Die Autoren erkennen die folgende Finanzierungsquelle: Magie, dass Angelegenheiten Fonds für Herz-Kreislauf-Forschung.

1. Vorbereitung von Kardiomyozyten
<ol><li>6-Well-Platten mit Basalmembran Matrix und Kultur Mensch-induzierte pluripotente Stammzellen (HiPSCs) wie zuvor beschrieben17zu beschichten.</li>
	<li>HiPSCs in HiPSC-CMs mit der zuvor beschriebenen Methoden18zu unterscheiden.</li>
	<li>16-18 d Post-Differenzierung aussetzen der Herzmuskelzellen durch Spülen jedes gut mit 2 mL 1 x Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung (PBS) ohne Kalzium und Magnesium, gefolgt von Inkubation mit 1 mL/auch von Trypsin oder Zelle Dissoziation Reagenz (siehe Tabelle des Materialien) für 5 min bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Das Trypsin oder Zelle Dissoziation Reagenz zu neutralisieren (siehe Tabelle der Materialien) über ein gleiches Volumen von Roswell Park Memorial Institute (RPMI) Zelle Medien mit B-27 (RPMI/B-27 Zelle Medien) ergänzt. Pipette rauf und runter um alle eingehalten Zellen zu lockern.</li>
	<li>Sammeln Sie die abgehängten Herzzellen mit einer serologischen 10-mL-Pipette und übertragen Sie sie auf eine 50 mL konische Rohr.</li>
	<li>Zentrifugieren der Zellsuspension bei 250 X g für 5 min bei Raumtemperatur einen Zelle Pellet zu erhalten.</li>
	<li>Das Pellet in 10 mL RPMI/B-27 Zelle Medien aufzuwirbeln.</li>
	<li>Kombinieren Sie 20 µL Zellsuspension mit einer gleichen Menge von 0,4 % Trypan blau Lösung und mischen Sie vorsichtig.</li>
	<li>Verwenden Sie eine manuelle Hemocytometer zu zählen und erhalten die Konzentration und Zelle Tragfähigkeit der Zellsuspension.</li>
</ol>2. Vorbereitung der Fibroblasten
<ol><li>Initiieren einer Kultur einer menschlichen kardialen Fibroblasten (HCF) (Erwachsene ventrikuläre Typ)-Zelllinie wie zuvor16beschrieben.</li>
	<li>Aussetzen der TREIBGASEN durch Inkubation mit einer entsprechenden Menge an Trypsin oder Zelle Dissoziation Reagenz (siehe Tabelle der Materialien) für 5 min bei Raumtemperatur16. Für ein T175 Fläschchen wurde 10 mL Trypsin oder Zelle Dissoziation-Reagenz verwendet.</li>
	<li>Das Trypsin oder Zelle Dissoziation Reagenz zu neutralisieren (siehe Tabelle der Materialien) ein gleiches Volumen des Mediums mit, dann übertragen Sie die Probe auf eine 50 mL konische Rohr und Zentrifugieren die Zellsuspension bei 250 X g für 5 min bei Raumtemperatur zu erhalten eine Pellet.</li>
	<li>Das Pellet in 10 mL von Fibroblasten Wachstumsmedium Aufschwemmen (siehe Tabelle der Materialien).</li>
	<li>20 µL der HCF Zellsuspension mit einer gleichen Menge von 0,4 % Trypan blau Lösung kombinieren und vorsichtig mischen.</li>
	<li>Verwenden Sie eine automatisierte Zelle Zähler oder manuelle Hemocytometer zu zählen und erhalten die Konzentration und Zelle Tragfähigkeit des neuen Zellsuspension.</li>
</ol>3. Vorbereitung der Endothelzellen
<ol><li>Initiieren Sie eine Kultur der menschlichen nabelader Endothelzellen (HUVECS) Zeile wie oben beschrieben17. Aussetzen der Mediumwechsel durch Inkubation mit einer entsprechenden Menge an Trypsin oder Zelle Dissoziation Reagenz (siehe Tabelle der Materialien) für 3 min bei Zimmertemperatur17. Das Trypsin oder Zelle Dissoziation Reagenz zu neutralisieren (siehe Tabelle der Materialien) ein gleiches Volumen des Mediums verwenden, übertragen Sie dann auf eine 50 mL konische Rohr und Zentrifugieren die Zellsuspension bei 250 X g für 5 min bei Raumtemperatur ein Pellet zu erhalten. Hinweis: Für eine Flasche T175 war 10 mL Trypsin oder Zelle Dissoziation Reagenz verwendet.</li>
	<li>Das Pellet in 10 mL von Endothelzellen Wachstumsmedium Aufschwemmen (siehe Tabelle der Materialien).</li>
	<li>Kombinieren Sie 20 µL der HUVECS Suspension zu und Färben Sie es mit einer gleichen Menge von 0,4 % Trypan blau Lösung und mischen Sie vorsichtig.</li>
	<li>Verwenden Sie eine automatisierte Zelle Zähler oder eine manuelle Hemocytometer zu zählen und erhalten die Konzentration und Zelle Tragfähigkeit der Zellsuspension.</li>
</ol>4. Schaffung von hängenden Tropfen Sphäroide
<ol><li>Legen Sie die hängenden Tropfen Gerät enthält 850 Mikroporen (jeweils mit einem Durchmesser von 350 µm) in sterilen 6-Well-Platten.</li>
	<li>Die drei Arten von Zellen zu isolieren, wie oben beschrieben: HiPSC-CMs und TREIBGASEN Mediumwechsel. Kombinieren sie in einem Verhältnis von 70 % iPSC-CMs, 15 % TREIBGASEN und 15 % Mediumwechsel in einem 50 mL konische Röhrchen mit RPMI/B-27 Zelle Medien in einer Konzentration von 2.475.000 Zellen pro mL.</li>
	<li>4 mL Zellsuspension (2.475.000 Zellen pro mL) in jede Vertiefung einer ultra-niedrigen Anlage hängen Drop-System (mit Zusammenarbeit von 350 µm Durchmesser) sitzt in einem 6-Well-Platte zu verzichten.</li>
	<li>Sphäroide bilden sich spontan innerhalb von 12 h der Verzicht auf der Zellsuspension in den hängenden Tropfen Gerät. Kultur für eine Gesamtmenge von 72 h (3 d) bei 37 ° C, 5 % CO2und 95 % Luftfeuchtigkeit für die Reifung der Sphäroide weiter.</li>
	<li>Nach 72 h Kultur, Ernte der Sphäroide durch die Poren an der Unterseite der hängenden System indem das Gerät in eine Schale mit Medium und wirbelnden es sanft um die Sphäroide aus der hängenden freizugeben fallen Tropfen Gerät.</li>
</ol>5. 3-d-Patch-Erstellung unter Verwendung neuartige Net Form
<ol><li>Die Basis, quadratische Bodenplatte Bodennetz und 10 geschichteten Seite Netze montiert sind, um die neuartige Form mit Hilfe von ein paar sterilen Pinzette zu erstellen. Zuerst, stapeln Sie und richten Sie die Base, quadratische Bodenplatte, und unten Sie Netz mit den Eckpfosten. Dann Stapeln und Schicht 10 Seite Netze in wechselnden Richtungen um ein Netz von feinen Edelstahl-Zinken zu erstellen.</li>
	<li>Spülen Sie die Füllung mit PBS oder Medium zu reduzieren die Oberflächenspannung und übertragen Sie anschließend die zusammengebaute Form auf die Füllung-Basis.</li>
	<li>Befeuchten Sie die net Kavität mit PBS oder Medium in der gleichen Methode. Füllen Sie langsam die Sphäroide in vorausgesetzten Hohlraum der gewünschten Größe (2 x 2 x 1 mm, 4 x 4 x 1 mm oder 6 x 6 x 1 mm). Hinweis: Stellen Sie sicher, dass 120 % des erwarteten Volumens der Sphäroide in den Hohlraum zugeführt wird, so dass die Zelle Aggregate in engen Zusammenhang stehen und statisch bleiben.</li>
	<li>Montieren Sie die obere Netz und quadratische Deckplatte auf die Eckpfosten und sichern Sie den Stopper und Holding Röhren eine Auswaschung der Sphäroide zu verhindern.</li>
	<li>Übertragen Sie gefüllte net Schimmel-System auf eine 6-Well-Platte mit 6 mL RPMI/B-27 Zelle Medien oder in einen sterilen Behälter mit genügend Mittel zur Deckung der gesamten zusammengesetzten Form.</li>
	<li>7-10 Tage bei 3.000-4.000 X ginkubieren Sie 6-Well-Platte mit dem gefüllten Schimmel-System auf einen schwingenden Shaker. Hinweis: Die Dauer der Inkubation wird durch die Größe der kardialen Patches entschieden. Mit größeren Patches müssen die Inkubationszeit für kardiale Patch Reifung erhöht werden.</li>
</ol>6. Entfernen des Patches aus der neuartigen Net Form
<ol><li>Entfernen Sie das Schimmel-System aus den Medien und legen Sie es auf die sterilisierten Umgang mit Matte in eine sterile 10-cm-Schüssel.</li>
	<li>Entfernen Sie das halteröhrchen, Stopper, quadratische Deckplatte und im besten Netz. Schieben Sie vorsichtig mit einer sterilen Pinzette heraus die geschichteten Seite Netze eins nach dem anderen. Nach Decannulation wird ein intakter Herz Patch oben auf das Bodennetz erhalten.</li>
	<li>Das Bodennetz mit dem Patch mit sterilen Pinzette Abholung und transfer das Bodennetz in eine 35-mm-Schale mit 5 mL RPMI/B27 Medien. Lösen Sie vorsichtig den Patch von net unten durch das Netz langsam umschwenken, in der Schale oder mit einem sterilen Zelle Schaber. Nach der Loslösung von der Bodennetz kann das Herzgewebe mit RPMI/B27 Medien kultiviert werden.</li>
	<li>Weiter zu den frei schwebenden 3-d-kardiale Patch in der 35-mm-Schale zu inkubieren. Funktionale synchron schlagen kann bereits 24 Stunden nach der Entnahme aus der Form beobachtet werden.</li>
	<li>Nach dem Entfernen des Patchs aus dem net Werkzeug, zu beobachten, dass seine Form mit Integrität und der Intensität der synchron schlagen steigt mit der Zeit erhalten bleibt. Hinweis: Die 3-d-net Schimmel-basierte kardiale Patches ausgestellt elektrische Integration der Komponente Cardiospheres nach Decannulation. Wir beobachteten eine Tracht Prügel-Frequenz von 60 bis 80 Schlägen pro Minute, die länger als 60 Tage beibehalten.</li>
</ol>

<ol>
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Die Autoren haben nichts preisgeben.

Die Bedeutung dieser Methode liegt in ihrer Reproduzierbarkeit und die Wirksamkeit der daraus resultierenden vielschichtigen Herzgewebe. Im Bereich der kardialen Gewebetechnik ist eines der aktuellen Ziele zu identifizieren, eine Methode um schlagen, vielschichtig und funktionale 3-d-kardiale Patches zu konstruieren. Wir berichten über eine effiziente und reproduzierbare Methode vielschichtigen kardialen Gewebe durch manuelle Direktsaat der Sphäroide bestehend aus Herzzellen, Endothelzellen und Fibroblasten in eine neuartige net Form zu schaffen. Die net Form in diese Methode verwendet hat eine Vielzahl von unterschiedlichen Größen für die Erstellung von Geweben von 2 x 2 x 1 mm bis 6 x 6 x 1 mm. Die Techniken, die wir beschrieben haben können auch für verschiedene Schimmel Formen und Systemen abhängig von der gewünschten Gewebe Geometrie geändert werden. Die beschriebenen Zelle Konzentrationen und Verhältnisse waren zuvor für HiPSC-CMs optimiert, und Änderungen an einem anderen Zelltyp erfordern zusätzliche Bewertung.
Die in-vitro- Erstellung von 3-d-kardialen Gewebe mit Bioprinter Technologie ist mit der Hoffnung auf die Entwicklung von therapeutischer und diagnostischer Models untersucht worden. Jedoch aktuelle Bioprinting Methoden sind umständlich und erfordert viel Zeit und den Einsatz von zusätzlicher Unterstützungsstrukturen wie Nadeln oder Gerüstmaterial. Das Vorhandensein von diesen Nebenleistungen unterstützen Strukturen verringert die Diffusion von Nährstoffen und Sauerstoff-18. Zentrale Nekrose ist daher ein wichtiges Anliegen im aktuellen 3-d-kardiale Konstrukte, aufgrund des Fehlens von Kapillaren, Sauerstoff und Nährstoffe19zu liefern. Sakaguchi Et Al. verwendet die Methode der sandwiching orientierte Zell-Blätter und mit vaskulären Bett Bioreaktoren um eine endotheliale Netzwerk20zu entwickeln. Im hier vorgestellten net Schimmel-System können die Kavität ausreichend Diffusion mit Nährstoffen und Sauerstoff ohne das Erfordernis eines unterstützenden Strukturen oder Gerüste. Darüber hinaus die net Schimmel-basierte Methode ist effizient und erfordert keine spezielle Fähigkeiten für beide die Aussaat von der Sphäroide in die Form und die Wartung des nachfolgenden Patches. Als solches ist es eine schnelle und kostengünstige Weise zu erwerben, synchron schlagen und funktionelle kardiale Patches.
Zur Optimierung der Sphäroid-Durchmesser und die Anzahl der Sphäroide verwendet in jedem Tropfen Gerät hängend, führten wir Fehlersuche und Änderungen bezüglich der Zelle Arten und Mengen. Für diese net Schimmel-basierte Methode waren der Sphäroid-Durchmesser und die Anzahl der Sphäroide verwendet von größter Bedeutung für eine funktionale Herzgewebe von ausreichender Größe zu erstellen. Wir haben versucht verschiedene Zelle Konzentrationen um die beste Sphäroid Größe für die Schaffung von Herzgewebe zu optimieren. Drei Arten von Zellen wurden zur kardialen Sphäroide erstellen durch die hängenden Tropfen Gerät, die 70 % iPSC-CMs, 15 % TREIBGASEN und 15 % Mediumwechsel enthalten. Unter Lichtmikroskopie beobachtet die spontan gebildeten Sphäroide in jeder Zusammenarbeit leicht um nach 72 h zu schlagen. Wir beobachteten, dass die Sphäroide Durchmesser mit der Zellkonzentration der hängenden vergrößert Tropfen Gerät. Wir haben versucht verschiedene Konzentrationen der Sphäroide, von 100 Sphäroide zu 300 Sphäroide in jedes Gerät mit 4 mL RPMI/B27 Medium. Mit zahlreichen Studien fanden wir, dass die Konzentration von 2.475.000 Zellen pro mL ergab einen optimalen Durchmesser des daraus resultierenden Sphäroide. Mit der optimierten Durchmesser der Sphäroide erlebten wir mühelos Sammlung und Aussaat von der Sphäroide in gestapelten net Schimmel, die wichtige Schritte, um die net Schimmel-basierte Methode für mehrschichtige Herzgewebe Erstellung waren.
Der wichtigste Schritt des Protokolls ist die Optimierung der Sphäroid Größe. Es ist erwähnenswert, dass die Sphäroide verwendet in dieser Methode kleiner als die Größe der Sphäroid Körpern in andere Bioprinting Techniken21verwendet sind. Größere Sphäroide wurden zentrale Nekrose durch unzureichende Diffusion von Nahrung und Sauerstoff22haben gefunden. Mit Sphäroide mit kleinerem Durchmesser angemessene Verbreitung von Nährstoffen und Sauerstoff in die Mitte des einzelnen Sphäroid wird leichter erreicht, erhöht die zelluläre Lebensfähigkeit in allen Bereichen des daraus resultierenden Patches. Im hier vorgestellten Protokoll Sphäroid Durchmesser von 350 µm ermöglicht eine verbesserte Zellviabilität und mehr Kontaktfläche zwischen der Sphäroide, die unserer Meinung nach trägt zur die erfolgreiche Schaffung das Herzgewebe unter Verwendung dieser net Form. Daher ist dies ein entscheidender Schritt in der beschriebenen Methodik. Um das Protokoll zu anderen Zelltypen anzupassen, sind zusätzliche Sphäroid Größe Optimierung Experimente erforderlich.
Die Grenzen dieses Ansatzes sind die Unfähigkeit, genau zu steuern, das Stapeln der Sphäroide. Dies führt in den Bereichen der Ungleichförmigkeit der das resultierende Gewebe Patches und heterogenen Dicke. Obwohl die aktuelle Hands-on-Zeit für die Aussaat der Sphäroide minimal ist, erfordert die Schaffung große vielschichtige Patches darüber hinaus eine längere Kulturzeit ermöglicht die Verschmelzung von der Sphäroide.
Für zukünftige Anwendungen ist diese neuartige net Schimmel-basierte Methode eine effiziente und reproduzierbare Methode zur Erstellung von 3-d, Gerüst-freie kardialen Gewebe mit minimalem manuellen Aufwand. Die daraus resultierende mehrschichtige Gewebe bestehen aus verschmolzenen Sphäroide mit zufriedenstellenden Strukturintegrität und synchron schlagen Verhalten. Diese net Schimmel-basierte Methode stellt eine kostengünstige und skalierbare alternative zum aktuellen Bio-Fertigung Methoden von technischen Geweben und hat das Potenzial zur klinisch einsetzbaren kardialen Gewebe für die Behandlung von Herzinsuffizienz mit dem Ziel der Schaffung ischämischen oder dysfunktionalen Kardiomyozyten23zu ersetzen. Darüber hinaus kann diese Methode verwendet werden, um Herzgewebe für Patienten-spezifischen Vorführungen von potenziellen neuartiges Medikament Therapien24zu erstellen.

Das Ziel des aktuellen Herzgewebe Engineering ist, eine Therapie zu ersetzen oder zu reparieren, die Struktur und Funktion des verletzten Herzmuskelgewebe1zu entwickeln. Methoden zum Erstellen von 3-d-Herzgewebe Modelle präsentiert die wichtigeren kontraktilen und elektrophysiologischen Eigenschaften des nativen Herzgewebe haben2,3rasch ausgedehnt. Eine Vielzahl von Strategien haben erforscht und in Studien4,5verwendet worden. Diese Methoden reichen von den Einsatz von speziellen synthetischen und natürlichen bioaktiven Hydrogele, wie Gelatine, Kollagen, Fibrin und Peptide6, auf Bio-Tinte Ablagerung Technologien2 und Bioprinting Technologien7.
Es hat sich gezeigt, dass Gerüst-freie Methoden als Biomaterial-basierte Methoden, ohne die Nachteile der Einbeziehung ausländischer Gerüst Material8vergleichbare Gewebe produzieren können. Oren Caspi Et Al. zeigten, dass die Einbeziehung der verschiedenen Arten von Zellen die Generation stark vaskularisierte menschlichen entwickelt Herzgewebe9ermöglicht. Kinn Et Al. entwickelt eine 3-d-Druckverfahren für kardiale Patch Kreation aus Sphäroide. Daraus resultierende Patches bestehen aus Herzzellen, Fibroblasten und Endothelzellen in einem 70:15:15 Verhältnis10. Sphäroide nachweislich wirksame "Bausteine" der Gerüst-freie Herzgewebe Schöpfung, wie sie sind resistent gegen Hypoxie und verfügen über ausreichende mechanische Integrität für Implantation11,12. Frühere Studien haben gezeigt, verschiedene Herstellungsmethoden für Sphäroid Schöpfung, einschließlich der Verwendungdes der hängenden drop-Methode, Spinner Fläschchen13, mikrofluidische Systeme14und nicht anhaftende Kultur Oberflächen unbeschichtet oder beschichtet mit Agarose Mikro-Gußformen15. In diesem Protokoll verwenden wir die hängenden Tropfen Gerät, enthält Mikroporen für Hunderte von Sphäroide gleichzeitig kondensiert.
Diese Studie stellt eine neuartige und effiziente Gerüst-freie Methode für Herzgewebe Erstellung, manuell die Sphäroide in einen quadratischen Formhohlraum Aussaat und Inkubation des Gewebes auf einen Shaker für Reifung. Unter üblichen statischen Kulturbedingungen ist Sauerstoffdiffusion beschränkt sich auf die äußeren Aspekte der Gewebe-Konstrukt, was zentrale Nekrose. Mit der net Form Tauchen alle Sphäroide ausgesät in die Form jedoch in Medien mit einer Konstanten fluidische Bewegung, so dass für die verstärkte Verbreitung von Nährstoffen und Sauerstoff. Darüber hinaus diese Form-basierte Methode ermöglicht die gleichzeitige Erstellung von unterschiedlich großen Gewebe Patches mit minimalem manuellen Aufwand und das resultierende Gewebe kann leicht aus der Form entfernt werden. Diese neuartige Methode ermöglicht die effiziente und reproduzierbare Erstellung von Gerüst-frei, vielschichtigen kardiale Patches.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:708px;" width="708">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Human Cardiac fibroblasts (HCF)</td>
			<td style="width:139px;">Sciencell</td>
			<td style="width:119px;">6310</td>
			<td style="width:220px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">FM-2 Consists of Basal Medium</td>
			<td style="width:139px;">Sciencell</td>
			<td style="width:119px;">2331</td>
			<td style="width:220px;">HCF culture medium</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:231px;">Human umbilical vein endothelial cells (HUVEC)</td>
			<td style="width:139px;">Lonza</td>
			<td style="width:119px;">CC-2935</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">EGM+Bullet Kit&#160;</td>
			<td style="width:139px;">Lonza</td>
			<td style="width:119px;">CC5035</td>
			<td>HUVEC culture medium</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">E8 media&#160;</td>
			<td style="width:139px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">A1517001</td>
			<td>HiPSC culture medium</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Geltrex&#160;</td>
			<td style="width:139px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">A1413202</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">TrypLE Express Enzyme (1X)</td>
			<td style="width:139px;">Thermo Fisher</td>
			<td style="width:119px;">12604013</td>
			<td>Trypsin and Cell dissociation reagent</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:231px;">RPMI media</td>
			<td style="width:139px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">11875093</td>
			<td style="width:220px;">RPMI media with B-27 supplement is hiPSC-CM culture medium</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:231px;">B-27 supplement (50x)</td>
			<td style="width:139px;">Thermo Fisher</td>
			<td style="width:119px;">17504044</td>
			<td style="width:220px;">RPMI media with B-27 supplement is hiPSC-CM culture medium</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Trypan Blue Solution, 0.4%</td>
			<td style="width:139px;">Thermo Fisher</td>
			<td style="width:119px;">15250061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Novel net mold&#160;</td>
			<td style="width:139px;">TissueByNet Co.,Ltd</td>
			<td style="width:119px;">NM25-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">Hanging drop plate</td>
			<td style="width:139px;">Kuraray Co.,Ltd</td>
			<td style="width:119px;">MPc350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:231px;">6 well plates&#160;</td>
			<td style="width:139px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">CLS-3516</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a net mold-based method of scaffold-free three-dimensional cardiac tissue creation

Dieses Protokoll beschreibt eine neuartige und einfache net Schimmel-basierte Methode, dreidimensionale (3D) kardialen Gewebe ohne zusätzliche Gerüst-Material. Human-induzierte pluripotente Stammzellen-Zelle abgeleitet Kardiomyozyten (iPSC-CMs), menschliche kardialen Fibroblasten (TREIBGASEN) und menschliche nabelader Endothelzellen (Mediumwechsel) zu isolieren und verwendet, um eine Zellsuspension mit 70 % iPSC-CMs, 15 % TREIBGASEN und 15 % Mediumwechsel generieren. Sie sind in eine extrem niedrige Befestigungssystem "hängenden Tropfen", die Mikroporen für Hunderte von Sphäroide gleichzeitig kondensiert enthält Co kultiviert. Die Zellen aggregieren und spontan schlagende Sphäroide nach 3 Tagen der kokultur bilden. Die Sphäroide werden geerntet, in einen Roman Formhohlraum entkernt und auf einen Shaker im Brutschrank kultiviert. Die Sphäroide werden Reife Funktionsgewebe ca. 7 Tage nach der Aussaat. Die daraus resultierende mehrschichtige Gewebe bestehen aus verschmolzenen Sphäroide mit zufriedenstellenden Strukturintegrität und synchron schlagen Verhalten. Diese neue Methode hat viel versprechende Potenzial als eine reproduzierbare und kostengünstige Methode, um technische Gewebe für die Behandlung der Herzinsuffizienz in der Zukunft zu schaffen.

In unseren Experimenten haben wir eine Zellsuspension 70 % iPSC-CMs, 15 % TREIBGASEN und 15 % Mediumwechsel in RPMI/B-27 Zelle Medien in einer Konzentration von 2.475.000 Zellen pro mL verwendet. Nach dem Erstellen der Zellsuspension, verzichtet wir 4 mL Zellsuspension in jede Vertiefung der Dateianhang Ultra low Drop Aufhängesystem, wie unter Punkt 4.3 des Protokolls beschrieben. Die Verwendung des Behangs fundsystem führte die spontane Bildung von Hunderten Sphäroide nach 3 Tagen der Kultur bei 37 ° C, 5 % CO2und 95 % Luftfeuchtigkeit zu schlagen. Die Sphäroide beobachtet leicht um unter Lichtmikroskopie bei 4 X und 10 X Vergrößerung mit einem mittleren Durchmesser von 350 µm nach 72 h Kultur (Abbildung 1) zu schlagen.
Am Ende von Schritt 6.5 des Protokolls, nach der Ernte die Sphäroide war die Form leicht mit einfachen Mitteln pipettieren ausgesät. Kultivierung der Form für eine Fusion der Sphäroide erlaubt; nachträgliche Entfernung des Schimmels resultierte in einem intakten kardiale Patch mit mechanischen Integrität. Nach Entnahme aus der Form und 24 h Kultur wurde funktional und synchron schlagen das Herzgewebe beobachtet, Bestätigung der mechanischen Integration der Sphäroide (Abbildung 2, Links). Wir beobachten auch, dass die verschiedenen Schichten der Sphäroide spontan in koordinierter Form auf Lichtmikroskopie (Abbildung 2, rechts) schlugen.
Eine immunhistochemische Analyse des Netzes Schimmel-basierte 3-d-kardiale Patch auch mit der kardialen Marker Troponin T. konfokale Bildgebung erfolgte zeigte, dass die gut abgestimmten Kardiomyozyten Troponin T Ausdruck (Abbildung 3) ausgestellt.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58252/58252fig1.jpg"> Abbildung 1 : Erstellung von hängenden Tropfen Sphäroide. Human-induzierte pluripotente Stammzellen abgeleitete Herzmuskelzellen (HiPSC-CMs), menschliche kardialen Fibroblasten (TREIBGASEN) menschlichen nabelader Endothelzellen (Mediumwechsel) isoliert und wurden verwendet, um eine Zellsuspension mit 70 % iPSC-CMs, 15 % TREIBGASEN und 15 % Mediumwechsel zu erzeugen eine Konzentration von 2.475.000 Zellen pro mL. Nach 72 h beobachtet die spontan gebildeten Sphäroide in jeder Zusammenarbeit leicht um unter Lichtmikroskopie zu schlagen. Der Maßstab in der linken Leiste = 1.000 µm; die Maßstabsleiste auf der rechten Seite = 400 µm. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/58252/58252fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58252/58252fig2.jpg"> Abbildung 2 : Erstellung einer vielschichtigen Herzgewebe anzeigen Integration der Komponente Sphäroide. Nach der Loslösung von der net Schimmel, der 3-d-kardiale Patch gepflegt seine Form und demonstriert synchron schlagen, die mechanische Integration der Sphäroide angibt, wie in der linken Leiste gezeigt (wo die Maßstabsleiste = 1.000 µm). Die gestapelten Multilayern Sphäroide wurden mit Lichtmikroskopie, untersucht, wie auf der rechten Seite gezeigt (wo die Maßstabsleiste = 400 µm), und beobachteten, spontan zu schlagen. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/58252/58252fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58252/58252fig3.jpg"> Abbildung 3 : Immunfluoreszenz Auswertung der das Herzgewebe. Immunfluoreszenz-Analyse fand das net Schimmel-basierte 3-d-Herzgewebe gut abgestimmten Herzzellen mit Troponin T Ausdruck bestehen. Die Maßstabsleiste = 50 µm. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/58252/58252fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>

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A Net Mold-based Method of Scaffold-free Three-Dimensional Cardiac Tissue Creation

Eine Net Schimmel basierende Methode der dreidimensionalen Gerüst-freie Herzgewebe Schöpfung

Dieses Protokoll beschreibt eine net Schimmel basierende Methode um dreidimensionale Gerüst-freie kardialen Gewebe mit zufriedenstellenden Strukturintegrität und synchron schlagen Verhalten zu erstellen.

This protocol describes a novel and easy net mold-based method to create three-dimensional (3-D) cardiac tissues without additional scaffold material. ...

a-net-mold-based-method-scaffold-free-three-dimensional-cardiac

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Bioengineering

8.8K Aufrufe.  The First Hospital of Jilin University. Dieses Protokoll beschreibt eine net Schimmel basierende Methode um dreidimensionale Gerüst-freie kardialen Gewebe mit zufriedenstellenden Strukturintegrität und synchron schlagen Verhalten zu erstellen.

Serie: A Net Mold-based Method of Scaffold-free Three-Dimensional Cardiac Tissue Creation

Three-dimensional Optical-resolution Photoacoustic Microscopy

Optical microscopy, providing valuable insights at the cellular and organelle levels, has been widely recognized as an enabling biomedical technology. As the mainstays of in vivo three-dimensional (3-D) optical microscopy, single-/multi-photon fluorescence microscopy and optical coherence tomography (OCT) have demonstrated their extraordinary sensitivities to fluorescence and optical scattering contrasts, respectively. However, the optical absorption contrast of biological tissues, which encodes essential physiological/pathological information, has not yet been assessable. 
The emergence of biomedical photoacoustics has led to a new branch of optical microscopy optical-resolution photoacoustic microscopy (OR-PAM)1, where the optical irradiation is focused to the diffraction limit to achieve cellular1 or even subcellular2 level lateral resolution. As a valuable complement to existing optical microscopy technologies, OR-PAM brings in at least two novelties. First and most importantly, OR-PAM detects optical absorption contrasts with extraordinary sensitivity (i.e., 100%). Combining OR-PAM with fluorescence microscopy3 or with optical-scattering-based OCT4 (or with both) provides comprehensive optical properties of biological tissues. Second, OR-PAM encodes optical absorption into acoustic waves, in contrast to the pure optical processes in fluorescence microscopy and OCT, and provides background-free detection. The acoustic detection in OR-PAM mitigates the impacts of optical scattering on signal degradation and naturally eliminates possible interferences (i.e., crosstalks) between excitation and detection, which is a common problem in fluorescence microscopy due to the overlap between the excitation and fluorescence spectra. 
Unique for optical absorption imaging, OR-PAM has demonstrated broad biomedical applications since its invention, including, but not limited to, neurology5, 6, ophthalmology7, 8, vascular biology9, and dermatology10. In this video, we teach the system configuration and alignment of OR-PAM as well as the experimental procedures for in vivo functional microvascular imaging.

Optical-resolution photoacoustic microscopy (OR-PAM) is an emerging technology capable of imaging optical absorption contrasts in vivo with cellular resolution and sensitivity. Here, we provide a visualized instruction on the experimental protocols of OR-PAM, including system configuration, system alignment, typical in vivo experimental procedures, and functional imaging schemes.

Dreidimensionale Optische Auflösung photoakustische Mikroskopie

Optical microscopy, providing valuable insights at the cellular and organelle levels, has been widely recognized as an enabling biomedical technology. As ...

Forschung

Biotechnik

Planar and Three-Dimensional Printing of Conductive Inks

Printed electronics rely on low-cost, large-area fabrication routes to create flexible or multidimensional electronic, optoelectronic, and biomedical devices1-3. In this paper, we focus on one- (1D), two- (2D), and three-dimensional (3D) printing of conductive metallic inks in the form of flexible, stretchable, and spanning microelectrodes.
Direct-write assembly4,5 is a 1-to-3D printing technique that enables the fabrication of features ranging from simple lines to complex structures by the deposition of concentrated inks through fine nozzles (~0.1 - 250 &mu;m). This printing method consists of a computer-controlled 3-axis translation stage, an ink reservoir and nozzle, and 10x telescopic lens for visualization. Unlike inkjet printing, a droplet-based process, direct-write assembly involves the extrusion of ink filaments either in- or out-of-plane. The printed filaments typically conform to the nozzle size. Hence, microscale features (&lt; 1 &mu;m) can be patterned and assembled into larger arrays and multidimensional architectures.
In this paper, we first synthesize a highly concentrated silver nanoparticle ink for planar and 3D printing via direct-write assembly. Next, a standard protocol for printing microelectrodes in multidimensional motifs is demonstrated. Finally, applications of printed microelectrodes for electrically small antennas, solar cells, and light-emitting diodes are highlighted.

Planar and three-dimensional printing of conductive metallic inks is described. Our approach provides new avenues for fabricating printed electronic, optoelectronic, and biomedical devices in unusual layouts at the microscale.

Planar-und Drei-Dimensional Printing von Leitfähige Druckfarben

Printed electronics rely on low-cost, large-area fabrication routes to create flexible or multidimensional electronic, optoelectronic, and biomedical ...

Human Cartilage Tissue Fabrication Using Three-dimensional Inkjet Printing Technology

Bioprinting, which is based on thermal inkjet printing, is one of the most attractive enabling technologies in the field of tissue engineering and regenerative medicine. With digital control&#160;cells, scaffolds, and growth factors can be precisely deposited to the desired two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) locations rapidly. Therefore, this technology is an ideal approach to fabricate tissues mimicking their native anatomic structures. In order to engineer cartilage with native zonal organization, extracellular matrix composition (ECM), and mechanical properties, we developed a bioprinting platform using a commercial inkjet printer with simultaneous photopolymerization capable for 3D cartilage tissue engineering. Human chondrocytes suspended in poly(ethylene glycol) diacrylate (PEGDA) were printed for 3D neocartilage construction via layer-by-layer assembly. The printed cells were fixed at their original deposited positions, supported by the surrounding scaffold in simultaneous photopolymerization. The mechanical properties of the printed tissue were similar to the native cartilage. Compared to conventional tissue fabrication, which requires longer UV exposure, the viability of the printed cells with simultaneous photopolymerization was significantly higher. Printed neocartilage demonstrated excellent glycosaminoglycan (GAG) and collagen type II production, which was consistent with gene expression. Therefore, this platform is ideal for accurate cell distribution and arrangement for anatomic tissue engineering.

The methods described in this paper show how to convert a commercial inkjet printer into a bioprinter with simultaneous UV polymerization. The printer is capable of constructing 3D tissue structure with cells and biomaterials. The study demonstrated here constructed a 3D neocartilage.

Menschliches Knorpelgewebe Herstellung unter Verwendung von dreidimensionalen Inkjet-Drucktechnologie

Bioprinting, which is based on thermal inkjet printing, is one of the most attractive enabling technologies in the field of tissue engineering and ...

Analysis of Cell Migration within a Three-dimensional Collagen Matrix

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic development, wound healing, and immune responses. However, cell migration is also a key mechanism in cancer enabling these cancer cells to detach from the primary tumor to start metastatic spreading. Within the past years various cell migration assays have been developed to analyze the migratory behavior of different cell types. Because the locomotory behavior of cells markedly differs between a two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) environment it can be assumed that the analysis of the migration of cells that are embedded within a 3D environment would yield in more significant cell migration data. The advantage of the described 3D collagen matrix migration assay is that cells are embedded within a physiological 3D network of collagen fibers representing the major component of the extracellular matrix. Due to time-lapse video microscopy real cell migration is measured allowing the determination of several migration parameters as well as their alterations in response to pro-migratory factors or inhibitors. Various cell types could be analyzed using this technique, including lymphocytes/leukocytes, stem cells, and tumor cells. Likewise, also cell clusters or spheroids could be embedded within the collagen matrix concomitant with analysis of the emigration of single cells from the cell cluster/ spheroid into the collagen lattice. We conclude that the 3D collagen matrix migration assay is a versatile method to analyze the migration of cells within a physiological-like 3D environment.

Cell migration is a biological phenomenon that is involved in a plethora of physiological, such as wound healing and immune responses, and pathophysiological processes, like cancer. The 3D-collagen matrix migration assay is a versatile tool to analyze the migratory properties of different cell types within in a 3D physiological-like environment.

Analyse der Zellmigration in eine dreidimensionale Kollagenmatrix

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic ...

Generation of a Three-dimensional Full Thickness Skin Equivalent and Automated Wounding

In vitro models are a cost effective and ethical alternative to study cutaneous wound healing processes. Moreover, by using human cells, these models reflect the human wound situation better than animal models. Although two-dimensional models are widely used to investigate processes such as cellular migration and proliferation, models that are more complex are required to gain a deeper knowledge about wound healing. Besides a suitable model system, the generation of precise and reproducible wounds is crucial to ensure comparable results between different test runs. In this study, the generation of a three-dimensional full thickness skin equivalent to study wound healing is shown. The dermal part of the models is comprised of human dermal fibroblast embedded in a rat-tail collagen type I hydrogel. Following the inoculation with human epidermal keratinocytes and consequent culture at the air-liquid interface, a multilayered epidermis is formed on top of the models. To study the wound healing process, we additionally developed an automated wounding device, which generates standardized wounds in a sterile atmosphere.

The goal of this protocol is to build up a three-dimensional full thickness skin equivalent, which resembles natural skin. With a specifically constructed automated wounding device, precise and reproducible wounds can be generated under maintenance of sterility.

Erzeugung eines dreidimensionalen Vollhaut Equivalent und automatisierte Verwundung

In vitro models are a cost effective and ethical alternative to study cutaneous wound healing processes. Moreover, by using human cells, these models ...

Fabrication of Inverted Colloidal Crystal Poly(ethylene glycol) Scaffold: A Three-dimensional Cell Culture Platform for Liver Tissue Engineering

The ability to maintain hepatocyte function in vitro, for the purpose of testing xenobiotics&#39; cytotoxicity, studying virus infection and developing drugs targeted at the liver, requires a platform in which cells receive proper biochemical and mechanical cues. Recent liver tissue engineering systems have employed three-dimensional (3D) scaffolds composed of synthetic or natural hydrogels, given their high water retention and their ability to provide the mechanical stimuli needed by the cells. There has been growing interest in the inverted colloidal crystal (ICC) scaffold, a recent development, which allows high spatial organization, homotypic and heterotypic cell interaction, as well as cell-extracellular matrix (ECM) interaction. Herein, we describe a protocol to fabricate the ICC scaffold using poly (ethylene glycol) diacrylate (PEGDA) and the particle leaching method. Briefly, a lattice is made from microsphere particles, after which a pre-polymer solution is added, properly polymerized, and the particles are then removed, or leached, using an organic solvent (e.g., tetrahydrofuran). The dissolution of the lattice results in a highly porous scaffold with controlled pore sizes and interconnectivities that allow media to reach cells more easily. This unique structure allows high surface area for the cells to adhere to as well as easy communication between pores, and the ability to coat the PEGDA ICC scaffold with proteins also shows a marked effect on cell performance. We analyze the morphology of the scaffold as well as the hepatocarcinoma cell (Huh-7.5) behavior in terms of viability and function to explore the effect of ICC structure and ECM coatings. Overall, this paper provides a detailed protocol of an emerging scaffold that has wide applications in tissue engineering, especially liver tissue engineering.

Fabrication of Inverted Colloidal Crystal Polyethylene glycol Scaffold: A Three-dimensional Cell Culture Platform for Liver Tissue Engineering

This manuscript presents a detailed protocol for the fabrication of an emerging three-dimensional hepatocyte culture platform, the inverted colloidal crystal scaffold, and the concomitant techniques to assess hepatocyte behavior. The size-controllable pores, interconnectivity and ability to conjugate extracellular matrix proteins to the poly(ethylene glycol) (PEG) scaffold enhance Huh-7.5 cell performance.

Die Herstellung von Inverted Kolloid-Kristallen Poly (Ethylenglycol) Scaffold: Eine dreidimensionale Zellkultur-Plattform für Leber-Tissue Engineering

The ability to maintain hepatocyte function in vitro, for the purpose of testing xenobiotics&#39; cytotoxicity, studying virus infection and developing ...

Creation of Cardiac Tissue Exhibiting Mechanical Integration of Spheroids Using 3D Bioprinting

This protocol describes 3D bioprinting of cardiac tissue without the use of biomaterials, using only cells. Cardiomyocytes, endothelial cells and fibroblasts are first isolated, counted and mixed at desired cell ratios. They are co-cultured in individual wells in ultra-low attachment 96-well plates. Within 3 days, beating spheroids form. These spheroids are then picked up by a nozzle using vacuum suction and assembled on a needle array using a 3D bioprinter. The spheroids are then allowed to fuse on the needle array. Three days after 3D bioprinting, the spheroids are removed as an intact patch, which is already spontaneously beating. 3D bioprinted cardiac patches exhibit mechanical integration of component spheroids and are highly promising in cardiac tissue regeneration and as 3D models of heart disease.

This protocol describes 3D bioprinting of cardiac tissue without the use of biomaterials. 3D bioprinted cardiac patches exhibit mechanical integration of component spheroids and are highly promising in cardiac tissue regeneration and as 3D models of heart disease.

Schaffung von Herzgewebe, die mechanische Integration von Sphäroiden mit 3D-Bioprinting ermöglicht

This protocol describes 3D bioprinting of cardiac tissue without the use of biomaterials, using only cells. Cardiomyocytes, endothelial cells and ...

Three-dimensional Tissue Engineered Aligned Astrocyte Networks to Recapitulate Developmental Mechanisms and Facilitate Nervous System Regeneration

Neurotrauma and neurodegenerative disease often result in lasting neurological deficits due to the limited capacity of the central nervous system (CNS) to replace lost neurons and regenerate axonal pathways. However, during nervous system development, neuronal migration and axonal extension often occur along pathways formed by other cells, referred to as &#34;living scaffolds&#34;. Seeking to emulate these mechanisms and to design a strategy that circumvents the inhibitory environment of the CNS, this manuscript presents a protocol to fabricate tissue engineered astrocyte-based &#34;living scaffolds&#34;. To create these constructs, we employed a novel biomaterial encasement scheme to induce astrocytes to self-assemble into dense three-dimensional bundles of bipolar longitudinally-aligned somata and processes. First, hollow hydrogel micro-columns were assembled, and the inner lumen was coated with collagen extracellular-matrix. Dissociated cerebral cortical astrocytes were then delivered into the lumen of the cylindrical micro-column and, at a critical inner diameter of &#60;350 &#181;m, spontaneously self-aligned and contracted to produce long fiber-like cables consisting of dense bundles of astrocyte processes and collagen fibrils measuring &#60;150 &#181;m in diameter yet extending several cm in length. These engineered living scaffolds exhibited &#62;97% cell viability and were virtually exclusively comprised of astrocytes expressing a combination of the intermediate filament proteins glial-fibrillary acidic protein (GFAP), vimentin, and nestin. These aligned astrocyte networks were found to provide a permissive substrate for neuronal attachment and aligned neurite extension. Moreover, these constructs maintain integrity and alignment when extracted from the hydrogel encasement, making them suitable for CNS implantation. These preformed constructs structurally emulate key cytoarchitectural elements of naturally occurring glial-based &#34;living scaffolds&#34; in vivo. As such, these engineered living scaffolds may serve as test-beds to study neurodevelopmental mechanisms in vitro or facilitate neuroregeneration by directing neuronal migration and/or axonal pathfinding following CNS degeneration in vivo.

We showcase the development of self-assembled, three-dimensional bundles of longitudinally aligned astrocytic somata and processes within a novel biomaterial encasement. These engineered &#34;living scaffolds&#34;, exhibiting micron-scale diameter yet extending centimeters in length, may serve as test-beds to study neurodevelopmental mechanisms or facilitate neuroregeneration by directing neuronal migration and/or axonal pathfinding.

Dreidimensionale Gewebezüchtungen ausgerichtet Astrozyten Netzwerke Nervensystem Regeneration zu rekapitulieren Entwicklungsmechanismen

Neurotrauma and neurodegenerative disease often result in lasting neurological deficits due to the limited capacity of the central nervous system (CNS) to ...

Culturing Mammalian Cells in Three-dimensional Peptide Scaffolds

A useful technique for culturing cells in a self-assembling nanofiber three-dimensional (3D) scaffold is described. This culture system recreates an environment that closely mimics the structural features of non-polarized tissue. Furthermore, the particular intrinsic nanofiber structure of the scaffold makes it transparent to visual light, which allows for easy visualization of the sample under microscopy. This advantage was largely used to study cell migration, organization, proliferation, and differentiation and thus any development of their particular cellular function by staining with specific dyes or probes. Furthermore, in this work, we describe the good performance of this system to easily study the redifferentiation of expanded human articular chondrocytes into cartilaginous tissue. Cells were encapsulated into self-assembling peptide scaffolds and cultured under specific conditions to promote chondrogenesis. Three-dimensional cultures showed good viability during the 4 weeks of the experiment. As expected, samples cultured with chondrogenic inducers (compared to non-induced controls) stained strongly positive for toluidine blue (which stains glycosaminoglycans (GAGs) that are highly present in cartilage extracellular matrix) and expressed specific molecular markers, including collagen type I, II and X, according to Western Blot analysis. This protocol is easy to perform and can be used at research laboratories, industries and for educational purposes in laboratory courses.

Here, we present a protocol to obtain 3D-culture systems in self-assembling peptide scaffolds to promote the differentiation of dedifferentiated human articular chondrocytes into cartilage-like tissue.

Kultivierung von Säugerzellen in dreidimensionale Peptid Gerüste

A useful technique for culturing cells in a self-assembling nanofiber three-dimensional (3D) scaffold is described. This culture system recreates an ...

Microdissection of Primary Renal Tissue Segments and Incorporation with Novel Scaffold-free Construct Technology

Kidney transplantation is now a mainstream therapy for end-stage renal disease. However, with approximately 96,000 people on the waiting list and only one-fourth of these patients achieving transplantation, there is a dire need for alternatives for those with failing organs. In order to decrease the harmful consequences of dialysis along with the overall healthcare costs it incurs, active investigation is ongoing in search of alternative solutions to organ transplantation. Implantable tissue-engineered renal cellular constructs are one such feasible approach to replacing lost renal functionality. Here, described for the first time, is the microdissection of murine kidneys for isolation of living corticomedullary renal segments. These segments are capable of rapid incorporation within scaffold-free endothelial-fibroblast constructs which may enable rapid connection with host vasculature once implanted. Adult mouse kidneys were procured from living donors, followed by stereoscope microdissection to obtain renal segments 200 - 300 &#181;m in diameter. Multiple renal constructs were fabricated using primary renal segments harvested from only one kidney. This method demonstrates a procedure which could salvage functional renal tissue from organs that would otherwise be discarded.

Tissue-engineered renal constructs provide a solution for the organ shortage and deleterious effects of dialysis. Here, we describe a protocol to micro dissect murine kidneys for isolation of cortico-medullary segments. These segments are implanted into scaffold-free cellular constructs, forming renal organoids.

Mikrodissektion primäre renale Gewebe Segmente und Einbindung mit neuartigen Gerüst-freie Konstrukt-Technologie

Kidney transplantation is now a mainstream therapy for end-stage renal disease. However, with approximately 96,000 people on the waiting list and only ...