Adoptiver Transfer von IL-33-stimulierten Makrophagen in Bleomycin-induzierte Mausmodelle, um ihre Wirkung auf die idiopathische Lungenfibrose in vivo zu untersuchen

Dieses Protokoll beschreibt die Isolierung von pulmonalen interstitiellen Makrophagen (IMs) und deren adoptiven Transfer nach IL-33-Stimulation der Lungenbläschen in einem Mausmodell, was die In-vivo-Untersuchung der idiopathischen Lungenfibrose (IPF) erleichtern kann.

Die Entzündungsreaktion, die durch eine frühe Lungenschädigung verursacht wird, ist eine der wichtigsten Ursachen für die Entwicklung einer idiopathischen Lungenfibrose (IPF), die mit der Aktivierung von Entzündungszellen wie Makrophagen und Neutrophilen sowie der Freisetzung von Entzündungsfaktoren wie TNF-α, IL-1β und IL-6 einhergeht. Es ist bekannt, dass eine frühe Entzündung, die durch aktivierte pulmonale interstitielle Makrophagen (IMs) als Reaktion auf die IL-33-Stimulation verursacht wird, eine wichtige Rolle im pathologischen Prozess der IPF spielt. Dieses Protokoll beschreibt den adoptiven Transfer von IMs, die durch IL-33 stimuliert werden, in die Lunge von Mäusen, um die IPF-Entwicklung zu untersuchen. Es beinhaltet die Isolierung und Kultivierung von primären IMs aus der Lunge der Wirtsmaus, gefolgt von der adoptiven Übertragung von stimulierten IMs in die Alveolen von Bleomycin-induzierten IPF-Empfängermäusen (die zuvor durch die Behandlung mit Clodronat-Liposomen an Alveolarmakrophagen erschöpft waren) und die pathologische Bewertung dieser Mäuse. Die repräsentativen Ergebnisse zeigen, dass der adoptive Transfer von IL-33-stimulierten Makrophagen die Lungenfibrose bei Mäusen verschlimmert, was darauf hindeutet, dass die Etablierung des Makrophagen-Adoptivtransfer-Experiments ein gutes technisches Mittel zur Untersuchung der IPF-Pathologie ist.

Die idiopathische Lungenfibrose (IPF) ist eine diffuse pulmonale entzündliche Erkrankung, die durch viele Faktoren verursacht wird¹. In der Zytokin-Mikroumgebung der Th1- und Th2-Immunantwort können Makrophagen in klassisch aktivierte Makrophagen (M1) und alternativ aktivierte Makrophagen (M2) polarisiert werden. Lipopolysaccharide (LPS) oder das Zytokin IFN-γ induzieren M1-Makrophagen, um proinflammatorische Zytokine, einschließlich iNOS, IL-1, IL-6, TNF-α und IL-12, zu polarisieren und zu produzieren. Im Gegensatz dazu treiben die Typ-II-Zytokine IL-4 und IL-13 die Polarisation von M2-Makrophagen an, die verschiedene wachstumsfördernde Faktoren wie TGF-β und PDGF produzieren können, die die Lungenfibrose^{fördern 2}. Der pathologische Prozess der IPF wird von der Aktivierung und Infiltration von Makrophagen begleitet. IPF vermittelt die Reparatur von Verletzungen, Entzündungen und Fibrose durch die Freisetzung von Zytokinen³. Da nur begrenzte Therapiemöglichkeiten zur Verfügung stehen, ist die Erforschung der molekularpathologischen Mechanismen der IPF von großer Bedeutung für die Entwicklung neuer Strategien zur Prävention und Behandlung von IPF. Frühere Studien unserer Gruppe und anderer Forscher ^4,5 haben die erhöhte Freisetzung von IL-33 bei IPF-Patienten und in Mausmodellen mit Bleomycin (BLM)-induziertem IPF bestätigt. IL-33 wird während der Fibrose von den Epithel- und Endothelzellen freigesetzt und ist an der Aktivierung von Makrophagen beteiligt, was zu einer abnormalen Proliferation von Fibroblasten, einer Leukozyteninfiltration und schließlich zum Verlust der Lungenfunktion führt⁵. Das aktuelle Protokoll beschreibt den adoptiven Transfer von IL-33-stimulierten interstitiellen Makrophagen (IMs) in die Alveolen als Mittel zur Untersuchung der IPF-Entwicklung in Mausmodellen. Hier wurden IMs aus dem Lungengewebe von Wirtsmäusen isoliert, in vitro kultiviert, 24 h lang mit IL-33 stimuliert und dann adoptiv durch Trachealinjektion in die Alveolen der Empfängermäuse übertragen. Es wurde festgestellt, dass die direkte Entnahme von stimulierten Mausmakrophagen und deren adoptiver Transfer in die Empfängeralveolen den Grad der Lungenfibrose verschlimmert und den Einfluss stimulierender Faktoren auf die Fibrose im Vergleich zu den vorherigen Studien deutlicher veranschaulichen^{kann 6}. Die in dieser Arbeit beschriebene Technik kann es Forschern ermöglichen, die Funktion von Makrophagen, die durch potenzielle Zytokine stimuliert werden, bei der Entwicklung von IPF zu untersuchen.

Alle Experimente wurden in Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren durchgeführt. Alle Tierversuche wurden von der Ethikkommission für experimentellen Tierschutz der Universität Jiangnan genehmigt (JN Nr. 20211,¹³⁰m1720615[501]).

HINWEIS: Insgesamt wurden in dieser Studie 10 männliche C57BL/6-Mäuse im Alter von 6-8 Wochen und einem Gewicht von 20-25 g verwendet. Die drei Versuchsgruppen in der Studie umfassten jeweils drei Empfängermäuse, und eine Wirtsmaus wurde für die IM-Isolierung verwendet.

1. Erschöpfung der Lungenmakrophagen der Maus

1. Nehmen Sie die Durchstechflasche mit Clodronat-Liposomen (siehe Materialtabelle) 30 Minuten vorher aus dem Kühlschrank, erwärmen Sie sie auf Raumtemperatur und drehen Sie sie mehrmals um, um eine gleichmäßige Durchmischung zu gewährleisten.
   HINWEIS: Clodronat-Liposomen verkapseln die hydrophilen Dichlormethylenbisphosphonat-Moleküle. Wenn diese Liposomen von den Makrophagen verbraucht werden, wird das Clodronat allmählich durch die Wirkung der Lysosomenphosphatase freigesetzt, und seine Akkumulation löst folglich die Zellapoptose und die Erschöpfung der Makrophagen^{aus 7}.
2. Mäuse mit 3% Isofluran anästhesieren. Überprüfen Sie die Tiefe der Anästhesie, indem Sie einen Fuß kneifen, um das Bewusstsein zu überprüfen. Tragen Sie Veterinärsalbe auf beide Augen auf, um Trockenheit unter Narkose zu verhindern.
3. Aspirieren Sie 60 μl Clodronat-Liposomen mit einer Pipette mit steriler Saugspitze. Verabreichen Sie das Medikament tropfenweise in die Nasenhöhle der anästhesierten Maus, so dass das Medikament beim Einatmen der Maus in die Luftröhre eingeatmet wird. Stellen Sie nach jedem Tropfen sicher, dass die Maus das Medikament vollständig einatmet und gleichmäßig atmet. Verabreichen Sie Liposomen, die PBS allein als Kontrolle enthalten⁸ (Abbildung 2).
4. Legen Sie die Mäuse zum Aufwärmen auf einen 38 °C Konstanttemperaturtisch, um ihre Genesung zu beschleunigen. Überwachen Sie die Mäuse, bis sie aufwachen. Nachdem sich die Mäuse gut erholt und eine sternale Liegeposition erreicht haben, übertragen Sie sie in den Käfig.
5. Verwenden Sie Mäuse mit erschöpften Alveolarmakrophagen 2 Tage nach der Behandlung mit Clodronat-Liposomen als Empfängermäuse für das Transferexperiment.
   ANMERKUNG: In dieser Studie wurde die Depletion von Alveolarmakrophagen bestätigt, indem die Expression von Makrophagenmarkern, wie zuvor beschrieben ^8,9, nach der Verabreichung von Clodronat-Liposomen durch Inhalation überprüft wurde (siehe ergänzende Abbildung 1).

2. Isolation und Kultur von IMs

1. Anästhesieren Sie die Wirtsmaus mit einer intraperitonealen Injektion von Ketamin (120 mg/kg) und Xylazin (16 mg/kg). Bestätigen Sie die Tiefe der Anästhesie über den Verlust des Zehenklemmreflexes. Tragen Sie Veterinärsalbe auf beide Augen auf, um Trockenheit unter Narkose zu verhindern. Desinfizieren Sie dann die Haut der anästhesierten Maus mit 75% Alkohol und Jod. Verwenden Sie eine Schere, um die Haut zu durchschneiden und das Herz-Lungen-Gewebe freizulegen
2. Aspirieren Sie 10 ml 1x PBS in einer Spritze mit einer 20-G-Nadel und führen Sie die Nadelspitze in den rechten Vorhof der Maus ein (Abbildung 3A). Schneiden Sie die untere Hohlvene der Maus mit einer chirurgischen Schere ab und perfundieren Sie die Maus dann manuell mit PBS bei konstanter Geschwindigkeit (10-20 ml / min), bis das Lungengewebe weiß wird. Das Lungengewebe wird entfernt und in einer Kulturschale in eiskaltes PBS überführt (Abbildung 3B).
3. Schneiden Sie das Lungengewebe in Fragmente von ca. 2 mm x 2 mm x 2 mm. Geben Sie dann 15 ml des modifizierten Eagle-Mediums (DMEM) von Dulbecco, das 1% Kollagenase A enthält, in das Lungengewebe, um die Makrophagen zu isolieren. Bei 100 U/min 30 min auf einem 37 °C heißen Schütteltisch inkubieren.
4. Saugen Sie die Lungengewebesuspension mindestens 20x durch eine 10-ml-Spritze ab, um sie so fein wie möglich zu machen. Filtern Sie diese Suspension durch ein 40-μm-Zellsieb. Das Filtrat wird bei 400 x g 10 min zentrifugiert und der Überstand verworfen.
5. Lysieren Sie die roten Blutkörperchen im Pellet, indem Sie 3 ml Erythrozyten-Lysepuffer (siehe Materialtabelle) 2-3 Minuten lang auf Eis geben.
6. Nach Zentrifugation bei 150 x g für 5 min wird das Zellpellet mit 10 ml DMEM (mit 100 U/ml Penicillin und 100 μg/ml Streptomycin) resuspendiert. Zählen Sie die Zellen mit einem Hämozytometer.
7. Die Zellen werden in 10 cm adhärente Zellkulturschalen mit 2 x 10^{7 Zellen/} Schale gesät und 1 h bei 37 °C und 5% CO₂ inkubiert. Dadurch können die Lungen-IMs an der Schale⁵ haften. Nach 1 h aspirieren Sie den Überstand und die schwimmenden Zellen und fügen Sie 10 ml frisches vollständiges Kulturmedium hinzu (DMEM mit 10% FBS, 100 U/ml Penicillin und 100 μg/ml Streptomycin). Inkubieren Sie länger als 8 Stunden oder über Nacht.
8. Bestimmen Sie die Reinheit der erhaltenen IMs mittels Durchflusszytometrie mit Färbung für F4/80- und CD11c-Marker, wie zuvor^{beschrieben 5} (siehe ergänzende Abbildung 1).

3. Adoptive Übertragung von IMs in die Lungenbläschen

1. Ersetzen Sie das Nährmedium von der Platte, die die isolierten Lungen-IMs enthält (Schritt 2.7), durch ein vollständiges Kulturmedium, das 10 ng/ml IL-33 enthält, um die IMs zu stimulieren. 24 h bei 37 °C und 5 % CO₂ inkubieren. Verwenden Sie 1x PBS anstelle von IL-33 als Kontrolle.
2. Dissoziieren Sie die pulmonalen IMs, indem Sie sie 5 Minuten lang mit 1 ml 0,25% Trypsin behandeln. Dann wird die Verdauung durch Zugabe von 3 ml Frischkulturmedium gelöscht und die Lungenmakrophagen geerntet, indem die Zellsuspension 5 Minuten lang bei 150 x g und 4 °C zentrifugiert wird. Zählen Sie die Zellen mit einem Hämozytometer und resuspendieren Sie die Zellen in PBS auf eine Endkonzentration von 5 x 10⁵ Zellen/50 μl.
3. Betäuben Sie die Empfängermäuse mit 3% Isoflurangas. Warten Sie, bis die Maus bewusstlos geworden ist (wie in Schritt 1.2), und befestigen Sie dann die Gliedmaßen der anästhesierten Maus mit medizinischem Klebeband auf einer vertikalen Platte. Ziehen Sie die Zunge der Maus vorsichtig mit einem Wattestäbchen zur Seite.
4. Schalten Sie die Intubationslampe ein und leuchten Sie sie auf den Hals der Maus, so dass die Luftröhre zu sehen ist. Überprüfen Sie, ob sich die Luftröhre in der Nähe der Zungenbasis befindet, die Speiseröhre sich in der Nähe des Nackens befindet, die Öffnung der Speiseröhre jedoch während der Operation nicht sichtbar ist.
5. Verwenden Sie die Intubationslampe (22 G), um die Maus zu intubieren. Führen Sie die Verweilnadelkanüle mit einem Führungsdraht (0,4 mm Durchmesser) in die Luftröhre. Entfernen Sie den Führungsdraht und schieben Sie die Kanüle in die Luftröhre der Maus, um die Intubation abzuschließen.
6. Nachdem beobachtet wurde, dass die Kanüle in die Luftröhre gelangt, injizieren Sie 50 μl der Zellsuspension (mit 5 x 10⁵ IMs) durch die Luftröhre in die Empfängermaus.
7. Legen Sie die Mäuse zum Aufwärmen auf ein 38°C warmes Warmwarmkissen, um die Erholung zu beschleunigen. Überwachen Sie die Mäuse, bis sie aufwachen. Nachdem sie sich gut erholt und eine sternale Liegeposition erreicht haben, bringen Sie sie in den Käfig.
8. Nach 24 h wird Bleomycin (BLM) über die Luftröhre (unter Verwendung des Verfahrens in den Schritten 3.3-3.5) in einer Dosis von 1,4 E/kg Körpergewicht verabreicht, um IPF zu induzieren. Verabreichen Sie der Kontrollgruppe eine gleiche Menge Kochsalzlösung.
9. Bestimmen Sie nach 21 Tagen den Schweregrad der Lungenfibrose für die verschiedenen Gruppen von Mäusen, die adoptiv mit PBS oder der IL-33-stimulierten IM-Suspension übertragen wurden, indem Sie die Expression von Markern für Fibrose und die Ashcroft-Scores¹⁰ bewerten.
   1. Extrahieren Sie die Gesamt-RNA aus dem Lungengewebe mit einem RNA-Extraktionsreagenz (siehe Materialtabelle).
      HINWEIS: Die quantitative Analyse wurde mit einem Mikroplatten-Reader durchgeführt. Wenn das OD260/OD280-Verhältnis 1,8-2,0 beträgt, ist die RNA-Reinheit hoch. Alle Proben wurden bei -80 ° C gelagert.
   2. Führen Sie eine quantitative Fluoreszenz-PCR durch, um die Expression von α-glattem Muskelaktin (SMA) und Fibronektin unter Verwendung spezifischer Primer zu bewerten.
      HINWEIS: Die für α-SMA verwendeten Primer waren vorwärts 5'- GACGCTGAAGTATCCGATAGAACACG-3' und rückwärts 5'-CACCATCTCCAGAGTCCAGCAAT-3', und die für Fibronektin verwendeten Primer waren vorwärts 5'-TCTGGGAAATGGAAAAGGGGAATGG-3' und rückwärts 5'-CACTGAAGCAGGTTTCCTCGGTTGT-3'.
10. Führen Sie die Immunhistochemie wie unten beschrieben durch.
    1. Dehydrieren Sie die linke Lunge, betten Sie sie ein und schneiden Sie sie mit einem Paraffinschneider auf eine Dicke von 4 μm.
    2. Legen Sie die Gewebeschnitte auf Objektträger und backen Sie die Objektträger in einem Ofen bei 65-70 ° C für 30 min bis 1 h. Entwachen Sie die Objektträger 5 Minuten lang mit einem abnehmenden Alkoholgehalt (d. h. 100 %, 95 %, 90 %, 80 % und 70 % Alkohol).
    3. Färben Sie die Objektträger 5 Minuten lang in Hämatoxylin-Farbstofflösung (analytisch rein). Waschen Sie dann die Folien mit Leitungswasser. Die Objektträger 3 s in 1% Salzsäurealkohol einweichen, die schwimmende Farbe abwaschen und 5 Minuten in fließendem Wasser einweichen. Die Abschnitte werden blau.
    4. 10 s bis 1 Minute in Eosinlösung eintauchen (Färbezeit entsprechend der Farbe bestimmen), mit Leitungswasser waschen und jeweils 5 Minuten lang 70 %, 80 %, 95 %, 100 % bzw. 100 % Alkohol einfüllen. Dann legen Sie die Objektträger für 3 Minuten in Xylol I- und Xylol II-Lösungen. Beobachten und fotografieren Sie nach dem Trocknen unter dem vertikalen Mikroskop mit neutraler Klebefolie.
    5. Führen Sie eine Ashcroft-Bewertung in den Abschnitten durch, um den Schweregrad der Lungenfibrose^{anzuzeigen 10}. Führen Sie eine statistische Analyse der Daten mit einem t-Test von zwei unabhängigen Stichproben durch.

Das hier verwendete Protokoll ist im Flussdiagramm in Abbildung 1 zusammengefasst. Die Inhalation von Clodronat-Liposomen durch die Nase (Abbildung 2) wurde verwendet, um die Lungenmakrophagen von erwachsenen C57BL/6-Mäusen zu erschöpfen, und dies führte zu einem guten Empfänger-Mausmodell. Pulmonale IMs wurden von einer anderen unbehandelten (Wirts-)Maus isoliert (Abbildung 3A, B) und in vitro kultiviert. Die isolierten Makrophagen wurden 24 h lang mit IL-33 stimuliert und dann intratracheal in die Empfängermäuse eingeträufelt (Abbildung 3C), wobei nicht stimulierte Makrophagen als Kontrolle verwendet wurden. Nach 24 Stunden wurde den Empfängermäusen BLM verabreicht, um ein Lungenfibrosemodell zu induzieren. Das Ausmaß der Lungenfibrose nach dem adoptiven Transfer von IMs mit oder ohne IL-33-Stimulation wurde 21 Tage nach BLM-Verabreichung verglichen. Die Hämatoxylin- und Eosin (H&E)-Färbung der pathologischen Gewebeschnitte zeigte, dass die typischen pathologischen Veränderungen der Fibrose nach BLM-Verabreichung beobachtet wurden: Die Lungengewebestruktur der Mäuse wurde zerstört, die Aggregation von Fibroblasten wurde beobachtet und die normalen Alveolen verschwanden oder nahmen ab. Der adoptive Transfer von IL-33-stimulierten Makrophagen verschlimmerte den Grad der Zerstörung des Lungengewebes und erhöhte die Fibroblastenaggregation bei den BLM-stimulierten Mäusen (Abbildung 4A). Der Anstieg des Ashcroft-Scores veranschaulichte den Grad der Lungenfibrose weiter (Abbildung 4B). Der pathologische Prozess der Lungenfibrose ist mit der erhöhten Aggregation von Myofibroblasten verbunden, die α-glattes Muskelaktin (α-SMA) und Fibronektin absondern. Die Bestimmung der Expressionsniveaus dieser Marker zeigte, dass die mRNA-Spiegel von α-SMA (Abbildung 5B) und Fibronektin (Abbildung 5A) im Lungengewebe der Empfängermäuse, die adoptiv übertragene IL-33-stimulierte IMs enthielten und mit BLM behandelt wurden, im Vergleich zu denen der BLM-behandelten Wildtyp-Mäuse weiter erhöht waren.

Abbildung 1: Schematische Darstellung der Etablierung des Makrophagen-Adoptivtransfer-Experiments. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Abbildung 2: Depletion von Makrophagen in den Empfängermäusen. Die Clodronat-Liposomen wurden in die Nasenhöhle der Mäuse getropft. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Abbildung 3: Isolierung und adoptiver Transfer von interstitiellen Makrophagen . (A) Die untere Hohlvene der Wirtsmaus wurde durchtrennt, um die Durchblutung zu erleichtern. (B) Das Lungengewebe der Wirtsmaus wurde in kleine Stücke geschnitten. (C) Die interstitiellen Makrophagen wurden mittels Durchflusszytometrie mit F4/80- und CD11c-Markern zu 94% gereinigt. (D) IL-33-stimulierte IMs wurden den Empfängermäusen über die Luftröhre verabreicht. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Abbildung 4: Die Wirkung des adoptiven Transfers von IL-33-stimulierten Makrophagen in den BLM-stimulierten Mäusen. (A) H&E-Färbung von Lungengewebeschnitten der Empfängermäuse. Maßstabsbalken = 100 μm. (B) Ashcroft-Scores, die aus den Lungengewebeschnitten der Empfängermäuse bestimmt wurden. Die Daten werden als Mittelwert ± SEM (n = 3) angezeigt. *p < 0,05, **p < 0,01. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Abbildung 5: Expressionsniveaus von Lungenfibrose-Markergenen in den Empfängermäusen. (A) Der mRNA-Spiegel von Fibronektin. (B) Der mRNA-Spiegel von α-SMA. Die Daten werden als Mittelwert ± SEM (n = 3) angezeigt. *p < 0,05, **p < 0,01. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Ergänzende Abbildung 1: Depletion von Alveolarmakrophagen und Reinheit von IMs. (A) Die Depletion der Alveolarmakrophagen wurde durch die Überprüfung der Expression von F4/80- und CD11b-Markern bestätigt. (B) Die Reinheit der erhaltenen IMs wurde mittels Durchflusszytometrie mit Färbung für F4/80- und CD11c-Marker beurteilt, und die Reinheit der isolierten IMs wurde mittels Durchflusszytometrie auf 94,4 % bestimmt. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Diese Studie bietet eine effektive Methode zum Abbauen, Isolieren, Kultivieren und Übertragen von Makrophagen, die bei der Untersuchung der Mechanismen der Lungenfibrose bei Mäusen helfen kann. Es gibt viele Methoden zur Verarmung von Mausmakrophagen, wie z. B. die Verabreichung von Trachealgefäßen, die Injektion von Schwanzvenen und die Naseninhalation¹¹. Diese Studie optimierte die nasale Inhalationsmethode, die einfach zu bedienen ist und Lungenmakrophagen effektiv abbauen kann ^8,9. Nach der IL-33-Stimulation von IMs in Kultur für 24 h wurden die IMs adoptiv auf die Lungen der Empfängermäuse übertragen, wobei ein nicht-invasiver trachealer Verabreichungsweg verwendet wurde, der das geringste Trauma für die Mäuse verursachte. Während der Intubation wurde eine Anästhesiedauer von >20 Minuten angewendet, um den reibungslosen Verlauf der Intubation zu gewährleisten, was die Überlebensrate der Mäuse erheblich verbesserte. Die anfängliche tracheale Verabreichung einer 50-μl-IM-Suspension erfordert eine Mikropipette, um die Genauigkeit der Verabreichung zu gewährleisten. Nach der Trachealverabreichung sollten sofort 500 μl Luft mit einer 1-ml-Spritze in die Lunge gegeben werden, um sicherzustellen, dass die Zellsuspension im Katheter vollständig in das Lungengewebe eindringen kann. Obwohl diese Methode die Alveolarmakrophagen beseitigt, können im Verlauf der Erkrankung auch Makrophagen aus anderen Teilen der Maus in die Alveolen wandern und so den Anteil der in die Alveolen übertragenen Zellen verdünnen. Daher müssen Experimente mit strengen Anforderungen an den Anteil der übertragenen Zellen andere Methoden weiter erforschen.

Lungenmakrophagen spielen eine wichtige Rolle bei der Abwehrfunktion der Lunge^12,13. Von diesen exprimieren Alveolarmakrophagen hauptsächlich die Marker F4/80 und CD11b, während interstitielle Makrophagen hauptsächlich F4/80 und CD11c¹² exprimieren. IMs wurden in dieser Studie für den adoptiven Transfer ausgewählt, da der Prozess 5 x 10⁵ Zellen erforderte und IMs einen Hauptteil der Lungenmakrophagen ausmachen, wodurch sie leichter zu erhalten sind. Eine Vielzahl von Studien hat gezeigt, dass Makrophagen die Entzündungsreaktion regulieren, indem sie Entzündungsfaktoren freisetzen und eine wichtige Rolle im pathologischen Prozess der Lungenfibrose spielen¹⁴. Studien haben gezeigt, dass IL-33 TGF-β und andere Zytokine reguliert, um die Funktion von Makrophagen zu regulieren, was die BLM-induzierte Lungenfibrose^{fördert 4}. Daher spielen induzierte Veränderungen der Makrophagenfunktion eine wichtige Rolle bei der Pathogenese der Lungenfibrose. Diese Studie bietet eine Methode für den adoptiven Transfer von IMs, die Forschern helfen kann, die Rolle von Makrophagen bei Lungenerkrankungen wie Asthma und IPF weiter zu erforschen. Es gibt derzeit kein wirksames therapeutisches Medikament für IPF, aber diese Studie deutet darauf hin, dass der Faktor IL-33 für die Erforschung und Behandlung der idiopathischen Lungenfibrose relevant sein kann und somit eine Richtung für die weitere Erforschung der Lungenfibrose-Medikamentenforschung vorgibt. Zum Beispiel kann ein neutralisierender Antikörper gegen IL-33 hergestellt werden, um seine Wirkung und Machbarkeit als experimentelles IPF-Medikament zu erforschen und damit eine wichtige Richtung für die Behandlung der idiopathischen Lungenfibrose zu liefern.

Die Autoren haben keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Die Autoren würdigen das Special Topic of Laboratory Management der Jiangnan University: Construction of Digital Slice Library Based on Pathological Specimens (JDSYS202223) und der National Natural Science Foundation of China (81800065).

An erratum was issued for: Adoptive Transfer of IL-33-Stimulated Macrophages into Bleomycin-Induced Mouse Models to Study Their Effect on Idiopathic Pulmonary Fibrosis In Vivo. The Protocol section was updated.

Step 2.1 of the Protocol was updated from:

Anesthetize the host mouse with 3% isoflurane, and then euthanize it by cervical dislocation. Disinfect the skin of the euthanized mouse with 75% alcohol and iodine. Use scissors to cut through the skin and expose the cardiopulmonary tissue

to:

Anesthetize the host mouse with an intraperitoneal injection of Ketamine (120 mg/kg) and Xylazine (16 mg/kg). Confirm the depth of anesthesia via loss of the toe pinch reflex. Apply veterinary ointment to both eyes to prevent dryness under anesthesia. Then, disinfect the skin of the anesthetized mouse with 75% alcohol and iodine. Use scissors to cut through the skin and expose the cardiopulmonary tissue