li></ol></li><li> Coloque el electrodo anteriormente bas en el punto de la AICA (posición cero) rama. Mueva el electrodo hasta el punto de destino que desee con el rostral-lateral de coordenadas (Figura 7c) apropiado. <ol><li> Coloque el electrodo en la superficie del cerebro y moverlo a la profundidad deseada en pasos de 5-10 micras. </li></ol></li><li> Realice la grabación según el diseño experimental. Guarde los datos para su posterior análisis. </li></ol> 5. Experimento de dos fotones <ol><li> Encienda el microscopio. Ajuste la longitud de onda de excitación y utilizar un filtro de emisión correspondiente. Excitación a 800 nm y un trabajo de 607 ± 45 nm de paso de banda del filtro de emisión así para obtener imágenes de TRITC-dextrano. </li><li> Identificar la arteria carótida derecha oa la izquierda. Utilizando una técnica contundente disección de la arteria carótida de los tejidos o los nervios conectivos adyacentes. <ol><li> Elija y mantenga la carótidaarteria con una pinza hemostática. Ate tres piezas de sutura alrededor de la arteria carótida. </li><li> Apretar el hilo más cerca del lado del corazón para detener el flujo de sangre y dejar los otros dos hilos sueltos. </li><li> Con unas tijeras finas para hacer un pequeño corte en un ángulo de 45 ° en la arteria carótida entre el hilo de atado y el siguiente hilo suelto. Nota: Limpie la sangre con papel absorbente. </li></ol></li><li> Canular la arteria carótida. Introduzca el tubo de llenado con solución TRITC-dextrano en el corte en la arteria carótida unos 5 mm de profundidad orientada hacia la cabeza del cachorro. <ol><li> Apriete los otros dos temas alrededor de la arteria para mantener la tubería y la arteria juntos. Apriete las roscas, recortar y añadir elastómero para estabilizar aún más. Nota: El otro lado de la tubería se conecta con la jeringa que contiene la solución TRITC-dextrano (preparado en el paso 1.1). </li></ol></li><li> Fije la jeringa en la bomba de jeringa. <ol><li> Conjuntola velocidad a la velocidad del flujo sanguíneo de la arteria carótida del cachorro. A su vez en la bomba de jeringa durante unos pocos segundos y comprobar manualmente de que la solución de tinte puede ser inyectado en la arteria carótida. Nota: Suponiendo que la tasa de flujo de sangre en la arteria carótida de ratas adultas (240-280 g) es de aproximadamente 3 ml / min 14, la tasa de flujo de sangre para una cría de rata (perrito por ejemplo P10 peso de 15-25 g) se puede calcular a rango de 0,16 a 0,3 ml / min. </li></ol></li><li> Colocar el animal en el marco del objetivo de microscopio. Inyectar el dextrano fluorescente en el torrente sanguíneo. <ol><li> Identificar áreas de interés en el tronco cerebral ventral con un objetivo de 5X aire. Cambiar a un objetivo 20X o 40X (inmersión en agua, ND = 0,5 o 0,8, respectivamente) para enfocar la región de interés (ROI). </li><li> Comience la imagen y ajustar los parámetros de adquisición de imágenes (por ejemplo, tiempo de exposición, la potencia del láser, ganancia del detector) hasta que la intensidad de fluorescencia en la vasculatura del ROI está optimizado (es decir,no muy baja, pero no saturado). </li><li> Encienda la bomba de jeringa para inyectar la solución de colorante en la arteria carótida y adquirir una serie de tiempo en un plano focal fija. </li></ol></li></ol> 6. Cuidado Animal Procedimiento Siguiendo <ol><li> Este es un procedimiento terminal. Al final de un experimento los animales deben ser sacrificados con una sobredosis de pentobarbital (100 mg / kg, intraperitoneal) o cualquier otro método de eutanasia aprobados por las Directrices de la eutanasia de la Asociación Veterinaria. Nota: La perfusión a través del corazón con solución Ringer siguió con una solución de fijación se recomienda para su posterior análisis histológico. </li></ol>

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E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+action+potentials+in+hair+cells+pattern+auditory+neuron+activity+before+hearing+onset.">Calcium action potentials in hair cells pattern auditory neuron activity before hearing onset.</a> Nat. Neurosci. 13 (9), 1050-1052 (2010).</li><li>Tong, H., Steinert, J. R., Robinson, S. W., Chernova, T., Read, D. J., Oliver, D. L., Forsythe, I. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+Kv+channel+expression+and+neuronal+excitability+in+rat+medial+nucleus+of+the+trapezoid+body+maintained+in+organotypic+culture.">Regulation of Kv channel expression and neuronal excitability in rat medial nucleus of the trapezoid body maintained in organotypic culture.</a> J. 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Los autores no tienen nada que revelar.

El tiempo es crítico. Un investigador con experiencia debe ser capaz de completar este protocolo en 1 hora (pasos 1-3). Los tiempos establecidos para los diferentes pasos se supone un nivel medio o alto de especialización. Traqueotomía y la intubación adecuada y oportuna es fundamental, ya que un mal control de la ventilación puede provocar asfixia y muerte del animal. Aclaramiento cuidadoso de los tejidos musculares y de grasa es también muy importante, ya que los errores pueden conducir a la hemorragia no controlada y la muerte del animal. Del mismo modo, en la preparación de la arteria carótida para la inserción de una cánula, hay que apretar y cortar la arteria cuidadosamente, si el nudo del hilo se afloja la hemorragia no controlada se llevará a cabo. Por último, la craneotomía debe hacerse con cuidado, sin interrumpir su vasculatura hitos. Eliminación descuidada de la capa meníngea externa (duramadre) puede llevar a un sangrado severo y el daño de la irrigación arterial. Ajustes de ventilación se eligen de acuerdo con la edad del animal.La mayoría de los proveedores comerciales proporcionan información útil acerca de estos ajustes. Experimentos en ratas mayores de P15 requerirán el uso de un gran ventilador para animales. Los animales adultos pueden no necesitar ventilación si anestesiados con ketamina / xilazina, pero se recomienda la intubación para evitar fluido que entra en la tráquea. Una limitación principal de este protocolo es que los experimentos sólo se pueden realizar de forma aguda. En nuestro laboratorio hemos realizado experimentos que duran entre dos y hasta diez horas. Una segunda limitación es que los experimentos tienen que realizarse bajo anestesia. Por lo tanto, la elección de anestesia es una variable importante a considerar en la planificación y diseño de experimentos. Un problema relacionado es que los animales recién nacidos pueden ser especialmente sensibles a una sobredosis. Por ejemplo, si la elección de la ketamina mezcla / xilazina, calcular la dosis en función del peso de las crías y administrar medicamentos a ⅓ del volumen máximo. Compruebe el estado del animal cada 5-10 minutos en los pies pizca respuesta. Si se utiliza el isoflurano, también es necesario tomar precauciones para mantener un ambiente seguro para el investigador (ventilación adecuada, y un vaporizador calibrado correctamente). El microscopio estereoscópico se puede montar en un soporte flexible para ajustar el ángulo de visión y facilitar el despacho de espacio para colocar los electrodos y la reubicación del animal para el microscopio de dos fotones. El uso de una batería para alimentar el ventilador puede facilitar el desplazamiento de los animales y reducir los artefactos eléctricos durante los experimentos de electrofisiología. Para este fin, un pequeño tablero (7,5 x 12 pulgadas) se puede utilizar para montar juntos el ventilador, la almohadilla de calefacción y la anestesiado de los animales (Figura 2a). Una modificación útil e importante para esta configuración es la adición de un dispositivo para el seguimiento de los signos vitales durante la cirugía. Un oxímetro u otros dispositivos analógicos pueden ser utilizados en función del presupuesto de laboratorio. Este protocolo se ha utilizado con la electrofisiología y la imagen se reuniócapachos, incluyendo grabaciones de patch clamp 8,10,11, grabaciones polytrode (Figura 7), y de dos fotones 9 (Figuras 6 y 8). Una posible aplicación futura sería combinar estos métodos para atacar a las células marcadas con fluorescencia para el registro electrofisiológico 16. Las nuevas aplicaciones de imágenes también pueden incluir 2-D o de series de tiempo 3-D utilizando microscopía de dos fotones. Por ejemplo, el uso de bolo de carga de indicadores de calcio para estudiar la actividad neuronal de tronco cerebral y las poblaciones de células gliales. Como se muestra en la Figura 8, una solución de colorante se inyecta en la circulación de la sangre a través de la arteria carótida se puede utilizar para generar imágenes de alto contraste de la vasculatura del cerebro. Como el colorante de fluorescencia llena el lumen de microvasos y se propaga en el tejido circundante, que puede ser utilizado no sólo para el cálculo de la permeabilidad de solutos aparente de la barrera de sangre del cerebro, sino también el coeficiente de difusión de solutosciente en el tejido cerebral 3. Una razón principal para la inyección de los solutos marcados con fluorescencia a través de la arteria carótida es que la solución de colorante puede ir directamente a la microvasculatura del cerebro sin entrar en el corazón por primera vez como una inyección en la vena de la cola. Esto trae al menos dos ventajas. Una es que la concentración de colorante de fluorescencia en el lumen de microvasos puede ser prácticamente constante si la tasa de perfusión se fija en el sitio de canulación. Esto garantiza una determinación exacta de la permeabilidad barrera sangre-cerebro. Otra es que si un agente de ensayo está incluido en el perfundido, irá directamente a la barrera sangre-cerebro sin ser diluido o combinado con otros factores de la circulación del cuerpo. Nuevos experimentos también pueden hacer uso de animales transgénicos con los reporteros fluorescentes codificadas genéticamente. Esto proporcionaría la ventaja de que no tendrían que ser cargado in situ de sondas fluorescentes (a menos que el diseño del experimentoafirma lo contrario), el ahorro de tiempo y, posiblemente, lo que permite para las preparaciones intactas más (por ejemplo, ventana craneal 17). Por último, los experimentos se pueden realizar en otras regiones del tronco cerebral como la oliva inferior o el núcleo motor facial. El conocimiento de la neuroanatomía y el desarrollo de las poblaciones celulares específicas en una determinada especie, será importante para este fin, especialmente en lo puntos de referencia anatómicos pueden cambiar a medida que los animales crecen (Figura 1). Esperamos que este protocolo anima a otros a estudiar las estructuras del tronco cerebral ventral utilizando en electrofisiológicos in vivo y métodos de imagen.

El uso de una craneotomía en combinación con imágenes de fluorescencia y técnicas de electrofisiología permite el flujo de supervisión de la sangre, la permeabilidad de la barrera hematoencefálica y la medición de la actividad de las neuronas y las células gliales en los animales vivos 1-3. Varios laboratorios han utilizado este enfoque para dar una idea de la fisiología del cerebro en condiciones saludables y las enfermedades, pero persisten lagunas en nuestra comprensión de cómo surgen estos procesos durante el desarrollo. Además, la mayoría de los estudios se han centrado en las regiones del cerebro que son fácilmente accesibles desde la superficie dorsal del cráneo, de tal manera que las estructuras del tronco cerebral ventral con diversas funciones fisiológicas se han estudiado principalmente usando enfoques in vivo ex. El objetivo principal de este protocolo es proporcionar un método para la apertura de una craneotomía en el cráneo ventral de los roedores. Este enfoque es una adaptación de los estudios clásicos realizados en mamíferos más grandes, tales como perros y gatos para reco neurofisiología sensorialesrdings del tronco cerebral auditivo 4-7. En este protocolo sin embargo, no es la novela reto de realizar el procedimiento en los animales recién nacidos. El uso de puntos de referencia de la vasculatura, este protocolo adaptado se ha utilizado previamente para estudiar el tronco cerebral auditivo de las ratas recién nacidas, ratones adultos y otras regiones del tronco cerebral, como la oliva inferior 8-11 (Figura 1). Una ventaja principal de una craneotomía ventral sobre los métodos existentes para estudiar núcleos del tronco cerebral ventral es que proporciona acceso directo a las estructuras de interés en animales vivos. Por ejemplo, las células auditivas del complejo olivar superior se localizan unas pocas decenas de micrómetros de la superficie del cerebro, lo cual es importante para la colocación selectiva de sondas y para el uso de métodos de imagen de dos fotones en el que la profundidad de imágenes puede quedar limitada a 0,5 mm por dispersión de tejido ligero y absorción. Una craneotomía ventral también proporciona una preparación con conexiones neurales relativamente intactos, quich se interrumpen en el tramo preparativos agudos y organotypic 12. En contraste con otros protocolos para experimentos in vivo neurofisiología 13, un enfoque ventral se puede combinar con la grabación de múltiples electrodos y los métodos de formación de imágenes que proporcionan información sobre conjuntos celulares (Figuras 6 y 7). Por último, en combinación con este protocolo un soluto marcado de manera fluorescente puede ser inyectado en la vasculatura para medir los cambios en la barrera hematoencefálica permeabilidad al soluto (Figura 8).

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="573">
	<tbody>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Absorbant pads</td>
			<td style="width:71px;">Kettenbach</td>
			<td style="width:119px;">Sugi 31603</td>
			<td style="width:167px;">Other options may be available from different companies</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="40" rowspan="2" style="height:40px;width:216px;">Cautery</td>
			<td rowspan="2" style="width:71px;">Braintree Scientific, INC</td>
			<td rowspan="2" style="width:119px;">GEM&#160;5917</td>
			<td rowspan="2" style="width:167px;">Other options may be available from different companies</td>
		</tr>
		<tr height="20">
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Tetramethyl rhodamine Isothiocyanate dextran</td>
			<td style="width:71px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">T1287-500MG</td>
			<td style="width:167px;">Other options may be available from different companies</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Dissecting Chisel</td>
			<td style="width:71px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:119px;">10095-12</td>
			<td style="width:167px;">Other options may be available from different companies</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">DiI</td>
			<td style="width:71px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">V-22885</td>
			<td style="width:167px;">Other options may be available from different companies</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:216px;">Elastomer</td>
			<td style="width:71px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:119px;">KWIK-SIL</td>
			<td style="width:167px;">Other options may be available from different companies</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Fine Scissors</td>
			<td style="width:71px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:119px;">14060-09</td>
			<td style="width:167px;">Other options may be available from different companies</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Forceps</td>
			<td style="width:71px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:119px;">11027-12,11617-12, 11616-16</td>
			<td style="width:167px;">Other options may be available from different companies</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Spring Scissors</td>
			<td style="width:71px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:119px;">15009-08</td>
			<td style="width:167px;">Other options may be available from different companies</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Heating pad</td>
			<td style="width:71px;">FHC</td>
			<td style="width:119px;">40-90-2</td>
			<td style="width:167px;">Other options may be available from different companies</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Intubation tubing</td>
			<td style="width:71px;">Braintree Scientific, INC</td>
			<td style="width:119px;">BIO CO-KIT</td>
			<td style="width:167px;">Choose age appropriate size</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Light source</td>
			<td style="width:71px;">Spach Optics</td>
			<td style="width:119px;">Schott Ace illuminator&#160;</td>
			<td style="width:167px;">Other options may be available from different companies</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Micro drill</td>
			<td style="width:71px;">Braintree Scientific, INC</td>
			<td style="width:119px;">MD-1200&#160;120V</td>
			<td style="width:167px;">Other options may be available from different companies</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:216px;">Paper tape</td>
			<td style="width:71px;">Walgreens</td>
			<td style="width:119px;">Generic brand</td>
			<td style="width:167px;">Other options may be available from different companies</td>
		</tr>
		<tr height="65">
			<td height="65" style="height:65px;width:216px;">Syringe filter</td>
			<td style="width:71px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">28145-483</td>
			<td style="width:167px;">Other options may be available from different companies</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:216px;">Syringe pump</td>
			<td style="width:71px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">52459-008</td>
			<td style="width:167px;">Other options may be available from different companies</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Stereomicroscope</td>
			<td style="width:71px;">Olympus</td>
			<td style="width:119px;">SZ61</td>
			<td style="width:167px;">Other options may be available from different companies</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Suture</td>
			<td style="width:71px;">Ethicon</td>
			<td style="width:119px;">Prolene 86979</td>
			<td style="width:167px;">6-0 size</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:216px;">Tubing</td>
			<td style="width:71px;">Braintree Scientific, INC</td>
			<td style="width:119px;">Micro-Renathane (MRE033); SUBL-120</td>
			<td style="width:167px;">Other options depending on pup&#8217;s age</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Vaporizer (isoflurane)</td>
			<td style="width:71px;">Vetequip Incorporated</td>
			<td align="right" style="width:119px;">911103</td>
			<td style="width:167px;">Other options may be available from different companies</td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:216px;">Ventilator (minivent)</td>
			<td style="width:71px;">Harvard Apparatus</td>
			<td align="right" style="width:119px;">730043</td>
			<td style="width:167px;">Use for P0-P12 rats</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a method to make a craniotomy on the ventral skull of neonate rodents

El uso de una craneotomía para experimentos in vivo proporciona la oportunidad de investigar la dinámica de los diversos procesos celulares en el cerebro de los mamíferos en la edad adulta y durante el desarrollo. Aunque la mayoría de los enfoques en vivo utilizan una craneotomía para estudiar las regiones del cerebro situadas en la cara dorsal, las regiones del tronco cerebral, tales como el puente, situado en la parte ventral siguen siendo relativamente poco estudiada. El principal objetivo de este protocolo es facilitar el acceso a las estructuras del tronco cerebral ventral para que puedan ser estudiados in vivo utilizando electrofisiológico y métodos de imagen. Este enfoque permite el estudio de los cambios estructurales en los axones de largo alcance, los patrones de actividad eléctrica en un solo y conjuntos de células y cambios en la permeabilidad de la barrera de sangre del cerebro en los animales recién nacidos. Aunque este protocolo se ha utilizado sobre todo para estudiar el tronco cerebral auditivo en ratas recién nacidas, que se puede adaptar fácilmente para estudios en otras especies de roedores, como ratones recién nacidos, Roden adultosts y de otras regiones del tronco cerebral.

Electroporación de trazadores neuronales El núcleo medial del cuerpo trapezoide (MNTB) es un grupo de células en el complejo olivar superior que se ha estudiado previamente utilizando este protocolo. Por ejemplo, pipetas de patch clamp se pueden utilizar para electroporar trazadores neuronales (Figura 6) 9. Cuando las pipetas se colocan cerca de la línea media como se muestra en la Figura 6a, el resultado es que decussating axones aferentes están etiquetados. Un microscopio de dos fotones equipado con una alta apertura numérica objetivo de inmersión en agua se puede utilizar para la imagen de las fibras que llegan al MNTB, incluyendo ramas colaterales muy finas (flechas en la Figura 6b). Trazadores neuronales también se pueden entregar a la MNTB directamente, como se muestra en la Figura 6c. El resultado es el etiquetado de las células MNTB y axones aferentes, como se puede apreciar por formación de imágenes con un objetivo de inmersión en agua inferior apertura numérica (Figura 6d). La mAin ventaja de utilizar el objetivo aumento menor es que un campo de visión más amplio puede ser examinada, y aunque esto se traduce en una disminución de la resolución espacial debido a la apertura numérica objetivo inferior, células MNTB individuales se puede discernir bien (flechas en la Figura 6d) . La duración media de estos experimentos para las edades P1-P5 es de 3,1 ± 1,4 horas (n = 22 cachorros). Grabaciones electrofisiológicos Despido estallido espontáneo es una forma de actividad eléctrica en el desarrollo observado en células MNTB individuales antes del inicio de la audición 11,13. El uso de este protocolo quirúrgico también es posible orientar las matrices multielectrodo (polytrodes) a la MNTB (Figura 7a-b). El resultado es un registro de la actividad espontánea en un conjunto de células MNTB. Figura 7e muestra una grabación polytrode representante de una rata P6. En este experimento, la polytrode se revistió con los Dil colorantes lipófilos utilizandoun pincel fino (véase el paso 4.1). Después de realizar la grabación del cerebro se procesó para el análisis histológico y se usó la ubicación de la pista polytrode marcada con Dil para confirmar el correcto direccionamiento al MNTB (Figura 7d). La duración media de los experimentos para las edades P1-P6 es de 2,0 ± 0,7 horas (n = 33 cachorros). Medición de la permeabilidad microvascular Este protocolo también se puede utilizar para llevar a cabo de dos fotones experimentos de imagen de la permeabilidad vascular. Un soluto fluorescente (TRITC-dextrano, PM 155 kD, el radio de Stokes ~ 8,5 nm) se disolvió en solución de BSA al 1% en dos colores y se inyecta en la circulación cerebral a través de una cánula insertada en la arteria carótida 14. A diferencia de inyecciones en la vena de la cola, este procedimiento no pasa por el corazón e introduce el soluto fluorescente directamente en la microcirculación cerebral. La figura 8a ilustra la calidad de etiquetado de la vasculatura de la sangre que resulta de usar este procedimiento. Después continuala perfusión de solutos marcados en el torrente sanguíneo que es posible obtener una secuencia de lapso de tiempo de una región de interés, como se muestra en la Figura 8b. La intensidad total de fluorescencia en la región de interés se midió fuera de línea y un modelo matemático usado para determinar la permeabilidad de la barrera de sangre del cerebro para marcado fluorescentemente solutos (Figura 8c) 15. La duración media de los experimentos para las edades P9-P10 es de 2.3 ± 0.8 horas (n = 3 cachorros). <img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51350/51350fig1highres.jpg" width="500" /> Figura 1. Ubicación relativa de las estructuras neuronales del tronco cerebral ventral con respecto a la vasculatura hitos en la rata recién nacido. Un Vista lateral del cerebro. B, vista ventral del cerebro. Los vasos sanguíneos principales se muestran en rojo y estructuras neurales de interés son indicated por cuadrados de colores. No está dibujado a escala. AICA = arteria cerebelosa inferior; bas = arteria basilar; icv = vena cerebral inferior; mca = arteria cerebral media; vert = arteria vertebral; vsp = arteria espinal ventral. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51350/51350fig1highres.jpg" target="_blank">Haz clic aquí para ver la imagen más grande.</a> <img alt="Figura 2" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/51350/51350fig2highres.jpg" width="500" /> Figura 2. Instalación quirúrgica. Una cirugía se puede hacer en un pequeño tablero de pan (1) descansando en la parte superior de una mesa estable. Una almohadilla térmica (2) y un pequeño ventilador para animales (3) se puede fijar a la mesa de pan para facilitar el desplazamiento de toda la preparación cuando sea necesario. El animal pequeño ventilador puede ser alimentado por una batería (4). Un soporte magnético (5) se puede utilizar para fijar el cono de la nariz utilizado para entregar el anestésico. El cono de la nariz puedetambién ayudar a proteger la cabeza en una posición estable. Si el animal no necesita ser reubicado, un micromanipulador (6) se puede utilizar para sondas de posición para electrofisiología o experimentos de rastreo neuronales. Una fuente de luz (7) y un estereoscopio (no en la foto) son necesarios para visualizar estructuras de marca durante la microcirugía. B, tijeras pequeñas se utilizan en el paso 1.4. C, fórceps se utilizan en los pasos 1.4, 1.6.1, 1.8 y 1.8.1 . d, tijeras de primavera se utilizan en los pasos 1.5, 1.6 y 1.7. e, cincel de disección se utiliza en el paso 3.1.2. La barra de escala en e = 1 mm, se aplica a bd. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51350/51350fig2highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver la imagen más grande.</a> <img alt="Figura 3" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51350/51350fig3highres.jpg" width="500" /> Figura 3. La exposición de la tráquea para la intubación.una, el animal es anestesiado, colocado en la posición de decúbito prono y se asegura con el cono de la nariz y la cinta (líneas de trazos). B, la piel se corta y se coloca a un lado para dejar al descubierto la capa de grasa subyacente. c, la grasa y glándulas suprayacente (mostrado en gris) son empujados a un lado para exponer la tráquea. La cinta se utiliza para asegurar la piel que lo recubre (líneas discontinuas). D, La tráquea se diseca de la musculatura. Electrónico, la visualización de los anillos traqueales indica la remoción exitosa de los músculos que lo recubre. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51350/51350fig3highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver la imagen más grande.</a> <img alt="Figura 4" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/51350/51350fig4highres.jpg" width="500" /> Figura 4. Intubating animal. Una, dos hilos de sutura (flechas blancas) están empatados alrededor de la tráquea(T). B, El tubo de intubación (ella) debe estar bien conectado al tubo y del animal del ventilador. C, Una traqueotomía se hace entre los dos hilos de sutura (flecha negro). D, se inserta el tubo de ventilación y el dos hilos de sutura se aprietan. Los extremos de los hilos se tensan de nuevo de manera cruzada (indicado por las puntas de flecha en blanco y negro). E, Las terminaciones de sutura se atan. F, Las terminaciones de sutura se recortan y la intubación se ha completado. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51350/51350fig4highres.jpg" target="_blank">Haz clic aquí para ver la imagen más grande.</a> <img alt="La figura 5" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51350/51350fig5highres.jpg" width="500" /> Figura 5. Extracción de la tráquea y hacer la craneotomía. Una, La preparación se estabiliza con elastómero (área INSI<html> de verde líneas discontinuas). B, La tráquea se identifica y luego se hacen cortes primero para separar la tráquea lejos del tubo de la intubación, y a continuación, para cortar los músculos de la mandíbula (líneas de puntos). c, Limpiar la superficie del cráneo usando romo técnica para eliminar el músculo y utilizar papel absorbente para eliminar la grasa y la sangre. d, Ejemplo de un área limpia muestra las últimas vértebras (v) y el hueso basi-occipital (bo). Hay una brecha natural entre los dos huesos (flechas negras). Electrónico, uso de un microtaladro o limpiador ultrasónico delgada del cráneo en forma de D invertida (flechas negras). Romper suavemente el cráneo adelgazada y retire el trozo de hueso. Vasculatura Landmark debe ser visible f, Vista de gran ampliación de los monumentos vasculares en la superficie del tronco cerebral expuesto.. Bas = arteria basilar; AICA = arteria cerebelosa inferior. La barra de escala en b = 1 mm, se aplica a ce.highres.jpg &quot;target =&quot; _blank &quot;&gt; Haga clic aquí para ver la imagen más grande. <img alt="La figura 6" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51350/51350fig6highres.jpg" width="500" /> Figura 6. Electroporación de trazadores neuronales. A, un electrodo de vidrio que contiene el trazador neuronal micro-rubí se colocó cerca de la línea media (círculo rojo). El trazador se sometió a electroporación usando 7 segundos impulsos largo -5 μA entregan cada 14 segundos durante 15 minutos. Después de 1 hora de tiempo de recuperación de la zona en caja fue fotografiada con un microscopio de dos fotones. Rata P1 cachorro. B, z-stack imagen Ejemplar del axón aferente etiquetado en el MNTB. Las flechas apuntan a las ramas colaterales individuales. C, un electrodo de vidrio lleno de micro-rubí se posicionó en la cima de la MNTB (círculo rojo). El trazador se sometió a electroporación utilizando los mismos ajustes descritos en a. Después de 1 hora de tiempo de recuperación del área de caja fuefotografiada con un microscopio de dos fotones. Las crías de rata P5. D, z-stack imagen Ejemplar de células y axones marcados en la MNTB. Las flechas indican células individuales MNTB. Etiquetas en byc indican aumento del objetivo y la apertura numérica, respectivamente. La barra de escala en una y c = 300 m; barra de escala en b = 45 m; barra de escala en d = 90 m. AICA = arteria cerebelosa inferior; bas = arteria basilar; R = rostral; l = lateral. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51350/51350fig6highres.jpg" target="_blank">Haz clic aquí para ver la imagen más grande.</a> <img alt="La figura 7" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51350/51350fig7highres.jpg" width="500" /> Figura 7. Targeted grabación polytrode. Un Polytrode consta de 4 espigas con 4 electrodos por espiga (círculos negros). Distancias intra-e inter-espiga entre electrodos se indican. B, </strong&gt; imagen Ejemplar de experimentos de electrofisiología. Un electrodo de referencia se inserta en la cavidad bucal y un ploytrode está conectado a la headstage. Las crías de rata P6. C, Superior de ver la ampliación de la vasculatura de puntos de referencia utilizados para polytrode focalización. El polytrode se posiciona mediante coordenadas rostral-laterales para atacar el núcleo medial del cuerpo trapezoide (recuadro rojo). D, post hoc análisis histológico demuestra correcta orientación de la polytrode recubierto de Dil (pista polytrode se muestra en rojo). E, Ejemplar múltiples -unidad de grabación. Para Trace es el mismo que para el electrodo en el panel A. Dentro de grabaciones de vástago tener el mismo color. La barra de escala en e = 5 segundos. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51350/51350fig7highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver la imagen más grande.</a> <img alt="Figura 8" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/51350/51350fig8highres.jpg"width = &quot;600&quot; /&gt; Figura 8. In vivo de dos fotones de microvasos cerebrales. una imagen 2-D (colapsado pila Z) de la vasculatura del cerebro después de la perfusión de TRITC-dextrano 155 kD en la arteria carótida. El área observada es similar a la mostrada en la Figura 7c. 20x/0.5 objetivo de inmersión en agua. Las crías de rata P10. B, Región de interés (ROI) utilizados para medir la intensidad de fluorescencia (región encerrada cuadro rojo). El microvasos tenía un diámetro de ~ 14,2 micras y se encuentra 182 m por debajo de la superficie del tronco cerebral. C, curva típica de la intensidad de fluorescencia (valor normalizado) como una función del tiempo. I 0 es el incremento gradual de la intensidad de fluorescencia en el retorno de la inversión cuando la solución de fluorescencia sólo se llena la luz del vaso. (Di / dt) 0 y 0 se utilizan para determinar la permeabilidad microvascular al soluto. La permeabilidad a TRITC-dextrano 155 kD se calculó que era 1,5 x 10 -7 cm / seg.La barra de escala en b = 100 micras, se aplica a un archivo. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51350/51350fig8highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver la imagen más grande.</a>

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A Method to Make a Craniotomy on the Ventral Skull of Neonate Rodents

Un método quirúrgico se describe para exponer el cráneo ventral en ratas neonatas. El uso de este enfoque es posible abrir una craneotomía para llevar a cabo la electrofisiología aguda y experimentos de microscopía de dos fotones en el tronco cerebral de las crías anestesiados.

Un método para hacer una craneotomía en el cráneo ventral del Neonato Roedores

The use of a craniotomy for in vivo experiments provides an opportunity to investigate the dynamics of diverse cellular processes in the mammalian brain ...

a-method-to-make-a-craniotomy-on-the-ventral-skull-of-neonate-rodents

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

15.2K vistas.  The City University of New York, City College.  Un método quirúrgico se describe para exponer el cráneo ventral en ratas neonatas. El uso de este enfoque es posible abrir una craneotomía para llevar a cabo la electrofisiología aguda y experimentos de microscopía de dos fotones en el tronco cerebral de las crías anestesiados. 

Video: A Method to Make a Craniotomy on the Ventral Skull of Neonate Rodents

Chronic Imaging of Mouse Visual Cortex Using a Thinned-skull Preparation

In vivo imaging using two-photon laser scanning microscopy (2PLSM) allows the study of living cells and neuronal processes in the intact brain. The technique presented here allows the imaging of the same area of the brain at several time points (chronic imaging) with microscopic resolution allowing the tracking of dendritic spines which are the small structures that represent the majority of postsynaptic excitatory sites in the CNS. The ability to clearly resolve fine cortical structures over several time points has many advantages, specifically in the study of brain plasticity in which morphological changes at synapses and circuit remodeling may help explain underlying mechanisms. In this video and supplementary material, we show a protocol for chronic in vivo imaging of the intact brain using a thinned-skull preparation. The thinned-skull preparation is a minimally invasive approach, which avoids potential damage to the dura and/or cortex, thus reducing the onset of an inflammatory response. When this protocol is performed correctly, it is possible to clearly monitor changes in dendritic spine characteristics in the intact brain over a prolonged period of time.

In this video and supplemental material, we show a protocol for chronic in vivo imaging of the intact brain using a thinned-skull preparation.

Imagen crónica de la corteza visual del ratón usando una preparación de Diluido-cráneo

In vivo imaging using two-photon laser scanning microscopy (2PLSM) allows the study of living cells and neuronal processes in the intact brain. The ...

Investigación

Neurociencias

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled samples with little to no tissue damage enables us to analyze cell morphology and to compare individual samples to each other, hence allowing the identification of mutant anomalies.
In the demonstrated dissection method the nervous system remains mostly inside the adult fly. Through a dorsal incision, the abdomen and thorax are opened and most of the internal organs are removed. Only the dorsal side of the ventral nerve cord (VNC) and the cervical connective 
(CvC) containing the big axons of the giant fibers (GFs)1 are exposed, while the brain containing the GF cell body and dendrites remains2 in the 
intact head. In this preparation most nerves of the VNC should remain attached to their muscles. 
Following the dissection, the intracellular filling of the giant fiber (GF) with a fluorescent dye is demonstrated. In the CvC the GF axons are located at the dorsal surface and thus can be easily visualized under a microscope with differential interference contrast (DIC) optics. This allows the injection of the GF axons with dye at this site to label the entire GF including the axons and their terminals in the VNC. This method results in reliable and strong staining of the GFs allowing the neurons to be imaged immediately after filling with an epifluorescent microscope. Alternatively, the fluorescent signal can be enhanced using standard immunohistochemistry procedures3 suitable for high resolution confocal microscopy.

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

An in vivo dissection of the adult Drosophila ventral nerve cord (VNC) is demonstrated. This particular dissection method causes little damage to the VNC allowing the subsequent labeling of the giant fiber neurons with fluorescent dye for high resolution imaging.

Preparación Todo el montaje del Adulto Drosophila Cordón nervioso ventral para inyección gigante tinte de fibra

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled ...

A Fully Automated and Highly Versatile System for Testing Multi-cognitive Functions and Recording Neuronal Activities in Rodents

We have developed a fully automated system for operant behavior testing and neuronal activity recording by which multiple cognitive brain functions can be investigated in a single task sequence. The unique feature of this system is a custom-made, acoustically transparent chamber that eliminates many of the issues associated with auditory cue control in most commercially available chambers. The ease with which operant devices can be added or replaced makes this system quite versatile, allowing for the implementation of a variety of auditory, visual, and olfactory behavioral tasks. Automation of the system allows fine temporal (10 ms) control and precise time-stamping of each event in a predesigned behavioral sequence. When combined with a multi-channel electrophysiology recording system, multiple cognitive brain functions, such as motivation, attention, decision-making, patience, and rewards, can be examined sequentially or independently.

In this report, we present a fully automated and highly versatile system capable of simultaneously testing multi-cognitive behaviors and recording neuronal activities for rodents.

Un sistema totalmente automatizado y altamente versátil para las pruebas múltiples funciones cognitivas y el registro de las actividades neuronales en los roedores

We have developed a fully automated system for operant behavior testing and neuronal activity recording by which multiple cognitive brain functions can be ...

In ovo Expression of MicroRNA in Ventral Chick Midbrain

Non-coding RNAs are additional players in regulating gene expression. Targeted in ovo electroporation of specific areas provides a unique tool for spatial and temporal control of ectopic microRNA expression. However, ventral brain structures like ventral midbrain are rather difficult to reach for any manipulations. Here, we demonstrate an efficient way to electroporate miRNA into ventral midbrain using thin platinum electrodes. This method offers a reliable way to transfect specific areas of the midbrain and a useful tool for in vivo studies.

In ovo Expression of MicroRNA in Ventral Chick Midbrain

Ectopic expression is one technique to elucidate the microRNAs role in brain development. However, targeting specific areas using in ovo electroporation is challenging. Here, we show an efficient way to selectively electroporate ventral and dorsal midbrain regions.

En Expression in ovo de microARN en ventral del polluelo Midbrain

Non-coding RNAs are additional players in regulating gene expression. Targeted in ovo electroporation of specific areas provides a unique tool for spatial ...

Laser Capture Microdissection - A Demonstration of the Isolation of Individual Dopamine Neurons and the Entire Ventral Tegmental Area

Laser capture microdissection (LCM) is used to isolate a concentrated population of individual cells or precise anatomical regions of tissue from tissue sections on a microscope slide. When combined with immunohistochemistry, LCM can be used to isolate individual cells types based on a specific protein marker. Here, the LCM technique is described for collecting a specific population of dopamine neurons directly labeled with&#160;tyrosine hydroxylase immunohistochemistry and for isolation of the dopamine neuron containing region of the ventral tegmental area using indirect tyrosine hydroxylase immunohistochemistry on a section adjacent to those used for LCM. An infrared (IR) capture laser is used to both dissect individual neurons as well as the ventral tegmental area off glass slides and onto an LCM cap for analysis. Complete dehydration of the tissue with 100% ethanol and xylene is critical. The combination of the IR capture laser and the ultraviolet (UV) cutting laser is used to isolate individual dopamine neurons or the ventral tegmental area when using PEN membrane slides. A PEN membrane slide has significant advantages over a glass slide as it offers better consistency in capturing and collecting cells, is faster collecting large pieces of tissue, is less reliant on dehydration and results in complete removal of the tissue from the slide. Although removal of large areas of tissue from a glass slide is feasible, it is considerably more time consuming and frequently leaves some residual tissue behind. Data shown here demonstrate that RNA of sufficient quantity and quality can be obtained using these procedures for quantitative PCR measurements. Although RNA and DNA are the most commonly isolated molecules from tissue and cells collected with LCM, isolation and measurement of microRNA, protein and epigenetic changes in DNA can also benefit from the enhanced anatomical and cellular resolution obtained using LCM.

The isolation of individual dopamine neurons or the ventral tegmental area with direct or indirect immunohistochemistry is demonstrated using laser capture microdissection. Parameters for isolation of tissue from a glass slide using an infrared laser and from membrane slides using the combination of an infrared and ultraviolet laser are discussed.

Microdisección de captura por láser - Una demostración del aislamiento individual de dopamina neuronas y el Área ventral tegmental completo

Laser capture microdissection (LCM) is used to isolate a concentrated population of individual cells or precise anatomical regions of tissue from tissue ...

Live Imaging of Nicotine Induced Calcium Signaling and Neurotransmitter Release Along Ventral Hippocampal Axons

Sustained enhancement of axonal signaling and increased neurotransmitter release by the activation of pre-synaptic nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs) is an important mechanism for neuromodulation by acetylcholine (ACh). The difficulty with access to probing the signaling mechanisms within intact axons and at nerve terminals both in vitro and in vivo has limited progress in the study of the pre-synaptic components of synaptic plasticity. Here we introduce a gene-chimeric preparation of ventral hippocampal (vHipp)&#8211;accumbens (nAcc) circuit in vitro that allows direct live imaging to analyze both the pre- and post-synaptic components of transmission while selectively varying the genetic profile of the pre- vs post-synaptic neurons. We demonstrate that projections from vHipp microslices, as pre-synaptic axonal input, form multiple, reliable glutamatergic synapses with post-synaptic targets, the dispersed neurons from nAcc. The pre-synaptic localization of various subtypes of nAChRs are detected and the pre-synaptic nicotinic signaling mediated synaptic transmission are monitored by concurrent electrophysiological recording and live cell imaging. This preparation also provides an informative approach to study the pre- and post-synaptic mechanisms of glutamatergic synaptic plasticity in vitro.

We developed a gene-chimeric preparation of ventral hippocampal &#8211; accumbens circuit in vitro that allows direct live imaging to analyze presynaptic mechanisms of nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs) mediated synaptic transmission. This preparation also provides an informative approach to study the pre- and post-synaptic mechanisms of synaptic plasticity.

Imágenes en vivo de nicotina señalización de calcio inducido y neurotransmisor lanzamiento Junto ventrales hipocampo axones

Sustained enhancement of axonal signaling and increased neurotransmitter release by the activation of pre-synaptic nicotinic acetylcholine receptors ...

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies using Drosophila have contributed important breakthroughs in understanding neurological processes. Thus, with the goal of understanding the cellular and molecular basis of TBI pathologies in humans, we developed the High Impact Trauma (HIT) device to inflict closed head TBI in flies. Flies subjected to the HIT device display phenotypes consistent with human TBI such as temporary incapacitation and progressive neurodegeneration. The HIT device uses a spring-based mechanism to propel flies against the wall of a vial, causing mechanical damage to the fly brain. The device is inexpensive and easy to construct, its operation is simple and rapid, and it produces reproducible results. Consequently, the HIT device can be combined with existing experimental tools and techniques for flies to address fundamental questions about TBI that can lead to the development of diagnostics and treatments for TBI. In particular, the HIT device can be used to perform large-scale genetic screens to understand the genetic basis of TBI pathologies.

A Method to Inflict Closed Head Traumatic Brain Injury in Drosophila

Here we describe a method to inflict closed head traumatic brain injury (TBI) in Drosophila. This method provides a gateway to investigate the cellular and molecular mechanisms that underlie TBI pathologies using the vast array of experimental tools and techniques available for flies.

Un método para infligir Cerrado Jefe lesión cerebral traumática en<em&gt; Drosophila</em

Traumatic brain injury (TBI) affects millions of people each year, causing impairment of physical, cognitive, and behavioral functions and death. Studies ...

A Volumetric Method for Quantification of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

Subarachnoid hemorrhage (SAH) is a subtype of hemorrhagic stroke. Cerebral vasospasm that occurs in the aftermath of the bleeding is an important factor determining patient outcome and is therefore frequently taken as a study endpoint. However, in small animal studies on SAH, quantification of cerebral vasospasm is a major challenge. Here, an ex vivo method is presented that allows quantification of volumes of entire vessel segments, which can be used as an objective measure to quantify cerebral vasospasm. In a first step, endovascular casting of the cerebral vasculature is performed using a radiopaque casting agent. Then, cross-sectional imaging data are acquired by micro computed tomography. The final step involves 3-dimensional reconstruction of the virtual vascular tree, followed by an algorithm to calculate center lines and volumes of the selected vessel segments. The method resulted in a highly accurate virtual reconstruction of the cerebrovascular tree shown by a diameter-based comparison of anatomical samples with their virtual reconstructions. Compared with vessel diameters alone, the vessel volumes highlight the differences between vasospastic and non-vasospastic vessels shown in a series of SAH and sham-operated mice.

The goal of this article is to present a method that allows a 3-dimensional reconstruction of the cerebrovascular tree in mice after micro computed tomography and determination of volumes of entire vessel segments that can be used to quantify cerebral vasospasm in murine models of subarachnoid hemorrhage.

Un método volumétrico para la cuantificación de vasoespasmo Cerebral en un modelo murino de hemorragia subaracnoidea

Subarachnoid hemorrhage (SAH) is a subtype of hemorrhagic stroke. Cerebral vasospasm that occurs in the aftermath of the bleeding is an important factor ...

The Power of Interstimulus Interval for the Assessment of Temporal Processing in Rodents

Temporal processing deficits have been implicated as a potential elemental dimension of higher-level cognitive processes, commonly observed in neurocognitive disorders. Despite the popularization of prepulse inhibition (PPI) in recent years, many current protocols promote using a percent of control measure, thereby precluding the assessment of temporal processing. The present study used cross-modal PPI and gap prepulse inhibition (gap-PPI) to demonstrate the benefits of employing a range of interstimulus intervals (ISIs) to delineate effects of sensory modality, psychostimulant exposure, and age. Assessment of sensory modality, psychostimulant exposure, and age reveals the utility of an approach varying the interstimulus interval (ISI) to establish the shape of the ISI function, including increases (sharper curve inflections) or decreases (flattening of the response amplitude curve) in startle amplitude. Additionally, shifts in peak response inhibition, suggestive of a differential sensitivity to the manipulation of ISI, are often revealed. Thus, the systematic manipulation of ISI affords a critical opportunity to evaluate temporal processing, which may reveal the underlying neural mechanisms involved in neurocognitive disorders.

Temporal processing, a preattentive process, may underlie deficits in higher-level cognitive processes, including attention, commonly observed in neurocognitive disorders. Using prepulse inhibition as an exemplar paradigm, we present a protocol for manipulating interstimulus interval (ISI) to establish the shape of the ISI function to provide an assessment of temporal processing.

El poder del Interstimulus intervalo para la evaluación de proceso Temporal en roedores

Temporal processing deficits have been implicated as a potential elemental dimension of higher-level cognitive processes, commonly observed in ...

Effects of Blast-induced Neurotrauma on Pressurized Rodent Middle Cerebral Arteries

Though there have been studies on the histopathological and behavioral effects of blast exposure, fewer have been dedicated to blast&#39;s cerebral vascular effects. Impact (i.e., non-blast) traumatic brain injury (TBI) is known to decrease pressure autoregulation in the cerebral vasculature in both humans and experimental animals. The hypothesis that blast-induced traumatic brain injury (bTBI), like impact TBI, results in impaired cerebral vascular reactivity was tested by measuring myogenic dilatory responses to reduced intravascular pressure in rodent middle cerebral arterial (MCA) segments from rats subjected to mild bTBI using an Advanced Blast Simulator (ABS) shock tube. Adult, male Sprague-Dawley rats were anesthetized, intubated, ventilated and prepared for Sham bTBI (identical manipulation and anesthesia except for blast injury) or mild bTBI. Rats were randomly assigned to receive Sham bTBI or mild bTBI followed by sacrifice 30 or 60 min post-injury. Immediately after bTBI, righting reflex (RR) suppression times were assessed, euthanasia at the time points post-injury was completed, the brain was harvested and the individual MCA segments were collected, mounted and pressurized. As the intraluminal pressure perfused through the arterial segments was reduced in 20 mmHg increments from 100 to 20 mmHg, MCA diameters were measured and recorded. With decreasing intraluminal pressure, MCA diameters steadily increased significantly above baseline in the Sham bTBI groups while MCA dilator responses were significantly reduced (p &#60; 0.05) in both bTBI groups as evidenced by the impaired, smaller MCA diameters recorded for the bTBI groups. In addition, RR suppression in the bTBI groups was significantly (p &#60; 0.05) higher than in the Sham bTBI groups. MCA&#39;s collected from the Sham bTBI groups exhibited typical vasodilatory properties to decreases in intraluminal pressure while MCA&#39;s collected following bTBI exhibited significantly impaired myogenic vasodilatory responses to reduced pressure that persisted for at least 60 min after bTBI.

Here, we present a protocol to describe methods for ex vivo vascular reactivity determination following a primary blast traumatic brain injury (bTBI) using isolated, pressurized, rodent middle cerebral arterial (MCA) segments. bTBI induction is accomplished using a shock tube, also known as an Advanced Blast Simulator (ABS) device.

Efectos de Neurotrauma inducido ráfaga en roedor a presión media de las arterias cerebrales

Though there have been studies on the histopathological and behavioral effects of blast exposure, fewer have been dedicated to blast&#39;s cerebral ...