The authors acknowledge the work that was done by the first author of the IoN-CCI model, Bart Vos&#8224;.

Ethics Statement: Die Tiere werden behandelt und gepflegt nach den Richtlinien des Ausschusses für Forschung und ethische Fragen der IASP 11. Das Protokoll wird von der institutionellen Ethikkommission genehmigt. 1. Themen <ol><li> Verwenden männlichen Sprague-Dawley-Ratten (250-300 g bei der Ankunft). </li><li> Haus Ratten in Käfige mit festem Boden in einer Kolonie Raum mit einer Luftfeuchtigkeit von 40-60% und einer RT von 21 ± 1 ° C. </li><li> Machen Sie Wasser und Nahrung an libitum. </li><li> Halten Ratten unter einer umgekehrten 00.12 h hell / dunkel-Zyklus (Licht an um 20 h). </li></ol> 2. Chirurgie <ol><li> Pro Ratte, lange Vorbereitung zwei Stücke von Chrom gut Ligatur (5-0) von ca. 6 cm und legen Sie sie in steriler Kochsalzlösung, um das Trocknen und steif und spröde zu vermeiden. </li><li> Betäuben die Tiere mit Pentobarbital (60 mg / kg, ip) und behandle mit Atropin (0,1 mg / kg, ip). Überwachen Sie die Narkosetiefe durch die Erweiterung ein Bein und pinching das Netz der Haut zwischen den Zehen mit dem Fingernagel, um eine ausreichende Druck ausgeübt wird. Sicherzustellen, dass das Tier nicht seine Schenkel zu biegen. Falls erforderlich, zu verwalten zusätzlichen Pentobarbital. </li><li> Rasieren Sie den Kopf der Ratte, so dass eine Mittellinie der Kopfhaut Schnitt kann von ca. 25 mm mit gleichen Abständen vor und hinter der Mitte der Augen gestellt werden. </li><li> Befestigen Sie den Kopf der Ratte in einem stereotaktischen Rahmen oder den Kopf der Ratte anderweitig zu fixieren. Legen Sie die Ratte auf einem Heizkissen auf Körpertemperatur zu halten. </li><li> Bewerben Augensalbe auf beiden Augen, um Schäden durch Austrocknen zu verhindern. </li><li> Scrub die rasierten Kopf-Bereich mit Alkohol, dann Betadin. </li><li> Machen Sie eine Mittellinie Kopfhauteinschnitt, Belichten Schädel und Nasenbein. </li><li> Verwenden Sie ein Operationsmikroskop, Schritte zu 2,16 durchzuführen 2.9. </li><li> Präparieren Sie die Kante der Bahn frei, durch den Oberkiefer, frontal, Tränen- und Jochbeine gebildet wird, mit einem Wattestäbchen und ein Paar von Dumont Pinzetten. Verwenden Sie den Tupfer, um soak bis Blut aus möglichen Blutungen. </li><li> Um den Zugriff auf die Ionen geben, sanft lenken die Orbitalinhalt mit einer Genauigkeit Wattestäbchen, kümmert sich nicht um die vorderen N. ethmoidalis, die überlegene, um den Ionen kreuzt überfordern. Sezieren die Ionen frei von der umgebenden Bindegewebes, unter Verwendung eines Präzisions Wattestäbchen und ein Paar von Dumont Pinzetten mit einem Streu Bewegung. Verwenden Sie den Tupfer, um vor möglichen Blutungen tanken Blut. </li><li> Um eine Ligation durchzuführen, schieben Sie ein Ende eines einzigen Stück Chrom gut nach unten entlang der Stirnbein, medial der Ionen- und voran wenige Millimeter parallel und unterlegen, um den Ionen. Die Ligatur wird nun zwischen dem Ion und dem Stirnbein gehalten. </li><li> Gleiten Sie mit der Spitze eines 45-Grad abgewinkelten Dumont Pinzetten unter dem Ionen um es in unmittelbarer Nähe zu der Ligatur zu platzieren. Vorsichtig zurückziehen der Ionen seitlich, um das Blattschraube und Spitze der Zange zu offenbaren. Grip die Ligatur mit der Zange und lateral zurückzuziehen die Zange unter dem Ion. </li&gt; <li> Ziehen Sie die Unterbindung von der Augenhöhle, bis beide Enden der Ligatur sind mehr oder weniger gleich weit entfernt von der Ionen. </li><li> Machen Sie einen &quot;Laufknoten&quot; von den beiden Enden der Ligatur die perfekte Kontrolle über den Grad der Verengung zu ermöglichen, und schieben Sie den Knoten vor dem Ion. Schieben Sie den Knoten weiter, um den Ionen verengen, so dass der Durchmesser des Nervs wird durch einen eben merklichen Betrag reduziert. Einen normalen Knoten am Anfang der Laufknoten, so dass die Höhe der Verengung konstant bleibt (dh, um den Schlitz Knoten Verrutschen zu verhindern). </li><li> Schneiden Sie die Ligaturen um ca. 2 mm der freien Enden von dem Knoten zu verlassen. </li><li> Wiederholen Sie den Vorgang (Schritte 2,11-2,15), um einen zweiten Ligation 2 mm von der ersten zu machen. </li><li> Für Scheinoperation, führen Sie die Schritte 2,2 bis 2,10. </li><li> Schließen Sie den Kopfhauteinschnitt mit Polyesterfäden (4-0) und lassen Sie die Ratte auf einem Heizkissen erholen. Stellen Sie das Tier nicht unbeaufsichtigt lassen, bis es ausreichend Nachteile wiederciousness um Brustlage zu erhalten und nicht das Tier an die Firma von anderen Tieren zurück, bis er vollständig wiederhergestellt wird. </li><li> Das Bezugsschmerzstillende Wirkung auf die Entwicklung von neuropathischen Schmerzen zu vermeiden, nicht zu verwalten Analgesie bei postoperativen Schmerzen. </li></ol> 3. Verhaltenstestverfahren <ol><li> Lassen Sie Ratten, die für mindestens 8 Tage zu den Haltungsbedingungen vor präoperativen Test akklimatisieren. </li><li> Habituate Ratten der Testvorschrift wurden mindestens einmal täglich für drei Tage vor der präoperativen Tests. </li><li> Verhaltenstests in einem abgedunkelten Raum mit Licht von einer 60 W rote Glühbirne vorgesehen suspendiert 1 m über der Mitte der Testfläche Beleuchtung des Zentrums, aber verlassen Sie den Umfang dim und der Rest des Raumes dunkel. </li><li> Achten Sie darauf, genügend Hintergrundgeräusche, Störungen von plötzlichen Gehörstimulation zu verringern. Falls erforderlich, liefern weißes Rauschen. </li><li> Beobachtung Gesicht Putzverhalten <ol><li> Transport eine einzelne Ratte aus der Kolonie, um den Testraum in eine überdachte Kunststoffkäfig, ohne Bettwäsche. Hinweis: Idealerweise sollte dieser eine kurze Fahrt mit minimalen äußeren Reize sein. </li><li> Legen Sie die Ratte in einem überdachten, durchsichtigen Kunststoffkäfig, ohne Bettzeug (LxBxH: 24 cm x 14 cm x 17 cm) mit einem wieder vor einer Videokamera gespiegelt. </li><li> Machen Sie eine 10 min Aufzeichnung das Verhalten des Tieres. Während der Aufnahme sicher, dass der Experimentator nicht in den Testraum vorhanden ist. </li><li> Reinigen Sie die Beobachtungskabine, bevor Sie das nächste Tier. </li><li> Sicherstellen, dass die aufgezeichneten Verhalten wird durch ein Experimentator, blind für die experimentellen Bedingungen der Ratte untersucht. </li><li> Notieren Sie sich jede Fläche grooming Folge während der 10 Minuten Aufnahme. Hinweis: Gesicht Pflege wird als Bewegungsmuster, bei dem die Vorderpfoten sind in Kontakt mit Gesichtsbereiche gebracht definiert. </li><li> Unterscheiden zwischen zwei Arten von Gesichtsputzverhalten. Wenn eine Sequenz weder voran noch gefolgt vonKörperpflege (dh Pflege eines Körpergebiets außer dem Gesicht), kategorisieren die Episode als isoliert Gesicht Pflege. Wenn Körper Pflege wird unmittelbar vor oder nach dem Gesicht Pflege durchgeführt wird, kategorisieren die Episode als Gesicht Pflege während der Körper Pflege. </li><li> Bestimmen Sie die Anzahl der offenen Pflege Episoden. <ol><li> Kategorisieren Sie eine Zeitspanne zwischen Gesicht Pflege Aktionen, die 4 Sekunden als inner Folge Raum nicht überschreitet (dh eine Pause zwischen den Gesichtspflegemaßnahmen in einer einzigen Folge). </li><li> Kategorisieren Sie eine Zeitspanne zwischen Gesicht Pflege Aktionen, die 4 Sekunden als inter Folge Raum (dh eine vollständige Unterbrechung der Gesichtspflegemaßnahmen zwischen zwei Folgen) überschreitet. </li></ol></li></ol></li><li> Mechanische Stimulation Tests <ol><li> Transport Ratten in Gruppen von bis zu 6 Tieren aus der Kolonie, um den Testraum in einem bedeckten Käfig mit Bettwäsche. Stellen Sie sicher, dass es sich um eine kurze Fahrt mit minimalen äußeren Reizen. </li><li> Legen Sie dieRatten einzeln in durchsichtige Kunststoffkäfige mit Betten (lxwxh: 24 cm x 14 cm x 17 cm) mit einem angelenkten Deckel, so daß er leicht geöffnet und geschlossen werden. </li><li> Verwenden Sie eine abgestufte Serie von fünf von Frey Haaren. Hinweis: Die erforderliche, um die Haare zu biegen ist 0.015 g, 0.127 g, 0.217 g, 0.745 g und 2.150 g. </li><li> Gewöhnen die Ratten zum Beobachtungskäfig und Greifbewegungen für 10 min. Alle 30 Sekunden, den Deckel öffnen und sanft berühren die Wand des Käfigs mit einem Kunststoffstab. </li><li> Wenn das Tier in einem Sniffing / ohne Bewegungszustand (dh mit vier Pfoten auf dem Boden platziert, weder bewegliche noch eiskalt, aber ausstellenden Schnüffelverhalten), gelten die ersten von Frey Haare innerhalb der Ionen Gebiet in der Nähe der Mitte des vibrissal Pad , auf der behaarten Haut um die mystacial Tasthaare. </li><li> Note die Reaktion des Tieres auf die Stimulation auf eine der folgenden Antwortkategorien 4 gehören. <ol><li> Kategorisieren Sie einen völligen Mangel an Antwort alsScore 0. </li><li> Kategorisieren Sie einen Stimulus Erkennung (dh die Ratte dreht den Kopf in Richtung der anregenden Objekts und die Anregung Objekt wird dann untersucht), wie stand es 1. </li><li> Kategorisieren Sie eine Auszahlung Reaktion (dh., Die Ratte dreht den Kopf langsam oder zieht es zügig nach hinten, wenn die Stimulation angewendet wird, manchmal ein einziges Gesicht zu wischen ipsilateral zur stimulierten Bereich auftritt), wie stand es 2. </li><li> Kategorisieren Sie eine Flucht / Angriff Reaktion (dh., Vermeidet die Ratte weiteren Kontakt mit dem Stimulus-Objekt, entweder passiv, indem sein Körper von der anregenden Aufgabe, eine kauernde Stellung gegen die Käfigwand übernehmen, oder aktiv durch Angriffe auf die Stimulus-Objekts, indem Beißen und packte Bewegungen) als Partitur 3. </li><li> Kategorisieren asymmetrische Gesicht Pflege (dh, zeigt der Ratte eine ununterbrochene Reihe von mindestens drei Gesichtswasch Striche zu der stimulierten Gesichtsbereich gerichtet ist) als Partitur 4. </li><li> Innerhalb jedes Tier, gelten stimuli in aufsteigender Reihenfolge der Intensität. Nachdem ein Stimulusintensität an einer Seite aufgebracht worden ist, es auf der anderen Seite, bevor sie zu dem nächsten Stimulusintensität. Zufälliger Reihenfolge, in welcher die ipsilateralen und kontralateralen Seiten stimuliert werden. Beachten Sie, dass das Tier muss in einem Sniffing / ohne Bewegungszustand vor jeder Stimulation. </li></ol></li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Jensen, T. S., Gottrup, H., Sindrup, S. H., Bach, F. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+clinical+picture+of+neuropathic+pain.">The clinical picture of neuropathic pain.</a> Eur J Pharmacol. 429 (1-3), 1-11 (2001).</li><li>Meyer Rosberg, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuropathic+pain+a+multidimensional+burden+for+patients.">Neuropathic pain a multidimensional burden for patients.</a> Eur J Pain. 5 (4), 379-389 (2001).</li><li>Meyer Rosberg, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+the+SF+36+and+Nottingham+Health+Profile+in+patients+with+chronic+neuropathic+pain.">Comparison of the SF 36 and Nottingham Health Profile in patients with chronic neuropathic pain.</a> Eur J Pain. 5 (4), 391-403 (2001).</li><li>Vos, B. 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S., Crager, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=What+should+we+be+measuring+in+behavioral+studies+of+chronic+pain+in+animals.">What should we be measuring in behavioral studies of chronic pain in animals.</a> Pain. 112 (1-2), 12-15 (2004).</li><li>Backonja, M. 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L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+bilateral+trigeminal+constriction+injury+using+an+operant+facial+pain+assay.">Characterization of bilateral trigeminal constriction injury using an operant facial pain assay.</a> Neuroscience. 224, 294-306 (2012).</li><li>Anderson, E. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+the+Operant+Orofacial+Pain+Assessment+Device+(OPAD)+to+Measure+Changes+in+Nociceptive+Behavior.">Use of the Operant Orofacial Pain Assessment Device (OPAD) to Measure Changes in Nociceptive Behavior.</a> J Vis Exp. (76), 50336 (2013).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Der interessanteste Aspekt des Ionen CCI-Modell ist, dass es ein einzigartiges Maß für spontane, nicht-evozierte (neuropathischer) Schmerzen. Die meisten Tierstudien von neuropathischen Schmerzen, mit Spinalnerven Modellen, die ausschließlich Adresse nozifensiven Verhaltensweisen (z. B. Lautäußerungen und Entzug Reaktionen), was auf Überempfindlichkeit gegen mechanische oder thermische Reize 12. , Ist der Chef der klinischen Beschwerden bei Patienten jedoch andauernden Schmerz, nicht Hyperalgesie oder Allodynie 13. Die vorliegende Artikel beschreibt zwei Maßnahmen von neuropathischem Schmerz folgenden Ionen CCI, isoliert Gesicht Pflege (spontane Schmerzen) und Reaktionsfähigkeit von Frey Haare Stimulation (mechanischer Allodynie). Andere Maßnahmen von neuropathischem Schmerz Verhalten folgenden Ionen CCI auch an anderer Stelle beschrieben, dh thermische Hyperalgesie 14 und Kälteallodynie 15. Außerdem neu entwickelten Methoden der orofazialen Schmerzbeurteilung wie die oderderasse Schmerzbeurteilungseinrichtung (OPAD) 16-17 oder eine Mahlzeit Dauer als ein Maß der orofazialen nozizeptiven Reaktionen 18, könnte sich als wertvolle Maßnahmen der Schmerzen nach der Ionen CCI sein. Der vorliegende Artikel beschreibt eine intraOrbital Annäherung an das Ion. Beachten Sie, dass zwei andere Ansätze, dh eine periphere Ansatz über einen Schnitt in die behaarter Haut kaudal der vibrissal Pad und einer intraoralen Ansatz, sind ebenfalls möglich. Obwohl die peripheren Ansatz ist bei weitem die einfachste Technik, hat der innerOrbital Ansatz den klaren Vorteil, dass die Feinmuskulatur, die vibrissal Bewegungen intakt und vielleicht sogar noch wichtiger steuert, einen Einschnitt in das Gebiet der verletzten Nerven gewickelten vermeidet es das kann ernsthaft behindern sensorische Prüfung in dieser Region. Andere Autoren haben erfolgreich die intraorale Ansatz 14 angelegt. Aber der enge Kontakt zwischen der Bauchseite des Ion und einem Knochenleiste am ventralen Ende des MAXILlary Knochen macht die intraorale Ansatz scheint komplizierter zu uns und operativ herausfordernde als die intra-Orbital-Ansatz. In Anbetracht der Nähe des Operationsfeldes zur Mündung der Ratte, Anästhesie über ip Injektion (ic Pentobarbital) wurde über Inhalationsnarkose (zB Isofluran) ausgewählt. Angesichts der Nachteile von Pentobarbital wie Risiko der Überdosierung, Atemdepression, Anhäufung von Fluiden in der oberen Atemwege, anderen Anästhetika oder Inhalationsanästhesie über einen Gasnarkosemaske für stereotaktischen Rahmen, in Betracht. Unserer Erfahrung nach sorgfältiger Dosierung, rechtzeitige Gabe von Atropin, sobald das Tier betäubt wird (auch teilweise), ordnungsgemäße Wartung der Körpertemperatur, und Absaugen von Flüssigkeiten aus der oberen Atemwege minimiert die Risiken mit Pentobarbital verbunden. Variabilität zwischen Ionen CCI-Ratten in einer Menge vonGesicht Putzverhalten kann ziemlich hoch sein. In jüngerer Zeit hat es sich gezeigt, dass ein Teil dieser Variabilität kann durch Beobachten Ratten häufiger 9 beseitigt werden. Zweimal täglich Beobachtungen deutlich erhöht die statistische Aussagekraft, die Verringerung der Zahl der Tiere erforderlich. Antworten auf von Frey Haare Stimulation des Ionen Gebiet werden nach einer Reihe von Rangordnung beschreibenden Antwortkategorien (vgl oben) kategorisiert. Es kann als Nachteil angesehen, dass die Daten nichtparametrisch analysiert und durch nicht-parametrische Maße der zentralen Tendenz (zB Median) und der Veränderung (zB interquartiles) dargestellt werden kann. Es wurde argumentiert, dass die Ergebnisse der parametrische Analyse zeigen eine sehr gute Übereinstimmung mit denen von nicht-parametrische Analyse und dass die mittlere Partituren nicht um die Auswirkungen der experimentellen Bedingungen auf Antwort Partituren 10 in geeigneter Weise zu visualisieren. Die Hauptanwendungen des Ionen CCI-Modell sind in der pharmacological Prüfung von bestehenden oder neu entwickelten Analgetika, die Entwicklung neuer therapeutischer Strategien und die Untersuchung der pathophysiologischen Mechanismen bei der Entwicklung und Wartung von (Trigeminus) neuropathische Schmerzen beteiligt.

Schäden an somatosensorischen Nerven führt häufig zu Verlust der Empfindung. Es ist nicht gut verstanden, warum und wie in einigen Fällen führt die periphere Nervenschädigungen, chronische Schmerzen. Als Ergebnis bleibt schmerzhafte Neuropathien eine schwierige Bedingung zu behandeln 1 und führen zu erheblichen Verringerungen der Lebensqualität 2-3 Patienten. Tiermodelle sind ein wichtiges Werkzeug, um die Wirksamkeit von bestehenden und neuen Medikamenten zu prüfen und die pathophysiologischen Mechanismen der Entwicklung und Aufrechterhaltung von neuropathischen Schmerzen beteiligt sind. Zu den wichtigsten Herausforderungen für die translationale Schmerzforschung ist die Identifikation und Messung von spontanen Schmerzen bei Tieren (dh physiologische, Verhaltens- oder andere Erscheinungsformen, die das Vorhandensein von Schmerzen bei Tieren, wobei nicht mit Sondierungs Stimulationen, die akut von der Person basalen Zustand überlagert sind herausgefordert werden zeigen, ). Das Gesamtziel dieses Verfahrens ist es, eine chirurgisch herbeiinfraNervenVerletzung in einem Ratten, die zur Entwicklung von sowohl spontane führt und evozierte nozifensiven Verhalten, das verwendet werden kann, um die Mechanismen in trigeminal neuropathischen Schmerzen und ihre Behandlung beteiligt studieren. Regie, isoliert Gesicht Pflege ist ein einzigartiges Maß der spontanen neuropathische Schmerzen bei Ratten. Im Anschluss an chronische Verengung Verletzungen (CCI) des N. infraorbitalis (Ion), Ratten zeigen Veränderungen in der Spontanverhalten und in Reaktion auf taktile Stimulation, die indikativ für anhaltende Schmerzen und mechanischer Allodynie 4 sind. Nach der Ionen CCI, Ratten zeigen eine erhöhte und asymmetrische Gesicht Pflege Aktivität, dh mit Gesicht zu waschen Striche vor allem auf die Nerven verletzt IoN Gebiet ausgerichtet. Im Gegensatz zu den schädlichen Stimulation des Gesichts (zB Formalin-Injektion) 5, nicht schmerzhafte sensorische Störungen (dh einseitige vibrissae Clipping, Narkose N. infraorbitalis Blockade Anwendung von Mineralöl auf VIBRISSAE) nicht oder nur sehr kurz (dh die ersten Minuten nach dem Beginn) induzieren eine signifikante Veränderung der Gesichtspflegeverhalten 6. Daraus wurde geschlossen, dass dieses abnorme Körperpflege nach dem Ionen CCI ist eine Verhaltens Manifestation der spontanen, stark aversive Empfindungen im verletzten Nervengebiet. Dieses Verhalten in Ionen CCI-Ratten trägt starke Ähnlichkeit mit bei Patienten beobachtet, die spontane Schmerzen. Weitere Studien haben einen wichtigen Unterschied zwischen Gesicht Pflege Verhalten, das Teil eines allgemeineren Körperpflegeverhalten identifiziert (dh &quot;Gesicht Pflege während der Körper Grooming&quot;), die durch Ionen CCI weitgehend unberührt bleibt, und nozifensiven Gesicht Pflege, dass weder voran noch gefolgt von Körperpflege (dh &quot;isoliert Gesicht Grooming&quot;), die nach dem Ionen CCI 7-9 deutlich erhöht wird. Pharmakologisch, gesicht grooming während Körper Pflege bildet eine ausgezeichnete Kontrollmessung für nicht-spezifische Arzneimittelwirkungen ( <em&gt; zB Sedierung), die Motorfunktion beeinträchtigen können. Bewegungen der Vorderbeine in den zwei Arten von Gesichts Grooming genau gleich sind. Nach der Ionen CCI, Ratten auch Veränderungen aufweisen als Reaktion auf taktile Stimulation, die indikativ für mechanischer Allodynie 4, 10 sind. In der ersten Woche (n) nach dem Ionen CCI, Ratten nicht mehr zu leichten oder mittelschweren taktile (dh von Frey antworten ) Reize. Diese hyporesponsive wird dann abrupt durch eine extreme Überempfindlichkeit, wodurch auch sehr schwache Reizstärken provozieren nozifensiven Verhalten ersetzt. Der Beginn der Überempfindlichkeit kann zwischen Ratten variieren, aber die meisten Ratten haben sich nach drei bis vier Wochen nach der Operation hyper.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Chromic catgut</td>
			<td>Dynek&#160;</td>
			<td>CG504</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nembutal&#160; (pentobarbital)</td>
			<td>Pharmacy</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atropine</td>
			<td>Pharmacy</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clippers for small animals - Favorita II</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>GT104</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotaxic instrument</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51600</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmic ointment (Liposic)</td>
			<td>Pharmacy</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Homeothermic monitor system</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>PY8 50-7221-F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton applicator</td>
			<td>Pharmacy</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Precision cotton swab</td>
			<td>Qosina</td>
			<td>10225</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operation microscope</td>
			<td>Kaps</td>
			<td>SOM 62</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont forceps - Micro-blunted tips (#5/45)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11253-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors - blunt tips</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14574-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyester sutures - Mersilene (4-0)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>R871H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital video camera</td>
			<td>Sony</td>
			<td>HDR-CX330E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Semmes-Weinstein Von Frey Aesthesiometer kit</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>58011</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

chronic constriction injury of the rat's infraorbital nerve (ion-cci) to study trigeminal neuropathic pain

Tiermodelle sind wichtige Instrumente, um die Pathophysiologie und Pharmakologie von neuropathischen Schmerzen zu studieren. Dieses Manuskript beschreibt die chirurgische und Verhaltens Verfahren Trigeminus neuropathischen Schmerzen bei Ratten untersucht werden. Um die Spezifität der Trigeminus neuropathischen Schmerzsyndromen gerecht zu werden, wird der N. infraorbitalis (Ion) zu einer chronischen Verengung Verletzungen (CCI) von lose Ligation des Nervenunterzogen. Eine innerOrbital Ansatz wird hier vorgestellt zu entlarven und zu ligieren des Ions in der Augenhöhle. Nach der Ionenbindung, Ratten zeigen spontane Verhaltensveränderungen und in Reaktion auf von Frey Haare Stimulation, die indikativ für chronische Schmerzen und mechanische Allodynie ist. Zwei Phasen in der Entwicklung der Verhaltensänderungen definiert werden. Während der ersten Woche nach Ionen CCI (Phase 1), Ratten zeigen eine erhöhte und asymmetrische Gesicht Pflege Aktivität, dh mit Gesicht zu waschen Striche vor allem auf die Nerven verletzt IoN Gebiet ausgerichtet. Es wird unterschieden zwischen Gesicht gr gemachtooming Verhalten, das Teil eines allgemeineren Körperpflegeverhalten, das durch Ionen CCI weitgehend unberührt bleibt, ist, und Gesicht Pflege, dass weder vorausgeht noch gefolgt von Körper Pflege, die nach Ionen CCI deutlich erhöht wird. Während dieser Zeit wird die Reaktions auf mechanische Stimulation des Ionen Gebiet reduziert. Diese hyporesponsive abrupt durch eine extreme Überempfindlichkeit, wodurch auch sehr schwache Reizstärken provozieren nozifensiven Verhalten (Phase 2) ersetzt. Die phänomenologische Ähnlichkeiten zwischen diesen Verhaltensänderungen und berichteten Anzeichen von Gesichtsschmerzen (dh Reaktionen auf schädliche Stimulation des Gesichts) deuten auf das Vorhandensein Dysästhesie / Parästhesie und mechanischer Allodynie im ligiert IoN Territorium.

Ionen CCI-Ratten zeigen eine starke postoperative Zunahme der Menge an Zeit auf isolierte Gesicht Pflege (Abbildung 1) verbracht. Die Zunahme Spitzen am Ende der ersten postoperativen Woche und dann sinkt in den folgenden Wochen. Neueste Studien haben Gesicht Pflege wesentlich für bis zu drei Wochen erhöht werden gefunden. Gesichtspflegeverhalten in scheinoperierten Ratten ist mehr oder weniger unberührt. Ionen CCI-Ratten zeigen auch, eine fast vollständige Mangel an Reaktionsfähigkeit auf ipsilaterale mechanische Stimulation des Ionen Gebiet während der ersten postoperativen Woche (Abbildung 2). In der nächsten Woche wird dies durch eine Überempfindlichkeit hyporesponsive ersetzt. Das Einsetzen der Hyperreaktivität zwischen Ratten variieren, wie durch die zunehmende und abnehmende Mittelwerte Variation zeigt. Hyperreaktivität Es wurde gefunden, bis zu 120 Tage nach der Operation andauern. Es gibt auch eine kleine Erhöhung der Ansprechbarkeit auf contralaterale mechanische Stimulation in ionen CCI-Ratten, aber es kann kaum statistisch signifikant von der in scheinoperierten Ratten hat. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/53167/53167fig1.jpg" /> . Abbildung 1. Postoperative Veränderungen in isolierten Gesichtspflegeverhalten folgenden Ionen CCI Datenpunkte stellen den Mittelwert (± SEM; n = 12 pro Gruppe) Zeit auf isolierte Gesicht verbracht Grooming (A) und den Mittelwert (± SEM; n = 12 pro Gruppe) Anzahl der isolierten Gesichtspflege Episoden (B) einen Tag vor IoN Chirurgie (pre) und postoperativen Tagen 5-26. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/53167/53167fig2.jpg" /> . Figur 2. Die postoperative Veränderungen in Reaktion auf mechanische Stimulierung folgenden Ionen CCI Die Datenpunkte stellen den Mittelwert (± SEM; n= 12 pro Gruppe) Antwort Score von Frey Haare Stimulation des ligierten IoN Gebiet einen Tag vor IoN Chirurgie (Pre) und postoperativen Tage 4 bis 15 (von Deseure et al 2003 angepasst).

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Chronic Constriction Injury of the Rat's Infraorbital Nerve IoN-CCI to Study Trigeminal Neuropathic Pain

This manuscript describes a rodent model to study trigeminal neuropathic pain. The methods described include surgical procedures to perform a chronic constriction injury of the rat&#8217;s infraorbital nerve and the post-surgical behavioral tests to measure the changes in spontaneous and evoked behavior that are indicative of persistent pain and allodynia.

Chronische Verengung Verletzung des Ratten N. infraorbitalis (Ionen CCI) zu Trigeminal Neuropathischer Schmerz Studieren

Animal models are important tools to study the pathophysiology and pharmacology of neuropathic pain. This manuscript describes the surgical and behavioral ...

chronic-constriction-injury-rat-s-infraorbital-nerve-ion-cci-to-study

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

Chronic Constriction Injury of the Rat's Infraorbital Nerve (IoN-CCI) to Study Trigeminal Neuropathic Pain

19.3K Aufrufe.  University of Antwerp. This manuscript describes a rodent model to study trigeminal neuropathic pain. The methods described include surgical procedures to perform a chronic constriction injury of the rat’s infraorbital nerve and the post-surgical behavioral tests to measure the changes in spontaneous and evoked behavior that are indicative of persistent pain and allodynia. 

Serie: Chronic Constriction Injury of the Rat's Infraorbital Nerve IoN-CCI to Study Trigeminal Neuropathic Pain

Orthotopic Aortic Transplantation: A Rat Model to Study the Development of Chronic Vasculopathy

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant vasculopathy (TVP).
The commonly used animal model for cardiovascular chronic rejection studies is the heterotopic heart transplant model performed in laboratory rodents. This model is used widely in experiments since Ono and Lindsey (3) published their technique. To analyze the findings in the blood vessels, the heart has to be sectioned and all vessels have to be measured.
Another method to investigate chronic rejection in cardiovascular questionings is the aortic transplant model (1, 2). In the orthotopic aortic transplant model, the aorta can easily be histologically evaluated (2). The PVG-to-ACI model is especially useful for CAV studies, since acute vascular rejection is not a major confounding factor and Cyclosporin A (CsA) treatment does not prevent the development of CAV, similar to what we find in the clinical setting (4). A7-day period of CsA is required in this model to prevent acute rejection and to achieve long-term survival with the development of TVP.
This model can also be used to investigate acute cellular rejection and media necrosis in xenogeneic models (5).

This video demonstrates the orthotopic aortic transplant model as a simple model to study the development of transplant vasculopathy (TVP) in rats.

Orthotopen Aorten-Transplantation: Ein Rattenmodell die Entwicklung von chronischen Vaskulopathie Study

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant ...

Forschung

Medizin

The Spared Nerve Injury (SNI) Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

Peripheral neuropathic pain is a severe chronic pain condition which may result from trauma to sensory nerves in the peripheral nervous system. The spared nerve injury (SNI) model induces symptoms of neuropathic pain such as mechanical allodynia i.e. pain due to tactile stimuli that do not normally provoke a painful response [1]. 
The SNI mouse model involves ligation of two of the three branches of the sciatic nerve (the tibial nerve and the common peroneal nerve), while the sural nerve is left intact [2]. The lesion results in marked hypersensitivity in the lateral area of the paw, which is innervated by the spared sural nerve. The non-operated side of the mouse can be used as a control. The advantages of the SNI model are the robustness of the response and that it doesn&#x2019;t require expert microsurgical skills.
The threshold for mechanical pain response is determined by testing with von Frey filaments of increasing bending force, which are repetitively pressed against the lateral area of the paw [3], [4]. A positive pain reaction is defined as sudden paw withdrawal, flinching and/or paw licking induced by the filament. A positive response in three out of five repetitive stimuli is defined as the pain threshold. 
As demonstrated in the video protocol, C57BL/6 mice experience profound allodynia as early as the day following surgery and maintain this for several weeks.

The Spared Nerve Injury SNI Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

The Spared Nerve Injury animal model is described here as a mouse model of peripheral neuropathic pain following partial denervation of the sciatic nerve by lesioning the tibial and common peroneal nerve branches, leaving the remaining sural nerve intact. Behavioral modification resulting from mechanical allodynia is quantified by von Frey filaments.

Die Verschont Nerve Injury (SNI) Modell induzierte mechanische Allodynie in Mäusen

Peripheral neuropathic pain is a severe chronic pain condition which may result from trauma to sensory nerves in the peripheral nervous system. The spared ...

Chronic Constriction of the Sciatic Nerve and Pain Hypersensitivity Testing in Rats

Chronic neuropathic pain, resulting from damage to the central or peripheral nervous system, is a prevalent and debilitating condition, affecting 7-18% of the population1,2. Symptoms include spontaneous (tingling, burning, electric-shock like) pain, dysaesthesia, paraesthesia, allodynia (pain resulting from normally non-painful stimuli) and hyperalgesia (an increased response to painful stimuli). The sensory symptoms are co-morbid with behavioural disabilities, such as insomnia and depression. To study chronic neuropathic pain several animal models mimicking peripheral nerve injury have been developed, one of the most widely used is Bennett and Xie's (1988) unilateral sciatic nerve chronic constriction injury (CCI)3 (Figure 1). Here we present a method for performing CCI and testing pain hypersensitivity.
CCI is performed under anaesthesia, with the sciatic nerve on one side exposed by making a skin incision, and cutting through the connective tissue between the gluteus superficialis and biceps femoris muscles. Four chromic gut ligatures are tied loosely around the sciatic nerve at 1 mm intervals, to just occlude but not arrest epineural blood flow. The wound is closed with sutures in the muscle and staples in the skin. The animal is then allowed to recover from surgery for 24 hrs before pain hypersensitivity testing begins.
For behavioural testing, rats are placed into the testing apparatus and are allowed to habituate to the testing procedure. The area tested is the mid-plantar surface of the hindpaw (Figure 2), which falls within the sciatic nerve distribution. Mechanical withdrawal threshold is assessed by mechanically stimulating both injured and uninjured hindpaws using an electronic dynamic plantar von Frey aesthesiometer or manual von Frey hairs4. The mechanical withdrawal threshold is the maximum pressure exerted (in grams) that triggers paw withdrawal. For measurement of thermal withdrawal latency, first described by Hargreaves et al (1988), the hindpaw is exposed to a beam of radiant heat through a transparent glass surface using a plantar analgesia meter5,6. The withdrawal latency to the heat stimulus is recorded as the time for paw withdrawal in both injured and uninjured hindpaws. Following CCI, mechanical withdrawal threshold, as well as thermal withdrawal latency in the injured paw are both significantly reduced, compared to baseline measurements and the uninjured paw (Figure 3). The CCI model of peripheral nerve injury combined with pain hypersensitivity testing provides a model system to investigate the effectiveness of potential therapeutic agents to modify chronic neuropathic pain. In our laboratory, we utilise CCI alongside thermal and mechanical sensitivity of the hindpaws to investigate the role of neuro-immune interactions in the pathogenesis and treatment of neuropathic pain.

Due to the simplicity of surgery and the robust behavioural outcome, chronic constriction of the sciatic nerve is one of the pre-eminent animal models of neuropathic pain. Within 24 hrs following surgery, pain hypersensitivity is established and can be quantitatively measured using a von Frey aesthesiometer (mechanical test) and plantar analgesia meter (thermal test).

Chronische Verengung des Ischiasnerv und Schmerzen Überempfindlichkeit Testing in Ratten

Chronic neuropathic pain, resulting from damage to the central or peripheral nervous system, is a prevalent and debilitating condition, affecting 7-18% of ...

Breathing-controlled Electrical Stimulation (BreEStim) for Management of Neuropathic Pain and Spasticity

Electrical stimulation (EStim) refers to the application of electrical current to muscles or nerves in order to achieve functional and therapeutic goals. It has been extensively used in various clinical settings. Based upon recent discoveries related to the systemic effects of voluntary breathing and intrinsic physiological interactions among systems during voluntary breathing, a new EStim protocol, Breathing-controlled Electrical Stimulation (BreEStim), has been developed to augment the effects of electrical stimulation. In BreEStim, a single-pulse electrical stimulus is triggered and delivered to the target area when the airflow rate of an isolated voluntary inspiration reaches the threshold. BreEStim integrates intrinsic physiological interactions that are activated during voluntary breathing and has demonstrated excellent clinical efficacy. Two representative applications of BreEStim are reported with detailed protocols: management of post-stroke finger flexor spasticity and neuropathic pain in spinal cord injury.

Breathing-controlled Electrical Stimulation BreEStim for Management of Neuropathic Pain and Spasticity

The purpose is to present a new method, breathing-control electrical stimulation (BreEStim) for management of neuropathic pain and spasticity.

Breathing-gesteuerte elektrische Stimulation (BreEStim) für die Verwaltung von neuropathischen Schmerzen und Spastik

Electrical stimulation (EStim) refers to the application of electrical current to muscles or nerves in order to achieve functional and therapeutic goals. ...

Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition characterized by increased urgency and frequency of urination, as well as nocturia and general pelvic pain, especially upon bladder filling or voiding. Despite years of research, the cause of IC/BPS remains elusive and treatment strategies are unable to provide complete relief to patients. In order to study nervous system contributions to the condition, many animal models have been developed to mimic the pain and symptoms associated with IC/BPS. One such murine model is urinary bladder distension (UBD). In this model, compressed air of a specific pressure is delivered to the bladder of a lightly anesthetized animal over a set period of time. Throughout the procedure, wires in the superior oblique abdominal muscles record electrical activity from the muscle. This activity is known as the visceromotor response (VMR) and is a reliable and reproducible measure of nociception. Here, we describe the steps necessary to perform this technique in mice including surgical manipulations, physiological recording, and data analysis. With the use of this model, the coordination between primary sensory neurons, spinal cord secondary afferents, and higher central nervous system areas involved in bladder pain can be unraveled. This basic science knowledge can then be clinically translated to treat patients suffering from IC/BPS.

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition characterized in part by pelvic pain. In order to study nervous system contributions to the condition, a physiological model of urinary bladder pain is used in mice and rats.

Harnblase Aufdehnung evozierte viszeromotorische Antworten als Modell für Bladder Pain in Mäuse

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

The Sciatic Nerve Cuffing Model of Neuropathic Pain in Mice

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in injured sensory neurons and along the entire nociceptive pathway within the central nervous system. It is usually chronic and challenging to treat. In order to study neuropathic pain and its treatments, different models have been developed in rodents. These models derive from known etiologies, thus reproducing peripheral nerve injuries, central injuries, and metabolic-, infectious- or chemotherapy-related neuropathies. Murine models of peripheral nerve injury often target the sciatic nerve which is easy to access and allows nociceptive tests on the hind paw. These models rely on a compression and/or a section. Here, the detailed surgery procedure for the &#34;cuff model&#34; of neuropathic pain in mice is described. In this model, a cuff of PE-20 polyethylene tubing of standardized length (2 mm) is unilaterally implanted around the main branch of the sciatic nerve. It induces a long-lasting mechanical allodynia, i.e., a nociceptive response to a normally non-nociceptive stimulus that can be evaluated by using von Frey filaments. Besides the detailed surgery and testing procedures, the interest of this model for the study of neuropathic pain mechanism, for the study of neuropathic pain sensory and anxiodepressive aspects, and for the study of neuropathic pain treatments are also discussed.

Neuropathic pain is a consequence of a lesion or disease affecting the somatosensory system. The &#8220;cuff model&#8221; of neuropathic pain in mice consists of the implantation of a polyethylene cuff around the main branch of the sciatic nerve. Mechanical allodynia is tested using von Frey filaments.

Der Ischiasnerv cuffing Modell von neuropathischen Schmerzen bei Mäusen

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in ...

Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury

The goal of this surgical protocol is to expose the facial nerve, which innervates the facial musculature, at its exit from the stylomastoid foramen and either cut or crush it to induce peripheral nerve injury. Advantages of this surgery are its simplicity, high reproducibility, and the lack of effect on vital functions or mobility from the subsequent facial paralysis, thus resulting in a relatively mild surgical outcome compared to other nerve injury models. A major advantage of using a cranial nerve injury model is that the motoneurons reside in a relatively homogenous population in the facial motor nucleus in the pons, simplifying the study of the motoneuron cell bodies. Because of the symmetrical nature of facial nerve innervation and the lack of crosstalk between the facial motor nuclei, the operation can be performed unilaterally with the unaxotomized side serving as a paired internal control. A variety of analyses can be performed postoperatively to assess the physiologic response, details of which are beyond the scope of this article. For example, recovery of muscle function can serve as a behavioral marker for reinnervation, or the motoneurons can be quantified to measure cell survival. Additionally, the motoneurons can be accurately captured using laser microdissection for molecular analysis. Because the facial nerve axotomy is minimally invasive and well tolerated, it can be utilized on a wide variety of genetically modified mice. Also, this surgery model can be used to analyze the effectiveness of peripheral nerve injury treatments. Facial nerve injury provides a means for investigating not only motoneurons, but also the responses of the central and peripheral glial microenvironment, immune system, and target musculature. The facial nerve injury model is a widely accepted peripheral nerve injury model that serves as a powerful tool for studying nerve injury and regeneration.

We present a surgical protocol detailing how to perform a cut or crush axotomy on the facial nerve in the mouse. The facial nerve axotomy can be employed to study the physiological response to nerve injury and test therapeutic techniques.

Facial Nerve Axotomie bei Mäusen: Ein Modell zur Motoneuron Reaktion auf eine Verletzung Studieren

The goal of this surgical protocol is to expose the facial nerve, which innervates the facial musculature, at its exit from the stylomastoid foramen and ...

Subcutaneous Trigeminal Nerve Field Stimulation for Refractory Facial Pain

Chronic or neuropathic trigeminal facial pain can be challenging to treat. Neurosurgical procedures should be applied when conservative treatment fails. Neuromodulation techniques for chronic facial pain include deep brain stimulation and motor cortex stimulation, which are complex to perform. Subcutaneous nerve field stimulation is certified for chronic back pain and is the least invasive form of neuromodulation. We applied this technique to treat chronic and neuropathic trigeminal pain as an individual therapy concept. First, trial stimulation is performed. Subcutaneous leads are placed in the painful trigeminal dermatome under local anesthesia. The leads are connected to an external neurostimulator that applies constant stimulation. Patients undergo a 12 day outpatient trial to assess the effect of the stimulation. Electrodes are removed after the trial. If the patient reports pain reduction of at least 50% in intensity and/or attack frequency, a reduction in medication or increase in quality of life, permanent implantation is scheduled. New electrodes are implanted under general anesthesia and are subcutaneously tunneled to an infraclavicular internal pulse generator. Patients are able to turn stimulation on and off and to increase or decrease the stimulation amplitude as needed.
This technique represents a minimal invasive alternative to other more invasive means of neuromodulation for trigeminal pain such as motor cortex stimulation or deep brain stimulation.

Treating chronic or neuropathic facial pain can be challenging when medical or standard treatment fails. Subcutaneous nerve field stimulation is the least invasive form of neuromodulation and is used for chronic back pain. We applied this technology to treat chronic and neuropathic trigeminal facial pain.

Subkutane Trigeminus-Nerven-Feld-Stimulation für refraktäre Gesichtsschmerzen

Chronic or neuropathic trigeminal facial pain can be challenging to treat. Neurosurgical procedures should be applied when conservative treatment fails. ...

Development of Recombinant Proteins to Treat Chronic Pain

Chronic pain is difficult to treat and new approaches to resolve persistent pain are urgently needed. Anti-inflammatory cytokines are promising candidates for treating debilitating pain conditions due to their capacity to regulate aberrant neuro-immune interactions. However, physiologically they work in a network of various cytokines, and therefore their therapeutic effect may not be optimal when used as stand-alone drugs. To overcome this limitation, we developed a fusion protein of the anti-inflammatory cytokines IL4 and IL10. Here, we describe the methods for production and quality control of IL4-10 recombinant fusion protein and we test the effectiveness of the IL4-10 fusion protein to resolve pain in a mouse model of persistent inflammatory pain.

In this paper we provide details for the methods of production and quality control of an IL4-10 recombinant fusion protein. We also show how to test the effectiveness of this protein to resolve pain in a mouse model of inflammatory pain.

Entwicklung von rekombinanten Proteinen zur Behandlung von chronischen Schmerzen

Chronic pain is difficult to treat and new approaches to resolve persistent pain are urgently needed. Anti-inflammatory cytokines are promising candidates ...

Employing the Forced Oscillation Technique for the Assessment of Respiratory Mechanics in Adults

There is increasing interest in the use of the forced oscillation technique (FOT) or oscillometry to characterize respiratory mechanics in healthy and diseased individuals. FOT, a complementary method to traditional pulmonary function testing, utilizes a range of oscillatory frequencies superimposed on tidal breathing to measure the functional relationship between airway pressure and flow. This passive assessment provides an estimate of respiratory system resistance (Rrs) and reactance (Xrs) that reflect airway caliber and energy storage and dissipation, respectively. Despite the recent increase in popularity and updated Technical Standards, clinical adoption has been slow which relates, in part, to the lack of standardization regarding the acquisition and reporting of FOT data. The goal of this article is to address the lack of standardization across laboratories by providing a comprehensive written protocol for FOT and an accompanying video. To illustrate that this protocol can be utilized irrespective of a particular device, three separate FOT devices have been employed in the case examples and video demonstration. This effort is intended to standardize the use and interpretation of FOT, provide practical suggestions, as well as highlight future questions that need to be addressed.

As the use of forced oscillation technique (FOT) is increasingly utilized to characterize respiratory mechanics, there is a need to standardize methods with respect to nascent technical guidelines and various manufacturer's recommendations. A detailed protocol is provided including FOT assessment and interpretation for two cases to facilitate the standardization of methods.

Einsatz der Forced Oscillation Technique zur Beurteilung der Atemwegsmechanik bei Erwachsenen

There is increasing interest in the use of the forced oscillation technique (FOT) or oscillometry to characterize respiratory mechanics in healthy and ...