Diese Arbeit wurde durch das Ministerium für Wissenschaft und Technologie von Taiwan unter Grantnummer 101-2221-E-002-064-MY3 unterstützt.

1. Herstellung der mikrofluidischen Vorrichtung <ol><li> Verwenden Sie einen grafischen Layout-Software (zB AutoCAD), um den Umriss eines T-Mikrokanal zu ziehen. Für das T-Mikrokanal, sind die beiden Zuführungskanäle 90 um breit und 2500 &amp; mgr; m lang, und der Einmündung Kanal 180 um breit und 3,000 &amp; mgr; m lang. Das Ende jedes Kanals auf einen einzelnen Kreis mit einem Durchmesser von 1.100 &amp; mgr; m. </li><li> Mark &quot;klar&quot; und &quot;dunkel&quot; für die Belichtung und verdeckten Gebiete auf. Für eine negative Photolack (zB SU-8), die Form des T-Mikrokanal ist &quot;klar&quot; und die Umgebung ist &quot;dunkel&quot;. </li><li> Verwenden einen Laser-Mustergenerator mit einer Wellenlänge von 442 nm und einer minimalen Strukturgröße von 2 um, um das Muster der T-Mikrokanal auf einer Chrom-auf-Glas-Fotomaske zu übertragen. </li><li> Verwenden der Photomaske, die ein Substrat (beispielsweise einseitig polierten Siliziumwafer) und einen Permanent Epoxy Photoresist (zB., SU-8), um eine Form durch eine Standard-Lithographieprozesses zu machen. Die Fotolackschicht ist 55,2 &amp; mgr; m dick. Im allgemeinen sollte das Photoresistdicke dünner ist als die Tiefe der Korrelation der Objektivlinse 17-19 sein. </li><li> Verwenden der Form und ein transparentes Material wie Polydimethylsiloxan (PDMS), den T-Mikrokanal 20 herzustellen. </li><li> Zur fluidischen Verbindung mit einem Rohr aus rostfreiem Stahl von 2 mm Außendurchmesser, um Durchgangslöcher zu stanzen, um den kreisförmigen Muster auf den PDMS ausgerichtet sind. </li><li> Behandlung der Oberflächen der PDMS und einem Glasträger mit Sauerstoffplasma bei 60 W für 30 sec. Bringen Sie die PDMS auf den Objektträger. Bei den oxidierten Oberflächen der beiden Materialien schaffen eine starke Bindung. Platzieren der verbundenen PDMS Struktur auf einer heißen Platte für 5 Minuten bei 120 ° C. </li><li> Legen Teflon Rohre in die gestanzten Löcher für fluidische Verbindung. </li></ol> 2. Versuchsaufbau <ol><li> Konstruieren Sie die Mikroschlierensystem von einer Hoffman Modulationskontrastmikroskop durch Entfernen der Schlitzplatte in der vorderen Brennebene des Kondensators und Ersetzen der Modulator mit einer Messerkante in der hinteren Brennebene des 5X Objektiv 3. Die Tiefe der Korrelation, die von der numerischen Apertur der Objektiv 17-19 abhängt, dass es ausreicht, um die gesamte Tiefe der mikrofluidischen Vorrichtung zu bedecken. Die Oberfläche des Messerkante durch anodische Aluminiumoxid geschwärzt, um sein Reflexionsvermögen zu verringern. </li><li> Montieren Sie den High-Speed-Kamera an den Trinokulartubus des Mikroskops über einen C-Mount-Adapter. Haben Sie die Kamera vor der Strahlengang des Mikroskops durch einen Strahlteiler. Schließen Sie die Kamera an einen Desktop-Computer über ein Ethernet-Kabel. Einen Gamma-Korrektur auf 1 für die Kamera, so dass ihre Graustufenanzeige ist proportional zum Eingangsleuchtdichte. </li><li> Schalten Sie die Lichtquelle. Um übermäßige Hitze zu vermeiden, verwenden LED (Licht emittierende Diode) Beleuchtung. </li><li> Verwenden Sie eine Bildverarbeitungssoftware (zB &lt;/ Em&gt; Funktion imread in MATLAB), um die Grauwerte eines erfassten Bildes zu erhalten. Entfernen Sie die Messerschneide, passen Sie die Beleuchtung, die Blende und die Belichtungszeit, so dass die durchschnittliche Graustufen Auslesen des Bildes ist etwa 10% geringer ist als der Maximalwert. Dies bezeichnet die Hintergrundintensität für einen 0% Cutoff und wir verwenden einen Wert von 230 für ein 8-Bit-Bild. </li><li> Setzen Sie die Schneide auf das einfallende Licht vollständig zu blockieren. Erfassen den mittleren Graustufen-Anzeige des Bildes. Dies bezeichnet die Hintergrundintensität für eine 100% Cutoff und der Wert ist etwa 15 für ein 8-Bit-Bild. </li><li> Einstellen der Position der Messerkante, so dass der durchschnittliche Grau Auslesen des aufgenommenen Bildes liegt in der Mitte der Werte für 0% und 100% Cutoff. Jetzt ist der Grad der Cutoff auf 50% festgelegt ist. </li><li> Vorbereitung zwei transparenten Medien mit bekannten Brechungsindizes 21, die miteinander als Bestandteile vollständig mischbar sind. Um die Abhängigkeit der Brechungs ind evaluierenex auf die Konzentration des Gemisches, überprüfen Sie die Literatur 21 oder verwenden Sie die Gladstone-Dale Gleichung 22. Wenn die Kurve nicht linear über den gesamten Bereich, holen andere Fluidkomponenten. Dann wählt eine bestimmte Zusammensetzung unter dem der Brechungsindex der Lösung variiert linear mit der Konzentration. B. verdünnte wässrige Ethanol mit einem Massenanteil von 0,05 und Wasser als Arbeitsflüssigkeiten. </li><li> Setzen Sie den T-Mikrokanal auf dem Probentisch. Ordnen Sie die T-Mikrokanal so mit der Zusammenflusskanal parallel zur Messerkante (Abbildung 1). </li><li> Vorbereitung zwei identische Spritzen: Spritze A mit dem Arbeitsfluid, das als Referenzflüssigkeit (Wasser) dient gefüllt, und die Spritze B ist mit dem anderen Arbeitsfluid (verdünnte wässrige Ethanol) gefüllt. Die Größe der Spritze hängt von der gewünschten Durchflussrate Q und der Spezifikation des Spritzenpumpe: Q = &amp; pgr; d 2 V / 4, wobei d der Innendurchmesser des SYRinge und V die Geschwindigkeit des Kolbens. Strömungspulsationsausgleichsvorrichtung können in der Regel, indem Sie eine kleine Spritze mit 23 V zu erhöhen, verhindert werden. </li><li> Sammle den Auslaß von Fluid aus dem T-Mikrokanal in einem Becherglas. Sicherstellen, dass das Teflon Auslassrohr an die Wand des Becherglases fixiert, und sein Ende ist unterhalb des Flüssigkeitsniveaus in dem Becher, um Vibrationen, die durch Tröpfchen breakoff verursacht würde, zu vermeiden. </li></ol> 3. Kalibrierung <ol><li> Erfassen die Bilder der zwei Flüssigkeiten gemischt und der Referenzbilder. <ol><li> Bei einer gegebenen Reynoldszahl Re, Die Durchflussrate der Spritzenpumpen wird Q. Q von Q = μ (W + D) Re / 4ρ, wobei μ und ρ sind die Viskosität und die Dichte des Arbeitsfluids und W berechnet und D die Breite und Tiefe des Kanals der Mündung T-Mikrokanal verbunden. </li><li> Legen Sie eine Pumpe mit Spritze A und die andere Pumpe mit syringe B. Schließen Sie die beiden Eingänge des T-Mikrokanal über Teflonschlauch Spritze A und Spritze B. Starten Sie die Spritzenpumpen, die Arbeitsfluide in die T-Mikrokanal in gleichen Volumenströme zu liefern. </li><li> Warten Sie, bis stetigen Strom herstellt. Die stetigen Zustand wird durch die Entstehung einer stationären Schlierenmuster definiert. </li><li> Verwenden Sie die Kamera gesteuert Software zu zwanzig Bilder von fluidischen Mischen bei einer Bildrate von 30 Bildern pro Sekunde aufzeichnen. </li><li> Stoppen Sie die Pumpe, die mit Spritze B. geladen Nur Pumpe den Referenzflüssigkeit (Wasser) durch einen Einlass in den Zusammenfluß-Kanal des T-Mikrokanal mit konstanter Geschwindigkeit. </li><li> Warten Sie, bis stetigen Zustand erreicht ist und keine Schlierenmuster beobachtet. </li><li> Verwenden Sie die Kamera gesteuert Software, um das Referenzbild, zu nehmen, wenn kein optischer Inhomogenität in der T-Mikrokanal vorhanden ist. Nehmen zwanzig Rahmen mit einer Bildrate von 30 fps. </li><li> Wiederholen 3.1.1 bis 3.1.7 bei verschiedenen Reynolds-Zahl: Re = 1, 5, 10, 20 und 50, so daß keine komplexe Strömungsstruktur entsteht im Bereich der Einmündung des T-Mikrokanal 24. </li></ol></li><li> Verwenden einer Bildverarbeitungssoftware, das erworbene Bild I (i, j) von der Bezugsbild I 0 (i, j) 25, wobei i und j Pixelindizes teilen. </li><li> Verwenden ein CFD (Computational Fluid Dynamics) Paket zur Simulation Mischen der bezeichneten Flüssigkeiten im T-Mikrokanal. <ol><li> Konstrukt das dreidimensionale Modell für die Geometrie des T-Mikrokanal. Diskretisieren den Strömungsbereich in strukturierten Gittern. Um die Genauigkeit zu erhöhen, verwenden feineres Netz in der Mündung und dem Zentralbereich des T-Mikrokanal. </li><li> Zuordnen, die physikalischen Eigenschaften von Flüssigkeiten und legt die Randbedingungen zur Fließdomäne. Während der Lösungsprozess, bestimmen die konzentrationsabhängigen Diffusionskoeffizienten von dem in der letzten erhaltenen KonzentrationsIteration 26, um die lokale Konzentration zu aktualisieren. </li><li> Untersuchen Sie die Empfindlichkeiten der berechneten Ergebnisse durch Ausführen der Netzstudie 27. </li></ol></li><li> Für jeden Knoten (x i, y i) auf der xy-Ebene, verwenden die CFD Nachbearbeitungswerkzeug auf die Mittelwerte der Konzentration Feld über die Kanaltiefe der Trapezregel annehmen: w (x i, y j) = {Σ k [w (x i, y j, z k) + w (x i, y j, z k + 1)] ∙ (z k + 1 - z k) / 2} / D 28, wobei D die Kanaltiefe. Verwenden Sie das zentrale Differenzierungsschema, um die deriva berechnentive der Konzentration in Bezug auf die Richtung quer zur Strömung (∂ w / ∂ y) i, j = [w (x i, y j + 1) - w (x i, y j -1)] / (y j +1 - y j -1). </li><li> Für positive und negative Steigungen, extrahieren das Verhältnis der Grauwerte I / I 0 (in 3.2 erhalten) und die Steigung der Massenanteil ∂ w / ∂ y (in 3.4 erhalten) an bestimmten Stellen, wie beispielsweise y = 0 (Mittellinie, in Strömungs Richtung) oder verschiedene gegebene x (Richtung quer zur Strömung). </li><li> Zeichnen Sie die Ergebnisse und bestimmen die Beziehung zwischen I / I 0 und ∂ w / ∂ y, I / I 0 </sub&gt; = C 1 ∂ w / ∂ y + C 2 (C 1 und C 2 Konstanten sind), mit linearen Regression. </li></ol> 4. Quantifizierung <ol><li> Wiederholen Sie die Schritte 3.1 und 3.2 für das Mischen in der Ziel Mikrofluidikvorrichtung. Die Tiefe des Ziel Mikrofluidikvorrichtung sollte gleich oder nahe dem von der T-Mikrokanal ist. Wenn unsicher Phänomen zu erwarten ist, erwerben Sie einen Videoclip (Bildfolge) im Schritt 3.1.4 statt. Die Framerate sollte hoch genug sein, um die Dynamik der Übergangsstrom eindeutig zu lösen, während die Belichtungszeit mit dem in 2.4, 2.5, 3.1.4 und 3.1.7 als Wert benutzt. </li><li> Verwenden der Beziehung in Schritt 3.6 erhalten werden, um das Verhältnis der Grauwerte der Steigung der Massenanteil in der Zielmikrofluidvorrichtung zu konvertieren. </li></ol>

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Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Für fluidische Mischen in einer mikrofluidischen Vorrichtung, die Mikroschlierentechnik in der Lage, das Ausmaß der Konzentrationsgradient durch Quantifizieren Änderung der Lichtintensität zu messen. Weil das Prinzip dieser Methode beruht auf der Erfassung der Wechsel der Lichtausbreitung, die Arbeitsfluide und die Mikrofluidik-Vorrichtung haben den einfallenden Lichts zu sein. Zusätzlich kann das Protokoll eine lineare Beziehung zwischen dem Brechungsindex der Lösung und ihre Zusammensetzung so dass vorläufige Beurteilung der Arbeitsfluide wesentlich. Neben wässrigen Ethanollösung hier gezeigt, ist im Mikroschlierentechnik erfolgreich an Salzgradient 29 und 30 messen solutocapillary Konvektion angewendet. Für genaue Messungen, Blendenbereich, Beleuchtungsstärke, Belichtungszeit, Objektiv und Mikrokanaltiefe in der Kalibrierung verwendet werden, müssen identisch mit denen in der Quantifizierungsverfahren verwendet werden. Darüber hinaus weist die Tiefe von Korrelations der Objektivlinse ausreichend groß, um die gesamte Tiefe der mikrofluidischen Vorrichtung zu decken. Der Kalibrierungsvorgang des Mischens in der T-Mikrokanal ist der wichtigste Schritt bei der genauen Quantifizierung von Mikroschlierentechnik. Für eine erfolgreiche Umsetzung des vorgeschlagenen Verfahrens, müssen die Benutzer den Schlauchanschluss richtig auszurichten, nutzen eine kleine Spritze oder Pneumatik für Flüssigkeitsabgabe zu vermeiden Stromschwingung 23, verwenden Sie eine LED-Lichtquelle, um überschüssige Wärme zu verringern, führen Sie die Kalibrierung bei niedrigen Reynolds-Zahlen 24, und legen Sie die Mikrofluidik-Vorrichtung in den Fokus auf höherwertige optische Effekte 31 zu beseitigen. Die niedrigsten messbaren Gradienten (helles Muster, ∂ w / ∂ y &lt;0) ist mit dem Dynamikbereich der Kamera verbunden ist, während die höchsten messbaren Gradienten (Dunkel-Muster, ∂ w / ∂ y&gt; 0) ist erreicht, wenn die Messerschneide vollständig blockiert das abgelenkte Licht. Um eine breite Palette von Konzentrationsgradienten zu erkennen, ist eine hohe ISO-Wert so lange, wie Unterbelichtung oder Überbelichtung tritt nicht vorteilhaft. Die Nachweisgrenze, unterhalb derer die Mikroschlierensystem nicht zu unterscheiden, hängt von der minimalen Intensitätsänderung, die die Kamera in der Lage, zu lösen. Die minimale Intensitätsänderung wird durch den Grad der Lärm und das Niveau der Farbabstufung eingeschränkt. Somit wird eine hochempfindliche Kamera mit großer Farbtiefe für Low-Signal Anwendung gewünscht. Die Bedeutung der Mikroschlierentechnik ist zwei Falten; Einerseits ermöglicht sie instationären Vollfeldmessungen in Echtzeit mit einer einfachen optischen Anordnung. Andererseits ist es nicht-invasiv, so dass keine Fremdkörper eingeführt wird, um das Strömungsfeld zu stören. Weil Mikroschlierentechnik erzeugt zweidimensionale Projektion des dreidimensionalen Inhomogenität in einem microfluidic Vorrichtung komplexen Misch Phänomen, das durch bestehende Verfahren verschleiert bleibt deutlich zu erkennen ist. Zukünftige Anwendungen dieser Technik umfassen Quantifizierung Konzentrationsgradienten während eines elektrochemischen Verfahrens oder Bestimmen Nährstoff Gradienten mikrobiellen Chemotaxis in einer Mikrofließumgebung zu studieren.

Fluidmisch ist ein wichtiges Problem, das bei vielen industriellen Prozessen und biologischen Systemen zu finden ist. Mit dem Aufkommen der Mikrofluidik, Mischen in Mikro hat viel Aufmerksamkeit durch seine Herausforderung in Diffusions Herrschaft unter den Massentransportmechanismen gebracht. Seit Gestaltung einer effektiven Mikromischer erforderlich quantitative Validierung wurden verschiedene Messmethoden entwickelt, 5-7. Dennoch ist die dreidimensionale Struktur, die üblicherweise in effiziente Mikromischer 5 gefunden wird, fordert eine genauere Darstellung der Konzentration Feld, das die gemeinsamen Messtechniken nicht zu liefern. Durch die Begrenzung des Betrachtungswinkels 8 oder Reaktionskinetik 6 können die vorgenannten Verfahren irreführenden Ergebnissen, die nicht richtig weiß für die Homogenität der Mischung Konto herzustellen. Für optisch transparente Flüssigkeiten Mischen in optisch transparenten Mikrostrukturen, Mikroschlierentechnik 3,9-14 </sup&gt; bietet eine attraktive Alternative zu analysieren Misch Inhomogenität. In der Vergangenheit hat die Mikroschlierentechnik wurden meist verwendet, um kompressible Strömung 9-13, 15 oder Phasengradient 16 sichtbar zu machen. Microscale Schlierentechnik profitiert von einer einfachen optischen Aufbau und eine hohe Empfindlichkeit und ermöglicht nicht nur die nicht-invasive Untersuchung der spezifischen Strömungs Funktion, die optische Störung verursacht, sondern ist für die Verwendung bei der Beurteilung der Misch gut geeignet. In diesem Papier, konstruieren wir die Mikroschlierensystem durch Einführen eines Messers Schneide in der hinteren Brennebene des Objektivs eines Mikroskops, beschreiben ein Kalibrierungsverfahren zur quantitativen Analyse zu realisieren, und berichten über einen Validierungsmessung in einem mikrofluidischen Oszillator 4. Messungen zu implementieren, werden die Arbeitsfluide geeignet ausgewählt, so dass der Brechungsindex der gemischten Fluide variiert linear mit der Zusammensetzung und der Dicke des Targets mikrofluidische Vorrichtung mit der auf iste in der Kalibrierung verwendet. Neben Spezieskonzentration können Mikroschlierentechnik ausgedehnt werden, um die Steigung der anderen skalare Größe, die linear auf den Brechungsindex, wie die Temperatur oder Salzgehalt korreliert ist, zu messen.

<table><tbody><tr><td>Permanent Epoxy Negative Photoresist</td><td>MicroChem</td><td>SU-8 2150</td><td></td></tr><tr><td>single side polished silicon wafer</td><td>Light Technology</td><td>S4W1PP5SABUP1</td><td>p-type, &lt;br /&gt;diameter: 100&amp;plusmn;0.5 mm, thickness: 525&amp;plusmn;25 mm, orientation: (1 0 0)</td></tr><tr><td>syringe pump</td><td>kdScientific</td><td>kds210</td><td></td></tr><tr><td>syringe, &lt;em&gt;i.e.&lt;/em&gt; 10 ml</td><td>Terumo</td><td>SS-10L2138</td><td></td></tr><tr><td>Hoffman modulation contrast microscope</td><td>Leica Microsystems</td><td>DM IL LED</td><td></td></tr><tr><td>5X objective lens</td><td>Leica Microsystems</td><td>N PLAN</td><td>NA = 0.12</td></tr><tr><td>knife-edge</td><td></td><td></td><td>custom made part</td></tr><tr><td>camera, &lt;em&gt;i.e.&lt;/em&gt; high speed</td><td>Integrated Design Tools</td><td>NX7-S1</td><td></td></tr><tr><td>C-mount adapter HC 0.63x</td><td>Leica Microsystems</td><td>541537</td><td></td></tr><tr><td>camera operating software</td><td>Integrated Design Tools</td><td>MotionPro X Studio 2.02.01</td><td></td></tr><tr><td>polydimethylsiloxane (PDMS)</td><td>Dow Corning</td><td>Sylgard-184 silicone elastomer kit</td><td></td></tr><tr><td>Teflon tubing, &lt;em&gt;i.e.&lt;/em&gt; O.D. x I.D. 1/16 in. x 0.031 in.</td><td>Supelco</td><td>58700-U</td><td></td></tr><tr><td>micro glass slide</td><td>Matsunami Glass</td><td>S2215</td><td></td></tr><tr><td>hot plate</td><td>Yeong-Shin</td><td>HP-303DN</td><td></td></tr><tr><td>distilled water, &lt;em&gt;i.e.&lt;/em&gt; HPLC grade</td><td>Alps Chemicals</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ethyl alcohol, &lt;em&gt;i.e.&lt;/em&gt; reagent grade</td><td>Nihon Shiyaku Reagent</td><td>EA448652</td><td></td></tr><tr><td>image processing software</td><td>Mathworks</td><td>MATLAB R2009a</td><td></td></tr><tr><td>computational fluid dynamics package</td><td>ESI group</td><td>CFD-ACE+ 2008</td><td></td></tr></tbody></table>

analyzing mixing inhomogeneity in a microfluidic device by microscale schlieren technique

In diesem Papier präsentieren wir die Verwendung von Mikroschlierentechnik zu messen Mischen Inhomogenität in einer mikrofluidischen Vorrichtung. Die Mikroschlierensystem wird aus einer Hoffman Modulationskontrast-Mikroskop, die einen einfachen Zugang zu der hinteren Brennebene der Objektivlinse ermöglicht, durch Entfernen der Schlitzplatte und Ersetzen der Modulator mit einer Schneide ausgebildet ist. Das Arbeitsprinzip der Mikroschlierentechnik beruht auf dem Nachweis Lichtablenkung durch eine Variation des Brechungsindex hervorgerufen 1-3. Der abgelenkte Licht entweder entweicht oder durch die Messerschneide behindert, um eine helle oder eine dunkle Band zu produzieren sind. Wenn der Brechungsindex der Mischung variiert linear mit der Zusammensetzung, ist die lokale Änderung der Lichtintensität in der Bildebene proportional zum Konzentrationsgradienten senkrecht zu der optischen Achse. Der Mikroschlierenbild ergibt eine zweidimensionale Projektion des gestörten Licht durch dreidimensionale Inhomogenitäten erzeugt. Eine quantitative Analyse zu bewerkstelligen, beschreiben wir ein Kalibrierungsverfahren, das zwei Fluide in einem T-Mikrokanal mischt. Wir führen eine numerische Simulation, um den Konzentrationsgradienten in der T-Mikrokanal, der eng mit dem entsprechenden Bildmikroschlieren korreliert zu erhalten. Im Vergleich dazu wird eine Beziehung zwischen den Graustufen-Auslesungen der Mikroschlierenbild und den Konzentrationsgradienten in einer mikrofluidischen Vorrichtung dargestellt aufgebaut. Unter Verwendung dieser Beziehung ist es uns möglich, die Misch Inhomogenität von assoziierten Bildmikroschlieren mit Messungen in einem mikrofluidischen Oszillator 4 analysiert und zeigen die Fähigkeit des Mikroschlierentechnik. Für optisch transparente Flüssigkeiten ist im Mikroschlierentechnik ein attraktives Diagnosewerkzeug, zum momentanen Vollfeld-Information, die die dreidimensionalen Merkmale des Mischprozesses beibehält.

Die Graustufenverhältnis I / I 0 unter verschiedenen Reynolds-Zahl für die positiven und negativen Steigungen Massenanteil wird mit einem symmetrischen Band in der Mitte des T-Mikrokanal auftretenden dargestellt (Abbildung 2). Bei niedrigen Reynolds-Zahl ist der Schwanz des Schlieren Band erweitert und verschwommen aufgrund der Streuung durch die Misch Schnittstelle. Wie die Reynolds-Zahl erhöht, verkürzt die Diffusionslänge auf einen engeren Band führt. An verschiedenen Orten stromabwärts, die Änderungen der Intensitätsänderung &amp; Delta; I / I 0 entlang der Richtung quer zur Strömung quantitativ dargestellt (Abbildung 3). Die Ergebnisse der Kalibrierung sind dargestellt (4A und 4B). Die Beziehung zwischen I / I 0 und ∂ w / ∂ y ist linear und unabhängig von der Reynolds number. Aus der Regressionsanalyse, I / I 0 = -110 ∂ w / ∂ y + 1,03 für ∂ w / ∂ y&gt; 0 und I / I 0 = -160 ∂ w / ∂ y + 0,83 für ∂ w / ∂ y &lt;0 , ∂ w / ∂ y ist in &amp; mgr; m -1. Die relativen Unsicherheiten ± 3,8% bis ± 3,2% in 4A bzw. 4B. Die Nachweisgrenze ist erreicht, an dem die Datenpunkte ausgleichen. Es wird darauf hingewiesen, dass die Abweichung in den Steigungen der positiven und negativen Gradienten ist nicht ungewöhnlich, 3. Unter Verwendung dieser Gleichungen ist die Variation der Massenanteil Steigung mit der Zeit in einem mikrofluidischen Oszillator 4 zu sehen (Abbildung 5). Das Mischungs Schnittstelle ist im Hohlraumbereich abgelenkt und Strömungsinstabilität commences. Dieses Video Figur zeigt deutlich die oszillierende Art der Strömung in der Mikrofluidoszillator und demonstriert die Fähigkeit des Mikroschlierentechnik, um die zeitaufgelöste Vollfeld Konzentrationsgradienten in einer mikrofluidischen Vorrichtung zu erfassen. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/52915/52915fig1.jpg" /> Abbildung 1. Schematische Darstellung des optischen Aufbau. Die Ausrichtung des Messers Schneide erzeugt ein dunkles Band mit einem positiven Gradienten des Brechungsindex. Das Licht strahlt in Richtung des zunehmenden Brechungsindex aufweist. Da die Objektivlinse invertiert das Bild, die Blockierung der - y Region schirmt den verzerrten Licht und erzeugt ein dunkles Band. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/52915/52915fig2.jpg" /> Abbildung 2. Verhältnis der Graustufenanzeigen zum Mischen in der T-Mikrokanal unde<html> r unterschiedliche Strömungskonfiguration. Positive und negative Steigungen resultieren in dunklen und hellen Streifen auf. Da die Reynoldszahl zunimmt, wird das Band konzentrierter. <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/52915/52915fig3.jpg" /> Abbildung 3. Die Variation der Intensitätsänderung entlang der Richtung quer zur Strömung sowohl für positive als auch negative Steigungen. Re = 1 und Re = 5. <img alt="Figur 4" src="/files/ftp_upload/52915/52915fig4.jpg" /> Abbildung 4. Beziehung zwischen dem Gradienten der Massenanteil und der Graustufen-Verhältnis. Für positive und negative Steigungen, variiert Graustufenverhältnis linear mit dem Massenanteil Gradienten. 915 / 52915fig5.jpg &quot;/&gt; <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52915/52915fig5.mp4" target="_blank">Abbildung 5 (Video Abbildung).</a> Entwicklung der Massenanteil Gradienten in einem mikrofluidischen Oszillator bei Re = 250. Das Mischverhalten durch Stromschwingung wird erfolgreich von Mikroschlierentechnik erfasst.

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Analyzing Mixing Inhomogeneity in a Microfluidic Device by Microscale Schlieren Technique

Herein, we describe a procedure that employs microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. Through calibration, distribution of concentration gradient can be derived from the micro-schlieren image.

Analyse von Misch Inhomogenität in einer mikrofluidischen Vorrichtung von Microscale Schlieren Technik

In this paper, we introduce the use of microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. The microscale schlieren ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Bioengineering

8.9K Aufrufe.  National Taiwan University. Herein, we describe a procedure that employs microscale schlieren technique to measure mixing inhomogeneity in a microfluidic device. Through calibration, distribution of concentration gradient can be derived from the micro-schlieren image. 

Serie: Analyzing Mixing Inhomogeneity in a Microfluidic Device by Microscale Schlieren Technique

Fabrication, Operation and Flow Visualization in Surface-acoustic-wave-driven Acoustic-counterflow Microfluidics

Surface acoustic waves (SAWs) can be used to drive liquids in portable microfluidic chips via the acoustic counterflow phenomenon. In this video we present the fabrication protocol for a multilayered SAW acoustic counterflow device. The device is fabricated starting from a lithium niobate (LN) substrate onto which two interdigital transducers (IDTs) and appropriate markers are patterned. A polydimethylsiloxane (PDMS) channel cast on an SU8 master mold is finally bonded on the patterned substrate. Following the fabrication procedure, we show the techniques that allow the characterization and operation of the acoustic counterflow device in order to pump fluids through the PDMS channel grid. We finally present the procedure to visualize liquid flow in the channels. The protocol is used to show on-chip fluid pumping under different flow regimes such as laminar flow and more complicated dynamics characterized by vortices and particle accumulation domains.

In this video we first describe fabrication and operation procedures of a surface acoustic wave (SAW) acoustic counterflow device. We then demonstrate an experimental setup that allows for both qualitative flow visualization and quantitative analysis of complex flows within the SAW pumping device.

Fabrication, Operation and Flow Visualization in Oberflächenschallwellen-wave-driven Acoustic-Gegenstrom Mikrofluidik

Surface acoustic waves (SAWs) can be used to drive liquids in portable microfluidic chips via the acoustic counterflow phenomenon. In this video we ...

Forschung

Ingenieurwesen

Confocal Imaging of Confined Quiescent and Flowing Colloid-polymer Mixtures

The behavior of confined colloidal suspensions with attractive interparticle interactions is critical to the rational design of materials for directed assembly1-3, drug delivery4, improved hydrocarbon recovery5-7, and flowable electrodes for energy storage8. Suspensions containing fluorescent colloids and non-adsorbing polymers are appealing model systems, as the ratio of the polymer radius of gyration to the particle radius&#160;and concentration of polymer control the range and strength of the interparticle attraction, respectively. By tuning the polymer properties and the volume fraction of the colloids, colloid fluids, fluids of clusters, gels, crystals, and glasses can be obtained9.&#160;Confocal microscopy, a variant of fluorescence microscopy, allows an optically transparent and fluorescent sample to be imaged with high spatial and temporal resolution in three dimensions. In this technique, a small pinhole or slit blocks the emitted fluorescent light from regions of the sample that are outside the focal volume of the microscope optical system. As a result, only a thin section of the sample in the focal plane is imaged. This technique is particularly well suited to probe the structure and dynamics in dense colloidal suspensions at the single-particle scale: the particles are large enough to be resolved using visible light and diffuse slowly enough to be captured at typical scan speeds of commercial confocal systems10. Improvements in scan speeds and analysis algorithms have also enabled quantitative confocal imaging of flowing suspensions11-16,37.&#160;In this paper, we demonstrate confocal microscopy experiments to probe the confined phase behavior and flow properties of colloid-polymer mixtures. We first prepare colloid-polymer mixtures that are density- and refractive-index matched. Next, we report a standard protocol for imaging quiescent dense colloid-polymer mixtures under varying confinement in thin wedge-shaped cells. Finally, we demonstrate a protocol for imaging colloid-polymer mixtures during microchannel flow.

Confocal microscopy is used to image quiescent and flowing colloid-polymer mixtures, which are studied as model systems for attractive suspensions. Image analysis algorithms are used to calculate structural and dynamic metrics for the colloidal particles that measure changes due to geometric confinement.

Die konfokale Bildgebung von Enge und Ruhe Fließende Kolloid-Polymer-Mischungen

The behavior of confined colloidal suspensions with attractive interparticle interactions is critical to the rational design of materials for directed ...

Chemie

Microfluidic Chips Controlled with Elastomeric Microvalve Arrays

Miniaturized microfluidic systems provide simple and effective solutions for low-cost point-of-care diagnostics and high-throughput biomedical assays. Robust flow control and precise fluidic volumes are two critical requirements for these applications. We have developed microfluidic chips featuring elastomeric polydimethylsiloxane (PDMS) microvalve arrays that: 1) need no extra energy source to close the fluidic path, hence the loaded device is highly portable; and 2) allow for microfabricating deep (up to 1 mm) channels with vertical sidewalls and resulting in very precise features.

The PDMS microvalves-based devices consist of three layers: a fluidic layer containing fluidic paths and microchambers of various sizes, a control layer containing the microchannels necessary to actuate the fluidic path with microvalves, and a middle thin PDMS membrane that is bound to the control layer. Fluidic layer and control layers are made by replica molding of PDMS from SU-8 photoresist masters, and the thin PDMS membrane is made by spinning PDMS at specified heights. The control layer is bonded to the thin PDMS membrane after oxygen activation of both, and then assembled with the fluidic layer. The microvalves are closed at rest and can be opened by applying negative pressure (e.g., house vacuum). Microvalve closure and opening are automated via solenoid valves controlled by computer software.

Here, we demonstrate two microvalve-based microfluidic chips for two different applications. The first chip allows for storing and mixing precise sub-nanoliter volumes of aqueous solutions at various mixing ratios. The second chip allows for computer-controlled perfusion of microfluidic cell cultures.

The devices are easy to fabricate and simple to control. Due to the biocompatibility of PDMS, these microchips could have broad applications in miniaturized diagnostic assays as well as basic cell biology studies.

We demonstrate protocols for manufacturing and automating elastomeric polydimethylsiloxane (PDMS)-based microvalve arrays that need no extra energy to close and feature photolithographically defined precise volumes. A parallel subnanoliter-volume mixer and an integrated microfluidic perfusion system are presented.

Mikrofluidik-Chips mit Elastomer-Mikroventil Arrays Controlled

Miniaturized microfluidic systems provide simple and effective solutions for low-cost point-of-care diagnostics and high-throughput biomedical assays.  ...

Biologie

Microfluidic Mixers for Studying Protein Folding

The process by which a protein folds into its native conformation is highly relevant to biology and human health yet still poorly understood. One reason for this is that folding takes place over a wide range of timescales, from nanoseconds to seconds or longer, depending on the protein1. Conventional stopped-flow mixers have allowed measurement of folding kinetics starting at about 1 ms. We have recently developed a microfluidic mixer that dilutes denaturant ~100-fold in ~8 &mu;s2. Unlike a stopped-flow mixer, this mixer operates in the laminar flow regime in which turbulence does not occur. The absence of turbulence allows precise numeric simulation of all flows within the mixer with excellent agreement to experiment3-4.
Laminar flow is achieved for Reynolds numbers Re &le;100. For aqueous solutions, this requires micron scale geometries. We use a hard substrate, such as silicon or fused silica, to make channels 5-10 &mu;m wide and 10 &mu;m deep (See Figure 1). The smallest dimensions, at the entrance to the mixing region, are on the order of 1 &mu;m in size. The chip is sealed with a thin glass or fused silica coverslip for optical access. Typical total linear flow rates are ~1 m/s, yielding Re~10, but the protein consumption is only ~0.5 nL/s or 1.8 &mu;L/hr. Protein concentration depends on the detection method: For tryptophan fluorescence the typical concentration is 100 &mu;M (for 1 Trp/protein) and for FRET the typical concentration is ~100 nM.
The folding process is initiated by rapid dilution of denaturant from 6 M to 0.06 M guanidine hydrochloride. The protein in high denaturant flows down a central channel and is met on either side at the mixing region by buffer without denaturant moving ~100 times faster (see Figure 2). This geometry causes rapid constriction of the protein flow into a narrow jet ~100 nm wide. Diffusion of the light denaturant molecules is very rapid, while diffusion of the heavy protein molecules is much slower, diffusing less than 1 &mu;m in 1 ms. The difference in diffusion constant of the denaturant and the protein results in rapid dilution of the denaturant from the protein stream, reducing the effective concentration of the denaturant around the protein. The protein jet flows at a constant rate down the observation channel and fluorescence of the protein during folding can be observed using a scanning confocal microscope5.

In this work we explain the fabrication and use of a microfluidic mixer capable of mixing two solutions in ~8 &mu;s. We also demonstrate the use of these mixers with spectroscopic detection using UV fluorescence and fluorescence resonance energy transfer (FRET).

Mikrofluidischen Mischern für ein Studium Proteinfaltung

The process by which a protein folds into its native conformation is highly relevant to biology and human health yet still poorly understood. One reason ...

Biotechnik

A Microfluidic Device for Studying Multiple Distinct Strains

The study of cell responses to environmental changes poses many experimental challenges: cells need to be imaged under changing conditions, often in a comparative manner. Multiwell plates are routinely used to compare many different strains or cell lines, but allow limited control over the environment dynamics. Microfluidic devices, on the other hand, allow exquisite dynamic control over the surrounding conditions, but it is challenging to image and distinguish more than a few strains in them. Here we describe a method to easily and rapidly manufacture a microfluidic device capable of applying dynamically changing conditions to multiple distinct yeast strains in one channel. The device is designed and manufactured by simple means without the need for soft lithography. It is composed of a Y-shaped flow channel attached to a second layer harboring microwells. The strains are placed in separate microwells, and imaged under the exact same dynamic conditions. We demonstrate the use of the device for measuring protein localization responses to pulses of nutrient changes in different yeast strains.

We present a simple method to produce microfluidic devices capable of applying similar dynamic conditions to multiple distinct strains, without the need for a clean room or soft lithography.

Einer mikrofluidischen Vorrichtung für ein Studium mehrere verschiedene Stämme

The study of cell responses to environmental changes poses many experimental challenges: cells need to be imaged under changing conditions, often in a ...

Combining Microfluidics and Microrheology to Determine Rheological Properties of Soft Matter during Repeated Phase Transitions

The microstructure of soft matter directly impacts macroscopic rheological properties and can be changed by factors including colloidal rearrangement during previous phase changes and applied shear. To determine the extent of these changes, we have developed a microfluidic device that enables repeated phase transitions induced by exchange of the surrounding fluid and microrheological characterization while limiting shear on the sample. This technique is &#181;2rheology, the combination of microfluidics and microrheology. The microfluidic device is a two-layer design with symmetric inlet streams entering a sample chamber that traps the gel sample in place during fluid exchange. Suction can be applied far away from the sample chamber to pull fluids into the sample chamber. Material rheological properties are characterized using multiple particle tracking microrheology (MPT). In MPT, fluorescent probe particles are embedded into the material and the Brownian motion of the probes is recorded using video microscopy. The movement of the particles is tracked and the mean-squared displacement (MSD) is calculated. The MSD is related to macroscopic rheological properties, using the Generalized Stokes-Einstein Relation. The phase of the material is identified by comparison to the critical relaxation exponent, determined using time-cure superposition. Measurements of a fibrous colloidal gel illustrate the utility of the technique. This gel has a delicate structure that can be irreversibly changed when shear is applied. &#181;2rheology data shows that the material repeatedly equilibrates to the same rheological properties after each phase transition, indicating that phase transitions do not play a role in microstructural changes. To determine the role of shear, samples can be sheared prior to injection into our microfluidic device. &#181;2rheology is a widely applicable technique for the characterization of soft matter enabling the determination of rheological properties of delicate microstructures in a single sample during phase transitions in response to repeated changes in the surrounding environmental conditions.

We demonstrate the fabrication and use of a microfluidic device that enables multiple particle tracking microrheology measurements to study the rheological effects of repeated phase transitions on soft matter.

Kombination von Mikrofluidik und Microrheology während wiederholter Phasenübergänge rheologische Eigenschaften der weichen Materie ermitteln

The microstructure of soft matter directly impacts macroscopic rheological properties and can be changed by factors including colloidal rearrangement ...

One-Step Approach to Fabricating Polydimethylsiloxane Microfluidic Channels of Different Geometric Sections by Sequential Wet Etching Processes

Polydimethylsiloxane (PDMS) materials are substantially exploited to fabricate microfluidic devices by using soft lithography replica molding techniques. Customized channel layout designs are necessary for specific functions and integrated performance of microfluidic devices in numerous biomedical and chemical applications (e.g., cell culture, biosensing, chemical synthesis, and liquid handling). Owing to the nature of molding approaches using silicon wafers with photoresist layers patterned by photolithography as master molds, the microfluidic channels commonly have regular cross sections of rectangular shapes with identical heights. Typically, channels with multiple heights or different geometric sections are designed to possess particular functions and to perform in various microfluidic applications (e.g., hydrophoresis is used for sorting particles and in continuous flows for separating blood cells6,7,8,9). Therefore, a great deal of effort has been made in constructing channels with various sections through multiple-step approaches like photolithography using several photoresist layers and assembly of different PDMS thin sheets. Nevertheless, such multiple-step approaches usually involve tedious procedures and extensive instrumentation. Furthermore, the fabricated devices may not perform consistently and the resulted experimental data may be unpredictable. Here, a one-step approach is developed for the straightforward fabrication of microfluidic channels with different geometric cross sections through PDMS sequential wet etching processes, that introduces etchant into channels of planned single-layer layouts embedded in PDMS materials. Compared to the existing methods for manufacturing PDMS microfluidic channels with different geometries, the developed one-step approach can significantly simplify the process to fabricate channels with non-rectangular sections or various heights. Consequently, the technique is a way of constructing complex microfluidic channels, which provides a fabrication solution for the advancement of innovative microfluidic systems.

Several methods are available for the fabrication of channels of non-rectangular sections embedded in polydimethylsiloxane microfluidic devices. Most of them involve multistep manufacturing and extensive alignment. In this paper, a one-step approach is reported for fabricating microfluidic channels of different geometric cross sections by polydimethylsiloxane sequential wet etching.

One-Step Ansatz zur Herstellung von Polydimethylsiloxan mikrofluidische Kanäle von verschiedenen geometrischen Abschnitte durch sequentielle Nassätzen Prozesse

Polydimethylsiloxane (PDMS) materials are substantially exploited to fabricate microfluidic devices by using soft lithography replica molding techniques. ...

A Microfluidic Platform for Precision Small-volume Sample Processing and Its Use to Size Separate Biological Particles with an Acoustic Microdevice

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. However, to achieve robust sample manipulation it is necessary to address device integration with the macroscale environment. To realize repeatable, sensitive particle separation with microfluidic devices, this protocol presents a complete automated and integrated microfluidic platform that enables precise processing of 0.15&#8211;1.5 ml samples using microfluidic devices. Important aspects of this system include modular device layout and robust fixtures resulting in reliable and flexible world to chip connections, and fully-automated fluid handling which accomplishes closed-loop sample collection, system cleaning and priming steps to ensure repeatable operation. Different microfluidic devices can be used interchangeably with this architecture. Here we incorporate an acoustofluidic device, detail its characterization, performance optimization, and demonstrate its use for size-separation of biological samples. By using real-time feedback during separation experiments, sample collection is optimized to conserve and concentrate sample. Although requiring the integration of multiple pieces of equipment, advantages of this architecture include the ability to process unknown samples with no additional system optimization, ease of device replacement, and precise, robust sample processing.

This protocol describes a system architecture for performing automated small volume (0.15&#8211;1.5 ml) particle separations using a microfluidic device, and discusses methods to optimize acoustofluidic device performance and operation.

Einem mikrofluidischen Plattform für Präzisions-Kleinvolumen Probenbearbeitung und seine Verwendung zur Größe Separate biologische Partikel mit einem Acoustic Microdevice

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. ...

Window on a Microworld: Simple Microfluidic Systems for Studying Microbial Transport in Porous Media

Microbial growth and transport in porous media have important implications for the quality of groundwater and surface water, the recycling of nutrients in the environment, as well as directly for the transmission of pathogens to drinking water supplies. Natural porous media is composed of an intricate physical topology, varied surface chemistries, dynamic gradients of nutrients and electron acceptors, and a patchy distribution of microbes. These features vary substantially over a length scale of microns, making the results of macro-scale investigations of microbial transport difficult to interpret, and the validation of mechanistic models challenging. Here we demonstrate how simple microfluidic devices can be used to visualize microbial interactions with micro-structured habitats, to identify key processes influencing the observed phenomena, and to systematically validate predictive models. Simple, easy-to-use flow cells were constructed out of the transparent, biocompatible and oxygen-permeable material poly(dimethyl siloxane). Standard methods of photolithography were used to make micro-structured masters, and replica molding was used to cast micro-structured flow cells from the masters. The physical design of the flow cell chamber is adaptable to the experimental requirements: microchannels can vary from simple linear connections to complex topologies with feature sizes as small as 2 &mu;m. Our modular EcoChip flow cell array features dozens of identical chambers and flow control by a gravity-driven flow module. We demonstrate that through use of EcoChip devices, physical structures and pressure heads can be held constant or varied systematically while the influence of surface chemistry, fluid properties, or the characteristics of the microbial population is investigated. Through transport experiments using a non-pathogenic, green fluorescent protein-expressing Vibrio bacterial strain, we illustrate the importance of habitat structure, flow conditions, and inoculums size on fundamental transport phenomena, and with real-time particle-scale observations, demonstrate that microfluidics offer a compelling view of a hidden world.

Microfluidic devices can be used to visualize complex natural processes in real time and at the appropriate physical scales. We have developed a simple microfluidic device that mimics key features of natural porous media for studying growth and transport of bacteria in the subsurface.

Fenster an einem Microworld: Einfache mikrofluidische Systeme für Studium Mikrobielle Transport in porösen Medien

Microbial growth and transport in porous media have important implications for the quality of groundwater and surface water, the recycling of nutrients in ...

Polydimethylsiloxane-polycarbonate Microfluidic Devices for Cell Migration Studies Under Perpendicular Chemical and Oxygen Gradients

This paper reports a microfluidic device made of polydimethylsiloxane (PDMS) with an embedded polycarbonate (PC) thin film to study cell migration under combinations of chemical and oxygen gradients. Both chemical and oxygen gradients can greatly affect cell migration in vivo; however, due to technical limitations, very little research has been performed to investigate their effects in vitro. The device developed in this research takes advantage of a series of serpentine-shaped channels to generate the desired chemical gradients and exploits a spatially confined chemical reaction method for oxygen gradient generation. The directions of the chemical and oxygen gradients are perpendicular to each other to enable straightforward migration result interpretation. In order to efficiently generate the oxygen gradients with minimal chemical consumption, the embedded PC thin film is utilized as a gas diffusion barrier. The developed microfluidic device can be actuated by syringe pumps and placed into a conventional cell incubator during cell migration experiments to allow for setup simplification and optimized cell culture conditions. In cell experiments, we used the device to study migrations of adenocarcinomic human alveolar basal epithelial cells, A549, under combinations of chemokine (stromal cell-derived factor, SDF-1&#945;) and oxygen gradients. The experimental results show that the device can stably generate perpendicular chemokine and oxygen gradients and is compatible with cells. The migration study results indicate that oxygen gradients may play an essential role in guiding cell migration, and cellular behavior under combinations of gradients cannot be predicted from those under single gradients. The device provides a powerful and practical tool for researchers to study interactions between chemical and oxygen gradients in cell culture, which can promote better cell migration studies in more in vivo-like microenvironments.

The control of chemical and oxygen gradients is essential for cell cultures. This paper reports a polydimethylsiloxane-polycarbonate (PDMS-PC) microfluidic device capable of reliably generating combinations of chemical and oxygen gradients for cell migration studies, which can be practically utilized in biological labs without sophisticated instrumentation.

Polydimethylsiloxanhaltigen Polycarbonat Mikrofluidiksysteme für Zellmigrationsstudien unter Perpendicular Chemische und Sauerstoff Gradients

This paper reports a microfluidic device made of polydimethylsiloxane (PDMS) with an embedded polycarbonate (PC) thin film to study cell migration under ...