Name: fluorescence live-cell imaging of the complete vegetative cell cycle of the slow-growing social bacterium myxococcus xanthus
Uploaded: 2018-06-20T14:45:00.000+00:00
Duration: 11 min 45 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Fluorescence Live-cell Imaging of the Complete Vegetative Cell Cycle of the Slow-growing Social Bacterium Myxococcus xanthus at JoVE.com

Diese Arbeit wurde unterstützt durch die Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) im Rahmen der Transregio 174 "räumlich-zeitliche Dynamik von bakteriellen Zellen" und der Max-Planck-Gesellschaft.

1. Vorbereitung und das Wachstum des M. Xanthus Stämme
Hinweis: Siehe Tabelle 1 und Tabelle 2.
<ol><li>Bereiten Sie 1 % Casitone Brühe (CTT) Wachstum Mittel-1 % (w/V) Pankreas verdauen von Kasein (z.B. Bacto Casitone), 10 mM Tris-HCl pH 8.0, 1 mM KH2PO4 pH 7.6, 8 mM MgSO422, ergänzt mit Kanamycin (50 µg/mL) oder OXYTETRACYCLINE (10 µg/mL). Hinzufügen von Gentamycin (10 µg/mL) für alle Medien zur Verringerung des Risikos einer Kontamination mit anderen Bakterien, da M. Xanthus Zellen sind natürliche Resistenz gegen es.</li>
	<li>5 mL von 1 % zu impfen CTT mit den entsprechenden Antibiotika mit einer einzigen frisch gewachsenen Kolonie von Wild geben (WT) DK1622 23, SA4420 (ΔMglA)24, SA4797 (ΔMglA, ΔPomX/pPomZ mCherry-PomX )16, SA8241 (ΔMglA, FtsZ+/pNatFtsZ-Gfp), oder SA4749 (ΔMglA, Nachwuchscontest+/pNatNachwuchscontest-Yfp) in der am Morgen des 1. Tages.<ol>
<li>Ein einzelnes Aufschwemmen M. Xanthus Kolonie in 500 µL 1 % CTT mit Antibiotika in ein steriles Röhrchen ergänzt und übertragen die gesamte Federung auf einen 50-mL-Erlenmeyerkolben mit 5 mL 1 % CTT. Hinweis: Verwenden Sie einen Erlenmeyerkolben mit 10mal das Volumen der Kultur ausreichend Aeriation und optimales Wachstum zu gewährleisten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Wachsen Sie die Zellen seit acht Generationen (ca. 40-48 h mit einer Generationszeit von 4-6 h) bei 32 ° C, schütteln bei 220 u/min, im Dunkeln. Zellen in der exponentiellen Wachstumsphase zu erhalten (OD550 < 1.2) und sie daran hindern, die stationäre Phase zu erreichen. Bei Bedarf verdünnen die Zellen in frischen 1 % CTT Medium mit den entsprechenden Antibiotika zu einem OD-550 von 0,1 - 0,2. Hinweis: Eine optimale OD550 für eine einzelne Zelle-Mikroskopie ist 0,5 - 0,7. Bei dieser OD550ist eine ausreichende Anzahl von Zellen pro Bild zur Quantifizierung sowie statistische Analyse der zellulären Parameter erlauben.</li>
</ol>2. Vorbereitung der Mikroskopie-Proben
Hinweis: Zellen von Mikroskopie eingesehen werden auf ein Mikroskop-Deckglas gesetzt und dann durch eine Agarose-Pad mit Nährstoffen abgedeckt. Das Deckglas ist auf einem Kunststoff geklebt oder Metallrahmen mechanische zu unterstützen. In Vorbereitung für die Mikroskopie sollte einen großen Block von 1 % agarose/TPM/0.2% CTT wie in 2.1-2.3 beschrieben vorbereitet werden. Siehe auch die Tabelle der Materialien für bestimmte Produkte, die hier verwendet.
<ol><li>500 mL des TPM-Puffer (10 mM Tris-HCl pH 7.6, 1 mM KH2PO4 pH 7.6, 8 mM MgSO4) bereiten und Autoklaven oder Filter sterilisieren mit einer Flasche Top Filter. Hinweis: Der sterile Puffer kann mehrere Monate bei Raumtemperatur aufbewahrt werden.</li>
	<li>Bereiten Sie 1 % Agarose Mikroskopie Lösung mit 0,2 % CTT (Mix 1 g Agarose mit 80 mL des TPM-Puffer und 20 mL 1 % CTT Medium). Erhitzen Sie in der Mikrowelle, bis die Agarose geschmolzen ist. Hinweis: Die 0,2 % CTT ist ausreichend, um Zellen zu wachsen und Hunger zu verhindern. Höhere Konzentrationen von CTT in der Mikroskopie Medium führt zu hohen Hintergrundfluoreszenz.</li>
	<li>Füllen Sie eine Petrischale mit geschmolzenen Agarose bis zu einer Dicke von 0,5 cm (für eine 11,5 x 11,5 cm quadratische Petrischale, ca. 60 mL flüssige Agarose erforderlich ist) und lassen Sie auf Raumtemperatur abkühlen. Hinweis: Die Agarose-Pad kann bei 4 ° C in einer feuchten Umgebung bis zu 2 Tage aufbewahrt werden.<ol>
<li>Vorwärmen der 1 % agarose/TPM/0.2% CTT Pad bei 32 ° C für mindestens 15 Minuten vor dem Gebrauch. Hinweis: Um die Zellen für die Mikroskopie vorzubereiten, führen Sie Schritte 2.4-2.8.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Legen Sie ein steriles Glas Deckglas (60 mm x 22 mm, Dicke: 0,7 mm) auf einen aus Kunststoff oder Metall Rahmen, ein Loch in der Mitte (Abb. 1A); der Rahmen dient als mechanische Stütze für die dünnen Deckglas und hilft, um Drift während Mikroskopie zu reduzieren. Fixieren Sie das Deckglas auf den Rahmen mit Klebeband.<ol>
<li>Um den Rahmen vorzubereiten, schneiden Sie einen 75 mm × 25 mm Rahmen aus einer 1 mm dicken Metallplatte, dann schneiden Sie eine entsprechend dimensionierte Loch (20 × 30 mm in diesem Experiment) in der Mitte.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Fügen Sie 10-20 µL exponentiell gewachsenen M. Xanthus Zellen auf das Deckglas.</li>
	<li>Fügen Sie fluoreszierende 0,5 µm Mikrosphären als kugelmarker zu den Zellen, Verfolgung von Zellen oder Proteine im Zeitraffer-Aufnahmen zu vereinfachen.<ol>
<li>Die Mikrosphären 1: 100 im TPM-Puffer verdünnen und Lagerung bei 4 ° C für bis zu mehreren Monaten. Vor Gebrauch gründlich schütteln und die Zellen ca. 5-10 µL verdünnten Mikrosphären hinzufügen. Hinweis: Hier sind Mikrosphären, die fluoreszierende in allen gemeinsamen blau, grün, gelb und rot fluoreszierende Kanäle dienten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Schneiden Sie ein kleines Polster etwa so groß wie das Deckglas des großen vorgewärmten 1 % agarose/TPM/0.2% CTT Pads und legen Sie es auf die Zellen (Abbildung 1B). Legen Sie ein Deckglas auf dem 1 % agarose/TPM/0.2% CTT Agarose Pad um Verdunstung zu verhindern und zu Zellen in einer feuchten Umgebung zu pflegen. Hinweis: Das Deckglas allein verhindert erhebliche Verdunstung für mindestens 2 h. Für mehr Zeitraffer Aufnahmen sollte die 1 % agarose/TPM/0.2% CTT Pad und Deckglas Sandwich mit Paraffin Film um Verdunstung zu verhindern abgedichtet werden.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Mikroskopie-Probe bei 32 ° C für 15-20 min, die Zellen an der Unterseite des Agarose-Pads befestigen lassen. Dann beginnen Sie die Zeitraffer-Mikroskopie-Aufnahmen.</li>
</ol>(3) Mikroskop-Set-up und Zeitraffer-Übernahme
Hinweis: Die hier beschriebene Protokoll wurde entwickelt für eine invertierte Weitfeld-Mikroskop mit Autofokus, ein 100 X / 1,30 NA Öl PH3 Ziel, ein X, Y motorisierte Bühne, ein sCMOS Kamera, einer Lichtquelle, Filter für grün-fluoreszierende, rot-fluoreszierend oder gelb fluoreszierend Proteine und einer Temperatur-kontrollierten Inkubation-Kammer. Diese Kammer hält Zellen geschützt vor Licht und bei konstanter Temperatur.
<ol><li>Vorheizen der Inkubation Kammer und das Mikroskop auf 32 ° C für ~ 1-2 h vor Beginn der Mikroskopie. Hinweis: Je nach Mikroskop, kann die Heizung länger dauern. Vorheizen ist unerlässlich, Drift zu senken und stabilisiert die Autofokus-Steuerung.</li>
	<li>Schalten Sie das Mikroskop und starten Sie die Mikroskop-Steuerungs-Software zu. Wählen Sie das richtige Ziel und die richtigen Spiegel und Filter zu erwerben phase kontrastreiche Bilder sowie Bilder von grün-fluoreszierende, rot-fluoreszierend oder gelb fluoreszierende Proteine. Hinweis: Ein Mikroskop ist in der Regel mit einer bevorzugten Software für Steuerung und Bild Erwerb Mikroskop geliefert. Hier eine kommerziell verfügbare Software (siehe die Tabelle der Materialien) diente mit dem Mikroskop und Bild zu steuern.</li>
	<li>Geben Sie einen Tropfen des hochwertigen Immersionsöl auf die Linse des Objektivs und an der Unterseite der Probe vorab bei 32 ° c inkubiert Legen Sie das Ziel an der niedrigsten möglichen Z-Position zu beschädigen das Objektiv, wenn die Probe auf den Mikroskoptisch gelegt wird. Legen Sie den Metallrahmen mit der Probe auf der Bühne Mikroskop und mit dem"Loch" in Richtung des Ziels. Befestigen Sie die Probe in der Bühne Halterung.</li>
	<li>Konzentrieren Sie sich auf die Zellen durch Verschieben der Bühne in Z-Richtung näher zum Ziel. Verschieben Sie die Phase langsamer, wenn die Öltropfen an der Unterseite der Probe und das Objektiv Stellen Kontakt. Verschieben Sie die Phase, in der X / Y-Richtung bis mehrere Einzelzellen sind sichtbar in der Region der Ansicht, wenn Zellen in der Brennebene. Stellen Sie sicher, dass mindestens ein fluoreszierenden Mikrosphären in der Region der Ansicht ist, um später die erworbenen Bilder ausrichten. Hinweis: Unter optimalen Bedingungen sollte eine Zelldichte von 15-30 Zellen pro Region der Ansicht (2.048 x 2.048 Pixel "oder" 133.1 x 133.1 µm) erreicht werden.</li>
	<li>Öffnen Sie den Multi-Dimensional Übernahme -Assistenten der Steuerungssoftware Mikroskop eine Zeit verfallen Experiment einrichten, die das Mikroskop Bilder bei mehreren Wellenlängen und Bühne Positionen zu erwerben, bei Bedarf ermöglicht.<ol>
<li>Aktivieren Sie in der Registerkarte "Main" Timelapse und Mehreren Wellenlängen. Zusätzliche Registerkarten erscheinen auf der linken Seite des Fensters.</li>
		<li>Klicken Sie auf die Registerkarte " Speichern " und Wählen Sie Verzeichnis um einen leeren Ordner auf der Festplatte des Computers zum Speichern der erworbenen Bilder auszuwählen. Inkrement Basisnamen wenn Datei vorhanden ist um sicherzustellen, dass die aufeinander folgenden Datensätzen nicht älteren überschreiben aktivieren. Dann benennen Sie dem Experiment mit Datum und der Stamm Name oder Titel des Experiments.</li>
		<li>Klicken Sie auf die Registerkarte " Zeitraffer " die Zeitraffer-Parameter anpassen. Dauer bis 24 h und Zeitintervall auf eingestellt 20 min. Die Anzahl von Zeitpunkten ändert sich automatisch. Hinweis: Die optimale Zeitspanne richtet sich auf das Experiment und die zelluläre Funktion analysiert werden. Häufiges Bild Akquisitionen verursachen Immunofluoreszenz. Daher muss ein Kompromiss zwischen zeitlicher Auflösung und Immunofluoreszenz empirisch gefunden werden. Bei einem Verdopplungszeit von 4-6 h können Bilder leicht in einem Intervall von 5 Minuten (oder sogar kleinere Intervalle, falls gewünscht) für Phasenkontrastmikroskopie erworben werden. Fluoreszenz-Mikroskopie über einen zeitlichen Verlauf der 24 h Wunsch Bilder sollten in einem Abstand von ca. 15-30 min aufgezeichnet werden.</li>
		<li>Klicken Sie auf die Registerkarte " Wellenlängen " wählen Sie die Anzahl der Wellenlängen, für jedes Bild zu jedem Zeitpunkt zu erwerben, indem Sie die Anzahl ändern. Hinweis: für jede Wellenlänge eine neue Registerkarte wird angezeigt, auf der linken Seite von der Multi-Dimensional Erwerb " Assistenten und Wellenlängen werden in der Reihenfolge von oben nach unten erworben werden. Für jede Wellenlänge können die Übernahme Einstellungen separat geändert werden.</li>
		<li>Klicken Sie auf der ersten Registerkarte der Wellenlänge von oben. Phasenkontrast in der Beleuchtung Dropdown-Liste auswählen. Wählen Sie 100 ms für Belichtung und Jeden Zeitpunkt in der Dropdown-Liste erwerben . Deaktivieren Sie Auto aussetzen , indem Sie nie in der Dropdown Liste auswählen.</li>
		<li>Wiederholen Sie Schritt 3.5.5 für jede Wellenlänge, die zu jedem Zeitpunkt erworben werden muss. Für den Versuchsaufbau und Gewebekulturen markierte Proteine beschrieben hier, verwenden die folgenden Parameter für Exposition: 250 ms für mCherry Fusionsproteine, 200 ms für YFP Fusionsproteine und 1.000 ms für GLP-Fusionsproteinen. Hinweis: Die optimale Ausleuchtung-Einstellungen für jede Belastung und fluoreszierende Protein sollte im Voraus bestimmt werden, indem die Intensität der Lampe und die Bild-Erfassungszeit für jede Wellenlänge. Zu lange Bild Erfassungszeiten werden die phototoxische Wirkung zu erhöhen und letztlich zu Wachstum Verhaftung und Zelle Tod führen. Daher sollte ein Kompromiss zwischen Bild Qualität und Zelle Tragfähigkeit erreicht werden.</li>
		<li>Abrufen von Bildern aus mehreren Bühne Positionen zur Erhöhung der Zahl der Zellen im gleichen Experiment aufgenommen.<ol>
<li>Bilder aus mehreren Bühne Positionen erwerben, aktivieren Sie Mehrere Phase-Positionen in der Registerkarte " Main ". Dann klicken Sie auf die Registerkarte " Phase " und klicken Sie auf die Live -Taste, um das Blickfeld betrachten.</li>
			<li>Verschieben Sie die Phase in der X/Y-Richtung, bis eine Region of Interest (ROI) in das Blickfeld ist. Speichern der X - und Y-Koordinaten durch Anklicken bewegen das "+" in die Registerkarte " Bühne " die Bühne wieder in X/Y-Richtung bis ein neue ROI gefunden wird und Speichern der Koordinaten wieder durch Klicken auf das "+". Weitergehen Sie, bis die gewünschte Anzahl von Regionen gespeichert wird. Hinweis: Bei Fluoreszenz Bildaufnahme, stellen sicher, dass die Regionen von Interesse (ROIs) sind nicht zu nah an einander, Phototoxizität zu minimieren.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>Überprüfen Sie noch einmal, dass die Zellen im Fokus durch Klicken auf die verschiedenen gespeicherten X - und Y-Positionen und starten den Hardware-Autofokus mit einem Klick AFC halten , um die gespeicherte Z-Position im Laufe des Experiments konstant zu halten.</li>
	<li>Starten Sie die Zeitraffer-Aufnahmen in der Mikroskop-Steuerungssoftware Acquire im Multi-Dimensional Übernahme -Assistenten. Hinweis: Erscheint ein Fenster für jede Wellenlänge, die erworben wird und ein zusätzliches Fenster erscheint, das zeigt die Anzahl der erworbenen Zeitpunkte und die Zeit bis zum nächsten Bild-Erwerb.</li>
	<li>Überprüfen Sie, dass die Zellen noch im Fokus nach den ersten paar Zeitpunkten in den Zeitraffer-Aufnahmen zu maximieren Sie die Qualität der Bilder und bei Bedarf zu konzentrieren.</li>
</ol>4. Generation von Zeitraffer-Filme und Bildausrichtung
Hinweis: Mehrere kommerzieller und freier Software-Pakete sind verfügbar für Bildaufnahme und Bildanalyse. Wir verwenden eine handelsübliche Software (siehe die Tabelle der Materialien) mit mehreren vorinstallierten Plugins und zusätzliche Tools.
<ol><li>Speichern Sie die einzelnen Bilder von Zeitraffer-Aufnahmen auf einen Computer, der die Analyse/Bildverarbeitungs-Software installiert hat.</li>
	<li>Starten Sie die Software und Bilder als Stapel öffnen, indem Multi-Dimensional Bewertungsdaten | Wählen Sie Base-Datei | Wählen Sie Verzeichnis. Öffnen Sie den Ordner mit den multi-dimensionalen Daten. Überprüfen Sie das Dataset, und klicken Sie auf Ansicht; Das Dataset wird als einzelne Bilder aus der Zeit bis zum Ende Punkt angezeigt. Aktivieren Sie die Wellenlänge (für die Erstellung eines Stapels) zu, wählen Sie alle Bilder, die im Stapel werden sollte, und klicken Sie auf Last Bild(er). Wiederholen Sie diesen Schritt für alle Wellenlängen und retten Sie fertigen Stapel zu.</li>
	<li>(Optional) Alle Bilder müssen für den Film mit Datei öffnen | Offene. Hinweis: Es empfiehlt sich, Bilder zu öffnen durch einen erworbenen Wellenlänge gleichzeitig, um den Computer nicht verlangsamen, wenn Rechenleistung begrenzt ist. Wenn bestimmte Teile des Zeitraffer-Aufnahmen, z.B., Anfang, Ende oder mehreren Zeitpunkten übersprungen werden sollen, kann dies in den fertigen Film eingestellt werden.</li>
	<li>Aktivieren Sie den Stapel von Bildern, die für Drift korrigiert werden muss. Öffnen Sie das Alignment-Tool von Apps | Auto-Align... Check Stack als Quelle für die Bilder und das erste Flugzeug/Zeitpunkt , als die Referenzebene. Wählen Sie den Stapel mit der Source-Stack -Taste und klicken Sie auf anwenden. Hinweis: Die automatische Ausrichtung dauert einige Zeit und Rechenleistung aber ist ein guter Weg, um bigstacks für Drift des Mikroskop-Set-up zu korrigieren. Diese automatische Anpassung funktioniert gut, wenn Mikrosphären gehören aber auch ohne sie funktionieren könnte.</li>
	<li>Speichern Sie den ausgerichteten Stapel.</li>
	<li>ROIs zu verwenden. Hinweis: Fluoreszierende Zeitraffer Mikroskopie erstellt einfach große Mengen von Datendateien, die nehmen viel Rechenleistung und verlangsamen die Weiterverarbeitung dieser Filme. Wir empfehlen daher dringend zum ROIs zu identifizieren und Isolieren von Zellen mit kleineren Dateien arbeiten.<ol>
<li>Rechteckigen Bereich auswählen. Erstellen Sie einen ROI um die Zellen von Interesse, indem manuell zeichnen einen ROI im Phase Kontrast Bild. Stellen Sie sicher, dass die Zellen von Interesse sichtbar und scharf über den gesamten Zeitraffer Film sind.</li>
		<li>Öffnen Sie den Zeitraffer-Film der zweiten Wellenlänge des gleichen Datensatzes. Übertragen den ROI aus der Phase Kontrast Bilder auf die Fluoreszenz Bilder der zweiten Wellenlänge verwenden das Transfer-Regionen -Werkzeug mit Regionen | Regionen zu übertragen. Wählen Sie die Phase Kontrast Dataset als Quell-Image und das zweite Wellenlänge Dataset als Zielbild. Wählen Sie Alle Regionen und drücken Sie "OK".</li>
		<li>Wiederholen Sie Schritt 4.6.2 für jede Wellenlänge für das gleiche Dataset erworben.</li>
		<li>Wählen Sie den ROI und Duplizieren Sie es als einen Stapel mit Bearbeiten | Duplizieren Sie | Stack... oder drücken Sie UMSCHALT + STRG + D . Speichern Sie den duplizierten Stapel mit Datei | Speichern Sie in den gleichen Ordner wie die ursprünglichen Daten.</li>
		<li>Wiederholen Sie Schritt 4.6.4 für jedes ROI von jeder Wellenlänge für das gleiche Dataset erworben</li>
	</ol>
</li>
	<li>Um einen Film in MOV oder AVI Formate zu erzeugen, öffnen Sie die Film -Funktion über Stack | Film. Wählen Sie die Zeitraffer-Aufnahmen mit der Taste Source-Stack . Wählen Sie das Ausgabeformat, die Frame-Rate, die Anzahl der Frames, und klicken Sie auf Speichern.</li>
</ol>

<ol>
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Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessenkonflikte.

Fluoreszenz live Cell Imaging ist ein mächtiges Werkzeug für die räumlich-zeitliche Dynamik der Bakterienzellen studieren geworden. Time-Lapse Fluoreszenzmikroskopie bewegliche und langsam wachsende Bakterien wie z. B. M. Xanthus, jedoch wurde schwierig und wurde nur für kurze Zeitdauer durchgeführt. Hier präsentieren wir eine einfach zu bedienende und robuste Methode für live Cell Imaging von M. Xanthus von Zeitraffer-Fluoreszenz-Mikroskopie. Diese Methode ermöglicht dem Benutzer, Zellen und Gewebekulturen markierte Proteine über mehrere Runden des Zellzyklus mit einzelligen Auflösung zu folgen.
Es gibt mehrere Voraussetzungen, die Einfluss auf den Erfolg von live-Cell Imaging der langsam wachsenden M. Xanthus Zellen, einschließlich: 1) eine feste Oberfläche für Zellhaftung; (2) die Verfügbarkeit von Nährstoffen und Sauerstoff; (3) ständige Feuchtigkeit und Temperatur; und 4) die Optimierung der experimentellen Bedingungen wie Belichtung Zeit und Bild-Übernahme-Frequenz.
In unserer Versuchsanordnung verwenden wir Dicke Agarose-Pads mit Nährstoffen ergänzt. Mit dicken Agarose Pads im Gegensatz zu mikrofluidischen Geräten, um einzelne Zellen zu folgen, hat einige grundlegende Vorteile aber auch einige Nachteile. Erstens die Agarose-Pad bietet nicht nur eine Oberfläche für M. Xanthus Zell-Anlage und Bewegung, aber auch ausreichend Nährstoffe für das Wachstum von mindestens 24 h. Zweitens, snap Shot Analysen häufig verwendet, um intrazelluläre Lokalisation der Gewebekulturen markierte Proteine zu studieren war bisher auf die gleiche Art von Agarose-Pads16,17,29. Daher können Daten aus Snap Shot Analysen direkt mit mit dem hier beschriebenen Verfahren gewonnenen Daten verglichen werden. Drittens Agarose-Pads können leicht modifiziert und ergänzt mit Antibiotika oder andere Ergänzungen wie CuSO4 und vanillate, sind weit verbreitet für Gen Ausdruck Induktion18,30. Schließlich, weil Zellen im Laufe eines Experiments Form mikrokolonien berechtigt sind, ermöglicht dieses Set-up auch Untersuchung der Wirkung von direkten Zell-Zell-Interaktionen auf die bestimmten Parameter analysiert wird. Dieser Aspekt ist besonders wichtig im Falle von M. Xanthus weil dieses Bakterium mehrere Kontakt-abhängige Interaktionen angezeigt. Der größte Nachteil dieser Methode ist, dass die experimentellen Bedingungen für die Dauer eines Experiments voreingestellt sind. Hingegen erlaubt mikrofluidischen Geräten im allgemeinen Versuchsbedingungen im Laufe eines Experiments zu ändern, indem man zum Beispiel Antibiotika31.
Kostenlose Software-Pakete (z.B., MicrobeJ, Oufti) stehen automatisch das Wachstum einzelner Zellen und Protein Lokalisierung innerhalb einzelner Zellen zu analysieren. Diese Programme sind jedoch nur gut geeignet für die Analyse von Einzelzellen oder kleine Gruppen von Zellen. So bleibt es eine Herausforderung für die 24 h-Aufnahmen, die hier beschriebenen generierten Daten automatisch zu analysieren.
Zusammenfassend lässt sich sagen, wir beschrieben, eine einfach zu bedienende und reproduzierbare Protokoll ausführen live Cell Imaging mit langsam wachsenden M. Xanthus Bakterien. Wir zeigen, dass einfache Nährstoff ergänzt Agarose-Pads ausreichend sind, um nachhaltiges Wachstum für mindestens 24 Stunden und für die Beobachtung und Analyse von Protein-Lokalisierung und Wachstum mit einer einzelnen Zelle Auflösung über mehrere Generationen hinweg zu ermöglichen.

Bakterienzellen sind räumlich sehr viele Proteine asymmetrisch Lokalisierung innerhalb von zellulären Kompartimenten1,2,3,4organisiert. Diese Lokalisierung ist oft sehr dynamisch und ändert sich im Laufe der Zeit als Reaktion auf Zellzyklus Cues oder externe Signale. Ebenso ist das bakterielle Chromosom räumlich hoch mit einzelnen Loci zu bestimmten subzellulären Orten positioniert, vor und während der Trennung Prozess5organisiert. Diese dynamische räumliche Organisation ist wichtig für Wachstum, Teilung, Zellzyklus-Verordnung, Differenzierung, Motilität, Signaltransduktion sowie Chromosom Organisation und Trennung; So wirkt sich dies im Wesentlichen alle Aspekte der bakterielle Funktion.
Die räumlich-zeitliche Dynamik dieser zelluläre Prozesse werden in einer Vielzahl von verschiedenen Bakterienarten mit Escherichia coli, Bacillus Subtilis, Vibrio Choleraeund Caulobacter Crescentus dienen als wichtige analysiert Modellorganismen. Aber diese vier Arten decken nur ein kleines Spektrum der bakteriellen Vielfalt und vielleicht nicht überraschend angesichts der großen phylogenetische Entfernung zwischen diesen Arten, zelluläre Organisation und Polarisation Mechanismen unterscheiden sich in diesen Bakterien. Dies wirft die Notwendigkeit für zusätzliche Bakterienarten zu studieren, schließlich allgemeinen Grundsätze für die räumlich-zeitliche Dynamik der Bakterienzellen extrahieren zu können.
Die Gram-negativen Delta-proteobakterium M. Xanthus ist ein Modellorganismus in der Studie von sozialen Verhaltensweisen und Zusammenarbeit in Bakterien6. M. Xanthus ist eine strenge aeroben und in Anwesenheit von Nährstoffen, bildet Kolonien, in denen Zellen nach außen in eine sehr koordinierte, schwärmen Mode und Beute auf andere Mikroorganismen7verbreiten. In Erwiderung auf Nährstoff Hunger, initiieren Zellen eine Entwicklungs Programm, die Ergebnisse in die Bildung der Fruchtkörper, die besteht aus Tausenden von Zellen, und im Inneren, die die stabförmige bewegliche Zellen differenzieren zu kugelförmig diploiden Sporen8. Beide Arten von Verhalten, d. h., schwärmen und Fruchtkörper Bildung sind nur von Zellen, die auf einer festen Oberfläche ausgeführt. Darüber hinaus engagieren unter beiden Nährstoffverhältnisse Zellen in Prozessen, bei denen unter anderem der Austausch der äußeren Membran Lipoproteine, die Motilität zu stimulieren oder fungieren als Giftstoffe in den Empfänger9,10 direkten Zell-Zell-Kontakte , der Austausch von LPS11, Anregung der Motilität von exopolysaccharide auf benachbarte Zellen12und interzellulären Signale von einer Zelle Oberfläche verankerte Protein13,14-Signalisierung.
Vor kurzem, M. Xanthus inzwischen auch ein Modellorganismus für die Untersuchung der Mechanismen, die Motilität und seine Verordnung15, Zellteilung16,17,18, Chromosom Organisation19 ,20,21. Kritische Schritte in der M. Xanthus Zellzyklus wurden analysiert im Detail durch Fluoreszenz-Mikroskopie mit Snap-Shot Bilder oder kurze Zeitraffer Aufnahmen auf Stämme tragen relevanten eindringmittel markierte Proteine16, 17,18,19,20. Im Idealfall sollte viele Zellen mit einzelligen Auflösung Fluoreszenz live Cell imaging für mindestens eine volle Zellzyklus, robuste quantitative Daten über Zellzyklus-Parameter folgen. Dies ist jedoch eine Herausforderung bei der M. Xanthus aufgrund seiner relativ langen Generationszeit von 4-6 h unter standard Laborbedingungen und Immunofluoreszenz Fluorophore und Phototoxizität während der Bildaufnahme.
Hier beschreiben wir ein Protokoll folgen M. Xanthus Zellen mit einzelnen Zelle Auflösung von Fluoreszenz-Leben-Cell imaging für mindestens 24 Stunden und umfasst mehrere Zelle Zyklen. Wichtig ist, während das gesamte Protokoll Zellen werden auf eine Agar-Pad und in engem Kontakt ermöglicht die Kontakt-abhängige Aktivitäten für die soziale Lebensweise der M. Xanthus. Das Protokoll erlaubt auch Benutzern, Monitor-Form, Größe, Divisionen und fluoreszierende Sonden mit einer hohen zeitlichen Auflösung und mit einer einzelnen Zelle Auflösung und ermöglicht somit die Quantifizierung von Zelle zu Zelle Variabilität und Zusammenhänge des Zellzyklus-Veranstaltungen.

<table><tbody><tr><td>DMI6000B with AFC</td><td>Leica microsystems</td><td>11888945</td><td>Automated inverted widefield fluorescence microscope with adaptive focus control</td></tr><tr><td>Universal mounting frame</td><td>Leica microsystems</td><td>11532338</td><td>Stage holder for different sample sizes&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>HCX PL FLUOTAR 100x/1.30 oil PH3</td><td>Leica microsystems</td><td>11506197</td><td>Phase contrast objective</td></tr><tr><td>Orca Flash 4.0 camera</td><td>Hamamatsu</td><td>11532952</td><td>4.0 megapixel sCMOS camera for picture aquisition</td></tr><tr><td>Filter set TXR ET, k</td><td>Leica microsystems</td><td>11504170</td><td>Fluorescence filter set, Ex: 560/40 Em: 645/75</td></tr><tr><td>Filter set L5 ET, k</td><td>Leica microsystems</td><td>11504166</td><td>Fluorescence filter set, Ex: 480/40 Em: 527/30</td></tr><tr><td>Filter set YFP ET, k</td><td>Leica microsystems</td><td>11504165</td><td>Fluorescence filter set, Ex: 500/20 Em: 535/30</td></tr><tr><td>ProScan III&amp;nbsp;</td><td>Prior</td><td>H117N1, V31XYZEF, PS3J100</td><td>Microscope automation controller with interactive control center</td></tr><tr><td>EL 6000 light source</td><td>Leica microsystems</td><td>11504115</td><td>External fluorescence light source</td></tr><tr><td>Incubator BLX Black</td><td>Pecon</td><td>11532830</td><td>Black incubation chamber surrounding the microscope</td></tr><tr><td>Tempcontrol 37-2 digital</td><td>Leica microsystems</td><td>11521719</td><td>Automated temperature control for incubation chamber</td></tr><tr><td>Gentmycin sulphate</td><td>Carl Roth</td><td>0233.4</td><td>Gentamycin</td></tr><tr><td>Oxytetracylin dihydrate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>201-212-8</td><td>Oxytetracyclin</td></tr><tr><td>Kanamycin sulphate</td><td>Carl Roth</td><td>T832.3</td><td>Kanamycin</td></tr><tr><td>Filtropur BT25 0.2 bottle top filter</td><td>Sarstedt</td><td>831,822,101</td><td>Bottle top filter for sterilization of buffers</td></tr><tr><td>Deckgl&amp;auml;ser</td><td>VWR</td><td>630-1592</td><td>Glass cover slip (60 x 22 mm, thickness: 0.7 mm)</td></tr><tr><td>Seakem LE agarose</td><td>Lonza</td><td>50004</td><td>Agarose for microscopy slides</td></tr><tr><td>Leica Metamorph AF</td><td>Leica microsystems</td><td>11640901</td><td>Microscope control software and software for picture analysis</td></tr><tr><td>Tetraspeck Microsperes, 0.5 &amp;micro;m</td><td>ThermoFisher</td><td>T7281</td><td>Fluorescent microspheres</td></tr><tr><td>petri dish</td><td>Greiner Bio-one</td><td>688102</td><td>120 mm x 120 mm x 17 mm squared petri dish for agarose pads</td></tr><tr><td>BD Bacto Casitone</td><td>Becton Dickinson</td><td>225930</td><td>Casitone</td></tr><tr><td>Parafilm M</td><td>VWR</td><td>291-1213</td><td>Parafilm</td></tr><tr><td>Tris(hydroxymethyl)-aminomethane</td><td>Carl Roth</td><td>AE15.2</td><td>Tris</td></tr><tr><td>Magnesium sulphate heptahydrate</td><td>Carl Roth</td><td>P027.2</td><td>Magnesium sulphate</td></tr><tr><td>Potassium dihydrogen phosphate p.a.</td><td>Carl Roth</td><td>3904.1</td><td>Potassium dihydrogen phosphate</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;1% CTT medium:&lt;/strong&gt; 1 % (w/v) BD Bacto&amp;trade; casitone, 10 mM Tris-HCl ph 8.0, 1 mM potassium phosphate buffer pH 7.6, 8 mM MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td></td><td></td><td>Cultivation medium for M.xanthus</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;TPM buffer:&lt;/strong&gt; 10 mM Tris-HCl ph 8.0, 1 mM potassium phosphate buffer pH 7.6, 8 mM MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td></td><td></td><td>Buffer for preparation of microscopy slides for M.xanthus</td></tr></tbody></table>

fluorescence live-cell imaging of the complete vegetative cell cycle of the slow-growing social bacterium myxococcus xanthus

Fluoreszenz live Cell Imaging von bakteriellen Zellen ist eine wichtige Methode in der Analyse der räumlichen und zeitlichen Dynamik von Proteinen und Chromosomen zentrale Zellzyklus Ereignisse zugrunde liegen. Jedoch Bildgebung dieser Moleküle in langsam wachsenden Bakterien stellt eine Herausforderung wegen Immunofluoreszenz Fluorophore und Phototoxizität während der Bildaufnahme. Hier beschreiben wir ein einfaches Protokoll zur Umgehung dieser Einschränkungen bei Myxococcus Xanthus (die eine Generationszeit von 4-6 h). Zu diesem Zweck M. Xanthus Zellen sind auf eine starke Nährstoff-haltigen Agar Auflage in einer feuchten Umgebung mit kontrollierter Temperatur angebaut. Unter diesen Bedingungen ermitteln wir die Verdopplungszeit der einzelnen Zellen durch Anschluss an das Wachstum einzelner Zellen. Darüber hinaus Prozesse wichtige zelluläre, wie Chromosom Segregation und Zellteilung von Fluoreszenz live Cell Imaging von Zellen mit relevanten eindringmittel beschrifteten markerproteine wie Nachwuchscontest-YFP FtsZ-GFP und mCherry-PomX über mehrere abgebildet werden können Zelle Zyklen. Anschließend werden die aufgenommenen Bilder verarbeitet, um Montagen und/oder Filme zu erzeugen.

M. Xanthus ist eine langsam wachsende Bakterium, das bewegt sich auf festen Oberflächen. Um unsere Versuchsanordnung zu testen, haben wir eine Zeitraffer-Experiment mit bewegliche DK1622 WT-Zellen durchgeführt. Phase kontrastreiche Bilder wurden im Abstand von 5 min für 24 h (Abbildung 2A, B) erworben. Der Großteil der Zellen in Gruppen ausgerichtet. Wie erwartet, Zellen angezeigt Motilität und überwiegend in Gruppen verschoben. Wir beobachten weiter, dass Zellen gelegentlich Bewegungsrichtung umgekehrt. Diese Ergebnisse legen nahe, dass WT-Zellen unter den getesteten Bedingungen in Bezug auf die Zelle Motilität normal Verhalten. Jedoch selbst wenn Zellen alle 5 Minuten aufgezeichnet werden, ist die Identifizierung der einzelnen Zellen schwer. Darüber hinaus da bewegliche Zellen viele Zellen zu entkommen oder geben Sie das Sichtfeld macht es schwierig, Zellen über einen längeren Zeitraum verfolgen.
Um die gleiche Spur M. Xanthus Zellen über mehrere Runden des Zellzyklus von live Cell Imaging, einzelne Stämme können gelöscht werden, für das MglA -gen, welches für Motilität25unerlässlich. Dadurch wird verhindert, dass Zellen während der Bildgebung Protokolls aus dem Blickfeld verschieben. In-Frame Deletionen entstehen wie von Shi Et al.beschrieben. 26
Wie erwartet, in Phase Kontrast live Cell Imaging mit nicht-bewegliche ΔMglA Zellen (Abbildung 3), wurden die Zellen nicht aktiven Bewegung angezeigt. Wir waren in der Lage, das Wachstum und die Teilung der einzelnen Zellen während Microcolony Bildung zu folgen. Basierend auf die Zeitraffer-Aufnahmen in denen Bilder im Abstand von 5 min für 24 h erworben wurden, war es möglich, die interdivision Zeit (die Zeit zwischen zwei Ereignissen der Zellteilung) mit einer einzelnen Zelle Auflösung zu quantifizieren. Zellen des ΔMglA mutierten hatten eine Inter-Abteilung Zeit 235 ± 50 min (n = 97 Zellen). Mit ca. 4 h ist die interdivision Zeit ähnlich wie die Verdopplungszeit in Suspensionskulturen für WT-Zellen gemessen. Dadurch haben die Beweise dafür, dass M. Xanthus Zellen wachsen optimal unter diesen Versuchsbedingungen.
Um zu untersuchen, ob unsere Aufstellung Zellen, normalerweise zu wachsen, während tracking YFP-markierten Proteine über einen längeren Zeitraum ermöglicht, führten wir Fluoreszenz Zeitraffer Bildgebung mit M. Xanthus Zellen, die ein YFP-markierte Protein Ausdrücken. Zu diesem Zweck sind wir Nachwuchscontest-YFP als Marker für den Ursprung der Replikation (Ori) gefolgt. Nachwuchscontest ist als Bestandteil des Systems der ParABS M. Xanthus und bindet an die ParS Websites proximal zu den Ori; Daher kann die Herkunft Doppelarbeit und Chromosom Segregation gefolgt19,20,21. Erwerb (Phasenkontrast und Fluoreszenz, 200 ms Erfassungszeit YFP Kanal) Bild mit alle 20 min, Zellen wuchsen, unterteilt und Wachstum auch in 24 h (Abb. 4A) angezeigt. Zu Beginn der Aufnahmen gebildet Nachwuchscontest-YFP zwei Clustern in den subpolaren Regionen in den meisten Zellen (Abb. 4A). Kurz vor oder nach der Zellteilung die subpolaren Nachwuchscontest-YFP cluster an der alten Zelle Pole dupliziert. Eines der beiden Cluster blieb an der alten Zelle Pole während der zweiten Kopie der neuen Zelle Pol, erreichen die subpolaren Endstellung nach circa 40-60 min (Abb. 4A, B) umgesiedelt. Diese Beobachtungen sind in Übereinstimmung mit früheren Daten aus kurzen Zeitraffer-Aufnahmen mit dünnen Agar Pads19generiert. Wir schlussfolgern, dass diese Versuchsanordnung Zeitraffer Fluoreszenzmikroskopie Chromosom Trennung über mehrere Zyklen der Zelle in den langsam wachsenden verfolgen kann M. Xanthus Zellen, ohne störenden Zellwachstum oder die Chromosom-Segregation-Maschinen.
In einem ähnlichen Experiment haben wir versucht, die Markierungen für die Zellteilung von Time-Lapse fluoreszenzmikroskopische Untersuchungen folgen. Ähnlich wie fast alle anderen Bakterien M. Xanthus erfordert FtsZ, eine bakterielle Tubulin-ähnlichen GTPase für Zellteilung16,17,18. FtsZ bildet eine ringförmige Struktur im Midcell, den sogenannten Z-Ring, der hilft, um alle anderen Proteine notwendig für Zellteilung27,28zu rekrutieren. In M. Xanthus, die Bildung von Z-Ring und seine Positionierung im Midcell wird durch die drei PomXYZ Proteine16,17stimuliert. Diese drei Proteine bilden einen Chromosom verbunden sind komplex, der von der Website der Zellteilung in der "" Mutterzelle bis zur Mitte des Nucleoid in zwei Tochterzellen über die Nucleoid überträgt. Mitte der Nucleoid deckt sich mit Midcell vor dem Chromosom Segregation und hier die PomXYZ komplexe Rekruten FtsZ und stimuliert die Bildung von Z-Ring.
Hier folgten wir zunächst nicht bewegliche Zellen FtsZ-Gfpzum Ausdruck zu bringen. Da FtsZ-GFP insgesamt zeigt eine schwächere Fluoreszenz-signal als Nachwuchscontest-YFP wir erhöht die Belichtungszeit 5-fach 1 s in der GFP-Kanal. Wie erwartet, starke Anhäufung von FtsZ-GFP wurde nur bei Midcell beobachtet und diese Lokalisierung bestimmt die Position der Zellteilung Verengung (Abb. 5A). FtsZ-GFP überwiegend einen Cluster an Midcell in längeren Zelle gebildet. Es zeigte sich auch, dass diese Cluster in ihrer Intensität im Laufe der Zeit erhöht. Nach der Zellteilung beobachteten wir, dass FtsZ-GFP erneut am Midcell in die zwei Tochter gesammelt ca. 2 h später (Abb. 5B) Zellen. Dies steht im Einklang mit der Feststellung, dass etwa 50 % der Zellen in einer Population FtsZ Lokalisierung im Midcell basierend auf Snap-Shot Analyse16,17angezeigt.
In einem zweiten Experiment folgten wir nicht bewegliche ΔMglA Zellen für 24 h, die mCherry-PomXzum Ausdruck bringen. Als Teil des PomXYZ Systems hilft PomX, Z-Ringbildung und Positionierung, führen dabei anregende Zellteilung bei midcell16. Das Fluoreszenzsignal des mCherry-PomX ist stark und ermöglicht eine Belichtungszeit in den Fluoreszenz-Kanal von 250 Ms. wichtig ist, alle Zellen wuchs in der Größe und einer Zellteilung Ereignis im Laufe des Experiments, bilden mikrokolonien nach 24 h ( angezeigt Abbildung 6A). Wie bereits berichtet16enthalten fast alle Zellen ein mCherry-PomX-Clusters. Die meisten davon an Midcell und Clustern von Midcell umgesiedelt, Midcell im Laufe des Experiments lokalisiert. Während Zellteilungen wurden mCherry-PomX-Cluster mit jede tochterzelle erhält einen Cluster aufgeteilt. Im Gegensatz zu FtsZ-GFP mCherry-PomX midcell 80-90 % des Zellzyklus lokalisiert und diese Position erreicht, bald nach der Zellteilung (Abb. 6B).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57860/57860fig1.jpg"> Abbildung 1 : Schema der Versuchsanordnung, die in dieser Studie verwendet. (A) A Metall oder Kunststoff Rahmen dient als Unterstützung für die Probe. Ein Deckglas wird mit Klebeband, Bewegung der Probe zu reduzieren an den Metallrahmen befestigt. (B) Seitenansicht des experimentellen Probe Set-up. Zellen werden auf das Deckglas in (A) gezeigt montiert. Die Agarose-Pad, das liefert Nährstoffe und Feuchtigkeit in den Zellen wird über die Zellen platziert. Die Agarose-Pad fällt eine zusätzliche deckgläschen um die Verdunstung zu reduzieren. Für Bilder in hoher Qualität ist ein 100 X Öl Immersion Phase Kontrast Ziel verwendet. <a href="/files/ftp_upload/57860/57860fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57860/57860fig2.jpg"> Abbildung 2 : Phase Kontrast Zeitraffer Mikroskopie von WT M. Xanthus Zellen. Zellen wurden 24 h verfolgt und Bilder alle 5 min. (A) erworben wurden repräsentative Bilder von der gleichen Sichtfeld alle 5 min. angezeigt werden. Farbige Pfeile zeigen Direktionalität der Bewegung der einzelnen Zellen. Die gleiche Farbe markiert die gleiche Zelle im Laufe der Zeit. Zahlen geben die Zeit in Minuten. Maßstab: 5 µm. (B) Bilder von der gleichen Sichtfeld nach jeder Stunde angezeigt werden. Beachten Sie, dass die gleiche Sichtfeld gezeigt aber da Zellen bewegen, Zellen sind ständig betreten und verlassen das Sichtfeld. Zahlen geben die Zeit in Stunden. Maßstab: 5 µm. PH: phase Kontrast. <a href="/files/ftp_upload/57860/57860fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57860/57860fig3.jpg"> Abbildung 3 : Phase Kontrast Zeitraffer Mikroskopie von nicht-bewegliche M. Xanthus Zellen. ΔMglA Zellen folgten für 24 Std. Bilder alle 5 min. erworben wurden und repräsentative Bilder nach jeder Stunde angezeigt werden. Ausgewählten Zellteilung Verengungen sind mit orangefarbenen Pfeile gekennzeichnet. Zahlen geben die Zeit in Stunden. PH: Phasenkontrast. <a href="/files/ftp_upload/57860/57860fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57860/57860fig4.jpg"> Abbildung 4 : Time-Lapse Fluoreszenzmikroskopie von Nachwuchscontest-YFP in nicht-bewegliche M. Xanthus Zellen. Zellen von einer ΔMglA mutantmit dem Ausdruck ihrer Nachwuchscontest-Yfp in Anwesenheit von native Nachwuchscontest (SA4749; ΔMglA; Nachwuchscontest +/PNatNachwuchscontest-Yfp) folgten Phase Kontrast und Fluoreszenz-Mikroskopie für 24 h. (A) Bilder erworben wurden alle 20 min und Vertreter Bilder stündlich bis 10 h gezeigt, zusammen mit den gleichen Zellen nach 24 h. Bilder im Phasenkontrast (PH) angezeigt werden und wie Überlagerung der Phasenkontrast und die YFP signal. Ausgewählten Zellteilungen sind mit orangefarbenen Pfeile gekennzeichnet. Weiße und grüne Pfeile zeigen Nachwuchscontest-YFP Cluster Vervielfältigung Veranstaltungen, mit den grünen Pfeilen markieren die translocating Cluster. Zahlen geben die Zeit in Stunden. Maßstab: 5 µm. (B) Bilder wie in (A) erworben wurden, sondern auf höhere zeitliche Auflösung gezeigt werden. Zahlen geben die Zeit in Minuten. Pfeile sind wie in (A). Maßstab: 5 µm. <a href="/files/ftp_upload/57860/57860fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57860/57860fig5.jpg"> Abbildung 5 : Time-Lapse Fluoreszenzmikroskopie der FtsZ-GLP in nicht-bewegliche M. Xanthus Zellen. Zellen von einer ΔMglA Mutant mit dem Ausdruck FtsZ-Gfp in Anwesenheit von native FtsZ (SA8241; ΔMglA; ftsZ +/PNatFtsZ-Gfp) folgten Phase Kontrast und Fluoreszenz-Mikroskopie für 24 h. (A) Bilder erworben wurden alle 20 min und repräsentative Bilder stündlich bis 10 h angezeigt werden, zusammen mit den gleichen Zellen nach 24 Uhr Bilder im Phasenkontrast (PH) und als Überlagerung von Phasenkontrast und GFP Signal angezeigt werden. Ausgewählten Zellteilungen sind mit orangefarbenen Pfeile gekennzeichnet. Weiße Pfeile zeigen FtsZ-GFP-Clustern auf Midcell. Zahlen geben die Zeit in Stunden. Maßstab: 5 µm. (B) Bilder wie in (A) erworben wurden, sondern auf höhere zeitliche Auflösung gezeigt werden. Zahlen geben die Zeit in Minuten. Grüne und weiße Pfeile markieren bzw. FtsZ-GFP-Cluster in den Zellen nach links und rechten. Orange Pfeile zeigen Zellteilungen. Maßstab: 5 µm. <a href="/files/ftp_upload/57860/57860fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57860/57860fig6.jpg"> Abbildung 6 : Time-Lapse Fluoreszenzmikroskopie von mCherry-PomX in nicht-bewegliche M. Xanthus Zellen. Non-bewegliche ΔPomX Zellen ansammeln mCherry-PomX (SA4797; ΔMglA; ΔPomX/pPomZ mCherry-PomX) folgten Phase Kontrast und Fluoreszenz-Mikroskopie alle 20 min. (A) für 24 h repräsentative Bilder stündlich bis 10 h angezeigt werden, zusammen mit den gleichen Zellen nach 24 Uhr Bilder angezeigt werden, im Phasenkontrast (PH) und als Überlagerung von Phasenkontrast und mCherry Signal. Ausgewählten Zellteilungen sind mit orangefarbenen Pfeile gekennzeichnet. Weißen und grünen Pfeile zeigen mCherry-PomX-Cluster, vor und nach Veranstaltungen, bzw. teilen. Zahlen geben die Zeit in Stunden. Maßstab: 5 µm. (B) Bilder wie in (A) erworben wurden und werden mit höheren zeitlichen Auflösung angezeigt. Pfeile sind wie in (A). Maßstab: 5 µm. <a href="/files/ftp_upload/57860/57860fig6large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<table fo:keep-together.within-page="1"><tbody>
<tr>
<td>Bakterienstamm</td>
			<td>Entsprechenden Genotyp1</td>
			<td>Referenz</td>
		</tr>
<tr>
<td>DK1622</td>
			<td>Wildtyp</td>
			<td>23</td>
		</tr>
<tr>
<td>SA4420</td>
			<td>ΔmglA
</td>
			<td>24</td>
		</tr>
<tr>
<td>SA4749</td>
			<td>ΔMglA; Nachwuchscontest+/AttB:: PNatNachwuchscontest-Yfp (pAH7)</td>
			<td>Diese Studie</td>
		</tr>
<tr>
<td>SA4797</td>
			<td>ΔMglA; ΔPomX / AttB::PPomZ mCherry-PomX (pAH53)</td>
			<td>16</td>
		</tr>
<tr>
<td>SA8241</td>
			<td>ΔMglA; FtsZ+/ mxan18-19::PNatFtsZ-GLP (pDS150)</td>
			<td>Diese Studie</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="3">Plasmide in Klammern angegebenen gen Fusionen enthalten und wurden an den angegebenen Standorten über das Genom intergated. Plasmide integriert am Standort AttB oder die mxan18-19 -intergenetischer-Region wurden von ausgedrückt Ihre native Promotor (PNat) oder die einheimischen Förderer der PomZ (PPomZ).</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 1: Liste der in dieser Studie verwendeten Bakterienstämme.
<table fo:keep-together.within-page="1"><tbody>
<tr>
<td>Plasmide</td>
			<td>Relevanten Merkmale</td>
			<td>Referenz</td>
		</tr>
<tr>
<td>pAH7</td>
			<td>PNatNachwuchscontest-Yfp; Mx8 AttP; TetR
</td>
			<td>19</td>
		</tr>
<tr>
<td>pAH53</td>
			<td>P-PomZ - mCherry-PomX; Mx8 AttP ; KmR
</td>
			<td>16</td>
		</tr>
<tr>
<td>pDS150 1
</td>
			<td>PNatFtsZ-Gfp ; mxan18-19 ; TetR
</td>
			<td>Diese Studie</td>
		</tr>
<tr>
<td>pMR3691</td>
			<td>Plasmid vanillate induzierbaren Genexpression</td>
			<td>18</td>
		</tr>
<tr>
<td>pKA51</td>
			<td>PNatFtsZ-Gfp ; Mx8 AttP; TetR
</td>
			<td>17</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="3">1 pDS150: pDS150 ist ein Derivat des pKA51, in denen die Mx8 AttP Website wurde mit der mxan18-19 -intergenetischer-Region ersetzt. Dafür wurde die mxan18-19 -intergenetischer-Region verstärkt von pMR3691 mit Mxan18-19 fwd BsdRI Primer (GCGATCATTGCGCGCCAGACGATAACAGGC) und Mxan18-19 Rev BlpI (GCGGCTGAGCCCGCGCCGACAACCGCAACC) und geklont in pKA51.</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 2: Liste der Plasmide, die in dieser Studie verwendet.

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Fluorescence Live-cell Imaging of the Complete Vegetative Cell Cycle of the Slow-growing Social Bacterium Myxococcus xanthus

Fluoreszenz Live Cell Imaging der komplette Vegetative Zellzyklus von langsam wachsenden sozialen Bakterium Myxococcus xanthus

Bakterienzellen sind räumlich sehr organisiert. Um diese Organisation im Laufe der Zeit in den langsam wachsenden Myxococcus Xanthus Zellen zu folgen, wurde ein Setup für Fluoreszenz live Cell Imaging mit hoher räumlich-zeitliche Auflösung über mehrere Generationen hinweg entwickelt. Mit dieser Methode konnte raumzeitliche Dynamik wichtige Proteine für Chromosom Segregation und Zellteilung bestimmt werden.

Fluorescence live-cell imaging of bacterial cells is a key method in the analysis of the spatial and temporal dynamics of proteins and chromosomes ...

fluorescence-live-cell-imaging-complete-vegetative-cell-cycle-slow

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biochemistry

Fluorescence Live-cell Imaging of the Complete Vegetative Cell Cycle of the Slow-growing Social Bacterium Myxococcus xanthus

9.4K Aufrufe.  Max Planck Institute for Terrestrial Microbiology. Bakterienzellen sind räumlich sehr organisiert. Um diese Organisation im Laufe der Zeit in den langsam wachsenden Myxococcus Xanthus Zellen zu folgen, wurde ein Setup für Fluoreszenz live Cell Imaging mit hoher räumlich-zeitliche Auflösung über mehrere Generationen hinweg entwickelt. Mit dieser Methode konnte raumzeitliche Dynamik wichtige Proteine für Chromosom Segregation und Zellteilung bestimmt werden.

Serie: Fluorescence Live-cell Imaging of the Complete Vegetative Cell Cycle of the Slow-growing Social Bacterium Myxococcus xanthus

Using Fluorescent Proteins to Visualize and Quantitate Chlamydia Vacuole Growth Dynamics in Living Cells

The obligate intracellular bacterium Chlamydia elicits a great burden on global public health. C.&#160;trachomatis is the leading bacterial cause of sexually transmitted infection and also the primary cause of preventable blindness in the world. An essential determinant for successful infection of host cells by Chlamydia is the bacterium's ability to manipulate host cell signaling from within a novel, vacuolar compartment called the inclusion. From within the inclusion, Chlamydia acquire nutrients required for their 2-3 day developmental growth, and they additionally secrete a panel of effector proteins onto the cytosolic face of the vacuole membrane and into the host cytosol. Gaps in our understanding of Chlamydia biology, however, present significant challenges for visualizing and analyzing this intracellular compartment. Recently, a reverse-imaging strategy for visualizing the inclusion using GFP expressing host cells was described. This approach rationally exploits the intrinsic impermeability of the inclusion membrane to large molecules such as GFP. In this work, we describe how GFP- or mCherry-expressing host cells are generated for subsequent visualization of chlamydial inclusions. Furthermore, this method is shown to effectively substitute for costly antibody-based enumeration methods, can be used in tandem with other fluorescent labels, such as GFP-expressing Chlamydia, and can be exploited to derive key quantitative data about inclusion membrane growth from a range of Chlamydia species and strains.

Using Fluorescent Proteins to Visualize and Quantitate Chlamydia Vacuole Growth Dynamics in Living Cells

A live cell fluorescent protein based method for illuminating cellular vacuoles (inclusions) containing Chlamydia is described. This strategy enables rapid, automated determination of Chlamydia infectivity in samples and can be used to quantitatively investigate inclusion growth dynamics.

Verwendung Fluoreszierende Proteine, zu visualisieren und zu quantifizieren<em&gt; Chlamydia</em&gt; Vakuole Wachstumsdynamik in lebenden Zellen

The obligate intracellular bacterium Chlamydia elicits a great burden on global public health. C.&#160;trachomatis is the leading bacterial cause of ...

Forschung

Immunologie und Infektion

Visualization of Twitching Motility and Characterization of the Role of the PilG in Xylella fastidiosa

Xylella fastidiosa is a Gram-negative non-flagellated bacterium that causes a number of economically important diseases of plants. The twitching motility provides X. fastidiosa a means for long-distance intra-plant movement and colonization, contributing toward pathogenicity in X. fastidiosa. The twitching motility of X. fastidiosa is operated by type IV pili. Type IV pili of Xylella fastidiosa are regulated by pilG, a chemotaxis regulator in Pil-Chp operon encoding proteins that are involved with signal transduction pathways. To elucidate the roles of pilG in the twitching motility of X. fastidiosa, a pilG-deficient mutant Xf&#916;pilG and its complementary strain Xf&#916;pilG-C containing native pilG were developed. A microfluidic chambers integrated with a time-lapse image recording system was used to observe twitching motility in Xf&#916;pilG, Xf&#916;pilG-C and its wild type strain. Using this recording system, it permits long-term spatial and temporal observations of aggregation, migration of individual cells and populations of bacteria via twitching motility. X. fastidiosa wild type and complementary Xf&#916;pilG-C strain showed typical twitching motility characteristics directly observed in the microfluidic flow chambers, whereas mutant Xf&#916;pliG exhibited the twitching deficient phenotype. This study demonstrates that pilG contributes to the twitching motility of X. fastidiosa. The microfluidic flow chamber is used as a means for observing twitching motility.

Visualization of Twitching Motility and Characterization of the Role of the PilG in Xylella fastidiosa

In this study, a nano-microfluidic flow chamber was employed to visualize and functionally characterize the twitching motility of Xylella fastidiosa, a bacterium that causes Pierce&#39;s disease in grapevine.

Visualisierung von Twitching Motilität und Charakterisierung der Rolle des<em&gt; Pilg</em&gt; in<em&gt; Xylella fastidiosa</em

Xylella fastidiosa is a Gram-negative non-flagellated bacterium that causes a number of economically important diseases of plants. The twitching motility ...

Fluorescence Time-lapse Imaging of the Complete S. venezuelae Life Cycle Using a Microfluidic Device

Live-cell imaging of biological processes at the single cell level has been instrumental to our current understanding of the subcellular organization of bacterial cells. However, the application of time-lapse microscopy to study the cell biological processes underpinning development in the sporulating filamentous bacteria Streptomyces has been hampered by technical difficulties. 
Here we present a protocol to overcome these limitations by growing the new model species, Streptomyces venezuelae, in a commercially available microfluidic device which is connected to an inverted fluorescence widefield microscope. Unlike the classical model species, Streptomyces coelicolor, S. venezuelae sporulates in liquid, allowing the application of microfluidic growth chambers to cultivate and microscopically monitor the cellular development and differentiation of S. venezuelae over long time periods. In addition to monitoring morphological changes, the spatio-temporal distribution of fluorescently labeled target proteins can also be visualized by time-lapse microscopy. Moreover, the microfluidic platform offers the experimental flexibility to exchange the culture medium, which is used in the detailed protocol to stimulate sporulation of S. venezuelae in the microfluidic chamber. Images of the entire S. venezuelae life cycle are acquired at specific intervals and processed in the open-source software Fiji to produce movies of the recorded time-series.

Fluorescence Time-lapse Imaging of the Complete S. venezuelae Life Cycle Using a Microfluidic Device

Streptomyces are characterized by a complex life cycle that has been experimentally challenging to study by cell biological means. Here we present a protocol to perform fluorescence time-lapse microscopy of the complete life cycle by growing Streptomyces venezuelae in a microfluidic device.

Fluoreszenz Zeitraffer-Bildgebung des kompletten<em&gt; S. venezuelae</em&gt; Life Cycle Mikrofluidikvorrichtung Verwendung

Live-cell imaging of biological processes at the single cell level has been instrumental to our current understanding of the subcellular organization of ...

Recording Multicellular Behavior in Myxococcus xanthus Biofilms using Time-lapse Microcinematography

A swarm of the &delta;-proteobacterium Myxococcus xanthus contains millions of cells that act as a collective, coordinating movement through a series of signals to create complex, dynamic patterns as a response to environmental cues. These patterns are self-organizing and emergent; they cannot be predicted by observing the behavior of the individual cells. Using a time-lapse microcinematography tracking assay, we identified a distinct emergent pattern in M. xanthus called chemotaxis, defined as the directed movement of a swarm up a nutrient gradient toward its source 1.
In order to efficiently characterize chemotaxis via time-lapse microcinematography, we developed a highly modifiable plate complex (Figure 1) and constructed a cluster of 8 microscopes (Figure 2), each capable of capturing time-lapse videos. The assay is rigorous enough to allow consistent replication of quantifiable data, and the resulting videos allow us to observe and track subtle changes in swarm behavior. Once captured, the videos are transferred to an analysis/storage computer with enough memory to process and store thousands of videos. The flexibility of this setup has proven useful to several members of the M. xanthus community.

Recording Multicellular Behavior in Myxococcus xanthus Biofilms using Time-lapse Microcinematography

To study Myxococcus xanthus swarm behavior, we have designed a time-lapse microcinematography protocol that can be modified for different assays. It employs standard growth conditions adapted for microscopy, and yields reproducible results by the use of inexpensive, reusable silicone gaskets. We have used this method to quantify multicellular chemotaxis.

Recording Multizelluläre Behavior in Myxococcus xanthus Biofilme mit Zeitraffer-Microcinematography

A swarm of the &delta;-proteobacterium Myxococcus xanthus contains millions of cells that act as a collective, coordinating movement through a series of ...

Biologie

3-D Time-Lapse Imaging of Cell Wall Dynamics Using Calcofluor in the Moss Physcomitrium patens

Time-lapse imaging with fluorescence microscopy allows observation of the dynamic changes of growth and development at cellular and subcellular levels. In general, for observations over a long period, the technique requires transformation of a fluorescent protein; however, for most systems, genetic transformation is either time-consuming or technically unavailable. This manuscript presents a protocol for 3-D time-lapse imaging of cell wall dynamics over a 3 day period using calcofluor dye (which stains cellulose in the plant cell wall), developed in the moss Physcomitrium patens. The calcofluor dye signal from the cell wall is stable and can last for 1 week without obvious decay. Using this method, it has been shown that the detachment of cells in ggb mutants (in which the protein geranylgeranyltransferase-I beta subunit is knocked out) is caused by unregulated cell expansion and cell wall integrity defects. Moreover, the patterns of calcofluor staining change over time; less intensely stained regions correlate with the future cell expansion/branching sites in the wild type. This method can be applied to many other systems that contain cell walls and that can be stained by calcofluor.

3-D Time-Lapse Imaging of Cell Wall Dynamics Using Calcofluor in the Moss Physcomitrium patens

This manuscript presents a detailed protocol to image the 3-D cell wall dynamics of living moss tissue, allowing the visualization of the detachment of cell walls in ggb mutants and thickening cell wall patterns in the wild type during development over a long period.

3D-Zeitraffer-Bildgebung der Zellwanddynamik mit Calcofluor im Moos Physcomitrium patens

Time-lapse imaging with fluorescence microscopy allows observation of the dynamic changes of growth and development at cellular and subcellular levels. In ...

Entwicklungsbiologie

Quantitative Live Cell Fluorescence-microscopy Analysis of Fission Yeast

Several microscopy techniques are available today that can detect a specific protein within the cell. During the last decade live cell imaging using fluorochromes like Green Fluorescent Protein (GFP) directly attached to the protein of interest has become increasingly popular 1. Using GFP and similar fluorochromes the subcellular localisations and movements of proteins can be detected in a fluorescent microscope. Moreover, also the subnuclear localisation of a certain region of a chromosome can be studied using this technique. GFP is fused to the Lac Repressor protein (LacR) and ectopically expressed in the cell where tandem repeats of the lacO sequence has been inserted into the region of interest on the chromosome2. The LacR-GFP will bind to the lacO repeats and that area of the genome will be visible as a green dot in the fluorescence microscope. Yeast is especially suited for this type of manipulation since homologous recombination is very efficient and thereby enables targeted integration of the lacO repeats and engineered fusion proteins with GFP 3. Here we describe a quantitative method for live cell analysis of fission yeast. Additional protocols for live cell analysis of fission yeast can be found, for example on how to make a movie of the meiotic chromosomal behaviour 4. In this particular experiment we focus on subnuclear organisation and how it is affected during gene induction. We have labelled a gene cluster, named Chr1, by the introduction of lacO binding sites in the vicinity of the genes. The gene cluster is enriched for genes that are induced early during nitrogen starvation of fission yeast 5. In the strain the nuclear membrane (NM) is labelled by the attachment of mCherry to the NM protein Cut11 giving rise to a red fluorescent signal. The Spindle Pole body (SPB) compound Sid4 is fused to Red Fluorescent Protein (Sid4-mRFP) 6. In vegetatively growing yeast cells the centromeres are always attached to the SPB that is embedded in the NM 7. The SPB is identified as a large round structure in the NM. By imaging before and 20 minutes after depletion of the nitrogen source we can determine the distance between the gene cluster (GFP) and the NM/SPB. The mean or median distances before and after nitrogen depletion are compared and we can thus quantify whether or not there is a shift in subcellular localisation of the gene cluster after nitrogen depletion.

The fission yeast, Schizosaccharomyces pombe, is a good model system to study basic cellular processes. Here we describe a method to perform quantitative live cell analysis of fission yeast. In this particular experiment we focus on organisation of the genome within the cell nucleus, but the method can also be used to study cytosolic factors.

Quantitative Live Cell Fluoreszenz-Mikroskopie Analyse von Fission Yeast

Several microscopy techniques are available today that can detect a specific protein within the cell. During the last decade live cell imaging using ...

Live-Cell Fluorescence Microscopy to Investigate Subcellular Protein Localization and Cell Morphology Changes in Bacteria

Investigations of factors influencing cell division and cell shape in bacteria are commonly performed in conjunction with high-resolution fluorescence microscopy as observations made at a population level may not truly reflect what occurs at a single cell level. Live-cell timelapse microscopy allows investigators to monitor the changes in cell division or cell morphology which provide valuable insights regarding subcellular localization of proteins and timing of gene expression, as it happens, to potentially aid in answering important biological questions. Here, we describe our protocol to monitor phenotypic changes in Bacillus subtilis and Staphylococcus aureus using a high-resolution deconvolution microscope. The objective of this report is to provide a simple and clear protocol that can be adopted by other investigators interested in conducting fluorescence microscopy experiments to study different biological processes in bacteria as well as other organisms.

This article provides a step-by-step guide to investigate protein subcellular localization dynamics and to monitor morphological changes using high-resolution fluorescence microscopy in Bacillus subtilis and Staphylococcus aureus.

Live-Cell Fluoreszenzmikroskopie zur Untersuchung subzellulärer Proteinlokalisierung und Zellmorphologie Veränderungen in Bakterien

Investigations of factors influencing cell division and cell shape in bacteria are commonly performed in conjunction with high-resolution fluorescence ...

Live Cell Imaging of Early Autophagy Events: Omegasomes and Beyond

Autophagy is a cellular response triggered by the lack of nutrients, especially the absence of amino acids. Autophagy is defined by the formation of double membrane structures, called autophagosomes, that sequester cytoplasm, long-lived proteins and protein aggregates, defective organelles, and even viruses or bacteria. Autophagosomes eventually fuse with lysosomes leading to bulk degradation of their content, with the produced nutrients being recycled back to the cytoplasm. Therefore, autophagy is crucial for cell homeostasis, and dysregulation of autophagy can lead to disease, most notably neurodegeneration, ageing and cancer.	
	Autophagosome formation is a very elaborate process, for which cells have allocated a specific group of proteins, called the core autophagy machinery. The core autophagy machinery is functionally complemented by additional proteins involved in diverse cellular processes, e.g. in membrane trafficking, in mitochondrial and lysosomal biology. Coordination of these proteins for the formation and degradation of autophagosomes constitutes the highly dynamic and sophisticated response of autophagy. Live cell imaging allows one to follow the molecular contribution of each autophagy-related protein down to the level of a single autophagosome formation event and in real time, therefore this technique offers a high temporal and spatial resolution.	
	Here we use a cell line stably expressing GFP-DFCP1, to establish a spatial and temporal context for our analysis. DFCP1 marks omegasomes, which are precursor structures leading to autophagosomes formation. A protein of interest (POI) can be marked with either a red or cyan fluorescent tag. Different organelles, like the ER, mitochondria and lysosomes, are all involved in different steps of autophagosome formation, and can be marked using a specific tracker dye. Time-lapse microscopy of autophagy in this experimental set up, allows information to be extracted about the fourth dimension, i.e. time. Hence we can follow the contribution of the POI to autophagy in space and time.

Time-lapse microscopy of fluorescently labeled autophagy markers allows monitoring of the dynamic autophagy response with high temporal resolution. Using specific autophagy and organelle markers in a combination of 3 different colors, we can follow the contribution of a protein to autophagosome formation in a robust spatial and temporal context.

Autophagy is a  cellular response triggered by the lack of nutrients, especially the absence of  amino acids. Autophagy is defined by the formation of ...

Live Cell Fluorescence Microscopy to Observe Essential Processes During Microbial Cell Growth

Core cellular processes such as DNA replication and segregation, protein synthesis, cell wall biosynthesis, and cell division rely on the function of proteins which are essential for bacterial survival. A series of target-specific dyes can be used as probes to better understand these processes. Staining with lipophilic dyes enables the observation of membrane structure, visualization of lipid microdomains, and detection of membrane blebs. Use of fluorescent-d-amino acids (FDAAs) to probe the sites of peptidoglycan biosynthesis can indicate potential defects in cell wall biogenesis or cell growth patterning. Finally, nucleic acid stains can indicate possible defects in DNA replication or chromosome segregation. Cyanine DNA stains label living cells and are suitable for time-lapse microscopy enabling real-time observations of nucleoid morphology during cell growth. Protocols for cell labeling can be applied to protein depletion mutants to identify defects in membrane structure, cell wall biogenesis, or chromosome segregation. Furthermore, time-lapse microscopy can be used to monitor morphological changes as an essential protein is removed and can provide additional insights into protein function. For example, the depletion of essential cell division proteins results in filamentation or branching, whereas the depletion of cell growth proteins may cause cells to become shorter or rounder. Here, protocols for cell growth, target-specific labeling, and time-lapse microscopy are provided for the bacterial plant pathogen Agrobacterium tumefaciens. Together, target-specific dyes and time-lapse microscopy enable characterization of essential processes in A. tumefaciens. Finally, the protocols provided can be readily modified to probe essential processes in other bacteria.

Understanding the function of essential processes in bacteria is challenging. Fluorescence microscopy with target-specific dyes can provide key insights into microbial cell growth and cell cycle progression. Here, Agrobacterium tumefaciens is used as a model bacterium to highlight methods for live cell imaging for characterization of essential processes.

Live Cell Fluoreszenzmikroskopie um wesentliche Vorgänge während der mikrobiellen Zellwachstum beobachten

Core cellular processes such as DNA replication and segregation, protein synthesis, cell wall biosynthesis, and cell division rely on the function of ...

Examination of Mitotic and Meiotic Fission Yeast Nuclear Dynamics by Fluorescence Live-cell Microscopy

Live-cell imaging is a microscopy technique used to examine cell and protein dynamics in living cells. This imaging method is not toxic, generally does not interfere with cell physiology, and requires minimal experimental handling. The low levels of technical interference enable researchers to study cells across multiple cycles of mitosis and to observe meiosis from beginning to end. Using fluorescent tags such as Green Fluorescent Protein (GFP) and Red Fluorescent Protein (RFP), researchers can analyze different factors whose functions are important for processes like transcription, DNA replication, cohesion, and segregation. Coupled with data analysis using Fiji (a free, optimized ImageJ version), live-cell imaging offers various ways of assessing protein movement, localization, stability, and timing, as well as nuclear dynamics and chromosome segregation. However, as is the case with other microscopy methods, live-cell imaging is limited by the intrinsic properties of light, which put a limit to the resolution power at high magnifications, and is also sensitive to photobleaching or phototoxicity at high wavelength frequencies. However, with some care, investigators can bypass these physical limitations by carefully choosing the right conditions, strains, and fluorescent markers to allow for the appropriate visualization of mitotic and meiotic events.

Here, we present live-cell imaging which is a non-toxic microscopy method that allows researchers to study protein behavior and nuclear dynamics in living fission yeast cells during mitosis and meiosis.

Untersuchung der Mitotic and Meiotic Fission Yeast Nuclear Dynamics durch Fluoreszenz-Livezellmikroskopie

Live-cell imaging is a microscopy technique used to examine cell and protein dynamics in living cells. This imaging method is not toxic, generally does ...

Fluoreszenz Live Cell Imaging der komplette Vegetative Zellzyklus von langsam wachsenden sozialen Bakterium Myxococcus xanthus

Zusammenfassung

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Verwendung Fluoreszierende Proteine, zu visualisieren und zu quantifizieren

Visualisierung von Twitching Motilität und Charakterisierung der Rolle des

Fluoreszenz Zeitraffer-Bildgebung des kompletten