Damos las gracias a Keith Shigeteni de asistencia en el insectario y Sostrom Natasha ayuda con gráficos de computadora. Este trabajo fue financiado por el USDA-ARS. Opiniones, resultados, conclusiones o recomendaciones expresadas en esta publicación son las de los autores y no reflejan necesariamente la opinión de la USDA. USDA es un proveedor con igualdad de oportunidades.

1. Prepare los huevos de acogida mosca de la fruta de parasitación <ol><li> Prepare un sustrato para los huevos de mosca de la fruta para ser parasitados por la preparación de agar (alternativamente, Gelcarin GP812, FMC biopolímero, Ewing NJ, una opción más rentable) los platos llenos, 10 cm de longitud por cada lado y 1,5 cm de profundidad. Preparar agar en una concentración de 9 gramos por litro de agua. </li><li> Llenar los platos hasta el borde de agar líquido (aproximadamente 70 ml), y dejar que se enfríe y solidifique (al menos 45 minutos). </li><li> Una vez que los bloques de agar son sólidos, aplicar una sola capa de papel de seda (una sola capa de tejido por lotes &quot;preferencia&quot; Georgia Pacific), que cubre la parte superior de cada bloque. El tejido se adhieren fácilmente a la agar debido a la humedad superficial. </li><li> Aplicar un volumen de 0,5 ml huevos mosca de la fruta en suspensión en el agua a la superficie del tejido cubierto de los bloques de agar. En nuestro insectario, esto es equivalente a alrededor de 6000 huevos de Bactrocera dorsalis (12.000 huevos por ml). </li><li> Utilice un trapo de 2,5 cm de ancho pincel mojado en agua para difundir los huevos mosca de la fruta de manera uniforme sobre la superficie del tejido. </li><li> Coloque los huevos mosca de la fruta en la pantalla inferior de las jaulas de los parasitoides para permitir la oviposición. Toque en la parte inferior de la pantalla inferior para eliminar los parásitos muertos que puedan obstruir los huevos. Lo mejor es que la pantalla inferior no toca los huevos. </li><li> Permitir que los parásitos ponen huevos durante la noche y al día siguiente, aproximadamente 21 horas. Este tiempo es suficiente para un alto porcentaje de los huevos para ser parasitados. La exposición ya superparasitization riesgos. </li></ol> 2. La eclosión y la pupación de frutos hospederos parasitados moscas <ol><li> Prepare la crianza de contenedores mediante la colocación de 3 a 3,5 bloques de agar preparado de huevos parasitados por cada 1,25 litros de la dieta de mosca de la fruta con 19 huevos hacia arriba. </li><li> Coloque el recipiente de la dieta con los huevos en una subida sobre una capa de 1,5 cm de profundidad de la vermiculita de grado fino o arena lavada en un recipiente grande la fase de pupa. Cubra el recipiente con una tapa de la fase de pupa y la cinta de los bordes de la cinta adhesiva con. La vermiculita se puede reutilizar después de haber examinado (ver más abajo). </li><li> Asegúrese de que haya suficiente espacio entre la parte superior del contenedor y la tapa de la dieta de la fase de pupa de contenedores para las larvas de mosca de la fruta a arrastrarse hacia fuera y &#39;pop&#39; 20 en el vemiculite a continuación. </li><li> Mueva los contenedores pupación a una habitación a 27 º C y 80% de humedad relativa (HR) durante una semana. Contenedores de tapa con un paño oscuro para los primeros cuatro días después quitar la ropa para los días restantes. </li><li> Retire la dieta larval después de una semana, una vez que las larvas han aparecido y entró en la vermiculita para la pupación. Si hay larvas en la vermiculita, que puedan pupar durante la noche. </li><li> Tamizar la pupa de la vermiculita. Comience con un tamiz grueso (aproximadamente 3 mm) a continuación, utilizar un tamiz a mano para eliminar cualquier resto de grupos de vermiculita. </li></ol> 3. Clasificación y selección <ol><li> Pupa contiene F. arisanus puede ser parcialmente separados de moscas de la fruta no parasitados por tamaño. Recoger pupa entre 1,65 y 2,26 mm de diámetro, ya que se verá enriquecido por las moscas parasitadas. 12 pupas que son más pequeños contienen en su mayoría parasitoides inferior, más pupa contienen principalmente moscas. Tenga en cuenta también que para el pupas parasitadas el porcentaje de mujeres se correlaciona positivamente con el tamaño 12. </li><li> Una variedad de métodos pueden ser empleados para clasificar por tamaño de las pupas. Vamos a describir un método mecánico utiliza un clasificador de tamaño personalizado 21. </li><li> Colocar las pupas en el embudo en la parte superior de un alimentador de vibración que poco a poco se alimenta el clasificador de tamaño. </li><li> Alimentar a las pupas en el clasificador de tamaño, que consiste en un par de barras de balanceo ligeramente divergentes en un ángulo de 30 °. La caída de las pupas de forma individual por tamaño en una serie de ranuras que desembocan en diez contenedores separados a través de un embudo. </li><li> Recoger las pupas de las copas en el rango de tamaño de 1,65 a 2,26 mm y colocarlos en una jaula de emergencia durante 7 días más hasta que la mayoría de las moscas han surgido de las pupas parasitadas. </li><li> A continuación, utilice un ventilador para separar pupas vacías de los insectos que todavía contiene. </li></ol> 4. F. arisanus aparición y el mantenimiento <ol><li> Para mantener la colonia de F. arisanus utilizar una jaula de parasitoides de fijación con un frente de cristal desmontable, de aproximadamente 25 cm de longitud por cada lado. La jaula tiene 1mm 2 de detección en la parte superior y dos de los lados. La parte trasera de la caja está cubierta de una lámina de goma con un agujero de 9 cm de acceso. El fondo de la jaula tiene un corte en el interior cubierto con 1-2mm 2 pantalla lo suficientemente grande como para permitir la colocación de dos bloques de agar con huevos de mosca de la fruta para la oviposición del parasitoide. </li><li> Las jaulas también deben tener la celebración de una porción de color a lo largo del cuarto inferior de la fachada de cristal para minimizar la luz que puede crear el hacinamiento parasitoide en la parte frontal de la jaula, lo que resulta en una elevada mortalidad. </li><li> Colocar aproximadamente 11 g de estos selecciónTed pupas en recipientes de plástico de aproximadamente 9 cm de diámetro. Esto debería producir alrededor de 600 a 700 parásitos por jaula. Selección de tamaño debe dar lugar a cerca de 60% de mujeres. </li><li> Coloque las tapas de los contenedores seleccionados. Las tapas deben estar cubiertas con 2 mm 2 de detección, lo que permitirá adultos de F. arsianus dejar los recipientes en emergencia pero, contendrá ninguna mosca de la fruta restante. </li><li> Mantener a los parásitos a los 24 ° C y 45% HR con una ventilación 12:12 fotoperíodo y buenos. Si se observa una elevada mortalidad, en movimiento de las jaulas al aire libre durante unas horas al día o aumentar la ventilación puede reducir. Los parásitos deben estar dispuestos a poner huevos en una semana más y debe ser productivo durante dos semanas más. </li><li> Racha sin diluir la miel girar la parte superior de las jaulas al menos tres veces por semana o cuando la miel está disponible en seco. Aplicar la miel girar en vetas angostas con un dedo. Tenga en cuenta que si las rayas son demasiado pesados ​​que la miel por goteo en la jaula, y si también la luz de la miel se seca rápidamente y requieren la reaplicación frecuente. </li><li> Coloque los bloques de agar (10 cm x 10 cm x 4 cm) en la parte superior de las jaulas para proporcionar humedad a los parásitos. Estos deben cambiarse dos veces por semana. </li></ol> 5. Los resultados representativos: Presentamos aquí los resultados de los procedimientos de control de calidad realizado en la F. USDA-ARS arisanus operación de cría en Hilo, Hawaii entre el 5 y 22 de junio de 2010. La cría en el lugar de Hilo, en la escala descrita en este artículo de vídeo y el protocolo se inició en agosto de 2009, y los problemas iniciales y los ajustes con la nueva ubicación había sido en su mayoría resueltas en enero. Por lo tanto, estos datos son representativos de los resultados de otros investigadores puedan obtener a partir de su colonia si se sigue el protocolo como se describe y que los insectos experiencia de la crianza en general. Durante este periodo se mantiene una pequeña colonia de F. arisanus: 4 jaulas parasitoide celebración producido por semana, lo que equivale a cerca de 3600 F. arisanus. Una comprobación inicial de las tasas de parasitación enriquecido se realizó tomando una muestra de 2 g de pupas en el rango de tamaño de 1,65 a 2,26 mm (enriquecido) antes de una semana adicional de desarrollo en una jaula de retención (es decir, inmediatamente después de la dieta larval fue removido y el pupas tamizada y ordenados tamaño. Nos referimos a estos como &quot;pupas temprano&quot;). Durante los tres primeros meses de 2010 los parásitos proporción media en la muestra enriquecida fue de 0,46 (SD = 0,18). Durante el trimestre, después de esta media fue de 0,58 (SD = 0,08), lo que refleja la estabilización de los procedimientos de la colonia y la crianza en la nueva ubicación. Tenga en cuenta que las pupas que no se enriqueció con éxito parasitados son los que no producen emergentes y las que producen las moscas. Después de una semana más en la eliminación de la jaula celebración de pupas vacías otra muestra fue tomada dos gramos (&#39;pupas tarde &quot;). Moscas de la fruta representa menos del 1% de esta segunda muestra. El bajo porcentaje de moscas de la fruta se debe en parte a la aparición anterior de moscas en comparación con los parásitos, por lo que la mayoría de las moscas se mantuvo en el recipiente que contiene. Finalmente, la Figura 1 se presenta la producción en masa de pupa, de enero a junio de 2010. Los rendimientos se miden a partir de pupas enriquecido en el rango de tamaños de interés, 1,65-2,26 mm. La gran masa de &#39;pupas temprana &quot;a principios del año indica una alta proporción de pupas de moscas de la fruta y que no ha salido en ese momento, mientras que los ajustes se están realizando para la nueva instalación. <img src="/files/ftp_upload/2901/2901fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Producción de uranio enriquecido (diámetro 1,65 pupa-2.26mm) precoz (inmediatamente después de la selección de tamaño) y &quot;tardío&quot; (después de la celebración de una semana y la eliminación de carcasas vacías) pupas en la colonia del ARS-USDA F. ariasnus en Hilo, Hawai , 1-06 2010

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No tenemos ningún conflicto de interés al informe.

En este artículo de vídeo protocolo y el acompañamiento que hemos descrito y demostrado un protocolo optimizado para la cría de F. ariasnus, un parasitoide de moscas de la fruta tefrítidas, en un entorno de laboratorio. Este protocolo ha sido perfeccionado a lo largo de los años para reducir al mínimo la cantidad de equipos de trabajo especializados y necesarios para mantener una colonia. Tomamos nota de que una bien establecida, colonia productiva y estable de las moscas de la fruta de acogida es necesaria para cualquier intento de parasitoides de cría. En nuestro insectario usamos Bactrocera dorsalis como una mosca de la fruta de acogida, pero otras especies han demostrado ser los anfitriones competentes y 14-17. Varios aspectos de la F. mantenimiento arisanus colonia quedan por explorar. Estos incluyen la tasa de adaptación de esta especie de laboratorio 10, los mecanismos de aprendizaje de 22 y los cambios genéticos que pueden producirse con la adaptación y los mecanismos que pueden estar implicados en la plasticidad volar anfitrión de la fruta. En los últimos diez años ha habido múltiples ejemplos de la propagación de moscas Dacine en todo el mundo, en particular los del género Bactrocera: B. dorsalis en la Polinesia Francesa, B. carambolae en partes de América del Sur, B. invadens en África y B. zonata en África del Norte y del Mediterráneo. 3,23,18 Prueba de la efectividad de los agentes de control biológico, tales como F. arisanus contra otras especies de Bactrocera debe ser una alta prioridad, y tenemos la esperanza de que la aplicación de los métodos descritos en este protocolo y el video que acompaña el artículo, se acelerará la investigación sobre F. arisanus en una amplia variedad de ubicaciones 24. Finalmente, la investigación más con este método como punto de partida también puede proporcionar información importante para la colonización de los parasitoides de huevos novela 25,1

an optimized protocol for rearing fopius arisanus, a parasitoid of tephritid fruit flies

Fopius arisanus (Sonan) es un parasitoide importante de moscas de la fruta tefrítidas al menos por dos razones. En primer lugar, es el uno de los tres parasitoides opiine sabe que infectan el huésped durante la etapa de huevo 1. En segundo lugar, tiene una amplia gama de posibles anfitriones mosca de la fruta. Quizás debido a su historia de vida, F. arisanus ha sido utilizado con éxito para el control biológico de moscas de la fruta en varias regiones tropicales 2-4. Uno de los impedimentos para el uso de ancho de F. arisanus para el control de mosca de la fruta es que es difícil establecer una colonia de laboratorio estable 5-9. A pesar de esta dificultad, en la década de 1990 los investigadores del USDA ha desarrollado un método confiable para mantener las poblaciones de laboratorio de F. arisanus 10-12. Existe un interés significativo en F. arisanus biología 13,14, especialmente en cuanto a su capacidad de colonizar una amplia variedad de huéspedes tefrítidas 14-17; interés es especialmente impulsada por la alarmante propagación de las plagas de mosca de la fruta Bactrocera a nuevos continentes en la última década 18. Nuevas investigaciones sobre F. arisanus y despliegues adicionales de esta especie como un agente de control biológico se beneficiarán de las optimizaciones y mejoras de métodos de cría. En este protocolo y en el artículo asociado de vídeo que describen un método optimizado para la cría de F. arisanus basa en un enfoque descrito previamente 12. El método que se describe aquí permite la crianza de F. arisanus en pequeña escala, sin el uso de la fruta, utilizando los materiales disponibles en las regiones tropicales de todo el mundo y con los requisitos de mano de obra relativamente bajos manual.

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An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus es un parasitoide de huevos de larvas de moscas de la fruta tefrítidas que se utiliza con éxito en el control biológico de estas plagas tropicales importantes. Se describe aquí un protocolo optimizado para la cría de F. arisanus a pequeña escala, utilizando materiales fácilmente disponibles.

Un protocolo optimizado para cría Fopius arisanus, Un parasitoide de moscas de fruta tefrítidas

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine ...

an-optimized-protocol-for-rearing-fopius-arisanus-parasitoid

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

14.7K vistas.  US Pacific Basin Agricultural Research Center. Fopius arisanus es un parasitoide de huevos de larvas de moscas de la fruta tefrítidas que se utiliza con éxito en el control biológico de estas plagas tropicales importantes. Se describe aquí un protocolo optimizado para la cría de F. arisanus a pequeña escala, utilizando materiales fácilmente disponibles.

Video: An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Studying Aggression in Drosophila (fruit flies)

Aggression is an innate behavior that evolved in the framework of defending or obtaining resources. This complex social behavior is influenced by genetic, hormonal and environmental factors. In many organisms, aggression is critical to survival but controlling and suppressing aggression in distinct contexts also has become increasingly important. In recent years, invertebrates have become increasingly useful as model systems for investigating the genetic and systems biological basis of complex social behavior. This is in part due to the diverse repertoire of behaviors exhibited by these organisms. In the accompanying video, we outline a method for analyzing aggression in Drosophila whose design encompasses important eco-ethological constraints. Details include steps for: making a fighting chamber; isolating and painting flies; adding flies to the fight chamber; and video taping fights. This approach is currently being used to identify candidate genes important in aggression and in elaborating the neuronal circuitry that underlies the output of aggression and other social behaviors.

Studying Aggression in Drosophila fruit flies

El estudio de la agresión en Drosophila (mosca de la fruta)

Aggression is an innate behavior that evolved in the framework of defending or obtaining resources.  This complex social behavior is influenced by ...

Investigación

Biología

Protocol for Mosquito Rearing (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night cycle. For this procedure, you'll need mosquito cages, 10% sterile sucrose solution, paper towels, beaker, whatman filter paper, glass feeders, human blood and serum, water bath, parafilm, distilled water, clean plastic trays, mosquito food (described below), mosquito net to cover the trays, vacuum, and a collection chamber to collect adults.

Protocol for Mosquito Rearing A. gambiae

This video illustrates the general techniques used to rear Anopheles gambiae in the laboratory. The methods for caring for laboratory mosquitoes are demonstrated through all stages of the organism's life cycle from larvae to pupae to blood-feeding adults.

Protocolo para la cría de los mosquitos (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night ...

A Protocol for the Production of KLRG1 Tetramer

Killer cell lectin-like receptor G1 (KLRG1) is a type II transmembrane glycoprotein inhibitory receptor belonging to the C type lectin-like superfamily. KLRG1 exists both as a monomer and as a disulfide-linked homodimer. This well-conserved receptor is found on the most mature and recently activated NK cells as well as on a subset of effector/memory T cells.
Using KLRG1 tetramer as well as other methods, E-, N-, and R-cadherins were identified as KLRG1 ligands. These Ca2+-dependent cell-cell adhesion molecules comprises of an extracellular domain containing five cadherin repeats responsible for cell-cell interactions, a transmembrane domain and a cytoplasmic domain that is linked to the actin cytoskeleton. 
Generation of the KLRG1 tetramer was essential to the identification of the KLRG1 ligands. KLRG1 tetramer is also a unique tool to elucidate the roles cadherin and KLRG1 play in regulating the immune response and tissue integrity.

This protocol describes the production of KLRG1 tetramer, which is a powerful tool for the analysis of KLRG1 ligands.

Un protocolo para la producción de KLRG1 Tetramer

Killer cell lectin-like receptor G1 (KLRG1) is a type II transmembrane glycoprotein inhibitory receptor belonging to the C type lectin-like superfamily. ...

Isolation and Biophysical Study of Fruit Cuticles

The cuticle, a hydrophobic protective layer on the aerial parts of terrestrial plants, functions as a versatile defensive barrier to various biotic and abiotic stresses and also regulates water flow from the external environment.1 A biopolyester (cutin) and long-chain fatty acids (waxes) form the principal structural framework of the cuticle; the functional integrity of the cuticular layer depends on the outer 'epicuticular' layer as well as the blend consisting of the cutin biopolymer and 'intracuticular' waxes.2 Herein, we describe a comprehensive protocol to extract waxes exhaustively from commercial tomato (Solanum lycopersicum) fruit cuticles or to remove epicuticular and intracuticular waxes sequentially and selectively from the cuticle composite. The method of Jetter and Sch&auml;ffer (2001) was adapted for the stepwise extraction of epicuticular and intracuticular waxes from the fruit cuticle.3,4 To monitor the process of sequential wax removal, solid-state cross-polarization magic-angle-spinning (CPMAS) 13C NMR spectroscopy was used in parallel with atomic force microscopy (AFM), providing molecular-level structural profiles of the bulk materials complemented by information on the microscale topography and roughness of the cuticular surfaces. To evaluate the cross-linking capabilities of dewaxed cuticles from cultivated wild-type and single-gene mutant tomato fruits, MAS 13C NMR was used to compare the relative proportions of oxygenated aliphatic (CHO and CH2O) chemical moieties.
Exhaustive dewaxing by stepwise Soxhlet extraction with a panel of solvents of varying polarity provides an effective means to isolate wax moieties based on the hydrophobic characteristics of their aliphatic and aromatic constituents, while preserving the chemical structure of the cutin biopolyester. The mechanical extraction of epicuticular waxes and selective removal of intracuticular waxes, when monitored by complementary physical methodologies, provides an unprecedented means to investigate the cuticle assembly: this approach reveals the supramolecular organization and structural integration of various types of waxes, the architecture of the cutin-wax matrix, and the chemical composition of each constituent. In addition, solid-state 13C NMR reveals differences in the relative numbers of CHO and CH2O chemical moieties for wild-type and mutant red ripe tomato fruits. The NMR techniques offer exceptional tools to fingerprint the molecular structure of cuticular materials that are insoluble, amorphous, and chemically heterogeneous. As a noninvasive surface-selective imaging technique, AFM furnishes an effective and direct means to probe the structural organization of the cuticular assembly on the nm-&mu;m length scale.

Aerial plant organs are protected by the cuticle, a supramolecular biopolyester-wax assembly. We present protocols to monitor selective removal of epi- and intracuticular waxes from tomato fruit cuticles on molecular and micro scales by solid-state NMR and atomic force microscopy, respectively, and to assess the cross-linking capacity of engineered cuticular biopolyesters.

El aislamiento y estudio biofísico de las cutículas de fruta

The cuticle, a hydrophobic protective layer on the aerial parts of terrestrial plants, functions as a versatile defensive barrier to various biotic and ...

Fruit Volatile Analysis Using an Electronic Nose

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit aroma. Maturity at harvest is one of the key factors influencing the flavor quality of fruits and vegetables1. The validation of robust methods that rapidly assess fruit maturity and aroma quality would allow improved management of advanced breeding programs, production practices and postharvest handling. 
Over the last three decades, much research has been conducted to develop so-called electronic noses, which are devices able to rapidly detect odors and flavors2-4. Currently there are several commercially available electronic noses able to perform volatile analysis, based on different technologies. The electronic nose used in our work (zNose, EST, Newbury Park, CA, USA), consists of ultra-fast gas chromatography coupled with a surface acoustic wave sensor (UFGC-SAW). This technology has already been tested for its ability to monitor quality of various commodities, including detection of deterioration in apple5; ripeness and rot evaluation in mango6; aroma profiling of thymus species7; C6 volatile compounds in grape berries8; characterization of vegetable oil9 and detection of adulterants in virgin coconut oil10. 
This system can perform the three major steps of aroma analysis: headspace sampling, separation of volatile compounds, and detection. In about one minute, the output, a chromatogram, is produced and, after a purging cycle, the instrument is ready for further analysis. The results obtained with the zNose can be compared to those of other gas-chromatographic systems by calculation of Kovats Indices (KI). Once the instrument has been tuned with an alkane standard solution, the retention times are automatically converted into KIs. However, slight changes in temperature and flow rate are expected to occur over time, causing retention times to drift. Also, depending on the polarity of the column stationary phase, the reproducibility of KI calculations can vary by several index units11. A series of programs and graphical interfaces were therefore developed to compare calculated KIs among samples in a semi-automated fashion. These programs reduce the time required for chromatogram analysis of large data sets and minimize the potential for misinterpretation of the data when chromatograms are not perfectly aligned.
We present a method for rapid volatile compound analysis in fruit. Sample preparation, data acquisition and handling procedures are also discussed.

A rapid method for volatile compound analysis in fruit is described. The volatile compounds present in the headspace of a homogenate of the sample are rapidly separated and detected with ultra-fast gas chromatography (GC) coupled with a surface acoustic wave (SAW) sensor. A procedure for data handling and analysis is also discussed.

Frutas volátil análisis mediante una nariz electrónica

Numerous and diverse physiological changes occur during fruit ripening, including the development of a specific volatile blend that characterizes fruit ...

Optimized Protocol for Retinal Wholemount Preparation for Imaging and Immunohistochemistry

Working with delicate tissue can be a complicating factor when performing immunohistochemical assessment. Here, we present a method that utilizes a ring-supported hydrophilized PTFE membrane to provide structural support to both living and fixed tissue during immunohistochemical processing, which allows for the use of a variety of protocols that would otherwise cause damage to the tissue. First, this is demonstrated with bolus loading of fluorescent markers into living retinal tissue. This method allows for quick visualization of targeted structures, while the membrane support maintains tissue integrity during the injection and allows for easy transfer of the preparation for further imaging or processing.
Second, a procedure for antibody staining in tissue fixed with carbodiimide is described. Though paraformaldehyde fixation is more common, carbodiimide fixation provides a superior substrate for the visualization of synaptic proteins. A limitation of carbodiimide is that the resulting fixed tissue is relatively fragile; however, this is overcome with the use of the supporting membrane. Retinal tissue is used to demonstrate these techniques, but they may be applied to any fragile tissue.

The protocol described here is for structural assessment of a wholemount retinal preparation. This includes descriptions of tissue dissection, mounting onto a hydrophilized polytetrafluoroethylene (PTFE) membrane insert, bolus loading with fluorescent markers, and a comparison of fixation with carbodiimide and paraformaldehyde for immunohistochemical analysis of cellular and synaptic components.

Protocolo optimizado para Retina Preparación Wholemount de la Imagen y la inmunohistoquímica

Working with delicate tissue can be a complicating factor when performing immunohistochemical assessment. Here, we present a method that utilizes a ...

Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in agronomic practices resulted in serious outbreaks of stable flies in several countries. These outbreaks disrupted livestock production and human recreation resulting in public demands for increasing research and management efforts for this pest. A simple and inexpensive procedure for rearing stable flies for laboratory studies is presented. The procedure uses locally available diet components, equipment and supplies. The procedure can be adapted for rearing other muscoid flies including face fly (Musca autumnalis), horn fly (Haematobia irritans), and house fly (Musca domestica). The procedure produces stable fly puparia averaging 12.5 mg and ~35% egg to adult survival. Approximately 3000 flies are produced in each pan.

A procedure for rearing stable flies (Stomoxys calcitrans) is presented. The procedure uses locally available materials for diet components, equipment and supplies.

Laboratorio de cría de moscas de los establos y otros dípteros afines

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies&#8212;Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in practice, as adult flies fly. Demonstrated here is how to make some simple and cost-effective tools to address difficult issues in the handling of Drosophila. Holes in foam stoppers are made and pipette tips or funnels are inserted into the holes. Flies then move only in one direction into the pipette tip/funnel assemblage, allowing efficient control of the transfer of adult Drosophila into or out of a vial. Existing protocols have been modified for cool-anesthetizing flies by chilling in crushed ice and transferring them onto a cold, hard icepack surface. The icepack is covered with a piece of medical gauze that keeps immobilized flies from the condensed water when examined under a stereomicroscope. The flies are finally euthanized for counting and sorting or discarded by microwaving. A bottle-shaped cage has also been developed for collecting eggs, as well as a labor-saving device and accompanying protocol for cleaning glass culture vials.

Described here is the use of several homemade tools to transfer, chill, and kill adult Drosophila, as well as to clean glass culture vials and collect eggs. These tools are easy to make and are rather efficient in handling Drosophila.

Herramientas caseras simples para manejar moscas de la fruta—Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in ...

Topical Application Bioassay to Quantify Insecticide Toxicity for Mosquitoes and Fruit Flies

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. Insecticide resistance surveillance of mosquito populations is typically done through Centers for Disease Control and Prevention (CDC) bottle bioassays or World Health Organization (WHO) tube tests. However, these methods can result in a high degree of variability in mortality data due to variable insecticide contact with&#160;the insect, the relatively small numbers of organisms tested, extensive variation in mass between populations, and constantly changing environmental conditions, leading to variable outcomes. This paper presents the topical application bioassay, adapted as a high-throughput phenotypic bioassay for both mosquitoes and fruit flies, to test large numbers of insects along&#160;a range of insecticide concentrations.
This assay 1) ensures consistent treatment and insecticide contact with every organism, 2) produces highly specific dose-response curves that account for differences in average mass between strains and sexes (which is particularly important for field-collected organisms), and 3) allows for the calculation of statistically rigorous median lethal doses (LD50), which are necessary for resistance ratio comparisons-an alternative surveillance approach from diagnostic dose mortality, which is also used for larvicide resistance surveillance. This assay will be a complementary tool for accurately phenotyping mosquito populations and, as illustrated using fruit flies, is easily adaptable for use with other insects. We argue that this assay will help fill the gap between genotypic and phenotypic insecticide resistance in multiple insect species.

We describe the methodology and importance of the topical application bioassay to measure insecticide susceptibility in mosquitoes and fruit flies. The presented assay is high-throughput, utilizes insect mass-thus allowing for calculating a mass-relativized lethal dose instead of concentration-and likely has lower variability than other similar methods.

Bioensayo de aplicación tópica para cuantificar la toxicidad de insecticidas para mosquitos y moscas de la fruta

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. ...

Methods for Rearing the Parasitoid Ganaspis brasiliensis, a Promising Biological Control Agent for the Invasive Drosophila suzukii

Native to East Asia, the spotted-wing drosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), has established widely in the Americas, Europe, and parts of Africa over the last decade, becoming a devastating pest of various soft-skinned fruits in its invaded regions. Biological control, especially by means of self-perpetuating and specialized parasitoids, is expected to be a viable option for sustainable area-wide management of this highly mobile and polyphagous pest. Ganaspis brasiliensis Ihering (Hymenoptera: Figitidae) is a larval parasitoid that is widely distributed in East Asia, and has been found to be one of the most effective parasitoids of D. suzukii.
Following rigorous pre-introduction evaluations of its efficacy and potential non-target risks, one of the more host-specific genetic groups of this species (G1 G. brasiliensis) has been approved recently for introduction and field release in the United States and Italy. Another genetic group (G3 G. brasiliensis), which was also commonly found to attack D. suzukii in East Asia, may be considered for introduction in the near future. There is currently enormous interest in rearing G. brasiliensis for research or in mass-production for field release against D. suzukii. This protocol and associated video article describe effective rearing methods for this parasitoid, both on a small scale for research and a large scale for mass-production and field release. These methods may benefit further long-term research and use of this Asian-native parasitoid as a promising biological control agent for this global invasive pest.

Methods for Rearing the Parasitoid Ganaspis brasiliensis, a Promising Biological Control Agent for the Invasive Drosophila suzukii

Ganaspis brasiliensis-a larval parasitoid of Drosophila suzukii (a global invasive fruit crop pest)-has been approved or is considered for introduction into Europe and the United States for biological control of this pest. This article provides protocols for both small-scale and large-scale rearing of this parasitoid.

Métodos para la cría del parasitoide Ganaspis brasiliensis, un prometedor agente de control biológico para la Drosophila suzukii invasora

Native to East Asia, the spotted-wing drosophila, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), has established widely in the Americas, Europe, ...