Diese Arbeit wurde unterstützt von Kaken-Hallo (17 H 05939; 17 H 05551), die Nakatomi-Stiftung und der Suzuken Memorial Foundation.

Alle Verfahren mit tierische Themen wurden nach dem NIH-Leitlinien für die Pflege und Verwendung von Tieren durchgeführt.
1. Vorbereitung des integrativen Micro-Drive Arrays
<ol><li>Erstellen eines Micro-Drive Arrays für kortikale LFP-Aufnahmen wie beschrieben an anderer Stelle1,2,3. Lassen Sie mindestens 6 Metall Löcher öffnen auf eine Elektrode Schnittstellenkarte (EIB) für den Einsatz als ECG/EMG/BR-Kanäle, die mit Bioflex Drähte verbunden sind, wie unter 1.2 beschrieben.</li>
	<li>Schneiden Sie einen Bioflex Draht in 6 Stücke mit einer Länge von 5,0 cm. Schale aus Polytetrafluorethylen (PTFE) Beschichtung von beiden Enden der Draht-Stücke mit einer Länge von ~5.0 mm. Schließen Sie ein Ende der einzelnen Stücke Draht zu eines der offenen metallisches Löcher (ECG/EMG/BR-Kanäle) auf die EIB mit einem gold-Pin.</li>
	<li>Schneiden Sie einen Emaille-Draht in zwei 5,0-cm-Stücke. Löten Sie ein Ende eines dieser Kabel für Bezugsmasse (g/R) Kanäle auf die EIB (Abbildung 3, siehe auch vorherigen Papiere12,13).</li>
	<li>Für die Zubereitung von EKG-Elektroden, einen Bioflex Draht in zwei 16 cm-Stücke schneiden. Die PTFE-Beschichtung der Enden dieser Draht-Stücke in Längen von ~5.0 mm an einem Ende (kurze Ende) und ~ 15 mm am anderen Ende (lange Ende) abziehen.</li>
	<li>Bilden Sie einen Drahtring mit einem Durchmesser von 2,0 mm durch biegen das lange Ende des Drahtes, und fixieren die Form des Ringes durch Löten.</li>
	<li>Schneiden Sie für die Zubereitung von EMG-Elektroden einen Bioflex Draht in 2 Stücke mit einer Länge von 8 cm. Schale aus PTFE-Beschichtung von beiden Enden dieser Draht-Stücke mit einer Länge von ~5.0 mm.</li>
	<li>Für die Vorbereitung der BR Elektroden, schneiden Sie einen Bioflex Draht in 2 Stücke mit einer Länge von 6,0 cm. Peel off der Emaillierung von beiden Enden dieser Draht-Stücke mit einer Länge von ~5.0 Löten mm. ein Ende jedes dieser Stücke Draht auf den Kopf einer Schraube aus rostfreiem Stahl (Stamm dia Messgerät: 1,0 mm, Länge stammen: 4,0 mm).</li>
	<li>Für die Zubereitung von Boden/Referenzelektroden (Gr) Schnitt ein Emaille-Draht in 2 Stücke mit einer Länge von 6,0 cm. Peel off der Emaillierung von beiden Enden dieser Draht-Stücke mit einer Länge von ~5.0 mm. Löten ein Ende jedes dieser Stücke Draht auf den Kopf von einer Edelstahl-st Aal-Schraube (Stamm Durchmesser: 1,4 mm, Länge stammen: 3,0 mm).</li>
	<li>Gas sterilisieren alle Elektroden und Edelstahlschrauben und bewahren Sie diese auf eine saubere Unterkunft.</li>
</ol>2. Implantation der EKG/EMG-Elektroden
Hinweis: Führen Sie alle OP-Schritte mit aseptischen mit sterilen Handschuhen und autoklaviert Instrumente. Sterilisieren Sie für alle Schritte, die die Schaffung von einen Einschnitt die Haut mit 70 % Ethanol vor und decken Sie die Inzision mit OP-Tüchern.
<ol><li>Beheben eines narkotisierten Ratte (1,0-3,0 % Isofluran Gas) auf dem Rücken auf einer flachen Wärmekissen. Buprenorphin als Schmerzmittel zu geben. Legen Sie tierärztliche Salbe auf die Ratte Augen Trockenheit zu verhindern. Betadine, reinigen Sie die Oberfläche der Haut zu verwenden.</li>
	<li>Machen Sie einen Schnitt von ~2.0 cm, im medialen Brustbereich. Setzen Sie die Zwischenrippenmuskeln durch die Trennung der Brustmuskulatur. Die Ringe des EKG-Elektroden, die Zwischenrippenmuskeln Naht.</li>
	<li>Befestigen Sie den Magen des Tieres auf das Wärmekissen. Machen Sie einen Schnitt von ~1.0 cm im dorsalen Halsbereich.</li>
	<li>Legen Sie die EKG-Elektroden subkutan durch die Brust Schnitt. Schieben Sie die Enden an der dorsalen Hals-Bereich, und ziehen Sie sie heraus aus der Hals-Schnitt. Naht der Brust Schnitt.</li>
	<li>Stecken Sie ein Ende eines jeden der EMG-Elektroden subkutan auf eine Länge von ~2.0 cm durch den Hals Schnitt. Befestigen Sie die EMG-Elektroden an den Hals Muskel durch Vernähen.</li>
</ol>3. die Implantation des integrativen Micro-Drive Arrays und die BR-Elektroden
<ol><li>Befestigen Sie die Ratte auf einem stereotaktischen Gerät. Machen Sie einen Schnitt von ~3.0 cm am Kopf entlang der Mittellinie vom Punkt zwischen den Augen um den Hals-Bereich. Setzen Sie den Schädel.</li>
	<li>Nehmen Sie zwei kreisförmige Kraniotomien mit einem Durchmesser von 0,7-1,0 mm über den Riechkolben anterior 11,0 mm und 1 mm bilaterale an Bregma mit einem High-Speed-Bohrer. Implantat zwei BR-Elektroden in den Schädel, bis die Spitzen der Schraube Stiele an der Oberfläche des Gehirns verbunden sind.</li>
	<li>Nehmen Sie zwei kreisförmige Kraniotomien mit einem Durchmesser von 0,7-1,0 mm über dem frontalen Kortex anterior 2,7 mm und 2,7 mm Bregma bilateralen. Implantat zwei g/R-Elektroden in den Schädel, bis die Spitze des Stengels Schraube an der Oberfläche des Gehirns verbunden ist.</li>
	<li>Machen Sie sechs bis acht Löcher mit einem Durchmesser von 1,0 mm in der Umgebung der großen Kraniotomie. Implantat-Ankerschrauben (Stamm Durchmesser: 1,4 mm, Länge stammen: 3,0 mm) in den Schädel.</li>
	<li>Nehmen Sie eine große kreisförmige Kraniotomie mit einem Durchmesser von ~2.0 mm über der Hippocampus posterior 3,8 mm und 2,5 mm Bregma bilateralen. Integrative Mikro-Laufwerk-Arrays zu platzieren, so dass der Kanülenspitze des Laufwerk-Arrays über die großen Kraniotomie befindet</li>
	<li>Füllen die Lücke Raum zwischen der Kanülenspitze und der Gehirn-Oberfläche mit ~ 100 µL der beiden Lösungen, d. h.., 0,5 % (durch Masse) Natriumalginat und 10 % (durch Masse) Kalzium-Chlorid. Hinweis: Dieser Prozess bildet ein transparentes Gel in ~ 5 Minuten, nachdem die beiden Lösungen auf den Schädel gemischt werden.</li>
	<li>Decken, der Kanüle, BR-Elektroden, g/R Elektroden und Ankerschrauben mit dental Zement mit einer Dicke von 0,5 cm. vorsichtig nicht um die offenen Enden der BR und g/R Elektroden mit dem Zement bei diesem Schritt zu decken.</li>
	<li>Löten Sie die offenen Enden der EKG, EMG, BR und g/R Elektroden bis zu den einzelnen Draht, die zuvor mit der EIB verbunden waren (siehe die Schritte 1.2 und 1.3).</li>
	<li>Das Unterteil des integrativen Mikro-Laufwerk-Arrays und alle Elektrodenleitungen mit dental Zement zu decken. Stellen Sie sicher, dass alle Elektrodenleitungen vollständig bedeckt sind, so dass die Ratte nicht sie nach der Implantation neu kann.</li>
	<li>Zurückkehren Sie nach Wiederherstellung des ausreichenden Bewusstseins zur Aufrechterhaltung der sternalen liegen das Tier zu seiner transparenten Plexiglas nach Hause Cag, und halten Sie es allein mit freiem Zugang zu Wasser und Nahrung. Nach der Operation behandeln Sie das Tier mit Antibiotika (Gentamicin).</li>
	<li>Überwachen Sie nach der Operation die Tiere mit täglichen Beobachtung. Überprüfen Sie, dass sie richtig gehen und sie nicht quietschen zu tun, wenn der Experimentator des Mikro-Laufwerk-Arrays berührt.</li>
</ol>4. in-Vivo -Aufnahmen
Hinweis: Alle Signale werden verstärkt, bei 2 kHz abgetastet und Bandpass gefiltert (0,1 - 500 Hz) mit Ausnahme von Aktivitäten (bei 30 kHz abgetastet und Bandpass gefiltert (500-6 kHz)).
<ol><li>Die EIB des integrativen Micro-Drive Arrays an die Headstage von einem Aufnahmegerät anschließen.</li>
	<li>Die Tetroden durch Drehen der Schrauben für ein paar Wochen nach der Operation voraus. Sobald die Tetroden neben den Zielgebieten Gehirn sind, begleichen Sie die Tetroden in den Bereichen über einen Zeitraum von mehreren Tagen für stabile Aufnahmen.</li>
	<li>Die elektrischen Signale zu überwachen, während das Tier bewegt sich frei in einer Aufnahme-Kammer.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Kloosterman, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-drive+Array+for+Chronic+in+vivo+Recording:+Drive+Fabrication.">Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication.</a> JoVE. (26), e1094 (2009).</li><li>Nguyen, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-drive+Array+for+Chronic+in+vivo+Recording:+Tetrode+Assembly.">Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Tetrode Assembly.</a> Journal of Visualized Experiments : JoVE. (26), e1098 (2009).</li><li>Jog, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tetrode+technology:+advances+in+implantable+hardware,+neuroimaging,+and+data+analysis+techniques.">Tetrode technology: advances in implantable hardware, neuroimaging, and data analysis techniques.</a> J Neurosci Methods. 117 (2), 141-152 (2002).</li><li>Fenske, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comprehensive+multilevel+in+vivo+and+in+vitro+analysis+of+heart+rate+fluctuations+in+mice+by+ECG+telemetry+and+electrophysiology.">Comprehensive multilevel in vivo and in vitro analysis of heart rate fluctuations in mice by ECG telemetry and electrophysiology.</a> Nat Protoc. 11 (1), 61-86 (2016).</li><li>Rossi, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+aging+on+the+specialized+conducting+system:+a+telemetry+ECG+study+in+rats+over+a+6+month+period.">The effect of aging on the specialized conducting system: a telemetry ECG study in rats over a 6 month period.</a> PLoS One. 9 (11), 112697 (2014).</li><li>Cesarovic, N., Jirkof, P., Rettich, A., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implantation+of+radiotelemetry+transmitters+yielding+data+on+ECG,+heart+rate,+core+body+temperature+and+activity+in+free-moving+laboratory+mice.">Implantation of radiotelemetry transmitters yielding data on ECG, heart rate, core body temperature and activity in free-moving laboratory mice.</a> JoVE. (57), (2011).</li><li>Zeredo, J. L., Kumei, Y., Shibazaki, T., Yoshida, N., Toda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+biting+behavior+induced+by+acute+stress+in+the+rat.">Measuring biting behavior induced by acute stress in the rat.</a> Behav Res Methods. 41 (3), 761-764 (2009).</li><li>Young, G. A., Khazan, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electromyographic+power+spectral+changes+associated+with+the+sleep-awake+cycle+and+with+diazepam+treatment+in+the+rat.">Electromyographic power spectral changes associated with the sleep-awake cycle and with diazepam treatment in the rat.</a> Pharmacol Biochem Be. 19 (4), 715-718 (1983).</li><li>Oishi, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Polygraphic+Recording+Procedure+for+Measuring+Sleep+in+Mice.">Polygraphic Recording Procedure for Measuring Sleep in Mice.</a> JoVE. (107), e53678 (2016).</li><li>Chaput, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respiratory-phase-related+coding+of+olfactory+information+in+the+olfactory+bulb+of+awake+freely-breathing+rabbits.">Respiratory-phase-related coding of olfactory information in the olfactory bulb of awake freely-breathing rabbits.</a> Physiol Behav. 36 (2), 319-324 (1986).</li><li>Ravel, N., Pager, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respiratory+patterning+of+the+rat+olfactory+bulb+unit+activity:+Nasal+versus+tracheal+breathing.">Respiratory patterning of the rat olfactory bulb unit activity: Nasal versus tracheal breathing.</a> Neurosci Lett. 115 (2-3), 213-218 (1990).</li><li>Okada, S., Igata, H., Sakaguchi, T., Sasaki, T., Ikegaya, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+device+for+the+simultaneous+recording+of+cerebral,+cardiac,+and+muscular+electrical+activity+in+freely+moving+rodents.">A new device for the simultaneous recording of cerebral, cardiac, and muscular electrical activity in freely moving rodents.</a> J Pharmacol Sci. 132 (1), 105-108 (2016).</li><li>Sasaki, T., Nishimura, Y., Ikegaya, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+Recordings+of+Central+and+Peripheral+Bioelectrical+Signals+in+a+Freely+Moving+Rodent.">Simultaneous Recordings of Central and Peripheral Bioelectrical Signals in a Freely Moving Rodent.</a> Biol Pharm Bull. 40 (5), 711-715 (2017).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Für das Verständnis, wie das Gehirn moduliert peripheren Bewegungsstufen und Vice Versa, großflächige Aufnahme Methoden zur elektrischen Biosignalen aus mehreren Körperregionen gleichzeitig zu erfassen sind notwendig. Diese Studie beschrieben ein chirurgischer Eingriff und eine Aufnahme-System für die Überwachung der zerebralen lokales Feld Potentiale, Herzfrequenzen, das Ausmaß der Muskelaufbau und Atemfrequenz, der auf eine Aufnahme-System verbessert worden, die für verwendet wird extrazelluläre Aufnahmen im Gehirngewebe. Dieses System sammelt elektrische Signale aus dem Gehirn und die peripheren Organe in einer einzigen EIB auf einem integrativen Mikro-Laufwerk-Array. Die Vorbereitung des integrativen Micro-Drive Arrays sollte mindestens ein paar Stunden vor der Operation begonnen werden, da es einige Zeit dauert. Hier das Laufwerk-Array enthält Tetroden für die Aufzeichnung von Gehirn lokales Feld Potentiale, aber die anderen Arten von Metall-Elektroden, z. B. Platin und Wolfram-Elektroden, können an die EIB angebracht werden, wenn die Enden der diese Elektroden richtig gelötet werden. Beim Anschluss an der chirurgischen Eingriffen im Protokoll, konnten erfahrenen Experimentatoren die Verfahren innerhalb von 2-3 Stunden ausführen.
Ein wichtiger Schritt innerhalb dieses Protokolls ist die Platzierung der Elektroden auf das Gewebe, vor allem für die EKG und EMG-Elektroden. Mehrere Wiederholungen der Ausbildung müssen stabile Aufnahmen zu erhalten. Bisher haben alle Aufnahmen mindestens einen Monat nach der Operation stabil. Experimentatoren sollten beachten, dass, wenn das Signal-Rausch-Verhältnis der aufgezeichneten Daten zu niedrig werden, dieses Problem häufig aufgrund von losen Fixierungen der Bezugsmasse/Elektroden oder unzureichende Löten von den Enden der Drähte zwischen der EIB oder den anderen Enden der Drähte. Im Vergleich mit einer konventionellen elektrophysiologischen Aufnahme einige unabhängige Geräte verwenden, sind die Vorteile dieser Methode, dass (1) Es ist technisch einfach zu führen, wenn mehrere Male trainiert, (2) Es ist nicht erforderlich, ein Kommunikationssystem zu synchronisieren mehrere Geräte (3) es die insgesamt experimentellen Kosten reduziert, da nur ein Aufnahmegerät erforderlich ist, und (4) alle aufgenommenen Daten Dateien behandelt werden können, durch die gleichen Verarbeitungsmethode und Programm, das erhöht die Effizienz der Datenanalyse. Darüber hinaus gilt das methodische Konzept für viele Kombinationen von mehreren Hirnregionen und peripheren Organe, einschließlich der Atemwege, Herz-Kreislauf-System und vegetative Nervensystem. Es gilt auch für alle im Handel erhältlichen elektrischen Aufnahmegerät. Gleichzeitige Überwachung von systemischen physiologischen Aktivitätsmuster mit dieser Methode werden hilfreich bei der Aufklärung der neuronalen Aktivitätsmuster in verschiedenen physiologischen Zuständen gegen emotionale Herausforderungen, externe sensorische Modulation und pathologischen Krankheiten, was zu einem besseren Verständnis der biologischen Mechanismen, die das Gehirn-Körper-Verband.

Das zentrale Nervensystem steuert Körper Staaten als Reaktion auf verschiedene Veränderungen der Umwelt, und dieses Steuerelement ist in der Regel als Veränderungen der Herzfrequenz, Atemfrequenz und Muskelkontraktionen vertreten. Jedoch haben einige Studien getestet wie periphere physiologische Faktoren kortikale Aktivität zugeordnet sind. Um dieses Problem zu beheben, ist eine groß angelegte Aufnahmemethode zur Überwachung von elektrischen Biosignalen von zentralen und peripheren Gewebe notwendig. In der Großhirnrinde sind lokale Feld möglicher (LFP) Signale extrazellulär von Elektroden aufgenommen, die in der kortikalen Gewebe1,2,3eingefügt werden. Um gleichzeitig mehrere LFP-Signale aus den kortikalen Regionen kleine Säugetiere wie Ratten und Mäuse, aufzuzeichnen haben eine Reihe von Studien verschiedene Arten von maßgeschneiderten Elektroden-Einheiten entwickelt, die Mikro-Laufwerke bezeichnet werden. Einem konventionellen Mikro-Antrieb besteht aus Metall Schrauben befestigt, die mittleren Teile der Elektroden (die in der Regel Tetroden sind), ein Kernkörper, der die Schrauben und die Elektroden unterbringt und eine elektrische Schnittstelle-Board (EIB), das Metall Löcher, bietet Platz für Schließen Sie die offenen Enden der Elektroden (Abbildung 1, Abbildung 2und Abbildung 3). Diese Elektrodenanordnung ermöglicht dem Bediener die Tiefe der vielen Elektroden in das Gehirn im Laufe von Tagen bis Wochen eingesetzt Steuern und ermöglicht die Durchführung von chronischen Langzeitaufzeichnungen neuronaler Aktivität wie das Tier mit verschiedenen in Frage gestellt wird Verhaltens Aufgaben. In den peripheren Organen Herzschlag Signale werden durch zwei Elektroden, die am oder um das Herz Bereich4,5,6implantiert werden als Elektrokardiogramm (EKG) aufgezeichnet und Skelettmuskulatur Signale aufgezeichnet als Elektromyogrammen (EMGs) mit Elektroden, die in den Muskel Gewebe7,8,9eingefügt werden. Die Beziehung zwischen elektrischen Signale von den Riechkolben und Atemrhythmus (BR) wurde mit Einheit Aufnahmen10,11untersucht. In herkömmlichen Aufzeichnungssysteme, diese Signale aus verschiedenen Geweben erfasst wurden von unabhängigen Aufnahmegeräte, was bedeutet, dass ein zusätzliches experimentelle System erforderlich ist, um genau diese mehrere Geräte für synchronisieren gleichzeitigen Aufnahmen von Gehirn-Körper-Signale. Dieses System wurde entwickelt, um dieses Problem zu umgehen. In diesem System sind alle elektrischen Signale aufgezeichnet aus den peripheren Organen, einschließlich EKG, EMGs und elektrische Signale von den Riechkolben, die den Atemrhythmus zu reflektieren in einem einzigen Micro-Drive Array1,2 integriert. ,3, hier ein integrativer Micro-Drive Array bezeichnet. Dieses System erfordert nur eine Mehrkanal-Aufnahme-Gerät und ist anwendbar auf jedem herkömmlichen Mikro-Laufwerk-Array. Die Vorteile dieser Technik sind, dass es keiner, keine spezielle Geräte oder Triggersignale entsprechend der Aufnahmedauer von mehreren Geräten und ermöglicht es bequemer Datenverarbeitung, da alle Signale als ähnliche Datentypen aufgezeichnet werden. Diese Technik wird das Verständnis für die neurophysiologische Korrelate der Zusammenhänge zwischen zentralen und peripheren Organe unterstützen. Dieses Whitepaper beschreibt die Verfahren in Zusammenhang mit der Technik und präsentiert repräsentative Datasets aus einer Ratte gewonnen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1088px;" width="1089">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:307px;">FEP Hookup Wire Stranded Stainless Steel&#160;</td>
			<td style="width:324px;">Cooner Wire Company, Chatsworth, CA</td>
			<td style="width:127px;">AS 633</td>
			<td style="width:331px;">Bioflex wire</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">EIB-36-PTB</td>
			<td>Neuralynx, Inc., Bozeman, MT</td>
			<td>EIB-36-PTB</td>
			<td>EIB</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Cereplex&#160; M</td>
			<td>Blackrock&#160; Microsystems, Salt Lake City, UT</td>
			<td></td>
			<td>Digital headstage</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Cereplex Direct&#160;</td>
			<td>Blackrock&#160; Microsystems, Salt Lake City, UT</td>
			<td></td>
			<td>Data acquisition system</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">UEW polyurethane magnet wire</td>
			<td>Oyaide.com, Tokyo, Japan</td>
			<td>UEW 0.14mm 20m&#160;</td>
			<td>Enamel wire</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">SD-102</td>
			<td>Narishige, Tokyo, Japan</td>
			<td>SD-102</td>
			<td>High-speed drill</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Minimo ONE SERIES ver.2</td>
			<td>Minitor Co.,Ltd, Tokyo, Japan</td>
			<td>C2012</td>
			<td>High-peed drill Power Supply&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Provinice 250 mL</td>
			<td>Shofu Inc., Kyoto, Japan</td>
			<td style="width:127px;">213620136</td>
			<td style="width:331px;">Dental cement</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Small Animal Anesthetizer&#160;</td>
			<td>Biomachinery, Chiba, Japan</td>
			<td>TK-7</td>
			<td>Anesthetizer&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Buprenorphine hydrochloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich, St. Louis, MO</td>
			<td style="width:127px;">B7536-1ML</td>
			<td>Analgesic</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Isoflurane</td>
			<td>DS Pharma Animal Health, Osaka, Japan&#160;</td>
			<td>Isoflu 250mL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Vaseline, White&#160;</td>
			<td>Wako Pure Chemical Industries, Ltd., Osaka, Japan</td>
			<td>224-00165&#160;</td>
			<td>Vet ointment&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">&#160;Sodium alginate</td>
			<td>Nacalai tesque, Kyoto, Japan</td>
			<td>31131-85</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Calcium Chloride Dihydrate</td>
			<td>Wako Pure Chemical Industries, Ltd., Osaka, Japan</td>
			<td>031-00435&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Stainless steel screw M1.0&#215;4.0&#160;</td>
			<td>MonotaRO, Hyogo, Japan</td>
			<td style="width:127px;">42617504</td>
			<td>Stainless steel screw for BR electrodes</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:307px;">Stainless steel screw M1.4&#215;3.0</td>
			<td>MonotaRO, Hyogo, Japan</td>
			<td>42617687</td>
			<td>Stainless steel screw for g/r electrodes and anchors</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

simultaneous recordings of cortical local field potentials, electrocardiogram, electromyogram, and breathing rhythm from a freely moving rat

Überwachung der physiologischen Dynamik des Gehirns und des peripheren Geweben ist notwendig für eine Reihe von Fragen, wie das Gehirn kontrolliert Körper Funktionen und inneren Organe Rhythmen, wenn Tiere emotionale Herausforderungen und Veränderungen in ausgesetzt sind ihrer Wohnwelten. Im Allgemeinen werden Experimente, Signale von verschiedenen Organe wie das Gehirn und das Herz von unabhängigen Recording-Systeme erfasst, die mehrere Aufnahmegeräte und verschiedene Verfahren für die Bearbeitung der Datendateien erfordern. Diese Studie beschreibt eine neue Methode, die gleichzeitig elektrischen Biosignalen überwachen können, darunter Zehntausende lokales Feld Potenziale in mehreren Hirnregionen, Elektrokardiogramme, die das Herzrhythmus darstellen, Elektromyogrammen, die wach darstellen / schlafbezogenen Muskelkontraktion und Signale in einer frei beweglichen Ratte zu atmen. Aufnahmekonfiguration dieser Methode basiert auf eine konventionelle Mikro-Laufwerk-Array für kortikale lokales Feld möglicher Aufnahmen, in denen zig Elektroden untergebracht und die Signale, die von diesen Elektroden erhalten sind integriert in einem einzigen Schalttafel montiert auf den Kopf des Tieres. Hier wurde diese Aufnahme-System verbessert, so dass Signale aus den peripheren Organen auch eine elektrische Schnittstelle-Board übertragen werden. In einer einzigen Operation werden Elektroden zuerst separat in die entsprechenden Körperteile und den Zielgebieten Gehirn implantiert. Die offenen Enden der all diese Elektroden werden dann auf einzelne Kanäle von der Schalttafel über dem Kopf des Tieres verlötet, so dass alle Signale in elektrische Einplatinen integriert werden können. Dieses Board zu einem Aufnahmegerät anschließen ermöglicht die Sammlung aller Signale in einem einzigen Gerät, das experimentelle Kosten reduziert und vereinfacht, Datenverarbeitung, da alle Daten in der gleichen Datendatei behandelt werden können. Diese Technik wird das Verständnis für die neurophysiologische Korrelate der Zusammenhänge zwischen zentralen und peripheren Organe unterstützen.

Diese Methode kann gleichzeitig bioelektrische Signale von mehreren Organen erfassen, die die neuronale Aktivität des Gehirns, Herzschlag, Atmung, Rhythmus und skelettartiger Muskel-Kontraktionen (Abbildung 1)darstellen. Abbildung 4 stellt repräsentative Erfassung von Daten aus einem frei beweglichen Ratte, die in einem rechteckigen Feld (25 × 40 cm2) frei auf Futtersuche war. Die Beispiel-Dataset enthält typische Verhaltensstörungen Übergänge zwischen bewegten und ruhenden Staaten. Ein Leistungsspektrum wurde aus einer hippocampal LFP-Ablaufverfolgung von Wavelet-Analyse berechnet. Das BR-Signal von der Fläche von den Riechkolben aufgezeichnet wurde verwendet, um grob schätzen der relativen Veränderung der Atmung Frequenzen, wie beim Schnupfen exploratives Verhalten auftreten.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56980/56980fig1.jpg"> Abbildung 1 : Darstellung der Recording-System für die Überwachung mehrerer Gehirn-Körper-Signale aus einer frei beweglichen Ratte. Alle bioelektrische Signale (LFP, EKG, EEG, BR Signale) aus einem frei beweglichen Ratte werden gesammelt in das integrative Microdrive-Array auf dem Kopf montiert. <a href="https://cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56980/56980fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56980/56980fig2.jpg"> Abbildung 2 : Eine integrative Micro-Drive Array. Alle LFP, EKG, EEG und BR Signale werden in die Löcher auf der EIB übertragen, wie durch die Pfeile angedeutet. Der gepunktete Bereich wird auf der rechten Seite vergrößert und zeigt einige der die Tetroden ragen aus der Mikro-Laufwerk-Array, die in das Hirngewebe eingefügt werden. <a href="https://cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56980/56980fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56980/56980fig3.jpg"> Abbildung 3 : Eine Draufsicht der EIB. Die EIB umfasst 24 kortikalen LFP (LFP) Kanäle, die die Tetroden verbunden sind, 2 ECG-Kanäle, 2 EMG-Kanäle, 2 BR-Kanäle und 2 Boden (Gr)-Kanäle. Alle Kanäle außer dem LFP-Kanäle verbunden waren isolierte Drähte. <a href="https://cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56980/56980fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56980/56980fig4v2.jpg"> Abbildung 4 : Ein Beispiel für die gleichzeitige Multi-Kanal-Aufnahme bioelektrische Signale. (Von oben nach unten) LFP-Signale im somatosensorischen Cortex (Maßstabsleiste: 250 µV). LFP-Signale in der hippocampalen CA1-Region (Maßstabsleiste: 500 µV). Eine farbcodierte Leistungsspektrum der hippocampalen LFP-Ablaufverfolgung. Ein EKG-Signal (Bandpass gefiltert bei 20-200 Hz, Maßstabsleiste: 500 µV). Eine EMG-Signals (Bandpass gefiltert mit 100-500 Hz, Maßstabsleiste: 100 µV). Ein BR-Signal (Maßstabsleiste: 500 µV). Eine farbcodierte Leistungsspektrum des BR-Signals angibt, schnüffeln Verhalten definiert durch ein vorübergehender Anstieg der Atemfrequenz. <a href="https://cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56980/56980fig4v2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat at JoVE.com

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Diese Studie stellt eine Methode für die gleichzeitige Aufzeichnung von lokales Feld Potenziale im Gehirn, EKG, Elektromyogrammen und Signale einer frei beweglichen Ratte zu atmen. Diese Technik, die experimentelle Kosten reduziert und vereinfacht die Analyse der Daten, wird zum Verständnis der Wechselwirkungen zwischen Gehirn und periphere Organe beitragen.

Gleichzeitige Aufnahmen der kortikalen lokales Feld Potentiale, Elektrokardiogramm, Elektromyogramm und Atemrhythmus aus einem frei beweglichen Ratte

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

simultaneous-recordings-cortical-local-field-potentials

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

10.8K Aufrufe.  The University of Tokyo. Diese Studie stellt eine Methode für die gleichzeitige Aufzeichnung von lokales Feld Potenziale im Gehirn, EKG, Elektromyogrammen und Signale einer frei beweglichen Ratte zu atmen. Diese Technik, die experimentelle Kosten reduziert und vereinfacht die Analyse der Daten, wird zum Verständnis der Wechselwirkungen zwischen Gehirn und periphere Organe beitragen.

Serie: Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

Single-Einheit In-vivo- Aufnahmen aus dem Chiasma der Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Forschung

Neurowissenschaften

High-density EEG Recordings of the Freely Moving Mice using Polyimide-based Microelectrode

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a noninvasive brain monitoring tool in cognitive neuroscience as well as a diagnostic tool for epilepsy and sleep disorders in neurology. However, the underlying mechanism of EEG rhythm generation is still under the veil. Recently introduced polyimide-based microelectrode (PBM-array) for high resolution mouse EEG1 is one of the trials to answer the neurophysiological questions on EEG signals based on a rich genetic resource that the mouse model contains for the analysis of complex EEG generation process. This application of nanofabricated PBM-array to mouse skull is an efficient tool for collecting large-scale brain activity of transgenic mice and accommodates to identify the neural correlates to certain EEG rhythms in conjunction with behavior. However its ultra-thin thickness and bifurcated structure cause a trouble in handling and implantation of PBM-array. In the presented video, the preparation and surgery steps for the implantation of PBM-array on a mouse skull are described step by step. Handling and surgery tips to help researchers succeed in implantation are also provided.

In this article, we described the surgery procedure and handling tips for implantation of ultra-thin polyimide-based microelectrode array (PBM-array) on the mouse skull for acquisition of high-density encephalography (EEG) in a mouse model.

High-Density-EEG-Aufzeichnungen der sich frei bewegenden Mäusen mit Polyimid-Basis Mikroelektroden

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a ...

Simultaneous Whole-cell Recordings from Photoreceptors and Second-order Neurons in an Amphibian Retinal Slice Preparation

One of the central tasks in retinal neuroscience is to understand the circuitry of retinal neurons and how those connections are responsible for shaping the signals transmitted to the brain. Photons are detected in the retina by rod and cone photoreceptors, which convert that energy into an electrical signal, transmitting it to other retinal neurons, where it is processed and communicated to central targets in the brain via the optic nerve. Important early insights into retinal circuitry and visual processing came from the histological studies of Cajal1,2 and, later, from electrophysiological recordings of the spiking activity of retinal ganglion cells - the output cells of the retina3,4.
A detailed understanding of visual processing in the retina requires an understanding of the signaling at each step in the pathway from photoreceptor to retinal ganglion cell. However, many retinal cell types are buried deep in the tissue and therefore relatively inaccessible for electrophysiological recording. This limitation can be overcome by working with vertical slices, in which cells residing within each of the retinal layers are clearly visible and accessible for electrophysiological recording.
Here, we describe a method for making vertical sections of retinas from larval tiger salamanders (Ambystoma tigrinum). While this preparation was originally developed for recordings with sharp microelectrodes5,6, we describe a method for dual whole-cell voltage clamp recordings from photoreceptors and second-order horizontal and bipolar cells in which we manipulate the photoreceptor's membrane potential while simultaneously recording post-synaptic responses in horizontal or bipolar cells. The photoreceptors of the tiger salamander are considerably larger than those of mammalian species, making this an ideal preparation in which to undertake this technically challenging experimental approach. These experiments are described with an eye toward probing the signaling properties of the synaptic ribbon - a specialized synaptic structure found in a only a handful of neurons, including rod and cone photoreceptors, that is well suited for maintaining a high rate of tonic neurotransmitter release7,8 - and how it contributes to the unique signaling properties of this first retinal synapse.

We describe the preparation of thin retinal slices from aquatic tiger salamanders (Ambystoma tigrinum) and explain how we use these slices to study synaptic processing in the retina by obtaining dual whole-cell voltage clamp recordings from photoreceptors and second-order horizontal and bipolar cells.

Gleichzeitige Ganzzellableitungen von Photorezeptoren und Neuronen zweiter Ordnung in eine Amphibie Retinal Scheibe Vorbereitung

One of the central tasks in retinal neuroscience  is to understand the circuitry of retinal neurons and how those connections are  responsible for shaping ...

Recording Single Neurons' Action Potentials from Freely Moving Pigeons Across Three Stages of Learning

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed single-neuron activity while animals are acquiring an operantly conditioned response, or when that response is extinguished. But even in these cases, observation periods usually encompass only a single stage of learning, i.e. acquisition or extinction, but not both (exceptions include protocols employing reversal learning; see Bingman&#160;et al.1 for an example). However, acquisition and extinction entail different learning mechanisms and are therefore expected to be accompanied by different types and/or loci of neural plasticity.
Accordingly, we developed a behavioral paradigm which institutes three stages of learning in a single behavioral session and which is well suited for the simultaneous recording of single neurons&#39; action potentials. Animals are trained on a single-interval forced choice task which requires mapping each of two possible choice responses to the presentation of different novel visual stimuli (acquisition). After having reached a predefined performance criterion, one of the two choice responses is no longer reinforced (extinction). Following a certain decrement in performance level, correct responses are reinforced again (reacquisition). By using a new set of stimuli in every session, animals can undergo the acquisition-extinction-reacquisition process repeatedly. Because all three stages of learning occur in a single behavioral session, the paradigm is ideal for the simultaneous observation of the spiking output of multiple single neurons. We use pigeons as model systems, but the task can easily be adapted to any other species capable of conditioned discrimination learning.

Learning new stimulus-response associations engages a wide range of neural processes which are ultimately reflected in changing spike output of individual neurons. Here we describe a behavioral protocol allowing for the continuous registration of single-neuron activity while animals acquire, extinguish, and reacquire a conditioned response within a single experimental session.

Aufnahme von Aktionspotentialen einzelner Neuronen &quot;sich frei zu bewegen Tauben auf drei Stages of Learning

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed ...

Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the electrical responses of the retina to light stimulation, while the VEP measures the corresponding functional integrity of the visual pathways from the retina to the primary visual cortex following the same light event. The ERG waveform can be broken down into components that reflect responses from different retinal neuronal and glial cell classes. The early components of the VEP waveform represent the integrity of the optic nerve and higher cortical centers. These recordings can be conducted in isolation or together, depending on the application. The methodology described in this paper allows simultaneous assessment of retinal and cortical visual evoked electrophysiology from both eyes and both hemispheres. This is a useful way to more comprehensively assess retinal function and the upstream effects that changes in retinal function can have on visual evoked cortical function.

This protocol describes simultaneous measurement of electroretinogram and visual evoked potentials in anesthetized rats.

Gleichzeitige Aufnahme von Elektroretinographie und visuell evozierten Potentialen in narkotisierten Ratten

The electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are commonly used to assess the integrity of the visual pathway. The ERG measures the ...

Recording EEG in Freely Moving Neonatal Rats Using a Novel Method

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such as epilepsy and neurodegenerative disorders. However, it is technically difficult to obtain EEG recordings in neonates as it requires specialized handling and great care. Here, we present a novel method to record EEG in neonatal rat pups (P8-P15). We designed a simple and reliable electrode using computer pin loci; it can be easily implanted into the skull of a rat pup to record high-quality EEG signals in the normal and epileptic brain. Pups were given an intraperitoneal (i.p.) injection of the neurotoxin kainic acid (KA) to induce epileptic seizures. The surgical implantation performed in this procedure is less expensive than other EEG procedures for neonates. This method allows one to record high-quality and stable EEG signals for more than 1 week. Furthermore, this procedure can also be applied to adult rats and mice to study epilepsy or other neurological disorders.

Here, we introduce a novel technique designed to record electroencephalography (EEG) in freely moving neonatal epileptic pups and describe its procedures, features, and applications. This method allows one to record EEG for more than 1 week.

Aufzeichnung von EEG in frei bewegten neonatalen Ratten mit einer neuartigen Methode

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such ...

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

Akut<em&gt; In vivo</em&gt; Elektrophysiologische Aufzeichnungen von lokalen Feldpotentialen und Multi-Unit-Aktivitäten von der Hyperdirect-Pathway in anästhesierten Ratten

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

Noninvasive EEG Recordings from Freely Moving Piglets

The method allows the recording of high-quality electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen. We use a one-channel telemetric electroencephalography system in combination with standard self-adhesive hydrogel electrodes. The piglets are calmed down without the use of sedatives. After their release into the pigpen, the piglets behave normally&#8212;they drink and sleep in the same cycle as their siblings. Their sleep phases are used for the EEG recordings.

Here, we present a protocol to record telemetric electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen without the use of a sedative, making it possible to record typical EEG patterns during non-REM sleep, like spindle bursts.

Nicht-invasive EEG-Ableitungen von frei beweglichen Ferkel

The method allows the recording of high-quality electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen. We use a one-channel ...

Microdialysis of Excitatory Amino Acids During EEG Recordings in Freely Moving Rats

Microdialysis is a well-established neuroscience technique that correlates the changes of neurologically active substances diffusing into the brain interstitial space with the behavior and/or with the specific outcome of a pathology (e.g., seizures for epilepsy). When studying epilepsy, the microdialysis technique is often combined with short-term or even long-term video-electroencephalography (EEG) monitoring to assess spontaneous seizure frequency, severity, progression and clustering. The combined microdialysis-EEG is based on the use of several methods and instruments. Here, we performed in vivo microdialysis and continuous video-EEG recording to monitor glutamate and aspartate outflow over time, in different phases of the natural history of epilepsy in a rat model. This combined approach allows the pairing of changes in the neurotransmitter release with specific stages of the disease development and progression. The amino acid concentration in the dialysate was determined by liquid chromatography. Here, we describe the methods and outline the principal precautionary measures one should take during in vivo microdialysis-EEG, with particular attention to the stereotaxic surgery, basal and high potassium stimulation during microdialysis, depth electrode EEG recording and high-performance liquid chromatography analysis of aspartate and glutamate in the dialysate. This approach may be adapted to test a variety of drug or disease induced changes of the physiological concentrations of aspartate and glutamate in the brain. Depending on the availability of an appropriate analytical assay, it may be further used to test different soluble molecules when employing EEG recording at the same time.

Here, we describe a method for in vivo microdialysis to analyze aspartate and glutamate release in the ventral hippocampus of epileptic and non-epileptic rats, in combination with EEG recordings. Extracellular concentrations of aspartate and glutamate may be correlated with the different phases of the disease.

Mikrodialyse exzitatorischen Aminosäuren während der EEG-Ableitungen in Ratten frei beweglich

Microdialysis is a well-established neuroscience technique that correlates the changes of neurologically active substances diffusing into the brain ...

Generation of Neurospheres from Mixed Primary Hippocampal and Cortical Neurons Isolated from E14-E16 Sprague Dawley Rat Embryo

Primary neuron culture is an essential technique in the field of neuroscience. To gain deeper mechanistic insights into the brain, it is essential to have a robust in vitro model that can be exploited for various neurobiology studies. Though primary neuron cultures (i.e., long-term hippocampal cultures) have provided scientists with models, it does not yet represent the complexity of brain network completely. In the wake of these limitations, a new model has emerged using neurospheres, which bears a closer resemblance to the brain tissue. The present protocol describes the plating of high and low densities of mixed cortical and hippocampal neurons isolated from the embryo of embryonic day 14-16 Sprague Dawley rats. This allows for the generation of neurospheres and long-term primary neuron culture as two independent platforms to conduct further studies. This process is extremely simple and cost-effective, as it minimizes several steps and reagents previously deemed essential for neuron culture. This is a robust protocol with minimal requirements that can be performed with achievable results and further used for a diversity of studies related to neuroscience.

Presented here is a protocol for the spontaneous generation of neurospheres enriched in neural progenitor cells from high density plated neurons. During the same experiment, when neurons are plated at a lower density, the protocol also results in prolonged primary rat neuron cultures.

Generation von Neurosphären aus gemischten primären Hippocampus und kortikalen Neuronen isoliert aus E14-E16 Sprague Dawley Rat embryo

Primary neuron culture is an essential technique in the field of neuroscience. To gain deeper mechanistic insights into the brain, it is essential to have ...