Cardiaca Presión-Volumen Análisis Loop Utilizando conductancia catéteres en ratones

Cardiac pressure-volume loop analysis is the most comprehensive way to measure cardiac function in the intact heart. We describe a technique to perform and analyze cardiac pressure volume loops, using conductance catheters.

Cardiac pressure-volume loop analysis is the “gold-standard” in the assessment of load-dependent and load-independent measures of ventricular systolic and diastolic function. Measures of ventricular contractility and compliance are obtained through examination of cardiac response to changes in afterload and preload. These techniques were originally developed nearly three decades ago to measure cardiac function in large mammals and humans. The application of these analyses to small mammals, such as mice, has been accomplished through the optimization of microsurgical techniques and creation of conductance catheters. Conductance catheters allow for estimation of the blood pool by exploiting the relationship between electrical conductance and volume. When properly performed, these techniques allow for testing of cardiac function in genetic mutant mouse models or in drug treatment studies. The accuracy and precision of these studies are dependent on careful attention to the calibration of instruments, systematic conduct of hemodynamic measurements and data analyses. We will review the methods of conducting pressure-volume loop experiments using a conductance catheter in mice.

Análisis de bucle de volumen de la presión cardíaca proporciona información detallada de la función cardíaca y son el estándar de oro para la evaluación funcional ^1. Mientras que las técnicas de imagen como la ecocardiografía o resonancia magnética cardiaca proporcionan medidas funcionales, estas medidas son altamente dependientes de las condiciones de carga. Medidas independiente de la carga de la contractilidad cardíaca y la relajación requieren mediciones dinámicas de la presión ventricular y la relación volumen en un intervalo de precarga y la poscarga. Esta comprensión de la relación presión-volumen surge del trabajo pionero de Sagawa y colegas ^2,3. Demostraron en ex vivo corazones perfundidos canina que las medidas derivadas de la contractilidad del bucle presión-volumen fueron independientes de las condiciones de carga ^4.

En la aplicación in vivo de estos análisis se hizo posible con el desarrollo de catéteres de conductancia en los años 1980. Este avance técnico permitido Kass y sus colaboradores para llevar a cabo el análisis de bucle presión-volumen en humanos ^5,6. La miniaturización de los catéteres de conductancia y mejoras en las técnicas quirúrgicas en el finales de 1990 de ⁷ hizo el análisis de la función cardiaca roedor viable, lo que permite estudios genéticos y farmacológicos a realizar. Este avance tiene ya lugar a la utilización generalizada de análisis de bucle presión-volumen y ha generado una gran cantidad de información sobre la fisiología cardiaca de los mamíferos.

Un concepto clave en el uso de catéteres de conductancia y la interpretación de los datos obtenidos a partir de que es la relación entre el volumen y la conductancia. La conductancia es inversamente proporcional a la tensión, que se mide usando un catéter con electrodos colocados de manera proximal, por lo general colocados debajo de la válvula aórtica, y distalmente, en el ápice LV ^8. Los cambios en la tensión o de la conductancia se mide por cambios en la corriente que fluye desde proximal a distal del electrodo. Aunque la piscina de sangre contribuyens de manera significativa a la conductancia, la contribución de la pared ventricular, denominado conductancia en paralelo (V _p), a la conductancia medida se debe restar de obtener mediciones de volumen LV absolutos.

Los métodos para llevar a cabo esta corrección, llamada una calibración de solución salina, se discuten en el protocolo a continuación. La relación matemática entre la conductancia y el volumen, descrito por Baan y sus colegas, es que el volumen = 1 / α; (ρ L ²⁾ (GG _{p), donde} α = factor de corrección de campo uniforme, ρ = resistividad de la sangre, L = distancia entre los electrodos, G = conductancia y G _{p =} conductancia no sangre ^9. Es de destacar que el factor de corrección de campo uniforme en ratones se aproxima a 1,0 debido a los volúmenes de cámara pequeñas ^10. Junto con transductores de presión, el catéter de conductancia proporciona datos de presión y volumen simultánea en tiempo real.

Pressu Cardiacare-volumen de análisis presenta ventajas particulares sobre otras medidas de la función cardiaca, ya que permiten la medición de la función ventricular independiente de las condiciones de carga y de la frecuencia cardíaca. De carga independiente índices cardíacos específicos de la contractilidad incluyen: relación del volumen final de la presión sistólica (ESPVR), d P / d _t max relación volumen--end diastólica, elastancia máxima _(Emax) y precarga trabajo sistólico reclutable (PRSW). Una medida independiente de la carga de la función diastólica es la relación volumen de la presión diastólica final (EDPVR) ^11. El siguiente protocolo describe la realización del análisis de bucle de volumen de presión cardiaca, utilizando tanto la carótida y un enfoque apical. Si bien la metodología para llevar a cabo estos estudios se han descrito en detalle previamente ^8,11, vamos a revisar los pasos clave para obtener mediciones de presión-volumen precisos, incluyendo tanto la solución salina y la calibración cubeta de corrección, y proporcionar una demostración visual de thesprocedimientos e. La investigación con animales llevados a cabo para este estudio fue manejado de acuerdo a los protocolos aprobados y normas de bienestar animal de Comité de Cuidado y Uso de Animales Institucional de la Universidad de Duke Medical Center.

1. Preparativos conductancia catéter y calibración de presión

1. Conecte el catéter de conductancia al módulo catéter hemodinámica. Calibrar electrónicamente mediciones de la presión y el volumen mediante el registro de la presión preestablecida y el volumen establecido en el módulo de sonda. Grabar un rastreo de 0 mm Hg y 25 mm Hg (Figura 1A) y asignar las tensiones a ambos trazados de presión (Figura 1B y 1C). Del mismo modo, grabar un trazado volumen de 5 RVU y 25 RVU (Figura 1D) y asignar las tensiones a ambos trazados volumen (1E y 1F).
2. Confirme la calibración de presión electrónico con una calibración de presión manual, utilizando un esfigmomanómetro de columna de mercurio. Coloque el puerto manguito del esfigmomanómetro con una llave de paso de 3 vías. Llene un sistema de válvula hemostática de 3 puertos, a menudo utilizado para la angioplastia coronaria, con agua RT utilizando el puerto de lado.
   1. Coloque la punta de un catéter de conductancia en la válvula hemostática lleno de fluido y seguro suavemente ingenioHout retorcimiento del catéter. Conecte la válvula hemostática para el esfigmomanómetro e inflar hasta 200 mmHg y el bloqueo de 3 vías llave de paso. Examinar si la presión medida se corresponde con la presión de inflado del esfigmomanómetro.
3. Place catéter en solución salina calentada a 37 ° C que está en el nivel de la presión campo de operación y medir. Ajuste el control de presión hasta que las presiones registradas está en cero.

2. Anestesia / intubación

1. Administrar ketamina / xilazina (80-100 / 10 kg mg ^-1) como una inyección intraperitoneal.
   Nota: agentes anestésicos alternativos pueden ser utilizados. Una extensa lista de anestésicos se proporcionan en las revisiones anteriores de esta técnica ^11,12. Anestesia adecuada puede ser confirmado por pizca de cola suave.
2. Una vez anestesiado, afeitarse el cuello y el pecho con cortar el pelo y el lugar en una almohadilla caliente. Mantener la temperatura rectal del ratón en 36,5 a 37,5 ºC. Las bajas temperaturas del cuerpodará lugar a ritmos cardíacos deprimidos. Aplique ungüento para los ojos para evitar la sequedad
3. Haga una incisión en la línea media en el cuello y diseccionar los músculos traqueales para exponer la tráquea. Coloque un tubo endotraqueal a través de la boca, mientras que la visualización de la tráquea para asegurar la intubación, y conectar con el respirador.
4. Mantener ratón en el ventilador durante el procedimiento. Configuración del conjunto de ventilador basan en el peso de los animales a lo descrito previamente ^11. Volumen corriente (ml) = 6,2 x (peso de los animales en kilogramos) ^1.01 y la frecuencia respiratoria = 53,5 x (peso de los animales en kilogramos) ^-0.26.

3. Colocación de la conductancia catéter en la cámara LV

1. Enfoque de la carótida
   1. Para asegurar la esterilidad, dos conjuntos de instrumentos quirúrgicos estériles son uno Used- para la incisión inicial en la piel y uno para operar en la toracotomía. Los instrumentos deben ser descontaminados utilizando un esterilizador seco entre los animales durante una sesión quirúrgica individuo unand autoclave al final de cada día quirúrgico.
   2. Después de que la piel ha sido descontaminado con tres ciclos de un exfoliante de la piel Clorhexidina + alcohol (solución de alcohol / 70% de clorhexidina al 0,5%), realizar una incisión sobre la carótida derecha desde la mandíbula al esternón. Diseccionar el tejido circundante para exponer la carótida derecha, y cortar el nervio vago, que corre junto a la carótida.
   3. Coloque una sutura de seda 6-0 estéril alrededor del extremo distal (lejos del pecho) de la arteria carótida, la corbata y seguro. Coloque dos suturas adicionales debajo de la arteria carótida proximal (más cerca en el pecho) a la primera sutura, sin apretar atar la sutura media. Tire suavemente la sutura proximal y asegurar sujetando a la piel. Asegúrese de que la arteria carótida se ha sujetado tanto proximal y distal antes de proceder.
   4. Hacer una pequeña incisión en la arteria carótida R., proximal a la primera sutura, y se extienden longitudinalmente hacia el pecho.
   5. Inserte la punta del catéter de conductancia,empapado previamente en solución salina caliente durante 30 min, en el recipiente a través de la incisión y asegurar el catéter usando la sutura media.
   6. Avanzar suavemente el catéter en el ventrículo izquierdo a través de la carótida, mientras ve el bucle presión-volumen de rastreo para asegurar la colocación correcta.
      Nota: La ubicación óptima del catéter debe producir bucles de presión-volumen que aparecen rectangular (Ver Figura 2). Si se encuentra cualquier resistencia al paso del catéter, tire suavemente hacia adelante y avanzar de nuevo con una suave presión. Rotación suave del catéter puede ayudar con la colocación en el ventrículo izquierdo. Forzar el catéter de conductancia puede llevar a complicaciones cardiovasculares graves o daños al catéter.
   7. Record línea de base de presión-volumen bucles de ~ 10 min después de la colocación del catéter y el logro de un estado estacionario (Figura 2).
2. Enfoque Apical
   1. En un ratón anestesiado y ventilado, hacer una incisión from el proceso xifoides y cortar a través de la pared torácica lateralmente hasta que el diafragma es visible.
   2. Cortar aunque el diafragma y visualizar el vértice del corazón.
   3. Insertar el catéter de conductancia en el ápex del ventrículo izquierdo a través de una herida de arma blanca aguja (usando una aguja G 25-30), hasta que el electrodo proximal está justo en el interior del ventrículo.
   4. Record línea de base de presión-volumen bucles de ~ 10 min después de la colocación del catéter y el logro de un estado estacionario.

4. Varying poscarga Usando transitoria oclusión aórtica

1. Para realizar la oclusión aórtica transitoria, hacer una pequeña incisión horizontal en la parte superior del pecho y diseccionar el tejido circundante para exponer la aorta transversal.
2. Colocar una ligadura de seda 6-0 por debajo de la aorta transversal. Después de bucles de presión-volumen han regresado a la línea de base, junte ambos extremos de la sutura con una presilla de la aguja, suave y lentamente elevar la sutura durante 1-2 seg, y liberar lentamente la tensión.
3. Repita este procedimiento, hasta tres grabaciones óptimas separados están hechos del mismo animal.
   Nota: las grabaciones óptimas deben tener al menos 5 ciclos de bucle de volumen de presión y un aumento constante de la presión sistólica finales durante la aplicación de la tensión en la sutura (Figura 3A y 3C).

5. Variación de precarga Usando transitoria vena cava inferior Oclusión (IVC)

1. Para llevar a cabo la oclusión transitoria vena cava inferior, hacer una incisión horizontal debajo de la apófisis xifoides, debajo del diafragma para exponer la IVC.
2. Coloque una ligadura de seda 6-0 por debajo de la IVC. Después de bucles de presión-volumen han regresado a la línea de base, junte ambos extremos de la sutura con una presilla de la aguja; suave y lentamente aumentar la sutura durante 1.2 segundos, y suelte lentamente la tensión. IVC oclusión también se puede realizar por la aplicación suave de presión usando un hisopo de algodón con punta.
3. Repita este procedimiento hasta tres grabaciones óptimas separados son made del mismo animal.
   Nota: las grabaciones óptimas deben tener al menos 5 ciclos de bucle de volumen de presión y una caída constante de la presión diastólica final del ventrículo izquierdo durante la aplicación de la tensión en la sutura (Figura 4A y 4B).

6. Saline Calibración

1. En la conclusión del estudio, una conductancia en paralelo (V _p) valor puede ser obtener mediante la inyección de un bolo de 10 l de solución salina hipertónica (15%) en el animal a través de la vena yugular (Figura 5A y 5B).
   Nota: Esta bolo causará un aumento aparente en volumen con ningún cambio en la presión. Esta aparente cambio de volumen es el resultado de un cambio en la conductancia de la acumulación de sangre en lugar de debido a un aumento real en volumen. Una disminución transitoria de la dP / dt _max puede ser observado, como solución salina hipertónica tiene un efecto inotrópico negativo ^13. El V _p calculada se puede introducir en el volumen de la presión software de análisis de bucle a lo largocon los parámetros de calibración y cubeta para convertir de RVU en microlitros.

7. Cubeta de calibración

1. Para realizar una calibración de cubeta, coloque una cubeta con pozos de diámetros conocidos proporcionadas por el fabricante en una almohadilla eléctrica o un baño de agua se calienta a 37 ºC. Rellene los primeros 4-5 agujeros con sangre heparinizada caliente fresca de los ratones sometidos a evaluaciones hemodinámicas.
   Nota: Una calibración cubeta permite una evaluación precisa del ventrículo izquierdo charco de sangre utilizando la sangre de ratón y permite la conversión de los datos de volumen de RVU a microlitros.
2. Insertar el catéter de conductancia en el primer pocillo, hasta que se sumergen todos los electrodos. Mueva suavemente el catéter en el pozo, lo que generará la variación UVR.
3. Registrar los cambios de conductancia en el canal de volumen en UVR. Seleccionar la más alta RVU para la calibración.
   Nota: El volumen de los pocillos o bien se puede calcular mediante 1) utilizando la ecuación para el volume de un cilindro, donde el radio es el de la bien cubeta y la longitud se basa en la longitud entre los dos electrodos de detección de interiores o 2) el control en las instrucciones del fabricante. La salida de la conductancia se puede correlacionar con los volúmenes conocidos para desarrollar una ecuación de calibración que convierte los datos de RVU en ¹¹ microlitros.

8. Eutanasia

1. A la conclusión del protocolo, los ratones se sacrificaron por dislocación cervical, mientras que bajo anestesia.
2. Con el fin de asegurar la muerte, los ratones que tienen dislocación cervical sufrido deben someterse a un método secundario de la eutanasia. Utilizamos desangrado bajo anestesia, con la recolección de tejido cardíaco para la experimentación, o toracotomía bilateral bajo anestesia.

9. Análisis de datos usando Volumen Presión Loop Software de Análisis

1. Calcular V _p de Saline calibración
   1. Seleccione la presión y el volume bucles obtenidos durante la expulsión de la solución salina hipertónica (Figura 5A y 5B)
   2. Exportación bucles de software de análisis de volumen de presión. Elija la opción para la calibración Saline (Figura 5C)
   3. Registre el valor V _p calculado (Figura 5D).
      Nota: El _valor de p V se calcula mediante la identificación de la intersección del volumen 1) End-diastólica vs. volumen sistólico final de la calibración de solución salina y 2) línea de volumen volumen = final sistólica diastólica final. La intersección de estas líneas proporciona la V _p, que se calcula por el volumen de presión software de análisis de bucle.
2. Introduzca la conductancia de volumen (RVU) en relación con opciones de canales de volumen (Figura 1F)
3. Mida relación bucle presión-volumen de línea de base
   1. Seleccionar 8-10 ciclos cardíacos de los canales de presión y volumen, una vez se ha alcanzado el estado de equilibrio (Figura 2A) y la exportación a análisis suaveWare. Identificar 5-6 bucles final de la expiración (Figura 2B)
   2. Utilice el valor _p V para corregir la conductancia en paralelo. Elija la opción "Estado Estacionario" y generar una tabla resumen hemodinámica (Figura 2C)
4. Medida bucle relación presión-volumen durante la constricción de la aorta
   1. Seleccionar 8-10 ciclos cardíacos de los canales de presión y volumen que corresponden a la constricción de la aorta antes del aumento de las presiones telediastólica (Figura 3A) y la exportación de software de análisis. Identificar 5-6 bucles final de la expiración (Figura 3C)
   2. Seleccione el análisis "contractilidad" (Figura 3B), que calculará el volumen de presión Relación de fin sistólica (ESPVR)
5. Medida bucle relación presión-volumen durante IVC Constricción
   1. Seleccionar 8-10 ciclos cardíacos de los canales de presión y volumen que corresponden a IVC constricción (Figure 4A) y la exportación de software de análisis. Identificar 5-6 bucles final de la expiración (Figura 4B)
   2. Seleccione el análisis "contractilidad" (Figura 3B), que calculará precarga reclutable Trabajo Carrera (PRSW) (Figura 4C), Máximo dP / dt vs EDV (Figura 4D), así como la ESPVR y la relación volumen de la presión diastólica final (Figura 4E)

Análisis bucle presión-volumen se puede utilizar para medir la función cardiaca en ratones modificados genéticamente o ratones sometidos a ^14,15 estudios ^fármaco 16. Bucles de volumen de presión representativos se proporcionan desde el trabajo publicado previamente ¹⁶ que investiga el efecto de ß-Arrestin sesgada ligando AT1R, TRV120023. Para probar si TRV120023 afecta a la función cardíaca in vivo, se realizó un análisis bucle presión-volumen en ratones de tipo salvaje que reciben bloqueadores del receptor de angiotensina convencionales y novedosos. La infusión intravenosa de TRV120023 aumentó significativamente la contractilidad cardiaca (Figura 6 y la Tabla 1, Figura modificado a partir de Kim et al. 2.012 AJP ^16). Medidas de la contractilidad se derivaron de constricción de la aorta.

Figura 1. La presión cardiaca y la calibración de volumen.Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

En el software de bucle volumen de presión, asignar canales para grabaciones de presión y de volumen. (A) Utilizando el módulo catéter hemodinámica, ajuste de volumen ajustado a 5 RVU y 25 RVU y seleccione los dos volúmenes, (B) la opción Abrir en el marco del canal expositoras grabaciones de volumen, (C ) Seleccionar conversión de unidades y abierto "calibración del punto 2", seleccione "punto 1" y asignar como 5 RVU y seleccione "punto 2" y asignar un 25 RVU, (D) Presión de Ajuste a 0 mm Hg y 25 mm Hg, (E ) opciones abiertas bajo el canal que exhiben registros de presión, (F) Seleccione la conversión de unidades y abrir "la calibración de 2 puntos", seleccione "punto 1" y asignar como 0 mm Hg y seleccione "punto 2" y culoIGN 25 mm Hg. Acepte las asignaciones al seleccionar "OK".

Figura 2. Hemodinámica basales Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

(A) Imágenes de presión y volumen canales de ciclos cardíacos de representación en un estado basal, (B) de gama seleccionada espiratorio bucles de referencia de presión-volumen que han sido corregidos por la conductancia en paralelo para el análisis. (C) tabla resumen hemodinámica basal calculada a partir de bucles seleccionados ; Pes, presión sistólica final; Ped, End presión diastólica; Ves, el volumen sistólico final; Ved, End volumen diastólico; SV = Volumen Stroke

Figura 3. La constricción aórtica Hemodinámica Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

(A) Imágenes de presión y volumen canales de ciclos cardíacos representativas durante la constricción de la aorta, (B) la selección de menús para llevar a cabo el análisis de la contractilidad, (C) seleccionados bucles presión-volumen durante la constricción de la aorta para el análisis. (D) ESPVR mide desde bucles de constricción de la aorta .

Figura 4. IVC Constricción Hemodinámica Por favor haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

(A) Imágenes de presión y volumen canales de ciclos cardíacos representativas durante IVC constricción, (B) seleccionadas bucles presión-volumen durante IVC constricción para el análisis. Utilizando el PV bucles de constricción IVC, precarga trabajo sistólico reclutable (C), Maximal dP / dt vs EDV (D), así como ESPVR y EDPVR se puede medir.

Figura 5. Saline Calibración Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

(A) Imágenes de presión y volumen canales de ciclos cardíacos representativas durante la inyección de solución salina hipertónica (B) Seleccionado inyección de solución salina presión-volumen bucles f o análisis. Tenga en cuenta que la presión se mantendrá constante, mientras que el volumen se incrementará significativamente, (C) la selección de menú para realizar la calibración de solución salina, (D) líneas generadas de medida de fin de sístole vs volumen diastólico final durante la inyección de solución salina y el volumen sistólico final = telediastólico volumen. La intersección de estas líneas ofrece la conductancia en paralelo de V _p.

Figura 6. Cambio en la contractilidad con la Administración de Drogas

Cambio en la contractilidad cardíaca, medida por la elastancia sistólica final, evaluado en ratones de tipo salvaje tratados con solución salina, Losartan 5 mg / kg / hr o TRV023 100μg / kg / h durante 5 min. TRV023 ratones tratados desarrollaron un aumento significativo en la elastancia sistólica final en comparación con los ratones tratados Losartan. * p <0,05 frente a losartán por 1-way ANOVA.

Final de la presión sistólica (ESP) se redujo significativamente después TRV120023 (TRV) y la infusión losartán. La contractilidad cardiaca, _es E y E _máx se incrementó significativamente en TRV120023 100 mg · ^kg-1 · min ^-1 infusión grupo. (* p <0,01; † p <0,05; ‡ p <0.001, n = 5-6 / grupo). valores de p reflejan comparaciones con la condición basal dentro del mismo grupo de tratamiento con el uso de 1-way ANOVA. Parámetros de la contractilidad cardíaca se obtuvieron utilizando un protocolo de constricción de la aorta. AT1R, tipo de ANG II 1 receptor; HR, la frecuencia cardíaca; EDP, la presión diastólica final; ESV, el volumen sistólico final; EDV, el volumen diastólico final; _E es, elastancia sistólico final; EF, efracción de inyección; _Emax, elastancia máxima; dP / dt _{max y} dP / dt _min, velocidad máxima y mínima de cambio de presión en el ventrículo, respectivamente; τ, la constante de relajación isovolumétrica. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta tabla.

Se describe un método para el análisis perfoming bucle presión-volumen con un catéter de conductancia en ratones, para derivar el análisis exhaustivo de tanto la contractilidad cardíaca y la relajación. Suga, Sagawa y sus colegas utilizaron presión-volumen bucles para definir medidas de la contractilidad cardíaca, específicamente la pendiente de la ESPVR, o la elastancia telesistólico _(s E), y E _máx. Elastancia, definido por la relación de la presión a volumen (P / V), varía a lo largo de la duración de la sístole. Durante cada sístole, la elastancia instantánea es dependiente de la frecuencia cardíaca y la contractilidad cardíaca, pero es en gran medida independiente de la precarga o la poscarga ^3,17. Por lo tanto, la elastancia de pico o E _max se utiliza para definir la contractilidad cardíaca que es mayormente independiente de las condiciones de carga de ciclos cardiacos individuales ^18. Un término contractilidad estrechamente relacionados, E _es está definida por la pendiente de la ESPVR sobre una serie de ciclos cardíacos en una estafa establecondición. Mientras que E _{es Aparece} lineal en un rango limitado de cargas, _es E puede ser curvilínea y curvilinearity se correlaciona con el estado contráctil ^19. Un aumento _en es E o E _max indica un aumento de la contractilidad y una disminución denota la contractilidad disminuida. Además de _E es o _Emax, los datos del bucle presión-volumen se pueden utilizar para derivar índices de contractilidad alternativos como: relación dP / dtmax-EDV ^20, trabajo sistólico-precarga reclutable (PRSW) ²¹ o máximas relaciones poder-EDV ^22. Estos parámetros alternativos examinar la respuesta cardiaca a través de una gama de precargas y se pueden obtener con IVC constricción. Vale la pena señalar que, si bien es relativamente ESPVR carga-independiente, esto no es absoluto. Existen diferencias en ESPVRs derivados de constricción de la aorta o IVC ^23, con constricción de la aorta que tiene un mayor impacto en la duración de la sístole y el grado de acortamiento^8.

Similar a la ESPVR, la relación presión-volumen telediastólico (EDPVR) proporciona una medida independiente de la carga del cumplimiento cardíaco. Esta relación se deriva mediante la identificación de las presiones diastólica final en un rango de condiciones de carga, que es entonces adaptarse a cualquiera de un modelo exponencial definida como P = α (e ^{ß V} -1) + P0 (α es un coeficiente de rigidez y escalado, ß = coeficiente de rigidez de la cámara y P ₀ = presión en un volumen 0) ⁸ o un modelo lineal (mostrado en la Figura 4C). Análisis de bucle presión-volumen puede proporcionar información adicional sobre la función diastólica. Una medida de la relajación activa se deriva de la disminución de la presión ventricular durante la relajación isovolumétrica. El decaimiento monoexponencial de la tasa pico de relajación para el inicio de llenado del VI se expresa como la constante de tiempo t ^8.

La medición de la conductancia en paralelo es crítica para la evaluación de cavolumen rdiac. Aunque hemos descrito el uso de la calibración de solución salina para evaluar la conductancia en paralelo, un creciente cuerpo de literatura ha identificado métodos alternativos para evaluar la conductancia en paralelo. Calibración Saline utiliza la ecuación de Baan ^9, en el que α es el factor de corrección de campo uniforme. Sin embargo, la pared del corazón en movimiento cambia el campo eléctrico elevando así la emisión de una α dinámica constante ^24. Por otra parte, la contribución de la pared ventricular para la conductancia varía durante sístole y diástole, sin embargo la calibración solución salina utiliza un valor fijo para la conductancia en paralelo ^24. Para solucionar esto, los conceptos de tiempo que varían de corrección de campo, denominados ecuación de Wei, y la conductancia en paralelo instantánea, denominado "ingreso", se han ideado ^25. Los nuevos micro-catéteres que miden la admisión se han creado y utilizado con éxito en modelos de lesión cardiaca ^1. Estas tecnologías representan una significativaavance significa- en la evaluación de análisis de bucle presión-volumen.

Los parámetros sistólica y diastólica obtenidos del análisis de bucle presión-volumen ofrece una evaluación integral de la función cardiaca. La exactitud y precisión de estos análisis dependen de atención al detalle experimental. Para obtener una buena calidad bucles de presión-volumen cardíaco en ratones, un operador diestro es crucial. Además, se debe tener cuidado en la selección de la anestesia, la ventilación adecuada, la temperatura corporal, y el posicionamiento del catéter en el LV. El análisis correcto de los datos obtenidos dependerá de instrumento coherente, solución salina y calibración cubeta. Estos aspectos se destacan en estos métodos escritos y el video que acompaña deben proporcionar un marco sobre el que embarcarse en estos estudios de fisiología cardíaca.

Solución de problemas

1. La hipotensión o bradicardia en un estado basal: la presión arterial ratón normal y el corazón rcomieron han sido resumidos por en críticas anteriores de este tema ^11.

a) Asegúrese de que la temperatura del cuerpo está por encima de 36 ºC con un termómetro rectal. Si debajo de 36 ºC, una almohadilla eléctrica o lámparas de calefacción se pueden utilizar para elevar la temperatura del cuerpo del ratón.

b) Evaluar para el sangrado durante el procedimiento quirúrgico. La hemostasia se puede lograr con la presión manual o con cauterio. Pérdida de volumen significativo puede ser tratada con bolos de fluidos salinos.

c) Evaluar si el ratón está sobre anestesiados. Si esto se sospecha, bolos de fluidos salinos se pueden utilizar para tratar la hipotensión. Es de destacar que la ketamina / xilazina, que se utiliza para los experimentos demostrado, puede ser cardiodepressive. Alternativamente, la anestesia inhalados utilizando isoflurano (3-4% de inducción, mantenimiento 1,5% mezclado con 95% de oxígeno y 5% de CO ₂₎ pueden ser sustituidos. Agentes anestésicos alternativos como uretano (800 mg kg ^-1) / etomidato (5-10mg kg ^-1) / morfina (2 mg kg ^-1) o sodio pentobarbital (de 40-80 mg kg ^-1) se pueden administrar por vía intraperitoneal ^11.

2. El ruido en los canales de presión o de volumen: Esto puede ser el resultado de la interferencia electromagnética o un catéter de conductancia rota / sucio. Hacer una evaluación cuidadosa de los dispositivos electrónicos que pueden contribuir a la interferencia. Si el ruido persiste, examine el catéter de conductancia bajo un microscopio para evaluar el material adherente o daños en la punta del catéter. Si está disponible, trate de un catéter de conductancia fresca para ver si se soluciona el problema.

3. El registro del volumen se desplaza a través del tiempo: Esto puede ser debido a una inadecuada tiempo de calentamiento para el módulo de hemodinámica. Deje que el módulo se caliente durante 30 minutos antes de los pasos de calibración y análisis.

5. lectura de volumen es mayor de lo esperado: Esto puede ocurrir si el volumen medido no ha sido corregido por la conductancia en paralelo. Perform la calibración de solución salina se indica en el paso 6 de protocolo para obtener la conductancia en paralelo.

6. Pobre volumen de presión calidad bucles: El bucle ideales de presión-volumen tiene una apariencia cuadrada o rectangular (véase la Figura 2, por ejemplo). Si la forma del bucle es irregular, manipular o retorcer el catéter de la conductancia en la cavidad LV para ver si se cambia la forma del bucle suavemente. Nuestro enfoque preferido para el acceso a la LV es a través de la arteria carótida (Protocolo paso 3.1), ya que no es necesario abrir el pecho, lo que puede afectar la hemodinámica. Sin embargo, el enfoque de la carótida puede ser propenso a un artefacto catéter bucles irregulares. Por lo tanto, un enfoque apical (Protocolo de paso 3.2) se puede utilizar para solucionar este problema.

Los autores no tienen nada que revelar.

Este trabajo es apoyado por la American Heart Association 14FTF20370058 (DMA) y NIH T32 HL007101-35 (DMA).