Name: a syngeneic pancreatic cancer mouse model to study the effects of irreversible electroporation
Uploaded: 2018-06-08T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 5 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Syngeneic Pancreatic Cancer Mouse Model to Study the Effects of Irreversible Electroporation at JoVE.com

RRW erhielt Unterstützung für diese Arbeit aus einer kollaborativen Translational Research Grant finanziert durch das San Diego C3 Padres Pedal die Ursache (#PTC2017).

Alle Tierversuche durchgeführt, im Anschluss an die dieses Protokoll durch die jeweiligen institutionellen Animal Care und Nutzung Committee (IACUC) genehmigt werden muss. Alle hier beschriebene Verfahren sind durch IACUC UCSD genehmigt worden.
1. Empfänger Tiere zu beschaffen.
Hinweis: Die KPC-Luc 4580-Zell-Linie wurde gegründet von einem Tumor aus einem LSL-KrasG12D / +; LSL-Trp53R172H / +; PDX1Cre / +; LSL-ROSA26 Luc / + -Maus (KPC), die ein gentechnisch hergestellte Modell der PC auf einem C57BL/6-Hintergrund ist. Der Vorteil dieser Zelllinie ist, dass es konstitutiv drückt Luciferase ermöglicht Überwachung Tumor im orthotopen Modelle. Anderen Zelllinien können jedoch auch verwendet werden, solange sie mit den genetischen Hintergrund der Empfänger Mäuse vereinbar sind.
<ol><li>Bestimmen Sie den experimentellen Gruppen und die Anzahl der Tiere pro Gruppe im voraus.</li>
	<li>Wählen Sie das Alter (6 - 10 - Wochen alten Mäusen empfohlen) und Geschlecht der Versuchstiere nach der Hypothese und der Zell-Linie verwendet.</li>
</ol>(2) Zellkulturen
<ol><li>Verwendung Dulbecco modifizierten Eagle Medium (DMEM): Nährstoff Gemisch F12 (50: 50) Medium mit 10 % fetalen bovine Serum (FBS) und 1 % Penicillin-Streptomycin Antibiotika (komplette Wachstumsmedium) um die KPC-Luc 4580 Zellen wachsen.</li>
	<li>Wenn gefroren, Auftauen der Zellen 4 Tage vor der Tumor-Implantation.</li>
	<li>Wachsen Sie die Zellen bei 37 ° C mit 5 % CO2 % und 95 % Luftfeuchtigkeit unter aseptischen Bedingungen.</li>
	<li>Trypsinize der Zellen mit 0,25 % Trypsin für 5 min bei 37 ° C, bevor sie erreichen > 80 % Konfluenz und neutralisieren die Trypsin durch Zugabe von zweimal das Volumen des vollständigen Wachstumsmedium. Hinweis: Diese Zellen Tumore effizient bei Mäusen begründen Wenn sie bei 100 % Konfluenz verwendet werden oder wenn sie für mehr als 12 Mal passagiert sind. Daher ist es ratsam, die Zellen am früheren Passagen unter optimalen Konfluenz einzufrieren.</li>
	<li>Zählen der Zellen unter Verwendung einer Hemocytometer und fahren Sie mit Tumor-Induktion, wenn ausreichender Zahl vorhanden sind (0,5 - 1 x 106 Zellen/Maus). Wenn dies nicht der Fall ist, erweitern Sie die Zellen für eine weitere Passage, bis ausreichende Zellzahlen gewonnen werden.</li>
</ol>(3) Induktion von SQ Tumoren
<ol><li>Bereiten Sie die benötigten Materialien: P1000 und P100 Pipetten und Spitzen, 1-mL-Spritze, 25G Nadeln, Basalmembran Matrix (BMM), DMEM basale Medien, 1,5 mL Röhrchen Zentrifugieren. Halten Sie alle Materialien steril und kalt (4 ° C) bis zum Ende des Verfahrens. Auch immer Haarschneidemaschinen und Alkoholtupfer Tier einsatzbereit.</li>
	<li>Trypsinize (wie pro Schritt 2.4) zählen die Zellen und Aufschwemmen ihnen bei einer Konzentration von 2-4 x 107 Zellen/mL kalte DMEM.</li>
	<li>Fügen Sie ein gleiches Volumen von 100 % BMM in 50 % zu einer endgültigen Zellsuspension BMM. Der letzte Band soll 50 µL Zellsuspension für jede Maus erforderlich betragen. Bereiten Sie 10 % im Übermaß der Totraum in der Spritze und pipettieren Fehler unterzubringen.</li>
	<li>Aliquoten Suspension in 550 µL Volumen in 1,5 mL Zentrifuge Röhren in Eis gelegt.</li>
	<li>Zurückhalten der Tiere (6 - Wochen alten männlichen C57BL/6 Mäusen) verwenden eine einschränkende oder manuell. Hinweis: Alternativ können Mäuse mit 2,5 % Isofluran in Sauerstoffgas bei einer Durchflussmenge von 2 L/min mit einem Präzisions-Verdampfer betäubt werden.</li>
	<li>Rasieren der Injektionsstelle, die vorzugsweise auf einer Flanke über ein Bein, eine Haarschneidemaschine verwendet wird. Mit einem Alkoholtupfer Reinigen der Injektionsstelle zweimal.</li>
	<li>Zeichnen Sie 250 µL Zellsuspension auf eine Endkonzentration von 1-2 x 107 Zellen/mL in einer kalten 1-mL-Spritze und entfernen Sie Luftblasen zu, indem Sie den Kolben auf und ab bewegt. Legen Sie eine 25G Nadel auf die Spritze und achten Sie darauf, den Raum innerhalb der Nadel zu füllen.</li>
	<li>Legen Sie die Nadel unter die Haut in einem 30°-Winkel auf den Körper in der Nähe von den Flanken, um sicherzustellen, dass die Nadel nicht gewaltsam der Bauchhöhle oder der Muskulatur der Gliedmaßen öffnen.</li>
	<li>Glätten Sie die Nadel parallel zum Körper, und glätten Sie Falten auf der Haut. Injizieren Sie langsam 50 µL Zellsuspension. Halten Sie die Nadel an der Injektionsstelle für 10 s erlauben die BMM zu festigen, um Undichtigkeiten zu vermeiden.</li>
	<li>Ziehen Sie langsam die Nadel parallel ohne seitliche Bewegung zu halten. Sanft reinigen Sie der Injektionsstelle mit einem Alkoholtupfer und lassen Sie die Maustaste auf dem Gehäuse. Hinweis: Wenn die Maus während des Verfahrens betäubt wurde, überwachen Sie das Tier, bis es seine aufrichtendes Reflexe wiedergewinnt.</li>
	<li>Überwachen Sie das Wachstum des Tumors regelmäßig Bremssättel mit bis zu 5 mm im Durchmesser.</li>
</ol>(4) die Induktion der Orthotopen Tumoren
<ol><li>Bereiten Sie die benötigten Materialien. Autoklaven Werkzeuge der chirurgischen wie Scheren, Skalpelle, Nadel-Treiber, und wies darauf hin und flachen Spitzen Pinzette. Halten Sie praktisch steril Nähte (resorbierbare 6-0 und nicht-absorbierbaren 4-0), Alkoholtupfer, Haarschneidemaschinen, Enthaarungscreme, Auge Schmiermittel, Baumwolle Gaze, 10 % Povidon-Jod-Lösung, op-Abdeckungen, Heizkissen, Buprenorphin und Anästhetika.</li>
	<li>Einschläfern eine Spender-Maus (vorzugsweise aus den gleichen Hintergrund für die orthotopen Modell erforderlichen) tragen einen SQ KPC-Tumor mit einer langsamen Füllung CO2 -Kammer. Verbrauchssteuern Sie SQ Tumor sorgfältig unter sterilen Bedingungen in einem BSL-2 Haube mit sterilen Pinzette und Microscissors kurz vor der orthotopen Implantation. Während Tumor Exzision kümmern Sie sich nicht um die Punktion der Bauchhöhle und den Tumor sofort mit 2 Austausch von sterilen PBS waschen.</li>
	<li>Sterile Skalpelle, hacken Sie den ausgeschnittenen Tumor in 1 mm3 Stücke, legen Sie sie auf eine Petrischale mit kalten sterilen DMEM basale Medien und auf Eis bis zur Implantation lagern.</li>
	<li>Verwalten Sie die Empfänger Maus 0,05 - 1 mg/kg Buprenorphin Analgetikum SQ, 30 min vor der Operation.</li>
	<li>Die Empfänger Mäuse mit 2-3 % Isofluran in Sauerstoff (2 L/min) mit einem Präzisions-Verdampfer (oder anderen Anästhetika) zu betäuben. Halten Sie Mäuse auf einem 37 ° C Heizkissen für die Gesamtheit des Verfahrens. Gelten Sie Schmiermittel für die Augen, um Austrocknung zu verhindern. Die Tiefe der Narkose durch Mangel an überraschenden Reflex zunächst zu testen, und chirurgische Flugzeug Anästhesie durch den Mangel an Pedal Reflex auf eine sanfte Zehe Prise bestätigen. Pflegen Sie die Narkose während der gesamten Operation.</li>
	<li>Platzieren Sie den Mauszeiger auf dem Rücken und drehen Sie es leicht auf der rechten Seite zu, so dass die linke Seite des Bauches ausgesetzt ist. Das Abdominal-Haar der Maus mit Enthaarungscreme entfernen und reinigen mit Gaze um sicherzustellen, dass keine freien Haare den Bauch Post Schnitt betritt. Bereiten Sie den linken Bauch für Chirurgie mit 3 Zyklen von 10 % Povidon-Jod gefolgt von Alkoholtupfer zur Desinfektion der Haut.</li>
	<li>Mit einem sterilen Skalpell, machen Sie einen 1,5 cm quer oder schrägen Schnitt in der Haut, 1 cm Links von der Mittellinie, unterhalb des Brustkorbs, die Milz leicht medial. Dann verlängern Sie den Schnitt durch die Bauchmuskulatur, Spiegelung des darüberliegenden oberflächlichen Schnittes.</li>
	<li>Suchen Sie die Milz mit flachen Spitzen Pinzette und externalisieren Sie sanft aus der Bauchhöhle zu. Einfahren der Milz mit einer sterilen Baumwolle Applikator und der pankreasschwanz auf der Unterseite der Milz zu finden.</li>
	<li>Mit flachen Spitzen Pinzette, zurückziehen der pankreasschwanz seitlich.</li>
	<li>Eine fein gehackte Tumor Stück von der Spender-Maus mit einer Geldbuße (6-0) sterile Box-Nadelspitze holen Sie ab und positionieren Sie es mit sterilen Pinzette.</li>
	<li>Während sanft die Rute/Körper der Bauchspeicheldrüse seitlich einfahren, Stechen Sie die Nadel des Nahtmaterials mit Tumor-Fragment in den pankreasschwanz. Übergeben Sie die Naht langsam durch das Gewebe, hält des Tumors in Kontakt mit der Bauchspeicheldrüse Schweif. Wenden Sie eine oder zwei zusätzliche Nähte je nach Ausrichtung des Fragments in Bezug auf das Gewebe.</li>
	<li>Entfernen Sie die Nadel vollständig aus dem Gewebe und halten die Pankreas/Milz externalisiert für eine zusätzliche 60 s während der Inspektion auf Anzeichen einer Blutung oder Leck. Dann, verinnerlichen sie sanft in die Bauchhöhle mit stumpfen Pinzette.</li>
	<li>Schließen Sie die Bauchmuskulatur mit einer 6-0 resorbierbaren Naht mit entweder einen kontinuierliche oder unterbrochenen Stich und die darüber liegende Haut mit einer 3: 0, 6: 0 nicht absorbierbare unterbrochenen Naht. Die Narkose zu diesem Zeitpunkt einzustellen.</li>
	<li>Lassen Sie die Maus in seinem Hause Käfig mit freiem Zugang zu Futter und Wasser zu erholen. Legen Sie den Käfig auf ein Heizkissen, Erholung zu erleichtern. Vitalfunktionen wie Atmung, Durchblutung etc., während des Wiederherstellungsprozesses zu überwachen.</li>
	<li>Bestätigen Sie die Zeichen der aufrichtenden Reflex, sobald die Maus erholt sich, und dann wieder der Käfig mit regelmäßigen Gehäuse kann.</li>
	<li>Verwalten von Buprenorphin 0,05 - 0,1 mg/kg 8-12 h nach der Operation, und alle 8 bis 12 h nach dem Eingriff Bedarf für Anzeichen von Schmerzen.</li>
	<li>Tumorwachstum mit einer Biolumineszenz in Vivo imaging-System zu überwachen (siehe die Tabelle der Materialien).<ol>
<li>Folgen Sie Tumorwachstum durch bildgebende ab Tag 4 nach der orthotopen Implantation zu und führen Sie imaging zweimal in der Woche.</li>
		<li>Am Tag der Bildgebung zu verwalten (intraperitoneale Injektion) 30 mg/kg D-Luciferin zu einem narkotisierten (ca. 2-3 % Isofluran in Sauerstoff (2 L/min)) Empfänger Maus 10 min vor der Bildgebung.</li>
		<li>Bild für das Luciferase-Aktivität mit der Lumineszenz-Einstellung ohne Emission Filter für ein Minimum von 5 s Belichtung in einem Lumineszenz-Imager mit Auto-Fluoreszenz kostenlosen beheizten Objekttisch und unter Beibehaltung der Narkose für die Mäuse.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(5) IRE SQ Tumoren
<ol><li>Bereiten Sie die benötigten Materialien: quadratische Welle Electroporator, Sicherheits-Fuß-Schalter, Elektroden (Nadel Array versus Pinzette-Trode) und Adapter. Steriles Nahtmaterial (nicht-absorbierbaren 4-0), Alkoholtupfer, Haarschneidemaschinen, Enthaarungscreme, Auge Schmiermittel, Baumwolle Gaze, Buprenorphin und Anästhetika halten ebenfalls in der Nähe.</li>
	<li>Sterilisieren Sie die Pinzette oder Nadel-Array Elektroden mit Gassterilisation. Autoklavieren ist nicht empfehlenswert. Verwenden Sie ein Glas Bead Sterilisator, um die Elektroden zwischen Tieren zu sterilisieren.</li>
	<li>Buprenorphin 0,05 - 0,1 mg/Kg an der Tumor-tragenden Mäusen 30 min. vor dem Eingriff zu verwalten.</li>
	<li>Schritte 4,4-4,5 erfolgreich Anästhesie bei Mäusen zu induzieren, sobald das Implantat SQ Tumor Durchmesser 5 mm erreicht.</li>
	<li>Legen Sie die narkotisierten Maus auf die Seite den SQ Tumor an der Flanke Zugriff auf. Entfernen Sie die Haare mit Klipper und gereinigte Haut mit einem Alkoholtupfer.</li>
	<li>Für SQ Tumoren Array 2-Nadel-Elektroden verwendet werden. Erheben Sie die Haut direkt unter der Tumor-Website mit Pinzette und legen Sie die Elektroden durch die Haut parallel zum Körper dafür, dass sie nicht die Bauchhöhle eindringen. Einmal durch die Haut, positionieren Sie die Elektroden so, dass sie den Tumor Halterung.</li>
	<li>Programmieren der Electroporator 100 µs Impulse mit einer Frequenz von 1 Hz mit 1.500 V/cm für eine Gesamtmenge von 150 Impulse liefern. Die Impulse, die über das Fußpedal zu liefern. Trennen Sie jeden Satz von 10 Impulse durch 10 s, um für die Wärmeableitung und die richtige Position der Elektroden zu bestätigen. Hinweis: Ohne den Einsatz von paralytischen Agenten Mäuse Muskelkontraktionen mit IRE erleben, die Verschiebung der Elektroden führen können, es sei denn, manuell gesichert.</li>
	<li>Entfernen Sie die Elektroden nach kompletten Dosierung nicht überschreiten sollte 200 S. Datensatz die tatsächliche Spannung geliefert, die auf der Electroporator angezeigt wird. Lassen Sie die Mäuse wieder Anschluss an IRE gemäß Schritte 4.14-4.16.</li>
</ol>(6) IRE Orthotopen Tumoren
Hinweis: Zorn der orthotopen Tumoren umfasst eine zweite überleben-Operation auf die gleiche Maus erfordern somit besondere Genehmigung von lokalen IACUC vor Beginn.
<ol><li>Benötigte Materialien vorbereiten: Autoklaven die chirurgischen Werkzeuge wie Scheren, Skalpelle, Nadel Treiber, Pinzette spitz und flach gekippt, Zange. Beachten Sie Folgendes in der Nähe sowie: steriles Nahtmaterial (resorbierbare 6-0 und nicht-absorbierbaren 4-0), Alkoholtupfer, Haarschneidemaschinen, Enthaarungscreme, Auge Schmiermittel, Baumwolle Gaze, 10 % Povidon-Jod-Lösung, op-Abdeckungen, Heizkissen, quadratische Welle Electroporator Sicherheit-Fußschalter, Elektroden und ihre Adapter Buprenorphin und Anästhetika.</li>
	<li>Die Mäuse für orthotopen Tumorwachstum durch in-Vivo Bildgebung zu beurteilen (siehe Schritt 4.17) durch die intraperitoneale Injektion von 30 mg/kg D-Luciferin. Hinweis: Der orthotopen Tumoren sind ideal für IRE Behandlung 8 bis 10 Tagen Post Implantation, wenn die Tumoren sind deutlich sichtbar und noch engen an der Bauchspeicheldrüse wie auf die Luciferase-Lumineszenz-Bilder ersichtlich (siehe die Vertreter Ergebnisse).</li>
	<li>Führen Sie die Schritte 4.4-4,9, um den implantierten Tumor zu finden. Wenn der Tumor nicht leicht zu finden, verwenden Sie stumpfe Nase Zange um zu Magen und Milz sanft um den Tumor zu identifizieren zu bewegen.</li>
	<li>Externalisieren Sie den Tumor mit der stumpfe Nase Pinzette zu und erfassen Sie den Tumor mit der Platin-Elektroden von der Pinzette-Trode fest. Die Elektroporation Impulse zu liefern, wie im Schritt 5.7 mit Rechtecksignal Electroporator in Gruppen von 10 Impulse durch den Fußschalter gesteuert programmiert.</li>
	<li>Halten Sie den Tumor externalisiert für mindestens 60 s Post IRE, auf Anzeichen von Blutungen zu überwachen. Einfügen des Tumors zurück in die Bauchhöhle und schließen Sie den Schnitt als beschrieben (Schritte 4.13-4.16) und die Maus zu überwachen, bis es erholt.</li>
	<li>Überwachen Sie die Auswirkungen der IRE auf das Tumorwachstum mit in Vivo Luciferase Bildgebung wie pro Schritt 4.17..</li>
</ol>

<ol>
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Die Autoren haben keine relevanten finanziellen Angaben.

In dieser Studie haben wir einem immunkompetenten Mausmodell für PC gezeigt, die verwendet werden, um die Auswirkungen der IRE auf das Tumorwachstum zu studieren. IRE wird derzeit, als nicht-thermische Ablation Technik nur in sehr ausgewählten lokal fortgeschrittenen PC-Patienten verwendet, die nicht weit entfernten Krankheitsprogression nach Monaten der präoperativen Therapie verfügen. Seine Verwendung wurde deshalb begrenzt, weil die meisten Patienten mit lokal fortgeschrittenem PC entfernten Metastasen20entwickeln. Dieses Modell dient als Grundlage für Studien zur Bewertung der Auswirkungen der IRE auf PC mit verschiedenen erweiterten Behandlungsparameter und Kombinationen.
Die wichtigste Sache zu prüfen, während des Protokolls ist die Größe des Tumors bei der IRE durchgeführt wird. Die im Handel erhältlichen Sonden für Mäuse-Modelle sind durch ihre Elektrodenabstand (5-10 mm) begrenzt. Daher in Tumoren deutlich größer als der Elektrodenabstand erfolgt unvollständige Ablation. Für SQ Tumoren empfiehlt die Verwendung von 2-Nadel-Array Elektroden über Pinzette-Trodes die Haut rund um den Tumor mit zunehmender Resistenz gegen den Stromfluss in Pinzette-Trodes. Die Größenbeschränkung für das Array 2-Nadel-Elektroden kann überwunden werden, durch Ausführen der IRE in verschiedenen Tiefen und Winkeln in der gleichen Tumor; Dieser Ansatz erschwert jedoch das einheitlich Tumoren zu behandeln. Alternativ, für größere Tumoren (bis zu 10 mm), ein Schnitt kann auf der Haut unterhalb der Tumor auf eine Länge etwas länger als der Durchmesser des Tumors erfolgen. Der Tumor kann dann durch den Schnitt durch Umdrehen der darüberliegenden Haut mit Pinzette externalisiert werden. Der Tumor kann dann mit Pinzette-Trodes, ähnlich wie die oben beschriebenen orthotopen Tumoren behandelt werden. Der elektroporiert Tumor kann dann unter der Haut und die Haut mit einer 4: 0 nicht resorbierbaren Naht als ein unterbrochener Stich genäht wieder eingesetzt werden. Jedoch die Auswirkungen des Schnittes können die Auswirkungen der IRE verwirren, und wir haben festgestellt, dass durchführen IRE, wenn die Tumoren innerhalb der Arbeitsabstand von der zwei-Nadel-Array-Elektroden (~ 5-6 mm) bietet die beste Standardisierung.
Unabhängig von dem Ansatz muss die Anzahl der Impulse abhängig von der Tumorart empirisch ermittelt werden. Veröffentlichte Studien haben zwischen 150-300 Impulse bei dieser Spannung17genutzt. Allerdings haben wir die optimale Anzahl der Impulse in einem vorläufigen Dosis-Wirkungs-Experiment festgestellt. Es gibt Modelle zur Vorhersage der Zone der kompletten Ablation basierend auf Spannung und Elektrode Abstand Tumorarten können variieren stark in Vaskularität und Fibrose, die die Reaktion auf Elektroporation21beeinträchtigen können
Jeder Satz von 10 Impulse trennte sich von 10 s um die Heizung-Effekte zu vermeiden, die auftreten, wenn zu viele Impulse zu schnell geliefert werden. Über-Behandlung führt zu thermische Ablation, die genaue Charakterisierung der Auswirkungen der nichtthermischen IRE verhindern kann. Die 10 s-Intervall erlaubt uns auch, häufig bestätigen Elektrode Positionierung genau da Muskelkontraktionen Elektrode Verschiebung verursachen können. Unsere IACUC noch darf die Verwendung von paralytischen Agenten bei Kleintieren, nicht erheblich Muskelkontraktionen während IRE verkürzen. Bei orthotopen Tumoren erlaubt die Pinzette-Trodes uns, halten Sie die Tumoren fest und haben eine größere Oberfläche der Elektrode, die im Vergleich zu der Nadelelektrode.
Obwohl IRE derzeit nur als ablative Verfahren in der klinischen Einstellung verwendet, Elektroporation im Allgemeinen hat ein breites Anwendungsspektrum von Nerven- und Muskelzellen Aktivierungen bis hin zu Lieferung von verschiedenen Medikamenten und Oligonukleotide. Nach sorgfältiger Analyse der pathophysiologischen Veränderungen während und nach der IRE mit Hilfe dieses Modells, ist es möglich, unzählige therapeutische Strategien für PC zu entwickeln.

Duktales Pankreaskarzinom (PC) wird voraussichtlich die zweithäufigste Ursache der durch Krebs verursachten Todesfälle in den USA um 20201geworden. Die überwiegende Mehrheit der Patienten mit PC wird schließlich von entfernten Metastasen2sterben. Die PC-Mikroumgebung ist notorisch immunsuppressive und chemoresistentem. Seine Desmoplastic Stroma enthält eine Knappheit der Effektor (Anti-Tumor) T-Zellen und eine Schartenhöhe von immunsuppressiven Leukozyten, einschließlich Tumor-assoziierten Makrophagen (TAMs), myeloische abgeleiteten Suppressor Zellen (MDSCs) und regulatorische T-Zellen (Tregs)3 . Diese unterliegen die Notwendigkeit, multimodale Strategien zu entwickeln, die diese Effekte der Mikroumgebung entgegenwirken.
IRE wurde als nicht-thermische Methode der Tumor Ablation entwickelt. Im Gegensatz zu thermische Ablation Techniken IRE verursacht keine schnelle coagulative Nekrose aber stattdessen schrittweise Apoptotic Zelle Tod4führt. Vor allem für Tumoren der Bauchspeicheldrüse IRE ist nicht anfällig für "Heat Sink" Effekte und direkt neben den Blutgefäßen5durchgeführt werden kann. Diese Technologie hat 510(k) Clearance aus dem FDA-6 und wird derzeit klinisch bei ausgewählten Patienten mit lokal fortgeschrittenem oder grenzwertig entfernbaren Bauchspeicheldrüsenkrebs eingesetzt. In der größten veröffentlichten Reihe der IRE für PC7war die mediane Überlebenszeit von Patienten mit IRE etwa verdoppeln das Überleben von Patienten mit modernen Chemotherapie allein ohne Resektion8,9.
Mehrere Studien haben gezeigt, dass thermische Ablation führt zu eine systemischen Immunantwort bei anderen Tumorarten (rezensiert in Chu Et al. 10). Radiofrequenz-Ablation (RFA) in tierischen Tumor Modelle führt zu erhöhte T-Zell-Infiltrate11,12, unter anderem eine Erhöhung in den aktivierten natürlichen (NK) Killerzellen in hepatozellulären Krebs Patienten13, 14, und eine Abnahme der immunsuppressiven Tregs in der Lunge Krebs Patienten15. Immunsystem, microenvironmental, und Verletzungen Antworten auf IRE16haben eine viel kleinere Anzahl von Studien untersucht. IRE hat gezeigt, dass eine systemischen Immunantwort bei immunkompetenten Mausmodellen zu stimulieren, in dem das Wachstum der sekundären (kontralateralen) renal Cell Allografts wurde reduziert bzw. verhindert durch IRE eines primären Tumors zwei Wochen, früher17. Sie bemerkte auch, dass immunkompetenten Mäusen weniger Spannung für vollständige Regression benötigt als immungeschwächte Mäuse haben. Es hat die Hypothese, dass IRE verbesserte Antigenpräsentation im Vergleich zu den coagulative Nekrose der thermische Ablation führen kann, aber dies wurde nicht speziell untersucht.
Haben wir ein Phänomen Mausmodell der PC von der KPC-Luc 4580-Zell-Linie (Geschenk von j.j. Yeh an der University of North Carolina), die von einem Tumor abgeleitet wurde, die in einem männlichen LSL-Kras entwickeltG12D / +; LSL-Trp53R172H / +; PDX1Cre / +; LSL-ROSA26 Luc / + Maus, um die lokalen und systemischen Wirkungen von IRE18,19untersuchen. Diese Zelllinie Luciferase exprimierenden ist immunogen und auch tumorigenic bei immunkompetenten C57BL/6 Mäusen, wenn SQ oder Orthotopically injiziert und zuverlässig produziert Leber-Metastasen in der Milz injiziert. Wir haben eine programmierbare Rechtecksignal Impulsgenerator um 100 µs elektrische Impulse im Verhältnis Spannung/Entfernung von 1.500 V/cm mit einem zwei-Nadel-Array-Sensors (getrennt durch 5 mm) oder Platin Pinzette-Trodes SQ oder orthotopen Tumoren, liefern genutzt bzw. in Mäuse, die Auswirkungen der IRE in ein kleines Tier zu modellieren.

<table><tbody><tr><td>ECM 830 square wave electroporator</td><td>Harvard Apparatus</td><td>BTX # 45-0002 ( 58018-004 )</td><td></td></tr><tr><td>2 needle array electrode</td><td>Harvard Apparatus</td><td>45-0167</td><td></td></tr><tr><td>Safety foot switch</td><td>Harvard Apparatus</td><td>45-0211</td><td></td></tr><tr><td>Platinum Tweezer-trode</td><td>Harvard Apparatus</td><td>&amp;nbsp;45-0486</td><td></td></tr><tr><td>DMEM-F12 media</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>11320-033</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>10437028</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>25200056</td><td></td></tr><tr><td>Matrigel</td><td>Corning&amp;nbsp;</td><td>354230</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Sigma-Aldrich, Inc.</td><td>792632</td><td></td></tr><tr><td>Lacrilube</td><td>Fisher Scientific&amp;nbsp;</td><td>19090646</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>Fisher Scientific&amp;nbsp;</td><td>NC1292810</td><td></td></tr><tr><td>D-luciferrin</td><td>Perkin Elmer</td><td>122799</td><td></td></tr><tr><td>IVIS&amp;nbsp; Spectrum In Vivo Imaging System</td><td>Perkin Elmer</td><td>124262</td><td></td></tr><tr><td>Mouse strain C57BL/6J</td><td>The Jackson Laboratory&amp;nbsp;</td><td>000664/Black 6</td><td></td></tr><tr><td>Cell line (KPC-Luc 4580)</td><td>J.J. Yeh Lab at University of North Carolina</td><td></td><td></td></tr><tr><td>BD Precisionglide syringe needles</td><td>Sigma-Aldrich, Inc.</td><td>Z192406</td><td></td></tr><tr><td>Alcohol Swab(70% isopropyl alcohol )</td><td>BD</td><td>326895</td><td></td></tr><tr><td>Digital calipers</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>14-648-17</td><td></td></tr><tr><td>Disposable Scalpels, Sterile</td><td>VWR</td><td>21909</td><td></td></tr><tr><td>Cotton Tipped Applicators</td><td>VWR</td><td>89198</td><td></td></tr><tr><td>Suture Needle, 45 cm, Size 6-0</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-3308</td><td></td></tr><tr><td>Suture Needle, 45 cm, Size 4-0</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-3314</td><td></td></tr><tr><td>Povidone-iodine 10%</td><td>BD</td><td>29900-404</td><td></td></tr><tr><td>Disposable Warming Pad&amp;nbsp;</td><td>KENT SCIENTIFIC CORP.</td><td>TP-3E</td><td></td></tr><tr><td>Mouse Hair Clipper</td><td>KENT SCIENTIFIC CORP.</td><td>CL8787</td><td></td></tr><tr><td>Surgical Drape</td><td>Harvard Apparatus</td><td>59-7421</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate-buffered Saline</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>10010023</td><td></td></tr></tbody></table>

a syngeneic pancreatic cancer mouse model to study the effects of irreversible electroporation

Bauchspeicheldrüsenkrebs (PC), eine Krankheit, die etwa 40.000 Patienten jedes Jahr in den USA tötet hat mehrere Therapieansätze einschließlich der vielversprechenden immunotherapeutic Strategien erfolgreich umgangen. Irreversible Electroporation (IRE) ist eine nicht-thermische Ablation-Technik, die induziert Tumor Zelltod ohne Zerstörung des benachbarten kollagenen Strukturen, so dass das Verfahren bei Tumoren in der Nähe von Blutgefäßen durchgeführt werden. Im Gegensatz zu thermische Ablation Techniken IRE führt schrittweise apoptotischen Zelltod, zusammen mit sofortigen Ablation induzierten Nekrose, und ist derzeit in der klinischen Anwendung bei ausgewählten Patienten mit lokal fortgeschrittenem PC. Ein Ablativ Nichtziel-spezifisches Verfahren wie IRE kann eine Vielzahl von Reaktionen in der Mikroumgebung Tumor auslösen. Einige Studien haben die Auswirkungen der IRE auf das Tumorwachstum in andere Tumorarten angesprochen, aber keiner konzentrierten sich auf PC. Wir haben ein Phänomen Mausmodell der PC in der subkutanen (SQ) und orthotopen Tumoren erfolgreich behandelt werden können mit IRE in einer sehr kontrollierten Umgebung erleichtern verschiedene Längsschnittstudien Post-Verfahren entwickelt. Dieses Tiermodell dient als ein robustes System zur Untersuchung der Auswirkungen der IRE und Möglichkeiten zur Verbesserung der klinischen Wirksamkeit von IRE.

Wir folgten das Verfahren beschriebenen und SQ Tumoren auf 5-6 Wochen alte Wildtyp C57BL/6 Mäusen mit 1 x 106 Zellen mit 50 geimpft % erzeugt BMM. Wenn die Größe des Tumors ca. 5-6 mm im Durchmesser erreicht, ein paar von den Mäusen wurden eingeschläfert, deren Tumoren wurden herausgeschnitten und Orthotopically bei einem Empfänger C57BL/6 Mäusen implantiert. IRE war durchgeführten 10 Tage Post Implantation, wie in der Timeline auf Abbildung 1gezeigt. IRE wurde auf die restlichen Mäuse mit SQ Tumoren durchgeführt.
In SQ waren Tumoren, die IRE Spannung und Puls Dauer konstant bei 1.500 V/cm und 100 µs bzw., aber variiert die Anzahl der Impulse. Abbildung 2 zeigt, dass die SQ Tumore in ein paar Mäuse ganz nach 150 Impulsen der IRE, aber nicht so gut mit 75 Impulsen zurückgebildet. Insgesamt 4 von 9 Mäuse zeigten komplette Tumor-Regression nach 150 Impulsen der IRE. Histologische Analyse der Tumor Gewebe 1 Woche Post IRE zeigte große Regionen des zentralen Tumor Nekrose, die nicht mehr gesehen wurden Steuern unbehandelte Tumoren. Dieser nekrotischen Kern wurde flankiert von live Tumorgewebe in Fällen der unvollständigen Tumor-Regression (Abbildung 3). Erfolgreiche Implantation des orthotopen Tumor wurde auch erreicht, und die Wachstumsrate war mit in Vivo Biolumineszenz Bildgebung zeigen Tumor am Tag 10 und Tag 15 (Abbildung 4) nach der Implantation überwacht. IRE bei 150 Impulse erwies sich auch wirksam in Orthotopic Tumoren (Abb. 5) zeigt sein Tumor Volumen reduziert. Diese Ergebnisse zeigen insgesamt, die Fähigkeit dieses Modells, IRE simulieren in einem immunkompetenten Mausmodell, wodurch es eine Plattform, um verschiedene Kombinationen zur Behandlung von PC und IRE Bedingungen zu testen.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57265/57265fig1.jpg"> Abbildung 1 : Schematische Darstellung zeigt die zeitlichen Verlauf der Tumor Implantation und IRE. Für SQ Tumoren ist IRE ausgeführt, sobald der Tumor ca. 5-6 mm im Durchmesser erreicht. <a href="/files/ftp_upload/57265/57265fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57265/57265fig2.jpg"> Abbildung 2 : Luciferase-Biolumineszenz Bildgebung zeigt eine Reduzierung im Tumor Wachstum Post IRE SQ Modell. KPC-Luc Zelllinie drückt konstitutiv Luciferase, so dass es möglich ist, Tumorwachstum in Reaktion auf IRE in Echtzeit zu überwachen. Tag 14 Biolumineszenz imaging Post IRE zeigt die vollständige Regression des Tumors in eine der Mäuse behandelt mit 150 Impulsen der IRE, während unvollständiger Regression mit 75 Impulsen der IRE im Vergleich zu den unbehandelten Kontrolle gesehen wurde. <a href="/files/ftp_upload/57265/57265fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57265/57265fig3.jpg"> Abbildung 3 : Hämatoxylin und Eosin Färbung des Tumorgewebes zeigt die Änderungen in die Gewebearchitektur post IRE. SQ Tumoren ausgesetzt IRE zeigte große Regionen der Nekrose zentral, umgeben von Regionen lebender Gewebe Angabe unzureichend IRE Berichterstattung in einigen Fällen. <a href="/files/ftp_upload/57265/57265fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57265/57265fig4.jpg"> Abbildung 4 : Biolumineszenz Bildgebung zeigt die erfolgreiche Implantation des orthotopen Tumor und sein Wachstum im Laufe der Zeit. Bilder wurden mit einem kommerziellen Biolumineszenz imaging Instrument mit der Lumineszenz an 1 min Belichtung erfasst. Die Mäuse wurden mit 30 mg/kg D-Luciferin Lösung intraperitoneal 10 min vor Bildgebung injiziert. Mäuse wurden gehalten, betäubt, mit 2 % Isofluran während des Verfahrens. <a href="/files/ftp_upload/57265/57265fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57265/57265fig5.jpg"> Abbildung 5 : IRE Tumor Wachstum Rückgang der orthotopen PC Tumoren induziert. (A) Bioluminescecnce Bilder von Mäusen beherbergen orthotopen PC zeigte reduzierte Luciferase Signal 7 Tage Post-IRE im Vergleich um zu sham Operation vorschlagen live tumorlast infolge IRE reduziert. (B) Mittlere Volumen der ausgeschnittenen orthotopen Tumoren (+ Standardfehler) im Kontroll-Mäusen vs. Mäuse, die IRE unterzogen. <a href="/files/ftp_upload/57265/57265fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>

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A Syngeneic Pancreatic Cancer Mouse Model to Study the Effects of Irreversible Electroporation

Ein Phänomen Bauchspeicheldrüsenkrebs-Maus-Modell zur Untersuchung der Auswirkungen der Irreversible Electroporation

Irreversible Electroporation (IRE) ist eine nicht-thermische Ablation-Technik zur Behandlung von lokal fortgeschrittenem Bauchspeicheldrüsenkrebs eingesetzt. Eine relativ neue Technik sind, die Auswirkungen der IRE auf das Tumorwachstum schlecht verstanden. Wir haben ein Phänomen Mausmodell entwickelt, das ermöglicht, die Auswirkungen der IRE an Bauchspeicheldrüsenkrebs.

Pancreatic cancer (PC), a disease which kills approximately 40,000 patients each year in the US, has successfully evaded several therapeutic approaches ...

a-syngeneic-pancreatic-cancer-mouse-model-to-study-effects

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Cancer Research

11.4K Aufrufe.  University California San Diego. Irreversible Electroporation (IRE) ist eine nicht-thermische Ablation-Technik zur Behandlung von lokal fortgeschrittenem Bauchspeicheldrüsenkrebs eingesetzt. Eine relativ neue Technik sind, die Auswirkungen der IRE auf das Tumorwachstum schlecht verstanden. Wir haben ein Phänomen Mausmodell entwickelt, das ermöglicht, die Auswirkungen der IRE an Bauchspeicheldrüsenkrebs.

Serie: A Syngeneic Pancreatic Cancer Mouse Model to Study the Effects of Irreversible Electroporation

Fluorescent Orthotopic Mouse Model of Pancreatic Cancer

Pancreatic cancer remains one of the cancers for which survival has not improved substantially in the last few decades. Only 7% of diagnosed patients will survive longer than five years. In order to understand and mimic the microenvironment of pancreatic tumors, we utilized a murine orthotopic model of pancreatic cancer that allows non-invasive imaging of tumor progression in real time. Pancreatic cancer cells expressing green fluorescent protein (PANC-1 GFP) were suspended in basement membrane matrix, high concentration, (e.g., Matrigel HC) with serum-free media and then injected into the tail of the pancreas via laparotomy. The cell suspension in the high concentration basement membrane matrix becomes a gel-like substance once it reaches room temperature; therefore, it gels when it comes in contact with the pancreas, creating a seal at the injection site and preventing any cell leakage. Tumor growth and metastasis to other organs are monitored in live animals by using fluorescence. It is critical to use the appropriate filters for excitation and emission of GFP. The steps for the orthotopic implantation are detailed in this article so researchers can easily replicate the procedure in nude mice. The main steps of this protocol are preparation of the cell suspension, surgical implantation, and whole body fluorescent in vivo imaging. This orthotopic model is designed to investigate the efficacy of novel therapeutics on primary and metastatic tumors.

A procedure to implant green fluorescent protein-expressing pancreatic cancer cells (PANC-1 GFP) orthotopically into the pancreas of Balb-c Ola Hsd-Fox1nu mice to assess tumor progression and metastasis is presented here.

Fluoreszierende orthotopen Mausmodell des Bauchspeicheldrüsenkrebs

Pancreatic cancer remains one of the cancers for which survival has not improved substantially in the last few decades. Only 7% of diagnosed patients will ...

Forschung

Krebsforschung

Utilizing High Resolution Ultrasound to Monitor Tumor Onset and Growth in Genetically Engineered Pancreatic Cancer Models

The LSL-KrasG12D/+; LSL-Trp53R172H/+; Pdx-1-Cre (KPC) mouse model represents an established and frequently used transgenic model to evaluate novel therapies in pancreatic cancer. Tumor onset is variable in the KPC model between 8 weeks and several months. Therefore, non-invasive imaging tools are required to screen for tumor onset and monitor for response to treatment. To address this issue, different approaches have emerged over the last years. High resolution ultrasound has major advantages such as non-invasiveness, fast session times and a high image resolution without radiation exposure. However, ultrasound in mice is not trivial and sufficient anatomical knowledge and practical skills are required to successfully perform high resolution ultrasound in preclinical pancreatic cancer models. With the following article, a detailed hands-on guide for abdominal ultrasound in murine models with a particular focus on endogenous pancreatic cancer models is presented. Furthermore, a summary of common mistakes and how to avoid them is provided.

This article describes the utilization of high-resolution ultrasound in genetically engineered pancreatic cancer mice. The primary aim is to provide a detailed instruction for detection and evaluation of endogenous pancreatic tumors.

Verwendung von hochauflösendem Ultraschall zu Monitor Tumor auftreten und Wachstum in gentechnisch Bauchspeicheldrüsenkrebs Modelle

The LSL-KrasG12D/+; LSL-Trp53R172H/+; Pdx-1-Cre (KPC) mouse model represents an established and frequently used transgenic model to evaluate novel ...

Ultrasound-Guided Orthotopic Implantation of Murine Pancreatic Ductal Adenocarcinoma

The recent success of immune checkpoint blockade in melanoma and lung adenocarcinoma has galvanized the field of immuno-oncology as well as revealed the limitations of current treatments, as the majority of patients do not respond to immunotherapy. Development of accurate preclinical models to quickly identify novel and effective therapeutic combinations are critical to address this unmet clinical need. Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDA) is a canonical example of an immune checkpoint blockade resistant tumor with only 2% of patients responding to immunotherapy. The genetically engineered KrasG12D+/-;Trp53R172H+/-;Pdx-1 Cre (KPC) mouse model of PDA recapitulates human disease and is a valuable tool for assessing therapies for immunotherapy resistant in the preclinical setting, but time to tumor onset is highly variable. Surgical orthotopic tumor implantation models of PDA maintain the immunobiological hallmarks of the KPC tissue-specific tumor microenvironment (TME) but require a time-intensive procedure and introduce aberrant inflammation. Here, we use an ultrasound-guided orthotopic tumor implantation model (UG-OTIM) to non-invasively inject KPC-derived PDA cell lines directly into the mouse pancreas. UG-OTIM tumors grow in the endogenous tissue site, faithfully recapitulate histological features of the PDA TME, and reach enrollment-sized tumors for preclinical studies by four weeks after injection with minimal seeding on the peritoneal wall. The UG-OTIM system described here is a rapid and reproducible tumor model that may allow for high throughput analysis of novel therapeutic combinations in the murine PDA TME.

We describe a protocol for the ultrasound guided implantation of murine-derived pancreatic ductal adenocarcinoma cell lines directly into the native tumor site. This approach resulted in pancreatic tumors detectable by ultrasound scanning within 2-4 weeks of injection, and significantly reduced the proportion tumor cell seeding on the peritoneal wall as compared to surgical orthotopic implantation.

Ultraschallgeführte orthotopische Implantation von murine Pankreas-Ductalsocarcinom

The recent success of immune checkpoint blockade in melanoma and lung adenocarcinoma has galvanized the field of immuno-oncology as well as revealed the ...

Generation of Orthotopic Pancreatic Tumors and Ex vivo Characterization of Tumor-Infiltrating T Cell Cytotoxicity

In vivo models of pancreatic cancer provide invaluable tools for studying disease dynamics, immune infiltration and new therapeutic strategies. The orthotopic murine model can be performed on large cohorts of immunocompetent mice simultaneously, is relatively inexpensive and preserves the cognate tissue microenvironment. The quantification of T cell infiltration and cytotoxic activity within orthotopic tumors provides a useful indicator of an antitumoral response.
This protocol describes the methodology for surgical generation of orthotopic pancreatic tumors by injection of a low number of syngeneic tumor cells resuspended in 5 &#181;L basement membrane directly into the pancreas. Mice bearing orthotopic tumors take approximately 30 days to reach endpoint, at which point tumors can be harvested and processed for characterization of tumor-infiltrating T cell activity. Rapid enzymatic digestion using collagenase and DNase allows a single-cell suspension to be extracted from tumors. The viability and cell surface markers of immune cells extracted from the tumor are preserved; therefore, it is appropriate for multiple downstream applications, including flow-assisted cell sorting of immune cells for culture or RNA extraction, flow cytometry analysis of immune cell populations. Here, we describe the ex vivo stimulation of T cell populations for intracellular cytokine quantification (IFN&#947; and TNF&#945;) and degranulation activity (CD107a) as a measure of overall cytotoxicity. Whole-tumor digests were stimulated with phorbol myristate acetate and ionomycin for 5 h, in the presence of anti-CD107a antibody in order to upregulate cytokine production and degranulation. The addition of brefeldin A and monensin for the final 4 h was performed to block extracellular transport and maximize cytokine detection. Extra- and intra-cellular staining of cells was then performed for flow cytometry analysis, where the proportion of IFN&#947;+, TNF&#945;+ and CD107a+ CD4+ and CD8+ T cells was quantified.
This method provides a starting base to perform comprehensive analysis of the tumor microenvironment.

Generation of Orthotopic Pancreatic Tumors and Ex vivo Characterization of Tumor-Infiltrating T Cell Cytotoxicity

This protocol describes the surgical generation of orthotopic pancreatic tumors and the rapid digestion of freshly isolated murine pancreatic tumors. Following digestion, viable immune cell populations can be used for further downstream analysis, including ex vivo stimulation of T cells for intracellular cytokine detection by flow cytometry.

Generierung von orthotopischen Pankreastumoren und Ex-vivo-Charakterisierung der tumorinfiltrierenden T-Zell-Zytotoxizität

In vivo models of pancreatic cancer provide invaluable tools for studying disease dynamics, immune infiltration and new therapeutic strategies. The ...

An Orthotopic Resectional Mouse Model of Pancreatic Cancer

There is a lack of satisfactory animal models to study adjuvant and/or neoadjuvant therapy in patients being considered for surgery of pancreatic cancer (PC). To address this deficiency, we describe a mouse model involving orthotopic implantation of PC followed by distal pancreatectomy and splenectomy. The model has been demonstrated to be safe and suitably flexible for the study of various therapeutic approaches in adjuvant and neo adjuvant settings.
In this model, a pancreatic tumor is first generated by implanting a mixture of human pancreatic cancer cells (luciferase-tagged AsPC-1) and human cancer associated pancreatic stellate cells into the distal pancreas of Balb/c athymic nude mice. After three weeks, the cancer is resected by re-laparotomy, distal pancreatectomy and splenectomy. In this model, bioluminescence imaging can be used to follow the progress of cancer development and effects of resection/treatments. Following resection, adjuvant therapy can be given. Alternatively, neoadjuvant treatment can be given prior to resection.
Representative data from 45 mice are presented. All mice underwent successful distal pancreatectomy/splenectomy with no issues of hemostasis. A macroscopic proximal pancreatic margin greater than 5 mm was achieved in 43 (96%) mice. The technical success rate of pancreatic resection was 100%, with 0% early mortality and morbidity. None of the animals died during the week after resection.
In summary, we describe a robust and reproducible technique for a surgical resection model of pancreatic cancer in mice which mimics the clinical scenario. The model may be useful for the testing of both adjuvant and neoadjuvant treatments.

In the clinical context, patients with localized pancreatic cancer will undergo pancreatectomy followed by adjuvant treatment. This protocol reported here aims to establish a safe and effective method of modelling this clinical scenario in nude mice, through orthotopic implantation of pancreatic cancer followed by distal pancreatectomy and splenectomy.

Ein orthotopisches Resektions-Mausmodell für Bauchspeicheldrüsenkrebs

There is a lack of satisfactory animal models to study adjuvant and/or neoadjuvant therapy in patients being considered for surgery of pancreatic cancer ...

Syngeneic Mouse Orthotopic Allografts to Model Pancreatic Cancer

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) is a very complex disease characterized by a heterogeneous tumor microenvironment made up of a diverse stroma, immune cells, vessels, nerves, and extracellular matrix components. Over the years, different mouse models of PDAC have been developed to address the challenges posed by its progression, metastatic potential, and phenotypic heterogeneity. Immunocompetent mouse orthotopic allografts of PDAC have shown good promise owing to their fast and reproducible tumor progression in comparison to genetically engineered mouse models. Moreover, combined with their ability to mimic the biological features observed in autochthonous PDAC, cell line-based orthotopic allograft mouse models enable large-scale in vivo experiments. Thus, these models are widely used in preclinical studies for rapid genotype-phenotype and drug-response analyses. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach to successfully inject primary mouse PDAC cell cultures into the pancreas of syngeneic recipient mice. In addition to the technical details, important information is given that must be considered before performing these experiments.

Syngeneic mouse orthotopic allografts of pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) recapitulate the biology, phenotypes, and therapeutic responses of disease subtypes. Owing to their fast, reproducible tumor progression, they are widely used in preclinical studies. Here, we show common practices to generate these models, injecting syngeneic murine PDAC cultures into the pancreas.

Syngene orthotope Allotransplantate der Maus zur Modellierung von Bauchspeicheldrüsenkrebs

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) is a very complex disease characterized by a heterogeneous tumor microenvironment made up of a diverse stroma, ...

A Preclinical Murine Model of Hepatic Metastases

Numerous murine models have been developed to study human cancers and advance the understanding of cancer treatment and development. Here, a preclinical, murine pancreatic tumor model of hepatic metastases via a hemispleen injection of syngeneic murine pancreatic tumor cells is described. This model mimics many of the clinical conditions in patients with metastatic disease to the liver. Mice consistently develop metastases in the liver allowing for investigation of the metastatic process, experimental therapy testing, and tumor immunology research.

A preclinical, murine model of hepatic metastases performed via a hemispleen injection technique.

Einer präklinischen Mausmodell der Lebermetastasen

Numerous murine models have been developed to study human cancers and advance the understanding of cancer treatment and development. Here, a preclinical, ...

Medizin

Dynamic Contrast Enhanced Magnetic Resonance Imaging of an Orthotopic Pancreatic Cancer Mouse Model

Dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) has been limitedly used for orthotopic pancreatic tumor xenografts due to severe respiratory motion artifact in the abdominal area. Orthotopic tumor models offer advantages over subcutaneous ones, because those can reflect the primary tumor microenvironment affecting blood supply, neovascularization, and tumor cell invasion. We have recently established a protocol of DCE-MRI of orthotopic pancreatic tumor xenografts in mouse models by securing tumors with an orthogonally bent plastic board to prevent motion transfer from the chest region during imaging. The pressure by this board was localized on the abdominal area, and has not resulted in respiratory difficulty of the animals. This article demonstrates the detailed procedure of orthotopic pancreatic tumor modeling using small animals and DCE-MRI of the tumor xenografts. Quantification method of pharmacokinetic parameters in DCE-MRI is also introduced. The procedure described in this article will assist investigators to apply DCE-MRI for orthotopic gastrointestinal cancer mouse models.

The goal of this protocol is to apply dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) for orthotopic pancreatic tumor xenografts in mice. DCE-MRI is a non-invasive method to analyze microvasculature in a target tissue, and useful to assess vascular response in a tumor following a novel therapy.

Dynamic Contrast Verbesserte Spintomographie von einem orthotopen Mausmodell Bauchspeicheldrüsenkrebs

Dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) has been limitedly used for orthotopic pancreatic tumor xenografts due to severe ...

Bioluminescent Orthotopic Pancreatic Cancer Mouse Model: A Non-invasive Technique to Monitor Cancer Progression in Mice

Source: Chai, M. G., et al. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/50395/" target="_blank">Bioluminescent Orthotopic Model of Pancreatic Cancer Progression</a>.&#160;J. Vis. Exp.&#160;(2013).
This video demonstrates an orthotopic model of pancreatic cancer that utilizes Matrigel for localized cell delivery and&#160;in vivo&#160;bioluminescence imaging for non-invasive monitoring of tumor progression. The orthotopic model is suited to both syngeneic and xenograft models and could be used in pre-clinical trials to investigate the impact of novel anti-cancer therapeutics on the growth of the primary pancreatic tumor and metastasis.

Biolumineszierendes orthotopes Pankreaskarzinom-Mausmodell: Eine nicht-invasive Technik zur Überwachung des Fortschreitens von Krebs bei Mäusen

Source: Chai, M. G., et al. Bioluminescent Orthotopic Model of Pancreatic Cancer Progression.&#160;J. Vis. Exp.&#160;(2013).
This video demonstrates an ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Pancreatic Cancer

Assays & techniques

Orthotopic Homograft Tumor Transplantation: A Technique to Generate Pancreatic Tumor Mouse Models

Source: An, X. et al.&#160;<a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/57460/" target="_blank">Immunophenotyping of Orthotopic Homograft (Syngeneic) of Murine Primary KPC Pancreatic Ductal Adenocarcinoma by Flow Cytometry</a>. J. Vis. Exp. (2018)
The video explains a stepwise surgical method for orthotopic implantation of a tumor fragment from a cancerous donor to the pancreas of a non-cancerous recipient mice for development of pancreatic cancer. Orthotopically implanted PDAC could recapture the tissue microenvironment of human pancreatic cancers than conventional subcutaneous (SC) models more accurately.

Orthotope homotransplantierte Tumortransplantation: Eine Technik zur Generierung von Mausmodellen für Pankreastumoren

Source: An, X. et al.&#160;Immunophenotyping of Orthotopic Homograft (Syngeneic) of Murine Primary KPC Pancreatic Ductal Adenocarcinoma by Flow Cytometry. ...