Wir möchten Linus D. Sonne und Jeenah Jung, der den Einsatz von Computer entworfene, 3-D Druck-Laufwerke in unserem Labor für die Aufnahme von Mäusen stammten anzuerkennen. Darüber hinaus möchten wir alle ehemaligen und derzeitigen Wilson Lab Mitgliedern für ihre Beiträge zur Mikro-Laufwerk und Tetrode Technologieentwicklung im Labor bestätigen.

<ol><li> Micro-Drive-Array Überblick Eine komplette Mikro-Laufwerk-Array besteht aus mehreren Komponenten (Abb. 1): <ol><li> Ein Computer gestaltete Kunststoff-Basis, 21 unabhängig beweglichen Mikro-Laufwerke besitzt. </li><li> Eine Kanüle an der Unterseite des Sockels, in denen eine Reihe von stationären Tetrode Führungsrohre gesammelt. </li><li> 21 Micro-Laufwerke, tragen jeweils eine Tetrode und die einzeln angesteuert werden mit einer Schraube. </li><li> Eine Elektrode Schnittstellenkarte für die Zusammenschaltung zwischen Tetroden und Vorverstärker. </li><li> Eine schützende Membran (nicht gezeigt. 1) </li><li> In einem voll bestückten Mikro-Laufwerk-Array, hält der Kunststoff-Basis all micro-Laufwerke. Jedes Mikro-Antrieb führt eine einzige Tetrode. Die Tetrode ist elektrisch mit der Elektrode Schnittstellenkarte an der Spitze der Mikro-Laufwerk-Array verbunden ist, und gelangt durch die stationäre Führungsrohr in Richtung des Gehirns auf den Boden des Mikro-Laufwerk-Array zu verlassen. Drehen der Schraube auf jeder Micro-Laufwerk vor-oder zurückgestellt die Tetrode. </li></ol></li> <li> Konstruktion von Kunststoff-Basis Wir gestalten die Basis der Mikro-Laufwerk in einem 3-D-CAD-Software (SolidWorks). Der Vorteil dieser Inhouse-Design-Prozess ist eine rasche Umsatz und Flexibilität des Designs. In der Wilson-Labor haben wir viele Varianten von diesem Teil auf die spezifischen Anforderungen jedes Experiment orientiert konzipiert. Die 3-D-Modell-Datei ist ein Service-Büro geschickt, wo sie von einem Laser-härtenden flüssigen Harz mittels Stereolithographie gedruckt wird. Turnaround Zeit ist weniger als 2 Tage. Die daraus resultierende Teil ist leicht, wieder verwendbar und können maschinell bearbeitet, um einen Faden zu halten. In diesem Protokoll werden wir ein Laufwerk Basis, die mit einer einzigen Aufnahme vor Ort und die 21 Mikro-Laufwerke hält ausgelegt ist. Der SolidWorks Design-Datei wird auf Anfrage zur Verfügung. </li> <li> Vorbereitung der Kunststoffsockel Die Kunststoff-Basis verarbeitet wird, um die Mikro-Laufwerke und die Schrauben aufnehmen, um die Elektrode Schnittstellenkarte und die schützende Membran befestigen. Es ist nicht möglich, zuverlässig drucken glatt durch Löcher in den Kunststoff-Basis, so gestalten wir unterdimensioniert Löcher, dann erweitern sie durch Bohren. Richten Sie den Bohrer mit der Achse der vorhandenen Loch vor dem Bohren mit sehr geringer Geschwindigkeit. Ein variabler Drehzahl / Drehmoment Bohrmaschine funktioniert gut für diese Aufgabe. <ol><li> Drill der 21 Löcher für die Mikro-Laufwerk Schrauben (Außenring) mit einem # 61-Bit. </li><li> Bohren Sie die 21 Löcher für die Mikro-Laufwerk Stützrohre (Innenring) mit einem # 65-Bit. </li><li> Bohren Sie die Löcher, die verwendet werden, um die Elektrode Schnittstellenkarte und schützende Membran mit einer 1,55 mm etwas anhängen wird. </li><li> Press fit eine Hülse (5 mm lang 20 Ga dünnwandige Edelstahlrohre) in jedem der innere Ring von Löchern mit einer Pinzette oder einer Zange, so dass sie bündig mit dem Kunststoff-Basis. Die Ärmel sorgen für einen reibungslosen Bewegung der Mikro-Laufwerk Stützrohre. Anschließend werden alle Löcher, die Schrauben halten wird angezapft. In gedruckter Kunststoffe, thread-Gewindeformer Ergebnis in haltbarer als die typischen Themen Gewindebohrer. Diese Art von Leitungswasser erfordert größere Führungslöcher. Mit einem Hand-pin vise an den Wasserhahn halten: </li> <li> Tippen Sie die Löcher für die Mikro-Laufwerk Schrauben mit einem Hahn, dass die Schraube Größe verwendet wird (M1.2x0.25) und ein Trockenschmiermittel übereinstimmt. Zum Ausrichten der Armatur mit der Pilotbohrung, legen Sie eine Länge von 23 Ga-Schlauch in die Hülse daneben. </li><li> Unsere Kunststoff-Basis-Design verfügt über einen Wasserhahn Starter für jedes Mikro-Laufwerk Schraubenloch um sicherzustellen, dass die ersten Fäden nicht beim Einfädeln beschädigt. Nachdem alle Gewindebohrungen sind, können diese Leitungswasser Vorspeisen leicht abgeknickt mit einer Rasierklinge. </li><li> Tippen Sie die Löcher, dass die Schrauben für die Elektrode Schnittstellenkarte und die Schutzfunktion der Kegel mit einem 1-72 Leitungswasser halten wird. </li></ol></li> <li> Einsetzen der Elektrode Führungsrohre <ol> <li> Um die Kanüle, dass alle stationären Elektrode Führungsrohre hält, schneiden Sie ein 1,5 cm langes Stück von 13 Ga Edelstahlrohren und Aufrauen der Oberfläche mit einem Dremel Schleifscheibe, um die Haftung von der zahnärztlichen Acryl zu verbessern. </li><li> Legen Sie diese Kanüle in das Loch an der Unterseite des Kunststoff-Basis, stellen Sie sicher, dass es co-linear mit der vertikalen Achse des Antriebs ist, und befestigen Sie es mit zahnärztlichen Acryl-oder Epoxidharz. Lassen Sie 5 bis 7 mm der Kanüle ausgesetzt chirurgische Implantation zu erleichtern. </li><li> Schnitt 21 stationären Elektrode Führungsrohre (flexible Polyimid-Schlauch, Innendurchmesser: 0,0071 &quot;, Außendurchmesser: 0,0116&quot;) mit einer Rasierklinge zu einer Länge von 6 cm. </li><li> Feed the Führungsrohre ein zu einer Zeit in die Hülsen an der Spitze des Antriebs Basis und den ganzen Weg durch den Kollektor Kanüle an der Unterseite. Optisch auf Knicke oder übermäßiges Biegen und ersetzen Rohre überprüfen, wenn nötig. Zur Erleichterung der Einführung und parallele Ausrichtung der Tetrode Führungsrohre, kann man mit der ersten Fütterung das ganze Bündel von 21 Führungsrohre bis in den BeginnSammler Kanüle von unten. Dann, eines zu einem Zeitpunkt, zu entfernen ein Führungsrohr aus dem Bündel und ihn von der Spitze des Kunststoff-Basis durch das Loch, dass es hinter sich gelassen in das Bündel. </li><li> Drücken Sie die Führungsrohre nach unten, bis sie nur 1-2 mm von der Spitze des Kunststoff-Basis zu erweitern. Eine kleine Menge von dünnen Sekundenkleber an den Rohren, wie sie dem Sammler Kanüle Ausfahrt, wobei darauf geachtet, keine Leimfluss bis wir in das Ende der Führungsrohre. </li><li> Verwenden Sie eine frische Rasierklinge zu schneiden Sie das überschüssige aus dem Bündel von Führungsrohren am unteren Rand des Kollektors Kanüle. </li> </ol></li><li> Herstellung von Mikro-Antriebe Jedes Mikro-Antrieb besteht aus einem speziell bearbeiteten Schraube und einem hohlen Stützrohr (Abb. 2). Die Schraube und Stützrohr zusammen, so dass eine Lippe auf die Schraube in Acryl eingebettet ist, befestigt Verlassen Sie die Schraube frei drehen (Abb. 2B). Die Schraube wird in die Kunststoff-Basis versehen, und der Unterstützung Rohr wird dann nach oben oder nach unten getrieben, wenn die Schraube gedreht wird, voran-oder Einfahren des Tetrode, dass es trägt. Zur Erleichterung der Anpassung an die verhalten Tier, ist der Kopf der Schraube in die Form eines halben Zylinders. Erstellen Sie eine benutzerdefinierte Schraubendreher für diese Schraube: <ol><li> Cut 5 cm von 15 Ga Edelstahlrohren. </li><li> Nehmen Sie eine der benutzerdefinierten Schrauben und abzuschleifen das vorstehende Unterlippe. </li><li> Legen Sie die Schraube in den Schlauch, bis die Spitze der Schraube bündig mit dem Ende des Schlauchs. </li><li> Crush den Schlauch um die Gewinde wieder mit einem Paar Gripzangen so dass die Schraube nicht in Bezug auf die Kanüle zu drehen. </li><li> Verwenden Sie einen Stift Schraubstock, um die benutzerdefinierte Schraubenzieher halten. Zur Herstellung der Mikro-Laufwerke verwenden wir ein 3-D gedruckt Kunststoff-Formenbau mit kleinen Brunnen (3 mm x 5 mm, 2 mm tief). Jeder Brunnen hat zwei Löcher in die untere Fläche, 2 mm auseinander, für die Unterstützung Rohr und der Schraube angeordnet. Alternativ können Formen aus einem technischen Kunststoff wie Delrin gefertigt werden, unter Verwendung einer Bohrmaschine, die gut und Löcher zu erzeugen. </li> <li> Bereiten Sie die Form, indem Sie das Loch für die Unterstützung Kanüle mit einem 23 Ga Nadel und tippen Sie das Loch für die Schraube für die Kunststoff-Basis beschrieben, vor. </li><li> Linie der Innenseite der gut mit Teflon-Schmiermittel oder ein dünner Film aus Vaseline, um für die Freigabe der ausgehärteten Dentalmassen Acryl aus der Form ermöglichen .. </li><li> Bewerben Teflon Schmiermittel an einer Schraube und legen Sie sie in die Form mit dem custom made Schraubendreher, bis die Fäden direkt unter dem Boden des Brunnens sind. </li><li> Rauen Sie die oben 2-3 mm einer 14 mm langen Stützrohr (23 Ga Edelstahlrohr) mit einer Schleifscheibe, um die Haftung des zahnärztlichen Acryl zu verbessern. Stecken Sie ihn in der Form, bis die Spitze der Kanüle liegt auf halbem Weg zwischen dem oberen Rand des Brunnens und der Oberseite der Schraube. </li><li> Gießen zahnärztliche Acryl in den Brunnen. Rühren Bewegung wird verwendet, um sicherzustellen, dass die zahnärztliche Acryl in alle Bereiche rund um die Schraube und Stützrohr fließt. Entfernen Sie alle Luftblasen mit einer kleinen Nadel. </li><li> Warten Sie, bis der Zahn-Acryl vollständig geheilt ist (15-30 Minuten) und entfernen Sie dann die Mikro-Laufwerk aus der Form durch Drehen der Schraube gegen den Uhrzeigersinn. </li><li> Es ist wichtig, einen Qualitäts-Check der Mikro-Laufwerke. Überprüfen Sie die ausgehärteten Dentalmassen Acryl auf Risse und / oder Luftblasen, die in der Regel durch zahnärztliche Acryl, die zu dick oder zu dünn war verursacht werden. Stellen Sie außerdem sicher, dass die Schraube und das Stützrohr sind parallel zueinander und dass die Schraube dreht sich reibungslos. Schrauben und Stützrohre von Mikro-Laufwerke, die nicht diesen Kriterien kann geknackt frei von den Zahn-Acryl-und recycelt werden. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 5,6 bis 5.11 bis Sie 21 Mikro-Laufwerke haben. </li></ol></li> <li> Die Endmontage der Mikro-Laufwerk-Array <ol> <li> Lower jedes Mikro-Laufwerk in den Kunststoff-Laufwerk Basis. Jedes Mikro-Laufwerk Stützrohr soll einen reibungslosen Übergang sowohl innerhalb als auch im Ärmel und über seinen stationären Führungsrohr. Vergewissern Sie sich, dass die Führungsrohre nicht aufbiegen, wie die Mikro-Antrieb abgesenkt wird. </li><li> Mit der Mikro-Laufwerke komplett abgesenkt, fügen Sie eine dünne Schicht von dentalen Acryl in das Innere des Laufwerks Ausgangspunkt, um die Elektrode Führungsrohre zu fixieren. </li><li> Beachten Sie, dass die Nichteinhaltung der Mikro-Laufwerke den ganzen Weg vor der Zugabe der zahnärztlichen Acryl niedriger wird in wicking der Acryl bis hin den Ärmeln und Behinderung der Mikro-Laufwerk Bewegung führen. </li><li> Beschriften Sie die Mikro-Laufwerke 1-21. </li><li> Schalten Sie das Laufwerk-Array auf den Kopf und nehmen Sie ein Bild des Bündels von Führungsrohren. Dieses Bild wird verwendet, um den Standort des Führungsrohres, die der jeweiligen Mikro-Laufwerk abzubilden. </li><li> Raise all die Mikro-Laufwerke von mehreren mm. </li><li> Legen Sie eine Polyimid-Trägerrohr (0,005 &quot;) in jedes Führungsrohr aus der Unterseite des Laufwerks Basis. Lassen Sie das Trägerrohr verlängern 1-2 mm von der Spitze der vollständig abgesenkten Mikro-Laufwerk und und notieren auf dem Foto die Identität des entsprechende Micro-drive. </li><li> Kleben Sie dieTrägerrohr für die Mikro-Laufwerk Stützrohr mit 5-Minuten-Epoxy oder Sekundenkleber. Beachten Sie, dass Leim oder Epoxy, die zu dünn ist, wird fließen die Unterstützung Kanüle und behindern freie Bewegung des Mikro-Laufwerk oder, schlimmer noch, fix it, um die Führung Kanüle. Wenn dies geschieht, kann das insbesondere für Kleinst-Antrieb nicht genutzt werden. </li><li> Senken Sie alle Mikro-Laufwerke. Cut alle Trägerrohre bündig an der Unterseite des Kollektors Kanüle mit einem frischen Rasierklinge. </li><li> Zum Schluss die Neuralynx Elektrode Schnittstellenkarte, um das Laufwerk Basis mit zwei Schrauben (Größe: 1-72, Länge: 3 / 16 &quot;). </li></ol></li></ol> An diesem Punkt das Laufwerk-Array ist bereit, mit Tetroden geladen werden. Herstellung von Tetroden, wie man sie in der Mikro-Laufwerke zu laden, und wie man das Laufwerk-Array für chirurgische Implantation vorzubereiten sind die Themen einer späteren Video-Artikel. <img src="/files/ftp_upload/1094/Figure1.png" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1. Modell der fertigen Mikro-Drive Array. Ein Mikro-Laufwerk-Array besteht aus mehreren Hauptkomponenten: einer Kunststoff-Laufwerk Basis; ein Sammler Kanüle aus dem die Tetroden ins Gehirn, 21 Mikro-Laufwerke, die jedes Laufwerk eine einzelne Tetrode; eine Elektrode Schnittstellenkarte, die Vorverstärker verbindet. <img src="/files/ftp_upload/1094/Figure2.png" alt="Abbildung 2" /> Abbildung 2. Benutzerdefinierte Mikro-Laufwerk Schrauben. A. Technische Zeichnungen der benutzerdefinierten Schraube Design. Die Schraube ist mit einem Gewindeteil (M1.2x0.25; 1,2 mm Durchmesser, 0,25 mm / Umdrehung)., Eine halbe Zylinderkopf, dass unsere maßgeschneiderten Schraubenzieher und eine glatte Teil mit Lippe (siehe Detail) übereinstimmt B. Modell komplette Mikro-Laufwerk. Das Stützrohr und benutzerdefinierte Schraube mit Zahnzement verbunden. Die Lippe an der Schraube ist in der zahnärztlichen Zement eingebettet und erlaubt eine freie Rotation während der Fahrt das Stützrohr oben oder unten. Zusätzliche Dateien Wir haben die gedruckten Fahrbasis, die schützende Membran und die Form für den Bau des Mikro-Laufwerke in SolidWorks 2008 3D-CAD-Software: <ul style="list-style-type:none;"><li> Laden Sie die Datei: <a href="/files/ftp_upload/1094/DriveBase.SLDPRT">DriveBase.sldprt</a> welche Modelle des Antriebs Basis und schützende Membran und Kappe enthält. </li><li> Laden Sie die Datei: <a href="/files/ftp_upload/1094/MicroDriveMold.SLDPRT">MicroDriveMold.sldprt</a> , welches Modell des Mikro-Laufwerk Form enthält </li></ul> Der 3D-Druck-Service-Büro können nicht mit nativen SolidWorks-Dateien nicht direkt, sondern erfordert die Design-Dateien in der Stereolithographie CAD-Format (STL). Für Menschen, die keinen Zugang zu SolidWorks Software, aber immer noch gerne auf die bedruckten Teile in der Video-Artikel verwendet verwenden wir auch die Ausführungen im STL-Format als auch: <ul style="list-style-type:none;"><li> Laden Sie die Datei: <a href="/files/ftp_upload/1094/DriveBase.STL">DriveBase.stl</a> , welches Modell der Antrieb Base enthält </li><li> Laden Sie die Datei: <a href="/files/ftp_upload/1094/MicroDriveMold.STL">MicroDriveMold.stl</a> welches Modell von Mikro-Laufwerk Form enthält </li><li> Laden Sie die Datei: <a href="/files/ftp_upload/1094/ProtectionCap.STL">ProtectionCap.stl</a> , welches Modell der Cap für Schutztrichter enthält </li><li> Laden Sie die Datei: <a href="/files/ftp_upload/1094/ProtectionCone.STL">ProtectionCone.stl</a> , welches Modell der Schutztrichter enthält </li></ul>

<ol>
	<li>Yamamoto, J., Wilson, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+chronically+implantable+precision+motorized+microdrive+array+for+freely+behaving+animals.">Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals.</a> J. Neurophysiol. 100 (4), 2430-2440 (2008).</li></ol>

Dieses Protokoll beschreibt die allgemeinen Merkmale des Mikro-Laufwerk Bauprozess. Es wurde erfolgreich geändert werden, um Drive Arrays mit mehreren Aufnahmen Ziele oder kleineren Arrays für Aufnahmen in Mäusen zu erzeugen. Neben der Aufzeichnung aus dem Hippocampus, verwenden viele Forscher diese Laufwerke zu kortikalen und subkortikalen Strukturen Ziel. Der Einsatz von längeren Schrauben erforderlich, um von tieferen Hirnstrukturen aufzuzeichnen. Mit umfangreichen Modifikationen an den Antrieb Basis, Antriebe motorisiert meine anstelle von manuell eingeschaltet diejenigen verwendet werden, so dass genauere, remote Tetrode Anpassung (Yamamoto und Wilson, 2008). Customized stationären Führungskanüle Arrangements haben an Stelle des kreisförmigen wichtigsten Kanüle zur räumlichen Kontrolle über die Verteilung der Tetroden in der Hirnrinde und im Hippocampus zu erreichen verwendet worden.

<table>
<tbody>
	<tr>
<td>3D-printed plastic parts</td>
<td>Material</td>
<td>American Precision Prototyping (www.approto.com)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Parts are printed by stereolithography (SLA) using DSM 14120 'ABS-like', DSM 11120 'Watershed' or Accura 55 resins. Request high resolution, no sandblasting.</td>
</tr>
<tr>
<td>stainless steel tubing</td>
<td>Material</td>
<td>Small Parts (www.smallparts.com)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cut to custom length and deburred. Sizes: 13 Ga (1pc @ 10 mm), 15 Ga (1pc @ 50 mm), 20 Ga thin wall (21pcs @ 5 mm), 23 Ga (21pcs @ 14 mm) </td>
</tr>
<tr>
<td>Dental cement powder</td>
<td>Material</td>
<td>A-M Systems (www.a-msystems.com)</td>
<td>525000</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>Dental cement solvent</td>
<td>Material</td>
<td>A-M Systems</td>
<td>526000</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>Electrode interface board</td>
<td>Material</td>
<td>Neuralynx (www.neuralynx.com)</td>
<td>EIB-81</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>micro-drive screws</td>
<td>Material</td>
<td>Advanced Machining and Tooling (www.amtmfg.com)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Custom made screws with M1.2x0.25 threads (1.2mm major diameter; 0.25 mm thread pitch) </td>
</tr>
<tr>
<td>'Tap-Ease' tapping lubricant </td>
<td>Tool</td>
<td>AGS Company</td>
<td>TA-2</td>
<td>Available from MSC Industrial Supply (www.mscdirect.com)</td>
</tr>
<tr>
<td>Polyimide tubing </td>
<td>Material</td>
<td>IWG High Performance Conductors (www.iwghpc.com)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sizes:
30 Ga (outer diam: 0.0071", inner diam: 0.0116") 
5 mil (nominal outer diam: 0.0055", wall: 0.0010") </td>
</tr>
<tr>
<td>Cordless drill/driver </td>
<td>Tool</td>
<td>DeWalt (www.dewalt.com)</td>
<td>DC750KA </td>
<td>Any drill/driver with low-speed setting will do.</td>
</tr>
<tr>
<td>Variable-Speed Rotary Tool Kit with Flex-Shaft </td>
<td>Tool</td>
<td>Dremel (www.dremel.com)</td>
<td>3956-02</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>Razor blades </td>
<td>Tool</td>
<td>VWR (www.vwr.com)</td>
<td>55411-050</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>Watch glass </td>
<td>Tool</td>
<td>VWR</td>
<td>66112-107</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>Tap for custom screws</td>
<td>Tool</td>
<td>Balax</td>
<td>01302</td>
<td>M1.2x0.25 Thredfloer thread-forming tap. Available from MSC Industrial Supply.</td>
</tr>
<tr>
<td>Taps</td>
<td>Tool</td>
<td>Small Parts</td>
<td>HSBT-0172, HSBT-0080 </td>
<td>1-72, 0-80 bottoming taps</td>
</tr>
<tr>
<td>Pin vise</td>
<td>Tool</td>
<td>Vargus</td>
<td>3SHC1--I </td>
<td>To hold taps. Available from MSC Industrial Supply</td>
</tr>
<tr>
<td>Drill bits</td>
<td>Tool</td>
<td>Small Parts</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sizes: 65, 61, 1.55mm</td>
</tr>
<tr>
<td>Benchtop vise</td>
<td>Tool</td>
<td>Panavise</td>
<td>301</td>
<td>Available from DigiKey (www.digikey.com).</td>
</tr>
<tr>
<td>No.2 Dumont forceps</td>
<td>Tool</td>
<td>Stoelting (www.stoeltingco.com)</td>
<td>52100-27</td>
<td>Used for inserting 20 Ga thin wall sleeves.</td>
</tr>
<tr>
<td>5-minute epoxy</td>
<td>Tool</td>
<td>Allied Electronics (www.alliedelec.com)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
</tr>
<tr>
<td>Accu-Tek Carbofib Tip Tweezers</td>
<td>Tool</td>
<td>Aven (www.aveninc.com)</td>
<td>18768 (Pattern 304)</td>
<td>Used for handling polyimide tubing.</td>
</tr>
<tr>
<td>Micro Dissecting Scissors</td>
<td>Tool</td>
<td>Biomedical Research Instruments (www.biomedinstr.com)</td>
<td>25-1000</td>
<td>Used for cutting polyimide carrier tubes</td>
</tr>
<tr>
<td>Xcelite 378M Pliers</td>
<td>Tool</td>
<td>Newark</td>
<td>96F8903</td>
<td>Used for handling stainless steel tubing and for construction of custom screwdriver.</td>
</tr>
<tr>
<td>mini pin vise</td>
<td>Tool</td>
<td>MSC Industrial Supply (www.mscdirect.com)</td>
<td>00920314 </td>
<td>Used as a handle for custom made screwdriver.</td>
</tr>		
</tbody>
</table>

micro-drive array for chronic in vivo recording: drive fabrication

Chronische Aufnahme von großen Populationen von Neuronen ist eine wertvolle Technik für die Untersuchung der Funktion neuronaler Schaltkreise in wach verhalten Ratten. Lightweight Aufnahmegeräte Durchführung einer hochdichten Anordnung von Tetroden ermöglichen die gleichzeitige Überwachung der Tätigkeit der Dutzende bis Hunderte von einzelnen Neuronen. Hier beschreiben wir ein Protokoll für die Herstellung von Mikro-Laufwerk-Array mit 21 unabhängig voneinander beweglichen Mikro-Laufwerke. Dieses Gerät wurde erfolgreich von Hippocampus und kortikalen Neuronen in unserem Labor Datensatz verwendet. Wir zeigen, wie eine maßgeschneiderte, 3-D gedruckt Kunststoffboden, dass die Mikro-Antriebe halten vorbereiten. Wir zeigen, wie die einzelnen Mikro-Laufwerke erstellen und wie Sie die komplette Mikro-Laufwerk-Array zu montieren. Weitere Vorbereitung des Laufwerk-Array für die chirurgische Implantation, wie die Herstellung von Tetroden, das Laden von Tetroden in das Laufwerk-Array und Vergoldung, wird in einem nachfolgenden Video Artikel behandelt.

Watch this Scientific Journal Video about Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication at JoVE.com

Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication

In diesem Protokoll haben wir demonstrieren, wie man ein Mikro-Laufwerk-Array für chronische elektrophysiologischen Ableitungen in Ratten zu fabrizieren.

Micro-Drive-Array für chronische In vivo Recording: Drive Fabrication

Chronic recording of large populations of neurons is a valuable technique for studying the function of neuronal circuits in awake behaving rats. ...

micro-drive-array-for-chronic-in-vivo-recording-drive-fabrication

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication

25.2K Aufrufe.  MIT - Massachusetts Institute of Technology. In diesem Protokoll haben wir demonstrieren, wie man ein Mikro-Laufwerk-Array für chronische elektrophysiologischen Ableitungen in Ratten zu fabrizieren.

Serie: Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Drive Fabrication

Population Replacement Strategies for Controlling Vector Populations and the Use of Wolbachia pipientis for Genetic Drive

In this video, Jason Rasgon discusses population replacement strategies to control vector-borne diseases such as malaria and dengue. "Population replacement" is the replacement of wild vector populations (that are competent to transmit pathogens) with those that are not competent to transmit pathogens. There are several theoretical strategies to accomplish this. One is to exploit the maternally-inherited symbiotic bacteria Wolbachia pipientis. Wolbachia is a widespread reproductive parasite that spreads in a selfish manner at the extent of its host's fitness. Jason Rasgon discusses, in detail, the basic biology of this bacterial symbiont and various ways to use it for control of vector-borne diseases.

In this interview, Jason Rasgon explains the concept of genetic drive and the characteristics of an effective gene drive system. The use of the endosymbiotic bacterium, Wolbachia pipientis, as a means to spread genes through mosquito populations, is hypothesized.

Bevölkerung Ersatz Strategies for Controlling Vector Bevölkerung und die Verwendung von Wolbachia pipientis für Genetische Laufwerk

In this video, Jason Rasgon discusses population replacement strategies to control vector-borne diseases such as malaria and dengue. "Population ...

Forschung

Biologie

Application of Light-cured Dental Adhesive Resin for Mounting Electrodes or Microdialysis Probes in Chronic Experiments

In chronic recording experiments, self-curing dental acrylic resins have been used as a mounting base of electrodes or microdialysis-probes. Since these acrylics do not bond to the bone, screws have been used as anchors. However, in small experimental animals like finches or mouse, their craniums are very fragile and can not successfully hold the anchors. In this report, we propose a new application of light-curing dental resins for mounting base of electrodes or microdialysis probes in chronic experiments. This material allows direct bonding to the cranium. Therefore, anchor screws are not required and surgical field can be reduced considerably. Past experiences show that the bonding effect maintains more than 2 months. Conventional resin's window of time when the materials are pliable and workable is a few minutes. However, the window of working time for these dental adhesives is significantly wider and adjustable.

In this report, we propose a new application of light-curing dental resins for mounting base of electrodes or microdialysis probes in chronic experiments. This material allows direct bonding to the cranium.

Anwendung von Licht-gehärteten Dental Adhesive Resin für Montage-Elektroden oder Mikrodialysesonden in Chronic Experimente

In chronic recording experiments, self-curing dental acrylic resins have been used as a mounting base of electrodes or microdialysis-probes. Since these ...

Immunohistochemistry on Paraffin Sections of Mouse Epidermis Using Fluorescent Antibodies

In the epidermis, immunohistochemistry is an efficient means of localizing specific proteins to their relative expression compartment; namely the basal, suprabasal, and stratum corneum layers. The precise localization within the epidermis of a particular protein lends clues toward its functional role within the epidermis. In this chapter, we describe a reliable method for immunolocalization within the epidermis modified for both frozen and paraffin sections that we use very routinely in our laboratory. Paraffin sections generally provide much better morphology, hence, superior results and photographs; however, not all antibodies will work with the harsh fixation and treatment involved in their processing. Therefore, the protocol for frozen sectioning is also included. Within paraffin sectioning, two fixation protocols are described (Bouin's and paraformaldehyde); the choice of fixative will be directly related to the antibody specifications and may require another fixing method.

We describe a reliable method for immunolocalization within the epidermis modified for both frozen and paraffin sections that we use very routinely in our laboratory.

Immunhistochemie auf Paraffinschnitten von Mouse Epidermis unter Verwendung von fluoreszierenden Antikörper

In the epidermis, immunohistochemistry is an efficient means of localizing specific proteins to their relative expression compartment; namely the basal, ...

A Craniotomy Surgery Procedure for Chronic Brain Imaging

Imaging techniques are becoming increasingly important in the study brain function. Among them, two-photon laser scanning microscopy has emerged as an extremely useful method, because it allows the study of the live intact brain. With appropriate preparations, this technique allows the observation of the same cortical area chronically, from minutes to months. In this video, we show a preparation for chronic in vivo imaging of the brain using two-photon microscopy. This technique was initially pioneered by Dr. Karel Svoboda, who is now a Howard Hughes Medical Institute Investigator at Janelia Farm. Preparations like the one shown here can be used for imaging of neocortical structure (e.g., dendritic and axonal dynamics),  to record neuronal activity using calcium-sensitive dyes, to image cortical blood flow dynamics, or for intrinsic optical imaging studies. Deep imaging of the neocortex is possible with optimal cranial window surgeries. Operating under the most sterile conditions possible to avoid infections, together with using extreme care to do not damage the dura mater during the surgery, will result in successful and long-lasting glass-covered cranial windows.


This video and protocol demonstrate how to implant a glass-covered cranial window in rodents. These preparations can be used for chronic in vivo two-photon imaging of the neocortex over time scales of months. It may also be used for other types of imaging, including optical intrinsic signal imaging.

Ein Kraniotomie Chirurgie Verfahren für chronische Brain Imaging

Imaging techniques are becoming increasingly important in the study brain function. Among them, two-photon laser scanning microscopy has emerged as an ...

Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Tetrode Assembly

The tetrode, a bundle of four electrodes, has proven to be a valuable tool for the simultaneous recording of multiple neurons in-vivo.  The differential amplitude of action potential signatures over the channels of a tetrode allows for the isolation of single-unit activity from multi-unit signals.  The ability to precisely control the stereotaxic location and depth of the tetrode is critical for studying coordinated neural activity across brain regions.  In combination with a micro-drive array, it is possible to achieve precise placement and stable control of many tetrodes over the course of days to weeks.  In this protocol, we demonstrate how to fabricate and condition tetrodes using basic tools and materials, install the tetrodes into a multi-drive tetrode array for chronic in-vivo recording in the rat, make ground wire connections to the micro-drive array, and attach a protective cone onto the micro-drive array in order to protect the tetrodes from physical contact with the environment.



Micro-drive Array for Chronic in vivo Recording: Tetrode Assembly

In this protocol we demonstrate how to fabricate and condition tetrodes for use with a micro-drive array, which was designed for chronic electrophysiological recordings in rats. In addition, we illustrate the final stages of micro-drive array construction, which includes installing ground wires and a protective cone.

Micro-Drive-Array für chronische In vivo Recording: Tetrode Assembly

The tetrode, a bundle of four electrodes, has proven to be a valuable tool for the simultaneous recording of multiple neurons in-vivo.  The differential ...

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite isolated from each other, with largely independent histories and scientific communities. However, the interface between these usually disparate fields is the developmental programs underlying acquisition of functional electrical signaling properties and differentiation of functional chemical synapses during the final phases of neural circuit formation. This interface is a critically important area for investigation. In Drosophila, these phases of functional development occur during a period of &lt;8 hours (at 25&deg;C) during the last third of embryogenesis. This late developmental period was long considered intractable to investigation owing to the deposition of a tough, impermeable epidermal cuticle. A breakthrough advance was the application of water-polymerizing surgical glue that can be locally applied to the cuticle to enable controlled dissection of late-stage embryos. With a dorsal longitudinal incision, the embryo can be laid flat, exposing the ventral nerve cord and body wall musculature to experimental investigation. Whole-cell patch-clamp techniques can then be employed to record from individually-identifiable neurons and somatic muscles. These recording configurations have been used to track the appearance and maturation of ionic currents and action potential propagation in both neurons and muscles. Genetic mutants affecting these electrical properties have been characterized to reveal the molecular composition of ion channels and associated signaling complexes, and to begin exploration of the molecular mechanisms of functional differentiation. A particular focus has been the assembly of synaptic connections, both in the central nervous system and periphery. The glutamatergic neuromuscular junction (NMJ) is most accessible to a combination of optical imaging and electrophysiological recording. A glass suction electrode is used to stimulate the peripheral nerve, with excitatory junction current (EJC) recordings made in the voltage-clamped muscle. This recording configuration has been used to chart the functional differentiation of the synapse, and track the appearance and maturation of presynaptic glutamate release properties. In addition, postsynaptic properties can be assayed independently via iontophoretic or pressure application of glutamate directly to the muscle surface, to measure the appearance and maturation of the glutamate receptor fields. Thus, both pre- and postsynaptic elements can be monitored separately or in combination during embryonic synaptogenesis. This system has been heavily used to isolate and characterize genetic mutants that impair embryonic synapse formation, and thus reveal the molecular mechanisms governing the specification and differentiation of synapse connections and functional synaptic signaling properties.

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Electrophysiological recordings from Drosophila embryos allow analyses of developing muscle and neuron electrical properties, as well as characterization of functional synaptogenesis at the glutamatergic neuromuscular junction and central cholinergic and GABAergic synapses.

Elektrophysiologische Aufzeichnung in der Drosophila Embryo

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite ...

In vivo-like Organotypic Murine Retinal Wholemount Culture

Targeted ablations of genes and analysis of animal models is the classical strategy for enrolling specific retinal gene function. However, transgenic, retina-specific or conditional knockout mouse models often display early lethality or suffer from severe malformations, preventing an analysis beyond embryonic or early postnatal stages.
Primary cell culture is an alternative to investigate the effects of exogenously applied recombinant factors, overexpression of genes or siRNA-mediated gene knockdown in a controlled environment. Dissociated cell culture has the advantage that the endogenous signals reaching the target cells are reduced, thereby facilitating the identification of exogenously triggered effects after pharmacological manipulation. However, important cell-cell interactions are initially destroyed by enzymatic digestion or mechanical dissociation, even if re-aggregated retinospheroid cultures1 are used.
By contrast, organotypic retinal wholemount cultures provide a system close to the physiological in vivo situation with neuronal interactions and connections still preserved2-5.
In this video article we provide a step by step demonstration of (1) the establishment of in vivo-like organotypic retinal wholemount cultures including dissection peculiarities of embryonic, postnatal and adult murine eyes and (2) a dissociation and cytospin procedure for analysis of neuronal apoptosis and retinal cell proliferation in organotypic wholemounts, e.g. after culture in the presence of exogenously applied recombinant factors.

In vivo-like Organotypic Murine Retinal Wholemount Culture

This video article demonstrates the establishment of organotypic retinal wholemount cultures and a cytospin procedure for analysis of exogenously induced effects. Organotypic retinal wholemount cultures mimic the in vivo situation and significantly facilitate the accessibility of murine retinas for experimental manipulations while circumventing the disadvantages of classical murine animal models.

In vivo-ähnlichen Organotypische Murine Retinal Wholemount Kultur

Targeted ablations of genes and analysis of animal models is the classical strategy for enrolling specific retinal gene function. However, transgenic, ...

One-channel Cell-attached Patch-clamp Recording

Ion channel proteins are universal devices for fast communication across biological membranes. The temporal signature of the ionic flux they generate depends on properties intrinsic to each channel protein as well as the mechanism by which it is generated and controlled and represents an important area of current research. Information about the operational dynamics of ion channel proteins can be obtained by observing long stretches of current produced by a single molecule. Described here is a protocol for obtaining one-channel cell-attached patch-clamp current recordings for a ligand gated ion channel, the NMDA receptor, expressed heterologously in HEK293 cells or natively in cortical neurons. Also provided are instructions on how to adapt the method to other ion channels of interest by presenting the example of the mechano-sensitive channel PIEZO1. This method can provide data regarding the channel&#8217;s conductance properties and the temporal sequence of open-closed conformations that make up the channel&#8217;s activation mechanism, thus helping to understand their functions in health and disease.

Described here is a procedure for obtaining long stretches of current recording from one ion channel with the cell-attached patch-clamp technique. This method allows for observing, in real time, the pattern of open-close channel conformations that underlie the biological signal. These data inform about channel properties in undisturbed biological membranes.

Ein-Kanal-Cell-Attached-Patch-Clamp-Aufnahme

Ion channel proteins are universal devices for fast communication across biological membranes. The temporal signature of the ionic flux they generate ...

Array Comparative Genomic Hybridization (Array CGH) for Detection of Genomic Copy Number Variants

Array CGH for the detection of genomic copy number variants has replaced G-banded karyotype analysis. This paper describes the technology and its application in a clinical diagnostic service laboratory. DNA extracted from a patient&#8217;s sample (blood, saliva or other tissue types) is labeled with a fluorochrome (either cyanine 5 or cyanine 3). A reference DNA sample is labeled with the opposite fluorochrome. There follows a cleanup step to remove unincorporated nucleotides before the labeled DNAs are mixed and resuspended in a hybridization buffer and applied to an array comprising ~60,000 oligonucleotide probes from loci across the genome, with high probe density in clinically important areas. Following hybridization, the arrays are washed, then scanned and the resulting images are analyzed to measure the red and green fluorescence for each probe. Software is used to assess the quality of each probe measurement, calculate the ratio of red to green fluorescence and detect potential copy number variants.

Array Comparative Genomic Hybridization Array CGH for Detection of Genomic Copy Number Variants

Array CGH for the detection of genomic copy number variants has replaced G-banded karyotype analysis. This paper describes the technology and its application in a diagnostic service laboratory.

Array Comparative Genomic Hybridization (Array-CGH) zum Nachweis von Genomic Copy Number Varianten

Array CGH for the detection of genomic copy number variants has replaced G-banded karyotype analysis. This paper describes the technology and its ...

In Vivo Microinjection and Electroporation of Mouse Testis

This video and article contribution gives a comprehensive description of microinjection and electroporation of mouse testis in vivo. This particular transfection technique for testicular mouse cells allows the study of unique processes in spermatogenesis.
The following protocol focuses on transfection of testicular mouse cells with plasmid constructs. Specifically, we used the reporter vector pEGFP-C1, which expresses enhanced green fluorescent protein (eGFP) and also the pDsRed2-N1 vector expressing red fluorescent protein (DsRed2). Both encoded reporter genes were under the control of the human cytomegalovirus immediate-early promoter (CMV).
For performing gene transfer into mouse testes, the reporter plasmid constructs are injected into testes of living mice. To that end, the testis of an anaesthetized animal is exposed and the site of microinjection is prepared. Our preferred place of injection is the efferent duct, with the ultimately connected rete testis as the anatomical transport route of the spermatozoa between the testis and the epididymis. In this way, the filling of the seminiferous tubules after microinjection is excellently managed and controlled due to the use of stained DNA solutions. After observing a sufficient filling of the testis by its colored tubule structure, the organ is electroporated. This enables the transfer of the DNA solution into the testicular&#160;cells. Following 3 days of incubation, the testis is removed and investigated under the microscope for green or red&#160;fluorescence, illustrating transfection success.
Generally, this protocol can be employed for delivering DNA- or RNA- constructs into living mouse testis in order to (over)express or knock down genes, facilitating in vivo gene function analysis. Furthermore, it is suitable for studying reporter constructs or putative gene regulatory elements. Thus, the main advantages of the electroporation technique are fast performance in combination with low effort as well as the moderate technical equipment and skills required compared to alternative techniques.

In Vivo Microinjection and Electroporation of Mouse Testis

This article describes microinjection and electroporation of mouse testis in&#160;vivo as a&#160;transfection technique for testicular mouse cells to study unique processes of spermatogenesis. The presented protocol involves steps of glass capillary preparation, microinjection via the efferent duct, and transfection by electroporation.

In-vivo-Mikroinjektion und Elektroporation von Maus-Hoden

This video and article contribution gives a comprehensive description of microinjection and electroporation of mouse testis in vivo. This particular ...