Wie bei Säugetieren wird die Muskelfaserzahl, eine wichtige Determinante der ultimativen Muskelmasse, während der Geflügelembryogenese festgelegt. Diese Methode ermöglicht es Forschern, Geflügel in der Ovo-Myogenese und Manipulation der Muskelfaserhyperplasie zu untersuchen. Diese Technik erfordert wenig Investitionen in die Ausrüstung und ist eine einfache und relativ kostengünstige Methode zur Untersuchung der Myogenesemanipulation.
Die Forscher, die neu in dieser Technik sind, können Schwierigkeiten haben, die Eier richtig auszubrüten. Diese Technik werden ich und Morgan Gravely demonstrieren, beide Master-of-Science-Doktoranden in unserem Labor. Bevor Sie mit dem Experiment beginnen, inspizieren und entsorgen Sie die Eier von schlechter Qualität.
Weisen Sie den ausgewählten Eiern individuelle Eiernummern zu und notieren Sie sie und wiegen Sie dann die Eier. Als nächstes legen Sie die Eier in die entsprechende Inkubationsschale und bebrüten sie sechs Stunden lang bei 26,6 Grad Celsius mit 40% relativer Luftfeuchtigkeit. Erhöhen und halten Sie nach der Inkubation die Inkubatortemperatur bis zum 18. Inkubationstag bei 37 Grad Celsius mit 40% relativer Luftfeuchtigkeit.
Messen Sie die Oberflächentemperatur mehrerer Eier im gesamten Inkubator zweimal täglich mit einem thermischen Oberflächenthermometer, um sicherzustellen, dass die Oberflächentemperatur der Eier 37 Grad Celsius beträgt. Positionieren Sie die Eier immer wieder neu, indem Sie sich stündlich drehen. Um einen Gewichtsverlust von 10% bis 12,5% zu gewährleisten, notieren Sie die Eigewichte täglich während der ersten 18,5 Tage der Inkubation.
Bereiten Sie am Tag 10 der Inkubation die Nicotinamid-Ribosidlösung vor, die für jede 100 Mikroliter in der Ovo-Injektionsbehandlung benötigt wird, wie im Manuskript beschrieben, und halten Sie die Lösungen bei 37 Grad Celsius in einem Wasserbad. Nachdem Sie die Eier ein Tablett nach dem anderen aus dem Inkubator entfernt und mit einem warmen Handtuch bedeckt haben, kerzen Sie jedes Ei, um den Dottersack zu lokalisieren. Reinigen Sie den Injektionsbereich mit 70% Ethanol, bevor Sie eine sterile 20 Gauge 2,54 Zentimeter dicke Injektionsnadel einen Zentimeter tief in die Eierschale einführen, um die zugewiesene Dosis der Nicotinamid-Ribosid-Behandlung mit 100 Mikrolitern steriler Kochsalzlösung in den Dottersack zu injizieren.
Sofort die Injektionsstelle mit einem kleinen Stück absolut wasserdichtem Klebeband abgedeckt, um einen übermäßigen Feuchtigkeitsverlust zu vermeiden. Sobald alle Eier ihre Behandlung erhalten haben, legen Sie das Tablett zurück in den Inkubator. Nehmen Sie am 18. Inkubationstag die Eier aus den Schalen, um sie entsprechend ihrer Behandlung in die zugewiesenen Brutkästen zu legen, und legen Sie dann die Brutkästen in den Inkubator, wobei die Luftfeuchtigkeit auf 60% ansteigt, bis alle Eier schlüpfen oder bis zum 23. Tag der Inkubation.
Bestimmen Sie vor der Probenentnahme die Krone bis zur Rumpflänge der eingeschläferten Küken, indem Sie das Küken mit nach unten gestecktem Kopf und Beinen unter dem Körper auf die Seite legen und die Länge von der Oberseite des Kopfes bis zum Schwanz messen, dann messen Sie die Kopfbreite von einem Ohrloch zum anderen Ohrloch in der Kopflänge von der Rückseite des Schnabels bis zur Rückseite des Schädels. Um den Kopfumfang zu beurteilen, wickeln Sie eine nicht elastische Schnur um den Schädel von einem Ohrloch zum anderen und erhalten Sie dann die Messung der Schnur mit einem metrischen Lineal. Bestimmen Sie auf die gleiche Weise den Brustumfang, indem Sie eine Schnur um die Brust wickeln, unter der die Flügel den Körper berühren, bevor Sie die Schnur auf ein metrisches Lineal legen, um die Messung zu erfassen.
Besprühen Sie die Brüste des Kükens mit 70% Ethanol und ziehen Sie mit den Fingern die Federn und die Haut, um die Hauptmuskeln des Pectoralis zu enthüllen, gefolgt von Messungen mit digitalen Bremssätteln. Messen Sie die Brustbreite über die Brust, wo die Flügel den Körper berühren, und die Brustlänge von der Unterseite des Schlüsselbeins bis zur Oberseite des Fettpolsters. Um den rechten Musculus pectoralis major zu extrahieren, verwenden Sie eine chirurgische Schere oder Skalpell und eine Pinzette, um entlang des Kielknochens zu schneiden, bevor Sie den Muskel von der Körperwand lösen.
Nachdem Sie den Musculus pectoralis major entfernt haben, legen Sie den Muskel flach auf einen Eis am Stiel, um die Messungen mit digitalen Bremssätteln zu sammeln. Finden Sie die Muskellänge vom Schädel bis zum kaudalen Teil des Muskels und die Muskelbreite am breitesten Teil des Schädelteils des Muskels heraus. Um die Muskeldicke zu bestimmen, heben Sie die Brust mit einer Pinzette auf und messen Sie am dicksten Teil des Schädelabschnitts des Muskels.
Bei den Messungen können die rechte und linke Muskulatur pectoralis major für weitere Analysen bei minus 80 Grad Celsius für bis zu einem Jahr gespeichert werden. Den Embryonen wurden vier Nicotinamid-Ribosid-Dosen oder -Dosen injiziert, um die Wirkung der In-Ovo-Fütterung zu untersuchen. Es wurde beobachtet, dass es keine Dosiseffekte auf das Körpergewicht von Embryonen am Tag 18 und geschlüpften Küken gab.
Ebenso wurden keine Dosiseffekte bei den wichtigsten Muskelmessungen des Pektoralis für alle 18 Embryonen des Tages festgestellt. Für geschlüpfte Küken gab es keine Dosiseffekte auf die wichtigsten Muskellängen- und -breitenmessungen des Brustkorbs. Die Dosis beeinflusste jedoch das Muskelgewicht und die Muskeltiefe.
Die Küken, die sich aus den Embryonen entwickelten, denen kein Nicotinamid-Ribosid injiziert wurde, hatten Pectoralis major-Muskeln, die weniger wogen als die Küken aus den Embryonen, denen 501.000 Millimolar Nicotinamid-Ribosid injiziert wurde. Die Küken aus Embryonen, denen null und 250 millimolar Nicotinamid-Ribosid injiziert wurde, hatten eine geringere Pektoralistiefe als die Küken aus Embryonen, denen 501.000 millimolare Nicotinamid-Ribosid injiziert wurden. Der Schlüssel zur Durchführung eines robusten Experiments ist die Auswahl defektfreier und gleichmäßiger Eier.
Dadurch wird sichergestellt, dass alle Effekte katalysiert werden. Mit der Ernte des Musculus pectoralis major kann die Histologie zur Messung der Muskelfasermorphometrie verwendet werden, und die gesamte RNA und das Protein können für die Gen- und Proteinexpressionsanalyse extrahiert werden. Wir untersuchen derzeit die Auswirkungen dieser Technologie auf die Wachstumsleistung in der Frischfleischqualität von behandelten Vögeln.
