Diese Arbeit wurde durch den Kern Ressource des NIH P30 O&#39;Brien Zentrum (DK 079.337) finanziert.

Ein. Präoperative Vorbereitung <ol><li> Chirurgische Verfahren, egal wie sorgfältig durchgeführt, führen zu erheblichen Belastungen. Um die Auswirkungen von solchen Stress zu minimieren und die Reserven zu maximieren, sollten die Tiere im Vivarium für mindestens 72 Stunden vor Gebrauch 10,11 aufrechterhalten werden. </li><li> Chirurgische Instrumente, Gaze, und Tupfer müssen steril sein. Es ist nicht notwendig, sterile Handschuhe, die lediglich die Spitzen der Instrumente Touch Naht oder operativen Bereich zu verwenden. </li><li> Für die Blutstillung, ist es zwingend notwendig, dass Spannkräfte der minimale notwendig sind. Schäden am Schiff durch übermäßigen Druck oder unsachgemäße Handhabung verursacht Thrombose, was Hinterbein Lähmung, Darm-Ischämie und Tod innerhalb von 24 Stunden. Wir haben gefunden, dass mit Hilfe von Klemmen mit einem Druck von nicht mehr als 2 g / cm 2 beseitigt das Problem. Diese Klemmen sind in Tabelle 1 angegeben. Clamp Drücke sind in den Spezifikationen für Klemmen durch hohe Qualität chirurgischen Instru Nichtveröffentlichungt-Herstellern. Wir haben festgestellt, dass preiswerte Klemmen oder Einweg-Klemmen universell üben zu viel Druck. </li><li> Die Lage der Kollateralen sowie die relativen Positionen der abdominalen Aorta und der Vena cava inferior (IVC) sind Belastungen abhängig. Sie finden auch kleine Variationen zwischen einzelnen Mäusen, insbesondere an der Stelle der kollateralen Gefäßen. </li></ol> 2. Donor Betrieb <ol><li> Mäusen kann mit Isofluran (1,5-2,5% Induktion, 1,0% Wartung in Luft) oder mit Pentobarbital (55-65 mg / kg). Pentobarbital erlegt ein Zeitlimit (bis zu 1,5 h), sondern bietet dem Chirurgen die Möglichkeit des Drehens des Tieres für einen besseren Zugang, wenn gewünscht. Anästhesie Zeit kann bis zu 2 Stunden, indem Sie 2-3 Tropfen des Anästhetikums, wenn sie auf den Darm oder Leber während der Operation notwendig verlängert werden. Ketamin / Xylazin (100 mg / kg Körpergewicht für Ketamin und 7 mg / kg für Xylazin, ip) kann auch von gut ausgebildeten Chirurgen, ca verwendet werdenn den Vorgang abzuschließen innerhalb von 1 bis 1,5 Stunden, aber es hat eine schmalere sicheren Dosisbereich. In den USA hat sich die Verwendung von Pentobarbital geworden problematisch in den letzten Jahren wegen der kurzen Versorgung. Es ist zwingend erforderlich, dass die Tiefe der Anästhesie überwacht, um sicher sein, dass es ausreichend ist. Die Zehe-Pinch-Reflex ist der beste Indikator für ausreichende Tiefe, aber man sollte auch beachten, Atemfrequenz und andere Bewegungen als gut. </li><li> Nach Narkoseeinleitung, verwenden Sie eine Enthaarungscreme Gel oder einen Rasierer, Haare auf der Bauchseite Bauch zu entfernen. </li><li> Montieren Sie das Tier auf dem Operationstisch Board mit Labor-Band, um es in einem gespreizt Position zu halten. Eine metallische Platte Betriebssystem erlaubt die Verwendung von einem Heizkissen unterlegen zu unterstützen Temperatur während der Operation bereitzustellen. Wir manuell steuern die Temperatur des Heizkissens, das ein Consumer-Gerät für den Heimgebrauch handelt. Die Temperatur wird zwischen 35 bis 38 ° gehalten. Die metallische Operating Board ist auch einfach, zwischen Verfahren zu sterilisieren. </li><li>Desinfizieren der Bereich mit einem Desinfektionsmittel wie Chlorhexidin, gefolgt von einer Ethanol waschen. Wiederholen Sie diesen Vorgang dreimal, um ausreichende Desinfektion sicherzustellen. Dadurch werden auch alle restlichen geschnittenen Haar, falls vorhanden. </li><li> Mit einer Schere einen Einschnitt durch den Körper Wand, um die Bauchorgane aussetzen. </li><li> Verwenden Sie ein Wattestäbchen, drücken Sie die Eingeweide an der Seite, um die großen Gefäße des Bauches aussetzen. Die Eingeweide werden auf einem Stück Gaze, die mit warmer Kochsalzlösung benetzt wird, damit es feucht platziert. </li><li> Mit stumpfen Dissektion, sehr sorgfältig sezieren die Bauchaorta weg von dem umgebenden Gewebe. Seien Sie sehr vorsichtig in der Zerlegung des Schiffes von der Vena cava inferior. Es wird eine oder mehrere Verzweigungen, wie die Lendenwirbel Arterie, die sorgfältig abgehoben werden und muss kauterisiert sein. Der Abschnitt der Aorta seziert sollte unterhalb der Nierengefäße und oberhalb der Bifurkation der Aorta in den femoralen Arterien. Dieser Abschnitt kann als Donor-Material für so manches dienens zwei Empfänger, je nachdem wie viele Verzweigungen Schiffen bestehen und die Größe des Spendertier. </li><li> Tie eine Naht gerade unter den Nierenarterien und weitere knapp oberhalb der Bifurkation. Mit einer Schere unterteilen die Aorta, vollständig ausspülen Transplantat mit Kochsalzlösung, die 200 U / ml Heparin. Sehr genau festhalten einem Ende des Gefäßes und tropft die Salzlösung, so dass es durch den Behälter durch die Schwerkraft ausgeführt wird. Lassen Sie sich nicht von Luftblasen durch den Behälter laufen. Behandeln der Enden des Gefäßes so wenig wie möglich beschädigt sonst der Intima kann, was zu Thrombose später. Nehmen Sie es aus dem Feld und sofort legen Sie sie in einen Behälter mit eiskalter Kochsalzlösung. Lassen Sie das Spendertier zu exsanguinate. </li></ol> 3. Empfänger Betrieb <ol><li> Anesthetize das Tier wie oben und tragen Sie eine Enthaarungscreme Gel oder verwenden Sie einen Rasierer, Haare auf dem Bauch zu entfernen. Unmittelbar vor dem Einschnitt verwalten wir eine Dosis von Buprenorphin subkutan mit 0,1 mg / kg bis Analgesie etablieren. </li><li> Mount das Tier auf das OP-Feld durch Labor Band. Das Tier muss an einem warmen Betriebszustand Bühne, die zur Aufrechterhaltung der Körpertemperatur während der Operation montiert werden. </li><li> Bewerben Gentamycin Augensalbe in die Augen zu verhindern, dass sie vor dem Austrocknen. </li><li> Desinfizieren Sie den Bauch, mit einem Ethanol waschen gefolgt. Wiederholen Sie diesen Vorgang dreimal, um ausreichende Desinfektion sicherzustellen. </li><li> Prüfen Sie die Angemessenheit der Narkose noch einmal, bevor Sie mit dem nächsten Schritt. </li><li> Machen Sie einen Medianschnitt durch die Haut und den Körper Wand in zwei Stufen, man aufpassen, nicht auf das Gewebe unter auftreffen. </li><li> Legen Sie eine Spreizer zum Halten der Bauchschnitt offen. Weisen die Schraubenanordnung zum Hinterende, um den Großteil der Klemme zu halten aus dem Weg. </li><li> Befeuchten Sie ein Quadrat von steriler Gaze mit Kochsalzlösung und legen Sie es über den Darm. Vorsichtig mit dem Finger auf die Gaze, legen Sie ein Wattestäbchen in den Darm und sanft spiegeln die Eingeweide über den side so sind sie auf der Gaze sitzen. Nehmen Sie ein Stück Gaze, legen Sie es auf den Darm und nass ist es mit Kochsalzlösung. </li><li> Entfernen Sie alle Fettgewebe bedeckt die Aorta und die Vena cava inferior (IVC). Seien Sie sanft. Die IVC ist sehr zerbrechlich. </li><li> Drücken Sie vorsichtig mit der Pinzette infrarenalen Aorta aus der IVC sezieren. Deaktivieren einer Fläche groß genug ist, um Platz für zwei Klemmen mit genügend Behälter zwischen ihnen bereitzustellen, so dass, wenn geteilte, noch genügend Schiffes, auf das Transplantat genäht werden kann. Wenn Sezieren für Gefäßästen aussehen. Ggf. kauterisieren sie mit einer niedrigen Temperatur cauterizer. </li><li> Legen Sie eine Gefäßklemme unterhalb der Nierenarterie und anderen ein knapp oberhalb der Bifurkation. </li><li> Schneiden Sie die Aorta. Die Enden der Aorta in der Regel zurückzuziehen, wobei ein Raum von etwa 5 mm. Überprüfen Sie für die Blutstillung. Wenn die Klammern richtig funktioniert, sollte nur eine kleine Menge von Blut nach dem Schnitt zu entkommen. Wenn die Blutung weiterhin besteht, überprüfen Sie die Klemmen um sicherzustellen, dass nichts ist, StörungenING mit ihnen. Beachten Sie, dass keiner der Aorta entfernt wird. Es ist lediglich unterteilt. </li><li> Spülen Sie die abgeschnittenen Enden mit heparinisierter Kochsalzlösung (200 U / ml) und entfernen Sie dann die zusätzliche Lösung mit einem Tupfer. </li><li> Tack das Transplantat in Platz mit drei diskontinuierliche Nähte an jedem Ende. Gerade Naht einer Seite der Anastomose an jedem Ende, und füllen Sie dann den Rest mit einem kontinuierlichen fortlaufenden Naht oder mehrere diskontinuierliche Nähten. Sieben bis acht diskontinuierlichen Fäden ausreichend ist. Wenn Sie eine fortlaufende Naht zu verwenden, sicher sein, dass die Gefäßwände entspannt bleiben und dass Sie verursachen keine Stenose an der Anastomose. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig die Klemme am kranialen Ende und suchen Undichtigkeiten an den Nahtlinien. Eine kleine Menge des Sickerwassers ist OK sofern es stoppt innerhalb von etwa einer Minute. Wenn es mehr als das, ist es möglich, eine einzelne Masche verwenden, um die Blutung zu stoppen. </li><li> Sanft auf die Aorta oberhalb der Anastomose drücken Sie mit einem angefeuchteten Watteträger, und entfernen Sie dann die zweite Klemme. Drücken Sie vorsichtig undlösen ein paar Mal und prüfen, ob die Aorta Patent erscheint. Das Transplantat wird sofort durchblutet werden und ein Impuls sichtbar sein soll. </li><li> Entfernen Sie die Gaze bedeckt den Darm und verschieben Sie sie zurück an ihren Platz. Vermeiden Verdrehung des Darms und Erhaltung der normalen anatomischen Orientierung. </li><li> Schließen Sie die Muskulatur mit 5-0 Vicryl. </li><li> Schließen Sie die Haut mit 5-0 oder 6-0 Prolene. </li><li> Gönnen Sie die Maus subkutan mit carprophen bei 5 mg / kg zur Analgesie vor der Beendigung Anästhesie verstärken. </li><li> Geben Sie die Maus 0,5-0,8 ml Kochsalzlösung subkutan. </li><li> Platzieren Sie die Maus in einem beheizten Käfig zu erholen. Überwachen Sie es sorgfältig während der Wiederherstellung sicher sein, dass es in der Regel erholt. 2-3 Stunden nach der Operation sollten die Maus relativ normal zu verhalten. Nach 12 h post-op, behandeln das Tier mit Buprenorphin subkutan bei 2 mg / kg für die Analgesie. Wenn zu irgendeinem Zeitpunkt wird das Tier gebeugt, Lärm zu machen oder Ausstellen eines begrenzten Bereich der Bewegung, zu untersuchen das Problem. Wenneine definitive Ursache nicht festgestellt und behoben werden, sollte das Tier pro institutionellen Protokollen eingeschläfert werden. Nach 24 Stunden ist die Tier sollte eine weitere Dosis von carprophen subkutan erhalten bei 5 mg / kg. Hinterbein Lähmung zeigt eine fehlgeschlagene Anastomose oder einen Thrombus. In dieser Situation sollte das Tier eingeschläfert werden. </li></ol>

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	<li>Sun, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+surgical+technique+for+the+establishment+of+a+murine+model+of+aortic+transplantation.">Improved surgical technique for the establishment of a murine model of aortic transplantation.</a> Microsurgery. 18, 368-371 (1998).</li><li>Dambrin, C., Calise, D., Pieraggi, M. T., Thiers, J. C., Thomsen, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+aortic+transplantation+in+mice:+a+new+model+of+allograft+arteriosclerosis.">Orthotopic aortic transplantation in mice: a new model of allograft arteriosclerosis.</a> J. Heart Lung Transpl. 18, 946-951 (1999).</li><li>Calise, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+aortic+transplantation+in+rodents+by+the+sleeve+technique:+a+model+system+for+the+study+of+graft+vascular+disease.">Orthotopic aortic transplantation in rodents by the sleeve technique: a model system for the study of graft vascular disease.</a> Transpl. Proc. 33, 2369-2370 (2001).</li><li>Thomsen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+orthotopic+aortic+graft+mouse+model+to+study+the+immunopathology+of+chronic+vascular+rejection.">An orthotopic aortic graft mouse model to study the immunopathology of chronic vascular rejection.</a> Transpl. Proc. 34, 2833-2835 (2002).</li><li>Benza, R. L., George, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aortic+graft+transplantation+in+mice.">Aortic graft transplantation in mice.</a> J. Heart Lung Transpl. 21, 1319-1321 (2002).</li><li>Chereshnev, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+model+of+heterotopic+aortic+arch+transplantation.">Mouse model of heterotopic aortic arch transplantation.</a> The Journal of surgical research. 111, 171-176 (2003).</li><li>Cho, H. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+surgical+technique+for+heterotopic+aortic+transplantation+in+mice.">Improved surgical technique for heterotopic aortic transplantation in mice.</a> J. Korean Med. Sci. 22, 12-15 (2007).</li><li>Zhong, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organ+transplantation+in+mice:+current+status+and+future+prospects.">Organ transplantation in mice: current status and future prospects.</a> Microsurgery. 19, 52-55 (1999).</li><li>George, J. F., Pinderski, L. J., Litovsky, S., Kirklin, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Of+mice+and+men:+mouse+models+and+the+molecular+mechanisms+of+post-transplant+coronary+artery+disease.">Of mice and men: mouse models and the molecular mechanisms of post-transplant coronary artery disease.</a> J. Heart Lung Transpl. 24, 2003-2014 (2005).</li><li>Gorska, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+in+laboratory+animal+research+for+experimental+purposes.">Principles in laboratory animal research for experimental purposes.</a> Med Sci Monit. 6, 171-180 (2000).</li><li>Landi, M. S., Kreider, J. W., Lang, C. M., Bullock, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+shipping+on+the+immune+function+in+mice.">Effects of shipping on the immune function in mice.</a> Am. J. Vet. Res. 43, 1654-1657 (1982).</li><li>Sun, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+surgical+technique+for+the+establishment+of+a+murine+model+of+aortic+transplantation.">Improved surgical technique for the establishment of a murine model of aortic transplantation.</a> Microsurgery. 18, 368-371 (1998).</li><li>Chen, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Carbon+monoxide+rescues+heme+oxygenase-1-deficient+mice+from+arterial+thrombosis+in+allogeneic+aortic+transplantation.">Carbon monoxide rescues heme oxygenase-1-deficient mice from arterial thrombosis in allogeneic aortic transplantation.</a> Am. J. Pathol. 175, 422-429 (2009).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+transplantation+in+congenic+strains+of+mice.+Transpl.">Heart transplantation in congenic strains of mice. Transpl.</a> Proc. 5, 733-735 (1973).</li><li>Chang, E. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+anastomosis+using+controlled+phase+transitions+in+poloxamer+gels.">Vascular anastomosis using controlled phase transitions in poloxamer gels.</a> Nature medicine. 17, 1147-1152 (2011).</li></ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Mausmodellen aortischen Transplantation bieten eine Reihe von Vorteilen, da Mäuse sehr gut immunogenetically 9,12,13 definiert, und sie können leicht manipuliert werden, um ihre Expression spezifischer Gene zu verändern, falls gewünscht. Wie in der Einleitung erwähnt, ist der Gefäßchirurgie in der Maus schwieriger als die meisten Modelle aufgrund der Größe der Gefäße. Selbst die großen Arterien, wie der Aorta sind in der Regel nicht mehr als 100-200 um Innendurchmesser, so Manipulation dieser Schiffe erfordert eine erhebliche Menge an Geschicklichkeit und Fingerfertigkeit 8,14. Die häufigste Komplikation bei dieser Operation von denen gerade erst an, das System zu implementieren beobachtete Hinterbein Lähmung, in der Regel durch eine Thrombose aus der Verletzung der Intima durch unsachgemäße Handhabung oder Klemmen verursacht. Die meisten der Klemmen von Unternehmen, die geeignete Werkzeuge zu verkaufen für die Mikrochirurgie vermarktet schaffen zu viel Druck auf für Mäuse verwendet werden, mit dem Druck in der Regel größer als 25 g / cm 2. Die clamps die wir verwenden, glatt, mit einem Druck von 2 g / cm 2, einem Druck, der gerade genug, um eine Hämostase zu erzielen und nicht beschädigen Behältern erzeugt. Einige Chirurgen bevorzugen Nahtmaterial anstatt Klemmen zu verwenden. Wir empfehlen nicht diese Praxis, weil es eine Methode, die in hohem Maße von der Fähigkeit des Chirurgen, um den richtigen Druck zu messen und aus unserer Sicht, kann auf eine niedrigere Erfolgsrate tragen ist. Mit etwas Übung sollte Überlebensrate von 90% oder besser rechnen. Nahttechnik für die End-to-End-Anastomosen ist eine kritische Fähigkeit, die mit Erfahrung erworben wird. Je nach Vorerfahrung mit chirurgischen Techniken und manuelle Geschicklichkeit, kann die volle Kompetenz nach 50-100 Verfahren erreicht werden. Neuere Studien legen nahe, alternative Technologien für Anastomosen verfügbar sein werden in der Zukunft 15. Die wichtigste Einschränkung dieses Verfahrens ist, wie die meisten mikrochirurgische Eingriffe bei Mäusen, dass ein hohes Maß an Geschick istbenötigt für die erfolgreiche Ausführung und Einzelpersonen ohne exzellente Feinmotorik kann nie erreichen ein hohes Maß an Kompetenz. Doch mit der Praxis können die meisten Menschen eine akzeptable Überlebensrate. Die geringe Größe der Gewebe führt auch zu zusätzlichen Einschränkungen, weil die Größe des Transplantats ist sehr klein, so dass die Menge des Materials für eine nachfolgende Analyse erfolgt einschränkend. Der größte Vorteil des Modells ist die gut charakterisierte Immungenetik von Mäusen, die breite Verfügbarkeit von zahlreichen Inzuchtstämme, transgene Mäuse und Knockout-Mäusen, die für sehr nützliche Experimente zur molekularen Mechanismen in vivo adressieren.

<table border="1"><tbody><tr><td> Artikel </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nr </td></tr><tr><td> Gefäßklemmen </td><td> Fine Science Tools </td><td> 00.396-01 (Größe B-1) </td></tr><tr><td> Dumont Pinzetten </td><td> Fine Science Tools </td><td> 11293-00 </td></tr><tr><td> 10-0 Needled microsuture </td><td> AROSurgical </td><td> TK-107.038 </td></tr><tr><td> Gerade Schere </td><td> Roboz Surgical Instrument Co. </td><td> RS-5620 </td></tr><tr><td> Niedrige Temperatur cauterizer </td><td> Beaver-Visitec Internationale </td><td> 8441000 </td></tr><tr><td> Selbst Beibehaltung Retraktor </td><td> World Precision Instruments </td><td> 14240 </td></tr></tbody></table>

orthotopic aortic transplantation in mice for the study of vascular disease

Vaskulären Verfahren, die in der Maus Anastomosen gelten im Allgemeinen als schwierig und hängt stark von der Geschicklichkeit des einzelnen Chirurgen. Dies ist weitgehend richtig, aber es gibt eine Reihe von wichtigen Prinzipien, die die Schwierigkeit dieser Verfahren reduzieren und erhöhen Reproduzierbarkeit. Orthotopen aortischen Transplantation ist ein ausgezeichnetes Verfahren, in dem diese Prinzipien lernen, weil es nur zwei End-zu-End-Anastomosen beinhaltet, erfordert jedoch eine gute Nahttechnik und Handhabung der Gefäße für konsistente Erfolg. Dieses Verfahren beginnt mit der Beschaffung einer Länge von Bauchaorta von einem Spender Tier, durch Teilung des nativen Aorta in den Empfänger verfolgt. Die Aorta beschafft wird dann zwischen den geteilten Enden des Empfängers Aorta platziert und vernäht einrastet mit Ende-zu-Ende-Anastomosen. Um dies zu erreichen dieses Ziel erfolgreich erfordert ein hohes Maß an Konzentration, gute Werkzeuge, eine ruhige Hand und eine Aufwertung, wie leicht dieGefäßsystem eines Maus können beschädigt werden, was zu Thrombose. Das Erlernen dieser wichtigen Grundsätze ist es, was nimmt den größten Teil der Anfänger an der Zeit, wenn das Lernen Mikrochirurgie in kleine Nagetiere. In diesem Protokoll, verweisen wir auf diesen wichtigen Punkten. Dieses Modell kann verwendet werden, um vaskuläre Krankheit in einer Vielzahl von verschiedenen experimentellen Systemen 1-8 untersuchen. Im Rahmen abgebildet, wird es häufig für die Untersuchung von post-Transplantat Gefäßerkrankung, einer langfristigen gemeinsamen Komplikation der Organtransplantation, bei dem Intimahyperplasie erfolgt im Allotransplantat verwendet. Der primäre Vorteil des Modells ist, dass es quantitative morphometrischen Analysen erleichtert und das transplantierte Gefäßes liegt angrenzend an die endogenes Gefäß, welches als zusätzliche Kontrolle 9 dienen kann. Die Technik hier gezeigt wird häufig für Mäuse mit einem Gewicht 18-25 Gramm verwendet. Wir haben die meisten unserer Erfahrung gesammelt mit dem C57BL/6J, BALB / cJ und C3H/HeJ Stämme.

Abbildung 1 zeigt ein Aortentransplantat. Die weißen Pfeile bezeichnen die Nahtlinien. Ein Patent Transplantat zeigt eine sichtbare Puls. Abbildung 2 zeigt einen typischen Experiment, in dem Empfänger Überlebens für einen Zeitraum von 56 Tagen verfolgt wurde. Eine Gruppe bestand aus Wildtyp (C57BL / 6 x FVB) Empfängermäuse mit BALB / c Aorta transplantiert. Die andere Gruppe mit der Bezeichnung &quot;ko&quot; besteht aus Empfänger (C57BL / 6 x FVB) defizient in der Expression von Hämoxygenase-1, die in Thrombosen der Transplantate in 24 Stunden führt. Insbesondere führt dies zum Absterben aller Empfänger wie in der Figur gezeigt. Abbildung 3 zeigt echo Messungen der IVC und abdominalen Aorta in einer normalen tierischen und bei einem Transplantatempfänger. Beachten Sie, dass das Transplantat-Patent und im Aussehen ähnlich dem nicht transplantierten Aorta ist. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/4338/4338fig1.jpg" /> Abbildung 1.Eine Ansicht einer transplantierten Aorta. Die weißen Pfeile bezeichnen die Nahtlinien. <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/4338/4338fig2.jpg" /> Abbildung 2. Kaplan-Meier-Darstellungen von Überleben nach Aorten Transplantation in zwei Gruppen von Mäusen, die mit Aorta aus einer BALB / c-Maus transplantiert. &quot;Ko&quot; bezeichnet Empfängern defizient in der Expression von Hämoxygenase-1, die in der Aorta Thrombose Transplantate innerhalb von 24-48 h ergibt. &quot;WT&quot; bezeichnet die Wildtyp-Geschwister. Nachdruck aus: Kohlenmonoxid rettet Hämoxygenase-1-defizienten Mäusen von arterieller Thrombose bei allogener Aorten-Transplantation, Chen B, Guo L, Fan C, Bolisetty S, Joseph R, Wright MM, Agarwal A, George JF. Am J Pathol. 2009 Jul; 175 (1) :422-9 mit Genehmigung von Elsevier. <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/4338/4338fig3.jpg" /> Figure 3. Echobildgebung der unteren Hohlvene (IVC) und abdominalen Aorta in vivo in einer normalen Maus (links) und in einer Aorta Transplantatempfängers (rechts). Die Bilder wurden mit einer VisualSonics Vevo 660 Urkunde. Sternchen bezeichnen die Lumen der Gefäße.

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Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease

Wir beschreiben ein Verfahren, bei dem ein Abschnitt der Bauchaorta von einer Maus transplantiert orthotopisch wird knapp unterhalb der Nierenarterien in einer allogenen oder syngenen Empfänger. Diese Technik kann in Untersuchungen, bei denen die Transplantation von grossen Arterien von einheitlicher Größe als vorteilhaft erachtet wird nützlich.

Orthotopen Aortic Transplantation in Mäuse für das Studium der Vascular Disease

Vascular procedures involving anastomoses in the mouse are generally thought to be difficult and highly dependent on the skill of the individual surgeon. ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

10.8K Aufrufe.  The University of Alabama at Birmingham. Wir beschreiben ein Verfahren, bei dem ein Abschnitt der Bauchaorta von einer Maus transplantiert orthotopisch wird knapp unterhalb der Nierenarterien in einer allogenen oder syngenen Empfänger. Diese Technik kann in Untersuchungen, bei denen die Transplantation von grossen Arterien von einheitlicher Größe als vorteilhaft erachtet wird nützlich.

Serie: Orthotopic Aortic Transplantation in Mice for the Study of Vascular Disease

Orthotopic Aortic Transplantation: A Rat Model to Study the Development of Chronic Vasculopathy

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant vasculopathy (TVP).
The commonly used animal model for cardiovascular chronic rejection studies is the heterotopic heart transplant model performed in laboratory rodents. This model is used widely in experiments since Ono and Lindsey (3) published their technique. To analyze the findings in the blood vessels, the heart has to be sectioned and all vessels have to be measured.
Another method to investigate chronic rejection in cardiovascular questionings is the aortic transplant model (1, 2). In the orthotopic aortic transplant model, the aorta can easily be histologically evaluated (2). The PVG-to-ACI model is especially useful for CAV studies, since acute vascular rejection is not a major confounding factor and Cyclosporin A (CsA) treatment does not prevent the development of CAV, similar to what we find in the clinical setting (4). A7-day period of CsA is required in this model to prevent acute rejection and to achieve long-term survival with the development of TVP.
This model can also be used to investigate acute cellular rejection and media necrosis in xenogeneic models (5).

This video demonstrates the orthotopic aortic transplant model as a simple model to study the development of transplant vasculopathy (TVP) in rats.

Orthotopen Aorten-Transplantation: Ein Rattenmodell die Entwicklung von chronischen Vaskulopathie Study

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant ...

Forschung

Medizin

Orthotopic Small Bowel Transplantation in Rats

Small bowel transplantation has become an accepted clinical option for patients with short gut syndrome and failure of parenteral nutrition (irreversible intestinal failure). In specialized centers improved operative and managing strategies have led to excellent short- and intermediate term patient and graft survival while providing high quality of life 1,3. Unlike in the more common transplantation of other solid organs (i.e. heart, liver) many underlying mechanisms of graft function and immunologic alterations induced by intestinal transplantation are not entirely known6,7. Episodes of acute rejection, sepsis and chronic graft failure are the main obstacles still contributing to less favorable long term outcome and hindering a more widespread employment of the procedure despite a growing number of patients on home parenteral nutrition who would potentially benefit from such a transplant. The small intestine contains a large number of passenger leucocytes commonly referred to as part of the gut associated lymphoid system (GALT) this being part of the reason for the high immunogenity of the intestinal graft. The presence and close proximity of many commensals and pathogens in the gut explains the severity of sepsis episodes once graft mucosal integrity is compromised (for example by rejection). To advance the field of intestinal- and multiorgan transplantation more data generated from reliable and feasible animal models is needed. The model provided herein combines both reliability and feasibility once established in a standardized manner and can provide valuable insight in the underlying complex molecular, cellular and functional mechanisms that are triggered by intestinal transplantation. We have successfully used and refined the described procedure over more than 5 years in our laboratory 8-11. The JoVE video-based format is especially useful to demonstrate the complex procedure and avoid initial pitfalls for groups planning to establish an orthotopic rodent model investigating intestinal transplantation.

Small bowel transplantation has become an accepted treatment option for patients with irreversible intestinal failure. Our experimental model of orthotopic small bowel transplantation in rats serves as a reliable tool to address underlying immunologic and inflammatory processes that complicate intestinal transplantation.

Orthotopen Dünndarm Transplantation in Ratten

Small  bowel transplantation has become an accepted clinical option for patients with  short gut syndrome and failure of parenteral nutrition ...

Orthotopic Liver Transplantation in Rats

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat liver transplantation in 1979 by Kamada et al.3, this model has remained the gold standard despite various proposed alternative techniques4. Nevertheless, its broader use is limited by its steep learning curve5.
In this video paper, we show a simple and easy-to-establish revision of Kamada's two-cuff technique. The suprahepatic vena cava anastomosis is performed manually with a running suture, and the vena porta and infrahepatic vena cava anastomoses are performed utilizing a quick-linker cuff system6. Manufacturing the quick-linker kit is shown in a separate video paper.

We present an easy-to-establish revision of the classical two-cuff technique for orthotopic liver transplantation in rat.

Lebertransplantation bei der Ratte

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat ...

Ascending Aortic Constriction in Rats for Creation of Pressure Overload Cardiac Hypertrophy Model

Ascending aortic constriction is the most common and successful surgical model for creating pressure overload induced cardiac hypertrophy and heart failure. Here, we describe a detailed surgical procedure for creating pressure overload and cardiac hypertrophy in rats by constriction of the ascending aorta using a small metallic clip. After anesthesia, the trachea is intubated by inserting a cannula through a half way incision made between two cartilage rings of trachea. Then a skin incision is made at the level of the second intercostal space on the left chest wall and muscle layers are cleared to locate the ascending portion of aorta. The ascending aorta is constricted to 50&#8211;60% of its original diameter by application of a small sized titanium clip. Following aortic constriction, the second and third ribs are approximated with prolene sutures. The tracheal cannula is removed once spontaneous breathing was re-established. The animal is allowed to recover on the heating pad by gradually lowering anesthesia. The intensity of pressure overload created by constriction of the ascending aorta is determined by recording the pressure gradient using trans-thoracic two dimensional Doppler-echocardiography. Overall this protocol is useful to study the remodeling events and contractile properties of the heart during the gradual onset and progression from compensated cardiac hypertrophy to heart failure stage.

We describe a stepwise procedure for creating pressure overload and left ventricular hypertrophy in Wistar rats by constriction of the ascending aorta using a small metallic clip. This model is extensively used for studying remodeling changes during cardiac hypertrophy and for identifying and evaluating strategies for regression of such changes.

Aufsteigend Aortakonstriktion bei Ratten zur Erstellung von Drucküberlast Herzhypertrophie Modell

Ascending aortic constriction is the most common and successful surgical model for creating pressure overload induced cardiac hypertrophy and heart ...

Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and translational research in the field of transplantation medicine. A vast array of reagents is available exclusively in this setting, including mono- and polyclonal antibodies for both diagnostic and interventional applications. In addition, a vast number of genotyped, inbred, transgenic, and knock out strains allow detailed investigation of the individual contributions of humoral and cellular components to the complex interplay of an immune response and make the mouse the gold standard for immunological research. 
Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) delineates a novel field of transplantation using allografts to replace "like with like" in patients suffering traumatic or congenital tissue loss. This surgical methodological protocol shows the use of a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis in an orthotopic mouse hind limb transplantation model. The model specifically allows for comparison between established paradigms in solid organ transplantation with a novel form of transplants consisting of various different tissue components. Uniquely, this model allows for the transplantation of a viable vascularized bone marrow compartment and niche that have the potential to exert a beneficial effect on the balance of immune acceptance and rejection. This technique provides a tool to investigate alloantigen recognition and allograft rejection and acceptance, as well as enables the pursuit of functional nerve regeneration studies to further advance this novel field of transplantation.

This novel model for orthotopic hind limb transplantation in the mouse, applying a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis, provides a powerful tool for in&#160;vivo mechanistic immunological research related to vascularized composite allotransplantation (VCA).

Orthotopische Hind Gliedmaßen Transplantation in der Maus

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and ...

Calcification of Vascular Smooth Muscle Cells and Imaging of Aortic Calcification and Inflammation

Cardiovascular disease is the leading cause of morbidity and mortality in the world. Atherosclerotic plaques, consisting of lipid-laden macrophages and calcification, develop in the coronary arteries, aortic valve, aorta, and peripheral conduit arteries and are the hallmark of cardiovascular disease. In humans, imaging with computed tomography allows for the quantification of vascular calcification; the presence of vascular calcification is a strong predictor of future cardiovascular events. Development of novel therapies in cardiovascular disease relies critically on improving our understanding of the underlying molecular mechanisms of atherosclerosis. Advancing our knowledge of atherosclerotic mechanisms relies on murine and cell-based models. Here, a method for imaging aortic calcification and macrophage infiltration using two spectrally distinct near-infrared fluorescent imaging probes is detailed. Near-infrared fluorescent imaging allows for the ex vivo quantification of calcification and macrophage accumulation in the entire aorta and can be used to further our understanding of the mechanistic relationship between inflammation and calcification in atherosclerosis. Additionally, a method for isolating and culturing animal aortic vascular smooth muscle cells and a protocol for inducing calcification in cultured smooth muscle cells from either murine aortas or from human coronary arteries is described. This in vitro method of modeling vascular calcification can be used to identify and characterize the signaling pathways likely important for the development of vascular disease, in the hopes of discovering novel targets for therapy.

Vascular calcification is an important predictor of and contributor to human cardiovascular disease. This protocol describes methods for inducing calcification of cultured primary vascular smooth muscle cells and for quantifying calcification and macrophage burden in animal aortas using near-infrared fluorescence imaging.

Die Verkalkung der glatten Gefäßmuskelzellen und Imaging von Aortic Kalzifizierung und Entzündung

Cardiovascular disease is the leading cause of morbidity and mortality in the world.  Atherosclerotic plaques, consisting of lipid-laden macrophages and ...

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the aorta in mice using the sleeve method was short and easy averaging 20 min, permitting studies of iso/allo grafts. The following article describes the aortic transplantation procedure used in our laboratory. The mice were anesthetized with a mixture of 1.5% volume isoflurane and 100% oxygen through a face mask. At this point, the segment of the aorta between the renal arteries and its bifurcation was separated from the vena cava, freely prepared and clampedat the proximal and distal segments with a single silk suture. Prior to the removal of the aorta, a saline solution containing heparin was injected into the inferior vena cava. Then the aorta was cut between the clamps and a saline heparin solution was used to flush the lumen. The sleeve technique with monofilament sutures was used in order to transplant the abdominal aorta in the orthotopic position.

We present an orthotopic aortic transplantation model using the sleeve technique in mice. It is a very rapid anastomosis method, which can be employed in studies of vascular disease.

Mit Hilfe der Sleeve-Technik in einem Mausmodell der Aorta Transplantation - ein Lehr-Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

Intravital Microscopy and Thrombus Induction in the Earlobe of a Hairless Mouse

Thrombotic complications of vascular diseases are one leading cause of morbidity and mortality in industrial nations. Due to the complex interactions between cellular and non-cellular blood components during thrombus formation, reliable studies of the physiology and pathophysiology of thrombosis can only be performed in vivo. Therefore, this article presents an ear model in hairless mice and focuses on the in vivo analysis of microcirculation, thrombus formation, and thrombus evolution. By using intravital fluorescence microscopy and the intravenous (iv) application of the respective fluorescent dyes, a repetitive analysis of microcirculation in the auricle can easily be performed, without the need for surgical preparation. Furthermore, this model can be adapted for in vivo studies of different issues, including wound healing, reperfusion injury, or angiogenesis. In summary, the ear of hairless mice is an ideal model for the in vivo study of skin microcirculation in physiological or pathophysiological conditions and for the evaluation of its reaction to different systemic or topical treatments.

The ear model of the hairless SKH1-Hrhr mouse enables intravital fluorescence microscopy of microcirculation and phototoxic thrombus induction without prior surgical preparation in the examined microvascular bed. Therefore, the ear of the hairless mouse is an excellent in vivo model to study the complex interactions during microvascular thrombus formation, thrombus evolution, and thrombolysis.

Intravitalmikroskopie und Thrombusinduktion im Ohrläppchen eines Hairless Maus

Thrombotic complications of vascular diseases are one leading cause of morbidity and mortality in industrial nations. Due to the complex interactions ...

Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard open-chest transverse aortic constriction (TAC). Although transverse aortic constriction is a highly functional method for the induction of high pressure in the left ventricle, it is a more difficult and lengthy procedure due to its use of artificial ventilation with tracheal intubation. TAC is oftentimes also less survivable, as the newer method, MTAC, neither requires the cutting of the ribs and intercostal muscles nor tracheal intubation with a ventilation setup. In MTAC, as opposed to a thoracotomy to access to the chest cavity, the aortic arch is reached through a midline incision in the anterior neck. The thyroid is pulled back to reveal the sternal notch. The sternum is subsequently cut down to the second rib level, and the aortic arch is reached simply by separating the connective tissues and thymus. From there, a suture can be wrapped around the arch and tied with a spacer, and then the sternal cut and skin can be closed. MTAC is a much faster and less invasive way to induce left ventricular hypertension and enables the possibility for high-throughput studies. The success of the constriction can be verified using high-frequency trans-thoracic echocardiography, particularly color Doppler and pulsed-wave Doppler, to determine the flow velocities of the aortic arch and left and right carotid arteries, the dimension of the blood vessels, and the left ventricular function and morphology. A successful constriction will also trigger significant histopathological changes, such as cardiac muscle cell hypertrophy with interstitial and perivascular fibrosis. Here, the procedure of MTAC is described, demonstrating how the resulting flow changes in the carotid arteries can be examined with echocardiography, gross morphology, and histopathological changes in the heart.

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) conserves the essentials of regular transverse aortic constriction (TAC) while eliminating the use of a ventilator with tracheal intubation. It proves to be a highly desirable method for high-throughput studies on left ventricular overload, particularly in translational studies.

Minimal Invasive Quer Aortakonstriktion bei Mäusen

Minimally invasive transverse aortic constriction (MTAC) is a more desirable method for the constriction of the transverse aorta in mice than standard ...

Induction of Nephrotic Syndrome in Mice by Retrobulbar Injection of Doxorubicin and Prevention of Volume Retention by Sustained Release Aprotinin

Nephrotic syndrome is the most extreme manifestation of proteinuric kidney disease and characterized by heavy proteinuria, hypoalbuminemia, and edema due to sodium retention and hyperlipidemia. To study the pathophysiology of this syndrome, rodent models have been developed based on the injection of toxic substances such as doxorubicin causing podocyte damage. In mice, only few strains are susceptible to this model. In wildtype 129S1/SvImJ mice, the administration of doxorubicin by rapid intravenous injection to the retrobulbar sinus induces experimental nephrotic syndrome that features all the symptoms of human disease including sodium retention and edema. After the onset of proteinuria, mice exhibit increased urinary serine protease activity that leads to the activation of the epithelial sodium channel (ENaC) and sodium retention. Pharmacological inhibition of urinary serine proteases by the treatment with sustained release aprotinin abrogates ENaC activation and prevents sodium retention. This model is ideal to study the pathophysiology of proteasuria, i.e., the excretion of active serine proteases that cause ENaC activation by the proteolysis of its &#947;-subunit. This can be regarded as the primary mechanism of ENaC activation and sodium retention in proteinuric kidney disease.

Here, we describe the induction of experimental nephrotic syndrome in 129S1/SvImJ mice by rapid retrobulbar injection of doxorubicin. We also treat nephrotic mice with sustained release pellets containing aprotinin to inhibit urinary serine protease activity and prevent sodium retention.

Induktion eines nephrotischen Syndroms bei Mäusen durch retrobulbären Injektion von Doxorubicin und Verhinderung von Volume Retention von verzögerter Freisetzung Aprotinin

Nephrotic syndrome is the most extreme manifestation of proteinuric kidney disease and characterized by heavy proteinuria, hypoalbuminemia, and edema due ...