Standardisiertes Modell der Ventrikulären Fibrillation und Advanced Cardiac Life Support in Schweinen

Herz-Lungen-Reanimation und Defibrillation sind die einzigen wirksamen therapeutischen Optionen während des Herzstillstands, verursacht durch Kammerflimmern. Dieses Modell stellt ein standardisiertes Regime zur Induzieren, Bewertung und Behandlung dieses physiologischen Zustands in einem Schweinemodell dar und bietet so einen klinischen Ansatz mit verschiedenen Möglichkeiten zur Datenerfassung und -analyse.

Die Kardiopulmonale Reanimation nach Herzstillstand, unabhängig von ihrer Herkunft, ist ein regelmäßig auftretender medizinischer Notfall in Krankenhäusern sowie präklinische Umgebungen. Prospektive randomisierte Studien an menschlichen Probanden sind schwer zu konzipieren und ethisch mehrdeutig, was zu einem Mangel an evidenzbasierten Therapien führt. Das in diesem Bericht vorgestellte Modell stellt eine der häufigsten Ursachen für Herzstillstand, Kammerflimmern, in einer standardisierten Umgebung in einem großen Tiermodell dar. Dies ermöglicht reproduzierbare Beobachtungen und verschiedene therapeutische Interventionen unter klinisch genauen Bedingungen, wodurch die Generierung besserer Evidenz und schließlich das Potenzial für eine verbesserte medizinische Behandlung erleichtert wird.

Herzstillstand und herzkarale Reanimation (CPR) werden regelmäßig bei medizinischen Notfällen in Krankenhäusern sowie in präklinischen Notfall-Szenarien^1,2angetroffen. Während es umfangreiche Bemühungen gegeben haben, die optimale Behandlung für diese Situation zu charakterisieren^3,4,5,6, internationale Richtlinien und Expertenempfehlungen (z.B. ERC und ILCOR) in der Regel auf minderwertige Beweise aufgrund des Mangels an prospektiven randomisierten Studien^3,4,5,7,8,9. Dies ist zum Teil auf offensichtliche ethische Vorbehalte in Bezug auf randomisierte Reanimationsprotokolle in Studien am Menschen¹⁰zurückzuführen. Dies kann jedoch auch auf einen Mangel an strikter Protokolltreue hinweisen, wenn man mit einer lebensbedrohlichen und belastenden Situation konfrontiert wird^11,12. Das in diesem Bericht vorgestellte Protokoll zielt darauf ab, ein standardisiertes Reanimationsmodell in einem realistischen klinischen Umfeld bereitzustellen, das wertvolle, prospektive Daten generiert und gleichzeitig so gültig und genau wie möglich ist, ohne dass Menschen benötigt werden. Es hält sich an gängige Reanimationsrichtlinien, kann leicht angewendet werden und ermöglicht es Forschern, verschiedene Aspekte und Interventionen in einer kritischen, aber kontrollierten Umgebung zu untersuchen und zu charakterisieren. Dies führt zu 1) einem besseren Verständnis der pathologischen Mechanismen, die Demastalarrest und Kammerflimmern zugrunde liegen, und 2) qualitativ hochwertigeren Nachweisen, um die Behandlungsmöglichkeiten zu optimieren und die Überlebensraten zu erhöhen.

Die Versuche in diesem Protokoll wurden vom Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, genehmigt. Vorsitzende: Dr. Silvia Eisch-Wolf; Genehmigung Nr. G16-1-042). Die Experimente wurden in Übereinstimmung mit den ARRIVE-Richtlinien durchgeführt. Sieben anästhesisierte männliche Schweine (sus scrofa domestica) mit einem mittleren Gewicht von 30 x 2 kg und 12-16 Wochen im Alter wurden in das Protokoll aufgenommen.

1. Anästhesie, Intubation und mechanische Belüftung^13,14

1. Halten Sie tiere so lange wie möglich in ihrer normalen Umgebung, um Stress zu minimieren. Zurückhalten Sie Lebensmittel 6 h vor dem geplanten Experiment, um das Risiko der Aspiration zu reduzieren, aber verweigern Sie dem Wasser den Zugang nicht.
2. Sedate-Schweine mit einer kombinierten Injektion von Ketamin (4 mg/kg) und Azaperon (8 mg/kg) im Nacken oder Gesäßmuskel mit einer Nadel (20 G) zur intramuskulären Injektion. Lassen Sie die Tiere ungestört in ihren Ställen, bis die Sedierung einsetzt (15-20 min).
   VORSICHT: Handschuhe sind im Umgang mit Tieren absolut notwendig.
3. Transportieren Sie die sedierten Tiere ins Labor. Die Transportzeit sollte die effektive Sedierungszeit nicht überschreiten (hier 30-60 min).
4. Überwachen Sie die periphere Sauerstoffsättigung (SpO₂) mit einem Sensor, der am Schwanz oder Ohr abgeschnitten ist.
5. Desinfizieren Sie die Haut mit einem alkoholischen Desinfektionsmittel, bevor Sie einen peripheren Venenkatheter (20 G) in eine Ohrvene einsetzen. Den Bereich besprühen, 1x abwischen, wieder sprühen und das Desinfektionsmittel trocknen lassen.
6. Analgesie durch intravenöse Injektion von Fentanyl (4 g/kg) verabreichen. Anästhesie mit intravenöser Injektion von Propofol induzieren (3 mg/kg)
7. Legen Sie das Schwein in Supine-Position auf eine Trage mit einer Vakuummatratze und fixieren Sie es mit Bandagen. Muskelrelaxans durch intravenöse Injektion von Atracurium (0,5 mg/kg)
8. Direkt starten Sie die nichtinvasive Beatmung mit einer Hundelüftungsmaske (Größe 2). Die Beatmungsparameter sind wie folgt: FiO₂ (inspiatorische Sauerstofffraktion) = 100%, Atemfrequenz = 18-20 Atemzüge/min, Spitzen-Inspiratorationsdruck = <20 cmH₂0, PEEP (positiver Enddruck) = 5 cmH₂0.
9. Halten Sie die Anästhesie durch kontinuierliche Infusion von Fentanyl (0,1-0,2 mg kg^-1 h^-1) und Propofol (8-12 mg kg^-1 h^-1). Beginnen Sie eine kontinuierliche Infusion einer ausgewogenen Elektrolytlösung (5 ml kg^-1 h^-1).
10. Sichern Sie die Atemwege durch Intubation mit einem gemeinsamen Endotrachealrohr (ID 6-7) und einem Einflütigen. Verwenden Sie ein gemeinsames Laryngoskop mit einer Macintosh-Klinge (Größe 4). Zwei Personen sind für diesen Schritt notwendig.
    1. Stellen Sie sicher, dass eine Person die Zunge draußen mit einem Stück Gewebe fixiert und die Schnarbe mit der anderen Hand öffnet.
       1. Stellen Sie sicher, dass die zweite Person eine Laryngoskopie des Schweinekehlkopfes durchführt. Wenn die Epiglottis in Sicht kommt, bewegen Sie das Laryngoscope ventral. Die Epiglottis sollten angehoben werden und die Stimmbänder werden sichtbar sein.
          HINWEIS: Wenn sich die Epiglottis nicht ventral bewegt, klebt sie am weichen Palatin und kann durch die Spitze des Rohres mobilisiert werden.
11. Bewegen Sie die Röhre vorsichtig durch die Stimmbänder.
    HINWEIS: Der engste Punkt der Luftröhre befindet sich nicht auf der Ebene der Stimmbänder, sondern ist subglottisch. Wenn das Einführen von Rohren nicht möglich ist, versuchen Sie, das Rohr im Uhrzeigersinn zu drehen oder ein kleineres Rohr zu verwenden.
12. Ziehen Sie den Einfläppchen aus der Röhre. Verwenden Sie eine 10 ml Spritze, um Manschette mit 10 ml Luft zu blockieren. Steuern Sie den Manschettendruck mit einem Manschettenmanager (30 cmH₂O).
13. Starten Sie die mechanische Belüftung nach dem Rohranschluss mit einem Ventilator (PEEP = 5 cmH₂O, Gezeitenvolumen = 8 ml/kg, FiO₂ = 0,4, I:E [Inspiration zum Ablaufverhältnis] = 1:2, Atemfrequenz = variabel, um ein Endgezeiten-CO2 von <6 kPa, in der Regel 20-30/min, zu erreichen. Stellen Sie sicher, dass die Rohrposition durch regelmäßiges und periodisches Ausatmen von Kohlendioxid über die Kapnographie korrekt ist.
14. Überprüfen Sie die doppelseitige Belüftung über auskultation.
    HINWEIS: Bei falscher Platzierung der Röhre bildet ein luftgefüllter Magen schnell eine deutlich sichtbare Wölbung durch die Bauchwand. In diesem Fall ist ein sofortiger Austausch des Rohres und einsetzen des Magenrohres erforderlich. Wenn die Intubation nicht erfolgreich ist, wechseln Sie zurück zur Maskenbelüftung und versuchen Sie es mit einem kleineren Rohr oder einer besseren Positionierung der Schnis.
15. Legen Sie Magenschlauch in den Magen, um Reflux und Erbrechen mit zwei Personen zu vermeiden.
    1. Fixieren Sie die Zunge draußen mit einem Stück Gewebe und öffnen Sie die Schnarbe mit der anderen Hand.
       1. Stellen Sie sicher, dass eine zweite Person eine Laryngoskopie des Porenkehlstreifens durchführt und dann die Speiseröhre visualisiert. Schieben Sie das Magenrohr in die Speiseröhre mit einer Magill-Zange, bis Magenflüssigkeit abgelassen ist.
          HINWEIS: Die Visualisierung kann schwierig sein. In diesem Fall heben Sie das Rohr mit dem Laryngoskop ventral an, um die Speiseröhre zu öffnen.

2. Instrumentierung

1. Verwenden Sie Bandagen, um die Hinterbeine zurückzuziehen, um die Falten im Femoralbereich für die Gefäßcatherisierung zu glätten.
2. Bereiten Sie folgende Materialien vor: Spritzen (5 ml, 10 ml und 50 ml), Seldinger Nadel, Einführmantel (6 Fr, 8 Fr, 8 Fr), Führungsdrähte für die Hüllen, Zentralvenenkatheter mit drei Anschlüssen (7 Fr, 30 cm) mit Führungsdraht, Herzausgangsmonitor(Materialtabelle)und katheter (5 Fr, 20 cm).
3. Desinfizieren Sie den Leistenbereich (siehe Schritt 1.6). Wiederholen Sie diesen Vorgang 2x.
4. Füllen Sie alle Katheter mit einer Salinelösung. Ultraschallgel auf die Ultraschallsonde auftragen. Bedecken Sie den Leistenbereich mit einem sterilen fenestrated Drap.
5. Scannen Sie die richtigen Femoralgefäße mit Ultraschall und verwenden Sie Doppler-Technik, um die Arterie und Vene zu identifizieren¹⁵. Visualisieren Sie die rechte Femoralarterie axial. Wechseln Sie zu einer Längsansicht der Arteria, indem Sie die Sonde um 90° drehen.
6. Punktieren Sie die rechte Femoralarterie unter Ultraschallvisualisierung mit der Seldinger Nadel unter permanenter Aspiration mit der 5 ml Spritze.
   HINWEIS: Unserer Meinung nach ist die Ultraschall-geführte Seldinger-Technik mit deutlich weniger Blutverlust und Gewebetrauma als andere Methoden des Gefäßzugangs verbunden.
7. Bestätigen Sie die gewünschte Nadelposition, indem Sie hellrotes pulsierendes Blut beobachten. Trennen Sie die Spritze und legen Sie den Führungsdraht schnell in die rechte Oberschenkelarterie ein.
8. Visualisieren Sie die Längsachse der rechten Femoralvene. Setzen Sie die Seldinger Nadel unter permanenter Aspiration mit der 5 ml Spritze ein. Saugen Sie jedes dunkelrote nicht pulsierende Venenblut.
   HINWEIS: Wenn die korrekte Position der Nadel in den verschiedenen Gefäßen nicht visuell bestätigt werden kann, nehmen Sie Blutproben und analysieren Sie den Blutgasgehalt. Ein hoher Sauerstoffgehalt ist ein gutes Zeichen für arterielles Blut, während eine niedrige Sauerstoffsättigung auf eine intravenöse Position hinweist.
9. Legen Sie den Führungsdraht für den zentralen Venenkatheter nach dem Trennen der Spritze in die rechte Femoralvene ein. Ziehen Sie die Seldinger Nadel zurück.
10. Visualisieren Sie beide rechten Gefäße mit Ultraschall, um die richtige Drahtposition zu steuern. Schieben Sie den arteriellen Einlängchenmantel (6 Fr) über den Führungsdraht in die rechte Arterie und sichern Sie die Position mit Blutaspiration.
    HINWEIS: Das Platzieren des Mantels durch die Haut kann schwierig sein. Es kann hilfreich sein, einen kleinen Schnitt entlang des Drahtes durchzuführen, um eine bessere Platzierung zu erleichtern.
11. Verwenden Sie Seldingers Technik, um die zentrale Venenlinie in die rechte Oberschenkelvene zu positionieren. Alle Ports aspirieren und mit einer Saline-Lösung spülen.
12. Führen Sie das gleiche Verfahren auf der linken Leistenseite durch, um die anderen Einführmantelhüllen in Seldingers Technik in die linke Oberschenkelarterie (8 Fr) und die Oberschenkelvene (8 Fr) einzufügen.
13. Verbinden Sie den rechten arteriellen Einlösemantel und den zentralen Venenkatheter mit zwei Wandlersystemen zur Messung der invasiven Hämodynamik. Positionieren Sie beide Messumformer auf Herzniveau.
14. Schalten Sie die Baum-Wege-Stoppcocks beider Messumformer, die sich der Atmosphäre öffnen, um das System auf Null zu kalibrieren.
    HINWEIS: Es ist notwendig, Luftblasen und Blutflecken im System zu vermeiden, um plausible Werte zu erzeugen.
15. Schalten Sie alle Infusionen zur Aufrechterhaltung der Anästhesie von der peripheren Vene auf eine zentrale venöse Linie. Nehmen Sie die Ausgangswerte (Hämodynamik, Spirometrie und andere Ergebnisse des Herzmonitors; siehe Abschnitt 3) nach einer 15-min-Erholung.
16. Venieren Sie Kammerflimmern (siehe Abschnitt 4).

3. Pulskontur Herzleistung

1. Setzen Sie transpulmonale Thermodilutionskatheter in die rechte arterielle Einführmantelscheide ein.
   HINWEIS: In der klinischen Medizin werden Thermodilutionskatheter direkt durch Seldingers Technik platziert. Die Platzierung über einen Einführungsmantel ist jedoch auch machbar. Im vorgeschlagenen Protokoll werden Hüllen als standardisierter Gefäßzugang platziert, um eine maximale Flexibilität bei der Instrumentierung in verschiedenen Experimenten zu gewährleisten.
2. Verbinden Sie den Katheter mit dem arteriellen Draht des Herzmonitorsystems. Schalten Sie den arteriellen Messumformer direkt mit dem Herzmonitoranschluss um und kalibrieren Sie ihn wie in Schritt 2.14 beschrieben neu. Schließen Sie die venöse Messeinheit des Herzmonitorsystems mit der linken Veneneinflage an.
   HINWEIS: Es ist notwendig, die venösen und arteriellen Sonden so weit wie möglich voneinander zu verbinden; Andernfalls wird die Messung gestört, da die Anwendung von kaltem Wasser in das venöse System die arterielle Messung beeinflusst. Weitere Details zu PiCCO₂ wurden bereits¹⁶bereitgestellt.
3. Schalten Sie das Herzmonitorsystem ein. Bestätigen Sie, dass ein neuer Patient gemessen wird. Geben Sie die Größe und das Gewicht ein.
4. Wechseln Sie die Kategorie auf Erwachsene. Geben Sie den Protokollnamen und die ID ein. Klicken Sie auf Exit.
5. Stellen Sie das Injektionsvolumen auf 10 ml ein.
   HINWEIS: Das Volumen der gewählten Injektionslösung kann in der Software geändert werden. Ein höheres Volumen macht die Messwerte gültiger. Für dieses Experiment wurde ein kleines Volumen gewählt, um Hämodilutionseffekte zu vermeiden.
6. Geben Sie den zentralen Venendruck ein.
7. Öffnen Sie den Drei-Wege-Stopphahn für die Atmosphäre.
8. Klicken Sie auf Null, um die Systemkalibrierung zu erhalten. Klicken Sie auf Exit.
9. Kalibrieren Sie die kontinuierliche Herzausgangsmessung.
   1. Klicken Sie auf TD (Thermodilution). Bereiten Sie eine physiologische Salzlösung mit einer Temperatur von 4 °C in einer 10 ml Spritze vor. Klicken Sie auf Start.
   2. 10 ml Kaltwäschelösung schnell und stetig in die venöse Messeinheit einspritzen. Warten Sie, bis die Messung abgeschlossen ist und das System eine Wiederholung anfordert.
   3. Wiederholen Sie den vorherigen Schritt, bis drei Messungen abgeschlossen sind. Das System berechnet den Mittelwert aller Parameter. Klicken Sie auf Exit.
      HINWEIS: Die Messungen werden sofort nach Abschluss der Kalibrierung gestartet. Obwohl Herzausgangsmessungen während der CPR nicht regelmäßig durchgeführt werden, konnten plausible Ergebnisse nach ausreichender Kalibrierung bestätigt werden^17,18.

4. Ventrikelflimmern und mechanische Reanimation

1. Defibrillator-Patchelektroden in vorderer-posteriorer Position auf den Oberkörper legen. Die hintere Elektrode sollte auf der linken Mittelseite positioniert werden.
   HINWEIS: Verwenden Sie ein Rasiermesser, um überschüssiges Haar und Schmutz zu entfernen, um eine optimale Leitung zu erleichtern.
2. Schließen Sie die Elektroden an einen Defibrillator an und stellen Sie ein EKG auf.
3. Immobilisieren Sie das Schwein in der Vakuummatratze. Entleeren Sie die Matratze, um unerwünschte Bewegungen während der CPR zu verhindern. Steuerung der Fixierung der Gliedmaßen.
4. Legen Sie das Brustkompressionsgerät (hier LUCAS-2) gemäß den Empfehlungen des Herstellers um die Brust und unter die Vakuummatratze. Stellen Sie das Druckpad in mittlerer Position auf das untere Drittel des Brustbeins ein.
5. Schalten Sie das Brustkompressionsgerät ein ("Power"-Taste) und senken Sie das Druckpad auf Hautniveau. Legen Sie die Komprimierungsfrequenz auf 100/min fest, wenn sie im Protokoll nicht anders definiert ist. Drücken Sie die Pause-Taste, um das Kompressionsgerät auf Brustkompressionen vorzubereiten.
6. Legen Sie einen Fibrillations-/Schrittkatheter durch die i.v. Hülle in die linke Femoralvene ein.
7. Die Kathetermanschette mit 1-2 ml Luft aufblasen. Schieben Sie die aufgeblasene Manschette langsam weiter, bis sie neben dem rechten Atrium platziert wird (in der Regel etwa 50 cm Abstand).
8. Schließen Sie Katheterelektroden an ein geeignetes Oszilloskop/Funktionsgenerator an. Stellen Sie die Fibrillationsparameter auf die gewünschten Werte ein (hier ein 13,8 V Strom mit Frequenzen zwischen 50-200 Hz).
9. Schalten Sie den Generator ein und überwachen Sie EKG-Änderungen. Bewegen Sie den Katheter langsam nach vorne, bis Arrhythmien im EKG nachgewiesen werden können.
   VORSICHT: Verhindern Sie, dass die getrennten Elektroden am Ende des Katheters die menschliche Haut oder einander berühren, um Kurzschlüsse und möglicherweise lebensbedrohliche Situationen zu verhindern.
10. Variieren Sie vorsichtig die Katheterposition, bis Kammerflimmern erkannt werden kann.
    HINWEIS: Es kann schwierig sein, Direkthofflimmern sofort zu induzieren. Wenn eine Position erreicht wird, an der EKG-Effekte zu sehen sind, kann es manchmal hilfreich sein, die Frequenz zu ändern oder den Generator wiederholt ein- und auszuschalten.
11. Sobald das Kammerflimmern bestätigt ist, schalten Sie den Generator aus, entleeren Sie den Ballon und entfernen Sie den Fibrillationskatheter. Halten Sie Das Flimmern mit oder ohne Belüftung so lange wie nötig aufrecht.
12. Starten Sie mechanische Brustkompressionen, indem Sie die Play-Taste am Kompressionsgerät drücken. Um die Brustkompression zu unterbrechen, drücken Sie die Pause-Taste am Komprimierungsgerät.
13. Analysieren Sie EKG-Muster. Wenn das Kammerflimmern anhält, bereiten Sie Defibrillation vor.
    1. Geben Sie im Defibrillator-Menü den manuellen Modus ein. Stellen Sie die Energie auf 200 J biphasic ein.
    2. Drücken Sie die Ladetaste. Warten Sie, bis sich das akustische Signal einschaltet, um einen vorbereiteten Schockwert anzuzeigen. Initiieren Sie einen elektrischen Schlag.
       VORSICHT: Nur erfahrene Anwender sollten mit Defibrillatoren und Fibrillationskathetern umgehen. Es sollten keine Stöße ausgelöst werden, wenn es Hinweise auf fehlerhafte oder abgenutzte Materialien gibt. Die Einleitung eines elektrischen Schlages muss für jede Person im Raum immer deutlich hörbar angekündigt werden, und die Person, die die Defibrillation startet, ist dafür verantwortlich, dass niemand das Tier oder die Trage berührt, bevor der Schock losgelassen wird.
       HINWEIS: Hier wurde ein richtlinienbasiertes Reanimationsprotokoll verwendet (d. h. 2 min Brustkompressionen, EKG-Bewertung, Schock, 2 min Brustkompressionen, Adrenalin-Administration usw.). Weitere Informationen finden Sie in den Leitlinien⁴.
14. Im Falle der Rückkehr der spontanen Zirkulation (ROSC), stoppen Brustkompressionen, die Beatmung fortsetzen, und wenden Sie die Überwachung so umfangreich und so lange wie nötig.
    HINWEIS: Die Verabreichung von Betäuben kann während der CPR unterbrochen werden, je nach Protokoll. Wenn die Sedierung eingestellt wird, sollte die Infusion nach bestätigtem ROSC neu gestartet werden.
15. Ein zielgerichteter Ansatz zur Führung der Flüssigkeits- und Katecholamin-Verabreichung sowie standardisierte Atem- und Beatmungseinstellungen werden empfohlen, um eine kardioreneinoratorische Verschlechterung in der ROSC-Phase zu verhindern, die zu einem experimentellen Versagen führt.

5. Ende des Experiments und der Euthanasie (bei ROSC)

1. Injizieren Sie 0,5 mg Fentanyl in die zentrale venöse Linie. Warten Sie 5 min. Injizieren Sie 200 mg Propofol in die zentrale venöse Linie.
2. Euthanisieren Sie das Tier mit einer 40 mmol Kaliumchlorid-Injektion.
3. Führen Sie die Organentfernung/-fixierung oder Analysen nach Bedarf durch.

Bei sieben Schweinen wurde ein Herzstillstand induziert. Die Rückkehr der spontanen Zirkulation nach CPR wurde bei vier Schweinen erreicht (57%) mit einem Mittelwert von 3 x 1 biphasischen Defibrillationen. Gesunde und ausreichend anästhesierte Schweine sollten während des gesamten Experiments in Supine-Position bleiben, ohne zu zittern und Anzeichen von Aufregung zu haben. Mittlere arterielle Blutdruck sollte nicht unter 50 mmHg vor Beginn des Vorhofflimmerns^{fallen 18}. Für optimale Ergebnisse können Blutgasanalysen durchgeführt und alle Werte einschließlich der Temperatur normalisiert werden.

Wenn er in die richtige Position gebracht wird, sollte der Schrittkatheter beginnen, den Herzrhythmus zu beeinflussen. Dies kann zu Extrasystolen, Tachykardie und allen Formen ventrikulärer und supraventrikulärer Arrhythmien führen. Ein Herzstillstand kann angenommen werden, wenn 1) der EKG-Wert Kammerflimmern zeigt und 2) keine Herzleistung oder Druckschwankungen durch die arterielle Linie gemessen werden (Abbildung 1). Wenn dieser Zustand bei ausgeschaltetem Generator anhält, wird das Flimmern wahrscheinlich nicht mehr spontan nachlassen¹⁷.

Sobald die Brustkompressionen gestartet sind, wird eine ausreichende Herzleistungserzeugung durch einen mittleren arteriellen Druck von 30-50 mmHg angezeigt. (Abbildung 1) Bei Einhaltung der Reanimationsrichtlinien sollte die Verabreichung von Adrenalin (1 mg) zu einem erheblichen Anstieg des Blutdrucks innerhalb von 1 min führen.

ROSC wird durch einen dramatischen Anstieg der exspiratorischen Kohlendioxidmessungen (in der Regel erhöhung von 10-20 mmHg während der Festnahme auf 45 mmHg und höher), organisierten Herzrhythmus im EKG und der jeweiligen Herzleistung, wie die arterielle Messung zeigt, bestätigt. Hyperkapnie und ein verringerter Horovitz-Index (PaO₂/FiO2) werden häufig nach ROSC beobachtet. Die Wiederherstellung einer kontrollierten mechanischen Belüftung führt zu einer Rekompensation und stabilen Atemwegserkrankungen (Abbildung 2). Je nach Zeit zwischen Herzstillstand und Beginn der Brustkompression ist mit einer ROSC-Rate von 50%-70% zu rechnen.

Abbildung 1: Typische hämodynamische Werte. (A) Herzfrequenzüberwachung während der Studie (dargestellt als Mittelwerte mit Standardabweichung [SD] Fehlerbalken). Die Herzfrequenz sinkt bei Herzstillstand (CA) auf Null und wird während der CPR gemäß den Spezifikationen des Brustkompressionsgeräts (hier 100 bpm) standardisiert. Tachykardie wird regelmäßig gesehen, nachdem sie ROSC erreicht hat, zunächst als Folge der Adrenalin-Verabreichung und metabolische Azidose-Kompensation. Die Werte normalisieren sich in der Regel über einen Zeitraum von 1-2 h. (B) Mittlere intraarterielle Blutdruckwerte. Bei Herzstillstand (CA) sinkt der Druck nicht unter 10-20 mmHg, sondern verliert alle Anzeichen einer effektiven Leistung. Während der CPR, insbesondere vor der Registrierung von Vasopressoreffekten, werden ausreichende Brustkompressionen durch Druckwerte zwischen 30-50 mmHg angezeigt. Nach DEM ROSC, Noradrenalin könnte notwendig sein, um niedrige Blutdruckintervalle während der metabolischen Rekompensation zu decken. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 2: Parameter für die Sauerstoffversorgung und Decarboxylierung während und nach der Reanimation. (A) Arterielle Teildruckwerte von Kohlendioxid (PaCO₂) während und nach CPR (dargestellt als Mittelwerte mit Standardabweichungsfehlerbalken). Bei der Leitlinien-basierten Belüftung sollten keine signifikanten Unterschiede festgestellt werden. Ein Anstieg der_CO2-Werte direkt nach ROSC ist zu erwarten, sollte sich aber innerhalb von 1 h normalisieren. (B) Typische Werte des Horovitz-Index (arterieller Teildruck von Sauerstoff [PaO₂]/inspiratorische Sauerstofffraktion [F_iO₂]; dargestellt als Mittelwerte mit SD-Fehlerbalken). Während Der CPR ist die Sauerstoffversorgung oft stark beeinträchtigt, erholt sich aber in der Regel während der ersten 2 h vollständig nach DEM ROSC. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Einige wichtige technische Probleme in Bezug auf Anästhesie in einem Schweinemodell wurden zuvor von unserer Gruppe^13,14beschrieben. Dazu gehören die strikte Vermeidung von Stress und unnötigen Schmerzen für die Tiere, mögliche anatomische Probleme beim Atemwegsmanagement und spezifische Personalanforderungen¹⁹.

Darüber hinaus wurden die Vorteile der ultraschallgeführten Katheterisierung zuvor hervorgehoben und bleiben der bevorzugte Ansatz, um Gefäßschäden während der Instrumentierung zu verhindern. Allerdings sollten nur professionell ausgebildete Benutzer mit dieser Technik arbeiten, um ihre Vorteile zu erbringen²⁰. Bei diesem Versuchsmodell ist hervorzuheben, dass der Umgang mit elektrischen Frequenzerzeugern sowie Defibrillatoren nur von speziell geschultem Personal oder unter ihrer direkten Aufsicht behandelt werden sollte. Wenn sie bei der Durchführung solcher Versuche nicht über ausreichendes Fachwissen verfügen, kann dies zu schweren Verletzungen führen und lebensbedrohlich sein.

Die korrekte Positionierung des Schrittkatheters und die Einleitung von Kammerflimmern können sich als schwierig erweisen und eine Erneuteinsetzung des Katheters oder eine Frequenzvariation erfordern. Beim Neupositionieren oder Entfernen des Katheters sollte der Ballon zuerst entleert werden, um innere Verletzungen sowie Schäden am Katheter selbst zu verhindern. Bei Frequenzschwankungen sollte der Katheter in der Nähe des Myokards platziert werden, um EKG-Änderungen zu erkennen, dann sollte die Frequenz gemäß den Anweisungen des Herstellers langsam geändert werden. Wichtig ist, dass die Brustkompressionsvorrichtung richtig positioniert und das Schwein richtig immobilisiert werden muss (wie im Video gezeigt). Eine Neupositionierung während der CPR kann notwendig sein, führt aber oft zu einer unzureichenden Reanimation. Obwohl sich Thoraxanatomie und Knochenstruktur im Vergleich zum Menschen unterscheiden, zeigten unsere Studien eine ausreichende Perfusionserzeugung und ROSC-Raten mit einem Kompressionsgerät, das im unteren Drittel des Brustbeins in mittlerer Position platziert wurde.

Schweinemodelle werden seit Jahrzehnten erfolgreich in kritischen Pflegestudien eingesetzt^17,21,22,23. Ähnliche anatomische und physiologische Eigenschaften, die mit dem Menschen vergleichbar sind, ermöglichen einigermaßen genaue Abzüge in Bezug auf Patientenreaktionen auf bestimmte Reize oder klinische Situationen. Das vorgestellte Reanimationsmodell wurde in verschiedenen Versuchen^18,24,25,26verwendet und modifiziert. Es bietet eine experimentelle Einstellung, die die Beurteilung der Wirksamkeit der Richtlinie ermöglicht, da (im Gegensatz zu Reanimationsmodellen bei Nagetieren) gleiche Brustkompressionsintervalle, Blutdruckschwellen, Blutgaswerte und Defibrillationsenergien für menschliche Vergleiche verwendet werden können, wie von ILCOR bzw. ERC empfohlen. Dies erleichtert international vergleichbare und verständliche Studiendesigns und schafft so insgesamt eine höhere Evidenzqualität. Das Modell ermöglicht zudem eine adäquate Beurteilung der Arzneimittelwirkungen nicht nur qualitativ, sondern auch dosisabhängig.

Unter der Annahme einer leitlinienbasierten Reanimation mit Intervallen von 2 min zwischen Defibrillationen erreichen Schweine in der Regel ROSC innerhalb der ersten vier Stöße oder innerhalb von 8-10 min²⁷. Je nach Zeit zwischen Herzstillstand und Beginn der Brustkompression ist mit einer ROSC-Rate von 50%-70% zu rechnen. Wenn akzeptable ROSC-Werte oder angemessene Blutdruckwerte nicht erreicht werden können, ist es möglich, Vasopressin (0,5 I.E./kgBW) während der CPR in das Therapieschema einzutragen. Während und direkt nach CPR ist der Pulmonalgasaustausch stark beeinträchtigt. Dies ist weitgehend abhängig von der Beatmungsmodus während Der Brustkompressionen verwendet und kann langfristige Auswirkungen auf Ende Organschäden und^{Entzündungen 18,25,28}. Zusätzlich können metabolische Azidose und betäubtes Myokard zu anhaltender Hypotonie führen, insbesondere in den ersten 1 h nach ROSC. Dies kann durch Flüssigkeitsanwendung (20-30 ml/kgBW) und kontinuierliche Noradrenalin-Infusion behandelt werden. Übermäßige Azidose kann auch mit 8,4% Natriumbicarbonatlösung mit maximal 4 ml/kgBW behandelt werden.

Dieses experimentelle Protokoll bietet eine standardisierte Einstellung für die Reanimationsforschung, in der die Aspekte der hämodynamischen Wirkungen spezifischer medikamentöser Behandlungen, der Einfluss von Beatmungsmodi auf die ROSC-Raten, Endorganschäden und Nachreanimationsreaktionen können unter verschiedenen Umständen analysiert und bewertet werden. Dies wird dazu beitragen, weitere wissenschaftliche Erkenntnisse über die pathophysiologischen Mechanismen, die dem Kammerflimmern zugrunde liegen, zu gewinnen und kann zu effektiveren Behandlungsmöglichkeiten führen.

Das LUCAS-2 Gerät wurde bedingungslos von Stryker/Physio-Control, Redmond, WA, USA für experimentelle Forschungszwecke zur Verfügung gestellt. Keine Autoren berichten von Interessenkonflikten.

Die Autoren danken Dagmar Dirvonskis für die hervorragende technische Unterstützung.