Messung des Kohlenstoffgehalts in Makrophagen der Atemwege, die kohlenstoffhaltigen Partikeln ausgesetzt sind

Dieser Artikel beschreibt ein detailliertes experimentelles Protokoll zur Messung des Kohlenstoffgehalts von Atemwegsmakrophagen mit dem Ziel, die interne Expositionsdosis auf der Ebene der individuellen Feinstaubexposition zu bewerten.

Lungenmakrophagen zeigen ein dosisabhängiges Muster bei phagozytierenden Partikeln. Nach dem Verschlingen werden diese Makrophagen anschließend mit dem Sputum ausgeschieden, wodurch Makrophagen und Partikel lichtmikroskopisch sichtbar und quantifizierbar werden. Bemerkenswert ist, dass elementarer Kohlenstoff im Körper von Säugetieren ausschließlich aus externen Verunreinigungen stammt. Folglich dient der Kohlenstoffgehalt in Atemwegsmakrophagen (CCAM) als valider Expositions-Biomarker, der die individuelle Exposition gegenüber kohlenstoffhaltigem Feinstaub (PM) genau abschätzt. Dieser Artikel beschreibt ein Protokoll, das die Sputumsammlung, Konservierung, Verarbeitung, Vorbereitung und Färbung von Sputum sowie die Erfassung und Analyse von Makrophagenfotos umfasst. Nach der Entnahme der Makrophagenkerne wurde der Anteil der von Kohlenstoffpartikeln (PCOC) eingenommenen Zytoplasmafläche berechnet, um den Kohlenstoffgehalt in jedem Makrophagen zu quantifizieren. Die Ergebnisse deuten auf einen Anstieg der CCAM-Werte nach Exposition gegenüber kohlenstoffhaltigem PM hin. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass diese nicht-invasive, präzise, zuverlässige und standardisierte Methode die direkte Messung von Kohlenstoffpartikeln in Zielzellen ermöglicht und für die großflächige Quantifizierung einzelner CCAM durch induziertes Sputum verwendet wird.

Die Luftverschmutzung wird mit Todesfällen aufgrund von Atemwegs- und Herz-Kreislauf-Erkrankungen in Verbindung gebracht und stellt eine ernsthafte Bedrohung für die menschliche Gesundheit dar ^1,2. Epidemiologische Daten deuten darauf hin, dass die chronische Exposition gegenüber Feinstaub mit einem Durchmesser von mindestens 2,5 μm (PM2,5) für den vorzeitigen Tod von 4 bis 9 Millionen Menschen weltweit verantwortlich ist. PM2,5 wurde in der Global Burden of Disease, Injuries, and Risk Factors Study (GBD) 2015 als fünftwichtigster Risikofaktor für die weltweite Sterblichkeit eingestuft3,4,5,6. Studien haben ergeben, dass die Einhaltung der WHO-Richtlinien zur Luftverschmutzung 51.213 Todesfälle pro Jahr durch PM2,5-Exposition verhindern könnte³. Derzeit fehlt in den meisten Studien die Bewertung der intraindividuellen Exposition und sie basieren nur auf groben Auswertungen an größeren regionalen Messstellen, die weit von den individuellen Expositionswerten entfernt sind. Die verfügbaren Biomarker für die interne Exposition, wie z. B. PAK im Urin und Benzo(a)pyren, spiegeln nicht den Zusammenhang zwischen Feinstaubexposition und gesundheitlichen Auswirkungen wider ^7,8,9. Dies führt dazu, dass es nicht möglich ist, einen genauen Zusammenhang mit den gesundheitlichen Auswirkungen herzustellen. Daher ist die Suche nach Markern, die das Ausmaß der Feinstaubbelastung einer Person widerspiegeln, einer der Schlüssel zu einer genauen Expositionsabschätzung für Einzelpersonen.

Partikel, die in die Bronchien eingeatmet werden, können durch Ziliarrschwingungen in den Bronchien mit dem Auswurf ausgeschieden werden. Das Fehlen eines flimmernden Schleimflusstransportsystems in den Lungenbläschen bedeutet, dass der primäre Clearance-Weg für Partikel, die in die Lungenbläschen gelangen, über Phagozytose und Translokation durch Makrophagen erfolgt^10,11. Aufgrund der anatomischen Struktur der Lunge ist die Beseitigung von unlöslichen partikulären Fremdstoffen langsam. Dies ermöglicht es Feinstaub, über längere Zeiträume mit Lungenzellen zu interagieren und verschiedene biologische Wirkungen auszulösen, die das Lungengewebe und andere Organe schädigen ^12,13. Die Stimulation durch Feinstaub führt zur Aktivierung von Makrophagen und löst eine Kaskade von Entzündungsfaktoren in der Lunge aus, die eine systemische Entzündungsreaktion auslösen können¹⁴. In Anbetracht der entscheidenden Rolle der Makrophagen-Zytophagie bei der Auslösung von Zytokinstürmen in der Lunge wird die Theorie aufgestellt, dass Kohlenstoffpartikel aus Lungenmakrophagen die biologisch wirksame Dosis der Exposition gegenüber kohlenstoffnukleierten Partikeln in der Luft widerspiegeln könnten¹⁵. Da es in Säugetierzellen keine Aggregation von elementarem Kohlenstoff gibt und kohlenstoffhaltige Partikel als schwarzer Feinstaub unter einem Lichtmikroskop beobachtet werden können, kann die Entnahme von Alveolarm- und Bronchialmakrophagen und die Messung des Kohlenstoffgehalts in ihnen als Marker für die Bewertung der Feinstaubexposition dienen¹⁶.

In dieser Studie wurde eine Methode zur genauen Bewertung der individuellen Feinstaubbelastung identifiziert, die als Kohlenstoffgehalt von Atemwegsmakrophagen (CCAM) bekannt ist. Konkret wurden Sputumproben der Bevölkerung entnommen, nachdem die Teilnehmer hypertone Kochsalzlösung inhaliert hatten, die von einem Ultraschallvernebler erzeugt wurde. Diese Proben wurden dann mit einer Fixierlösung konserviert. Makrophagen der Atemwege wurden isoliert, gefärbt und unter einem Lichtmikroskop fotografiert, um Makrophagen mit kohlenstoffhaltigen Partikeln zu identifizieren, die dann quantifiziert wurden. Diese Methode bietet einen biologischen Marker für die genaue Bewertung der individuellen Feinstaubbelastung. Es schafft eine methodische Grundlage für die Untersuchung des Zusammenhangs zwischen Feinstaubbelastung und gesundheitlichen Auswirkungen und dient als Forschungsgrundlage für die Erforschung von Zusammenhängen zwischen Feinstaubexposition und gesundheitlichen Folgen wie Lungenerkrankungen.

Die Studie erhielt die Genehmigung der medizinischen Ethikkommission des Instituts für Arbeitsmedizin und Giftkontrolle des chinesischen Zentrums für Krankheitskontrolle und -prävention (NIOHP201604), wobei die schriftliche Einverständniserklärung aller Probanden vor der Studie und der Entnahme biologischer Proben eingeholt wurde. Für diese Studie wurden Rußverpacker ausgewählt, die seit mehr als 1 Jahr in einer Rußfabrik arbeiteten und Rußaerosolen ausgesetzt waren. Für die Durchführung der Studie wurden Wasserwerksarbeiter in einer Wasserwerksfabrik ohne nennenswerte berufliche Exposition gegenüber schädlichen Faktoren aus der Umgebung als Kontrollpopulation rekrutiert. Für die Studienpopulation wurden folgende Ein- und Ausschlusskriterien ausgewählt: Einschlusskriterien für Rußverpacker waren der direkte Kontakt mit Ruß während der meisten Schichten und eine mindestens einjährige Arbeit im Bereich der Rußexposition. Beschäftigte in Wasserwerken wurden einbezogen, wenn sie in ihrem Arbeitsumfeld nicht beruflich Ruß oder anderen Schadstoffen ausgesetzt waren. Zu den Ausschlusskriterien gehörten Arbeitnehmer mit chronischen Krankheiten wie Krebs, Personen, die in den letzten drei Monaten einer Röntgenstrahlenexposition unterzogen worden waren, Personen mit Lungentuberkulose in der Vorgeschichte, Lungenchirurgie, viraler Myokarditis, angeborenen Herzfehlern, kürzlichem Fieber oder Entzündungen sowie Arbeitnehmer, die kürzlich Antibiotika eingenommen hatten. Die in der Studie verwendeten Reagenzien und Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Konservierung von Sputum

1. Bereiten Sie die Fixierlösung vor, indem Sie die folgenden Schritte ausführen:
   1. 2% Polyethylenglykol (PEG1500) in einem Wasserbad schmelzen. Nehmen Sie 20 ml geschmolzenes PEG1500 in ein Zentrifugenröhrchen. Geben Sie 20 ml 50%iges Ethanol in das Zentrifugenröhrchen und schütteln Sie die Mischung gründlich, um die Mutterlauge herzustellen.
   2. Gießen Sie nach und nach 40 mL der Mutterlauge in 960 mL 50%iges Ethanol. Schütteln Sie die Lösung gut, um die Saccomanno-Fixierlösung zu bilden. Bewahre die Lösung an einem kühlen, dunklen Ort auf.
2. Geben Sie 20-30 ml der vorbereiteten Fixierlösung in ein Zentrifugenröhrchen mit ca. 2 ml Sputum. Mischen Sie den Inhalt gründlich.
   HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass das Gesamtvolumen 40 ml nicht überschreitet.
3. Verschließen Sie das Zentrifugenröhrchen mit einer Siegelfolie. Bewahren Sie es an einem kühlen, dunklen Ort auf. Transportieren Sie das Röhrchen zur weiteren Verarbeitung ins Labor, wenn es fertig ist.
   HINWEIS: Schmelzen Sie PEG1500 immer im Wasserbad und verwenden Sie es gemäß der vorgeschriebenen Dosierung.

2. Herstellung der Zellsuspension im Sputum

1. Bereiten Sie die Verdauungslösung vor, indem Sie 0,1 g Dithiothreitol in 100 ml Kochsalzlösung gemäß der tatsächlichen Dosierung auflösen. Die vorbereitete Lösung bis zu 48 h bei 4 °C lagern.
2. Das Röhrchen mit dem Auswurf bei 1.998 x g für 30 min bei 4 °C zentrifugieren.
3. Entsorgen Sie den Überstand. Geben Sie dem Niederschlag das gleiche Volumen an Sputumverdau. Die Mischung aufreiben und gründlich schütteln.
   1. Stellen Sie das Rohr bis zur vollständigen Verflüssigung (10-15 min) in ein 37 °C heißes Wasserbad.
      HINWEIS: Schütteln Sie das Röhrchen während des Verflüssigungsprozesses kontinuierlich.
4. Das verflüssigte Gemisch mit einer 70 μm Filtermembran filtrieren.
5. Die filtrierte Lösung wird bei 500 x g 7 min bei 4 °C zentrifugiert.
6. Entsorgen Sie den Überstand und behalten Sie den Zellausfall bei.
7. Den Zellniederschlag in Duchennephosphatpuffer resuspendieren. Die resuspendierte Lösung wird bei 500 x g für 7 min bei 4 °C zentrifugiert, um einen reinen Zellniederschlag zu erhalten.

3. Vorbereitung des Zellabstrichs

1. Geben Sie 200-600 μl Phosphatpuffer in das Zellsediment. Mischen Sie den Inhalt gründlich; Passen Sie das Puffervolumen basierend auf den Ergebnissen der Zellzählung an (streben Sie >1,0 × 10⁵ Zellen an).
2. Nehmen Sie 20 μl der Zellsuspension und erstellen Sie einen Zellabstrich nach der Hämatokritmethode¹⁷.
3. Lassen Sie den Abstrich an der Luft trocknen (innerhalb von 48 h). Fixieren Sie den Abstrich 10 s lang mit einer handelsüblichen Färbelösung.
4. Tauchen Sie den Abstrich 8 s lang in eine Färbelösung. Heben Sie den Objektträger während des Färbens vorsichtig auf und ab und spülen Sie überschüssigen Fleck mit fließendem Wasser ab.
5. Färben Sie den Abstrich 8 s lang in B-Färbelösung. Heben Sie den Objektträger während des Färbens an und spülen Sie überschüssigen Fleck unter fließendem Wasser ab.
   HINWEIS: Die Färbelösungen A und B sind im handelsüblichen Färbeset erhältlich.
6. Tauchen Sie den Objektträger zweimal in wasserfreies Ethanol, jeweils für 2-3 s.
7. Nach dem Trocknen eine angemessene Menge neutrales Kaugummi auftragen. Verschließen Sie die Folie mit Deckgläsern.

4. Quantitative Analyse von CCAM

1. Verwenden Sie ein Lichtmikroskop mit einem 100-fach Ölobjektiv. Nehmen Sie Bilder von zufällig ausgewählten, gut gefärbten und morphologisch intakten Makrophagen auf. Nehmen Sie für jede Probe 50 Makrophagenbilder nach dem Zufallsprinzip auf.
2. Führen Sie die Bildanalyse in der Image J-Software durch, indem Sie die folgenden Schritte ausführen:
   1. Messen Sie den Maßstab und bestimmen Sie die tatsächliche Länge und die Pixel-zu-Pixel-Konvertierung (282 Pixel = 10 μm). Stellen Sie den Maßstab in Bild J ein (Analysieren > Maßstab festlegen), geben Sie Entfernung in Pixel, tatsächliche Länge, Längeneinheit (μm) ein und aktivieren Sie Global.
   2. Verwenden Sie eine unregelmäßige Form, um die Zellen zu umranden. Entfernen Sie den Hintergrund (Freihandauswahl, Bearbeiten > Außenseite löschen). Messen Sie die Gesamtfläche der Zellen (Analysieren > Messen).
   3. Schneiden Sie den Kern aus (Bearbeiten > Ausschneiden). Konvertieren Sie das Graustufenbild in Schwarzweiß (Bild > Typ > 8 Bit).
   4. Passen Sie den Graustufenwert an, der für jede Zellfärbung spezifisch ist, um eine genaue Zählung der Kohlenstoffpartikel zu erzielen (Bild > >Anpassen des Schwellenwerts > Anwenden, Analysieren >> Messen).
   5. Berechnen Sie den Kohlenstoffgehalt von 50 Makrophagen pro Probe basierend auf der gemessenen Fläche und der Bildanalyse in der Image J-Software.

Das mit der Fixierlösung konservierte und verarbeitete Sputum zeigte während der morphologischen Untersuchung unter einem Lichtmikroskop eine intakte Makrophagenmorphologie. Die Makrophagen wiesen klare, runde oder nierenförmige, leicht färbbare Zellkerne auf. Nach der Färbung erschienen die Zellkerne bläulich-violett, während das Zytoplasma hellrosa oder hellblau war. Das mikroskopische Feld wies minimale Verunreinigungen auf, was eine einfache Zellidentifizierung ermöglichte. Innerhalb der Zellen waren schwarze Kohlenstoffpartikel in kleinen Aggregaten deutlich sichtbar, was eine quantitative Analyse der Kohlenstoffpartikel ermöglichte.

In Abbildung 1 sind repräsentative Bilder von Sputum-Makrophagen dargestellt, die eine unterschiedliche Anzahl von Kohlenstoffpartikeln in verschiedenen Zellen darstellen. So zeigt Abbildung 1A keine Kohlenstoffpartikel, während Abbildung 1D die höchste Konzentration aufweist. Die CCAM-Werte wurden mit 0,00 %, 2,24 %, 6,64 % bzw. 34,61 % für Makrophagen (A-D) gemessen. Während des CCAM-Parameterbestimmungsprozesses wurde eine quantitative Bewertung des Kohlenstoffgehalts in jedem Makrophagen durchgeführt, um Verzerrungen zu mildern, die sich aus Variationen in der Makrophagengröße und der Überlappung von Kohlenstoffpartikeln mit Zellkernen ergeben. Die CCAM-Berechnung und -Analyse wurde für 50 Makrophagen pro Studienteilnehmer durchgeführt, wie in Abbildung 2 dargestellt.

Die Studie wählte Rußverpacker (CBP) aus einer bestimmten Acetylen-Rußfabrik als exponierte Gruppe aus und rekrutierte als Kontrollgruppe (Nicht-CBP) Wasserpumpenarbeiter aus lokalen Wasserwerken, die offensichtlich beruflich keinen schädlichen Faktoren ausgesetzt waren. Die in Abbildung 2 dargestellten Ergebnisse deuten auf eine höhere CCAM bei Arbeitern in der Rußverpackung im Vergleich zur Kontrollgruppe hin.

Abbildung 1: Optisches mikroskopisches Bild, das Kohlenstoffpartikel in Makrophagen der Atemwege zeigt. Die schwarze Farbe im Zytoplasma steht für Kohlenstoffpartikel. Die Tafeln (A-D) zeigen repräsentative Bilder von Atemwegsmakrophagen, die jeweils unterschiedliche CCAM-Niveaus aufweisen. Die CCAM-Werte für Makrophagen in (A-D) betrugen 0,00 %, 2,24 %, 6,64 % bzw. 34,61 %. Der höchste CCAM-Gehalt wurde in (D) beobachtet. Maßstabsbalken: 10 μm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 2: Quantitative CCAM-Konzentrationen in der Bevölkerung. Fünfzig zytoplasmatisch intakte und gut gefärbte Makrophagen wurden nach dem Zufallsprinzip für die Analyse und Quantifizierung pro Studienteilnehmer ausgewählt. Die Daten wurden mit dem Student's t-Test analysiert: *P < 0,05. CBP: Rußverpacker; Nicht-CBP: Kontrollgruppe. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Diese Studie stellt ein detailliertes experimentelles Protokoll für die Verwendung von induziertem Sputum-abgeleitetem CCAM als biologischen Marker für die interne Exposition gegenüber atmosphärischem Feinstaub vor. CCAM kann durch optische Mikroskopie nachgewiesen und quantifiziert werden und dient als präziser interner Expositionsbiomarker, der den Zusammenhang mit gesundheitlichen Auswirkungen widerspiegelt. Daher besteht die Notwendigkeit, eine komfortable, zuverlässige und effiziente Methode zur Konservierung von induziertem Sputum und eine CCAM-Quantifizierungsmethode zu etablieren und zu optimieren, um die methodischen Verfahren zu standardisieren.

Die Bestimmung des Kohlenstoffgehalts von Lungenmakrophagen umfasst mehrere Schritte, darunter die Entnahme von Lungenmakrophagen, das Abschmieren, Färben, Fotografieren und die Bildanalyse. Derzeit gibt es zwei Methoden zur Entnahme von Lungenmakrophagen: induziertes Sputum und Lungenspülung, jede mit ihren eigenen Vorteilen und Einschränkungen^18,19. Die Lungenspülung kann viele homogene Lungenmakrophagen liefern, aber es ist eine traumatische Probenahmemethode, die eine Anästhesie und andere Erkrankungen erfordert. Daher ist es nicht für groß angelegte Stichproben aus der Allgemeinbevölkerung geeignet. Im Gegensatz dazu ist induziertes Sputum einfach durchzuführen, nicht-invasiv und eignet sich für großflächige Probenahmen in der Allgemeinbevölkerung. Es ermöglicht auch die Entnahme von Wiederholungsproben. Die Lungenspülung erhält Makrophagen aus Alveolen oder distalen Bronchiolen, während beim induzierten Sputum Makrophagen gewonnen werden, die aus den Atemwegen stammen können. In dieser Studie führten wir induzierten Sputum nach dem von der European Respiratory Society veröffentlichten Standardprotokoll^{durch 20}.

Die Erfolgsrate des induzierten Sputums wird von verschiedenen Faktoren beeinflusst, darunter die Konzentration der vernebelten inhalativen Kochsalzlösung und das Vorliegen von Atemwegserkrankungen beim Patienten 21,22,23. Sputumproben können auch Speichel enthalten, der die Messung des Kohlenstoffgehalts von Makrophagen beeinträchtigen kann, wodurch möglicherweise die Anzahl der Atemwegsmakrophagen in der Probe verringert^{wird 24}. Die Arbeitsabläufe in dieser Studie waren standardisiert, die Methoden waren unkompliziert und die Reproduzierbarkeit war hoch. Es wurde beobachtet, dass Faktoren wie die Größe der vernebelten Inhalationsflussrate, die Angemessenheit der Induktionszeit und das Vorhandensein von Intervallen während der Induktion die Erfolgsrate des induzierten Sputums beeinflussten. Diese Überlegungen sind wichtig, um eine genaue und zuverlässige Messung von CCAM als Biomarker für die Feinstaubbelastung zu gewährleisten.

Die Saccomanno-Fixierlösung, bestehend aus 50 % Ethanol und 2 % Polyethylenglykol, wird typischerweise als Fixiermittel für die Konservierung biologischer Proben wie bronchoalveoläre Lavage-Flüssigkeit verwendet. In dieser Studie wurde diese Fixierlösung zum ersten Mal verwendet, um Sputum zu konservieren, das aus epidemiologischen Felduntersuchungen gewonnen wurde. Die Ergebnisse entsprachen der anschließenden Quantifizierung des Kohlenstoffs in Makrophagen, ähnlich der Konservierung von Sputumzellen am Morgen, um klare Krebszellabstriche zu erhalten²⁵. Die Arbeitsabläufe waren standardisiert, die Methoden unkompliziert und die Reproduzierbarkeit hoch. Zu den Vorteilen der induzierten Sputumkonservierung in dieser Studie gehören (1) die einfache Konfiguration des Fixiermittels, (2) keine Kühlung für die Konservierung erforderlich, was für groß angelegte epidemiologische Erhebungen praktisch ist, und (3) die Proben können an einem kühlen, lichtgeschützten Ort aufbewahrt werden. Klare Sicht unter dem Mikroskop nach der Färbung, mit identifizierbaren Zellkernen, minimalen Verunreinigungen und vollständiger Zellmorphologie. Dies ist der direkten Sputumaufbereitung und der Abstrichapplikation in Bezug auf die Morphologie überlegen²⁶.

Hinsichtlich der experimentellen Methoden wurden folgende Details festgestellt: Der Auswurf wurde während der Verdauung in einem 37 °C warmen Wasserbad periodisch geschüttelt, bis er vollständig verflüssigt war. Nach der Verflüssigung wurde vor der Zentrifugation eine Filtration auf einer 70-μm-Membran durchgeführt, um Verunreinigungen zu entfernen und den Färbehintergrund klarer zu machen. Zelluläre Ausfällungen wurden erneut mit DPBS gewaschen, bevor sie auf Objektträgern verschmiert wurden. Überschüssige Flüssigkeit wurde während der Färbung entfernt, indem die Objektträger mit fließendem Wasser gewaschen wurden. Die Diahalter wurden zwischen Fleck I und Fleck II gewechselt, um Rückstände zu vermeiden. Für die Fotografie wurden Makrophagen mit vollständiger Morphologie und guter Färbung nach dem Zufallsprinzip ausgewählt, was die CCAM-Quantifizierung beeinflusste²⁷.

Zu den Optionen für quantitative Analysesoftware für diese Studie gehören Image SXM und Image J²⁸. Image SXM erfordert eine manuelle Bildbearbeitung vor der Analyse, um die Genauigkeit zu erhöhen, was den Zeitaufwand erheblich verlängert. Es ist auch auf die Verarbeitung eines einzelnen Zelltyps beschränkt. Im Gegensatz dazu bietet die in dieser Studie verwendete Image J-Software eine bessere Spezifität in der Bildverarbeitung und eine breitere Kompatibilität. In anderen Disziplinen wurden High-Content-Screening-Mikroskopie-Methoden für die Selektion und anschließende Analyse von fluoreszenzmarkierten Zellen eingesetzt, um automatisierte Hochdurchsatzoperationen zu erreichen. Die zukünftige Ausrichtung der methodischen Forschung könnte die Entwicklung einer automatisierten Markierung von Makrophagen in Sputum und Screening-Verfahren beinhalten²⁹. Zu den Faktoren, die die CCAM-Messung während der Bild-J-Verarbeitung beeinflussen, gehören das Wissen des Messers über die Probeninformationen und die Bestimmung von Graustufenwertschwellen. Die Verwendung eines blinden Ansatzes kann die Verzerrung des Beobachters verringern, und einige Proben müssen möglicherweise wiederholt gemessen werden, um die Reproduzierbarkeit zu beurteilen. Die unabhängige Bilderfassung und -analyse durch zwei Personen mit hoher Fachkompetenz kann die Genauigkeit der Makrophagenidentifikation verbessern.

In der Studie wurden Standardmethoden des National Institute for Occupational Safety and Health (NIOSH) verwendet, um die Exposition der Probanden gegenüber berufsbedingtem Feinstaub zu bewerten. Es wurden mehrere Auswertungen zu den Feinstaubwerten (PM2,5) und dem Gehalt an PM2,5-bezogenem elementarem Kohlenstoff (EC) im Bereich der Rußverpackung und in den Arbeitsbereichen der Kontrollgruppe Wasserwerksarbeiter durchgeführt. Bis zu 99,6 % der Rußpartikel (CB) hatten einen aerodynamischen Durchmesser von weniger als 2,5 μm, und 96,7 % waren kleiner als 1,0 μm. Im Herbst 2012 lag der durchschnittliche PM2,5-Gehalt in der CB-Verpackungsanlage bei 800 Mikrogramm pro Kubikmeter, mit einem PM2,5-bedingten EC-Wert von 657,0 Mikrogramm pro Kubikmeter^30,31. Im Herbst 2018 lag das geometrische Mittel von CB bei 637,4 μg/m³ und der PM2,5-bezogene EC-Wert bei 364,6 μg/m³. In beiden Beobachtungen lag das EC/TC-Verhältnis bei über 92,5 %, was mit der Tatsache übereinstimmt, dass CB fast reines EC ist. Somit kann aus dieser Studie abgeleitet werden, dass Kohlenstoffpartikel in Makrophagen hauptsächlich von der Exposition gegenüber Ruß stammen^30,31. Infolgedessen betrug die PM2,5-Konzentration in der Arbeitsumgebung der Bevölkerung, die in dieser Studie Ruß ausgesetzt war, 637,4 μg/m³ und damit deutlich höher als die PM2,5-Konzentration in der Arbeitsumgebung der Kontrollpopulation (130,0 μg/^{m 3}) und etwa fünfmal höher als die der Kontrollpopulation. Der elementare Kohlenstoffgehalt in der Bevölkerung, die Ruß ausgesetzt war, betrug 364,6 μg/m³ und damit viel höher als die 2,0 μg/m³ in der Kontrollpopulation.

Zusammenfassend lässt sich sagen, dass in dieser Studie hypertoner Kochsalzlösungs-induzierter Sputum verwendet wurde, um Proben zu sammeln, Lungenmakrophagen zu erhalten, Zellabstriche zu machen und den Kohlenstoffgehalt innerhalb von 50 Makrophagen zu quantifizieren, wobei die Medianzahl verwendet wurde, um den Kohlenstoffgehalt der Makrophagen für jedes Individuum darzustellen. Diese Forschungsmethodik kann für große Bevölkerungsstichproben angepasst und verwendet werden, um den Grad der internen Exposition einer Person gegenüber Feinstaub genau zu bewerten.

Die Autoren erklären, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Diese Arbeit wurde finanziell unterstützt von der National Natural Science Foundation of China (82273669, 82241086, 42207488), dem Taishan Scholars Program der Provinz Shandong (Nr. tsqn202211121) und dem Innovations- und Technologieprogramm für die exzellenten jungen Stipendiaten der Hochschulbildung der Provinz Shandong (2022KJ295).