Eine Methode zur Quantifizierung von Laub-Behausungs-Arthropoden

Wir beschreiben, wie BlattbehausungShropoden quantifiziert werden, indem die Blätter und das Ende der Zweige in einem Beutel versiegelt, das verpackte Material abgeschnitten und eingefroren und das zuvor gefrorene Material in Wasser entspült wird, um Arthropoden zur Quantifizierung vom Substrat zu trennen.

Terrestrische Arthropoden spielen eine wichtige Rolle in unserer Umwelt. Die Quantifizierung von Arthropoden in einer Weise, die einen präzisen Index oder Schätzungen der Dichte ermöglicht, erfordert eine Methode mit hoher Nachweiswahrscheinlichkeit und einem bekannten Probenahmegebiet. Während die meisten beschriebenen Methoden eine qualitative oder semiquantitative Schätzung liefern, die für die Beschreibung von Artenpräsenz, Reichtum und Vielfalt geeignet ist, bieten nur wenige eine ausreichend konsistente Nachweiswahrscheinlichkeit und bekannte oder konsistente Probenahmegebiete, um einen Index oder eine Schätzung mit ausreichender Genauigkeit, um Unterschiede in der Häufigkeit zwischen Umgebungs-, Räum- oder Zeitvariablen zu erkennen. Wir beschreiben, wie Blattbewohnende Arthropoden quantifizieren, indem man die Blätter und das Ende der Zweige in einem Beutel versiegelt, das verpackte Material schneidet und einfriert und das zuvor gefrorene Material in Wasser spült, um Arthropoden vom Substrat zu trennen und zu quantifizieren. Wie wir zeigen, kann diese Methode auf einer Landschaftsskala verwendet werden, um Blattbehausende Arthropoden mit ausreichender Präzision zu quantifizieren, um zu testen und zu beschreiben, wie räumliche, zeitliche, ökologische und ökologische Variablen Dendurchreich und Überfluss der Arthropoden beeinflussen. Diese Methode ermöglichte es uns, Unterschiede in der Dichte, dem Reichtum und der Vielfalt der Blattbewohnenden Arthropoden zwischen 5 Gattungen von Bäumen zu erkennen, die häufig in südöstlichen Laubwäldern zu finden sind.

Terrestrische Arthropoden spielen eine wichtige Rolle in unserem Ökosystem. Neben wissenschaftlichem Interesse können Arthropoden sowohl schädlich als auch nutzbringend für Kulturen, Gartenbaupflanzen und natürliche Vegetation sein und eine wichtige trophische Funktion in Nahrungsbahnen bieten. Daher ist das Verständnis der Faktoren, die die Entwicklung und Fülle von Arthropoden beeinflussen, von entscheidender Bedeutung für Landwirte, Schädlingsbekämpfungsmanager, Pflanzenbiologen, Entomologen, Wildtierökologen und Naturschutzbiologen, die die Dynamik der Gemeinschaft untersuchen und insektenfressende Organismen zu bewirtschaften. Um Faktoren zu verstehen, die Arthropodengemeinschaften und Überfluss beeinflussen, müssen oft Individuen erfasst werden. Erfassungstechniken können im Allgemeinen in qualitative Techniken kategorisiert werden, die nur das Vorhandensein einer Art für Schätzungen des Artenreichtums, des Reichtums und der Vielfalt oder semiquantitative und quantitative Techniken, die einen Index oder eine Schätzung der Häufigkeit und Dichte von Individuen innerhalb einer taxonomischen Gruppe.

Qualitative Techniken, die nur Rückschlüsse auf das Vorhandensein einer Art oder Gemeinschaftsstruktur zulassen, haben eine unbekannte oder an sich geringe Nachweiswahrscheinlichkeit oder fehlen nicht, um Rückschlüsse auf die Nachweiswahrscheinlichkeit und die Größe der beprobten Fläche zu liefern. Da die Erkennungswahrscheinlichkeit mit diesen Techniken gering ist, schließt die mit der Detektion verbundene Variabilität eine angemessene Genauigkeit aus, um zu ableiten, wie erklärende Variablen die Meter der Arthropodenpopulation beeinflussen. Qualitative Techniken zur Schätzung der Anwesenheit sind Saugprobenahme¹, Lichtfallen², Emergenzfallen³, Fütterungsmuster auf Wurzeln⁴, Solerohre⁵, Köder⁶, Pheromon³, Fallfallfallen fallen ⁷, Malaise Fallen⁸, Fensterfallen⁹, Saugfallen¹⁰, Schlagschalen¹¹, Spinnennetze¹², Blattminen, frass¹³, Arthropoden Gallen¹⁴, Vegetation und Wurzelschaden¹⁵ .

Alternativ ermöglichen semiquantitative und quantitative Techniken es den Forschern, ein bestimmtes Probengebiet zu schätzen oder zumindest konsequent zu beproben und die Nachweiswahrscheinlichkeit zu schätzen oder anzunehmen, dass die Nachweiswahrscheinlichkeit nicht gerichtet und angemessen ist, verschleiern Sie die Fähigkeit des Forschers, räumliche oder zeitliche Variationen in Hülle und Fülle zu erkennen. Semiquantitative und quantitative Techniken umfassen Kehrnetze¹⁶, Saug- oder Vakuumprobenahme¹⁷, systematische Zählung sichtbarer Arthropoden¹⁸, Klebrige Fallen¹⁹, verschiedene Topffallen²⁰, Eingang oder Emergent Löcher²¹, chemische Knockdown²², klebrige und Wasser gefülltE Farbfallen²³, und Zweig Bagging und Clipping²⁴.

Die jüngsten anthropogen-induzierten Veränderungen der Klima- und Störungsregime haben zu dramatischen Veränderungen in pflanzengemeinschaften geführt, wodurch Wechselwirkungen zwischen pflanzengemeinschaftlichen Arten und Arthropodengemeinschaften zu einem aktiven Untersuchungsgebiet werden. Zu verstehen, wie sich Arthropodengemeinschaften mit der Zusammensetzung von Pflanzenarten unterscheiden, ist eine entscheidende Komponente, um die potenziellen wirtschaftlichen und ökologischen Auswirkungen von Veränderungen in Pflanzengemeinschaften zu verstehen. Es sind semiquantitative oder quantitative Methoden zur Quantifizierung des Gliederfüßerüberflusses mit ausreichender Präzision erforderlich, um Unterschiede zwischen Pflanzenarten zu erkennen. In diesem Artikel beschreiben wir eine Methode zur Indexierung von Laub-Wohnarthropoden, die mit angemessenem Aufwand eine angemessene Präzision lieferten, um Unterschiede in der individuellen Fülle und Biomasse, Vielfalt und Reichtum zwischen 5 Taxa von Bäumen zu identifizieren, die häufig in die südöstlichen Laubwälder Nordamerikas²⁵. Dieser Ansatz bot eine Präzision, die für die Schätzung des Überflusses ausreichte, um Rückschlüsse darauf zu ziehen, wie Veränderungen in der Artenzusammensetzung von Waldpflanzengemeinschaften aufgrund anthropisch modifizierter Störungsregime die Zusammensetzung von Arthropoden beeinflussen, Beeinflussung des Überflusses und der Verbreitung von höherer trophischer insektenfressender Vogel- und Säugetiere. Genauer gesagt, durch die Verwendung einer modifizierten Absacktechnik zuerst beschrieben von Crossley et al.²⁴, schätzten wir die Dichte der Oberfläche, Laub-Wohnung Arthropoden und testete die Vorhersage, dass wir Unterschiede in Derartithe, Reichtum und Fülle von Arthropoden im Laub der schneller wachsenden mehr xeric Arten von Bäumen im Vergleich zu langsamer wachsenden mehr mesischen Arten. Das Ziel dieses Artikels ist es, detaillierte Anweisungen der Technik zur Verfügung zu stellen.

Wir führten die Studie über den Shawnee National Forest (SNF) im Süden Illinoiss durch. Der SNF ist ein 115.738 ha großer Wald in der Region Central Hardwoods der Ozarks und Shawnee Hills Natural Divisions²⁶. Der Wald besteht aus einem Mosaik aus 37% Eichen-/Hickory-, 25% Gemischt-Upland-Laubhölzern, 16% Buchen/Ahorn und 10% Bodenlaub. Der SNF wird dominiert von zweiten Wachstum Eiche/Hickory in Upland xeric Bereiche und Zuckerahorn, amerikanische Buche und Tulpenbaum (Liriodendron tulipifera) in geschützten Mesic Täler^27,28.

Die Standortauswahl für diese Methode hängt von den übergeordneten Zielen der Studie ab. So bestand das Hauptziel unserer ursprünglichen Studie darin, Einen Einblick zu geben, wie Veränderungen in der Baumgemeinschaft höhere trophische Organismen beeinflussen könnten, indem die Metriken der laubbewohnenden Arthropoden-Gemeinschaft zwischen mesischen und xeric angepassten Baumgemeinschaften verglichen werden. Unser primäres Ziel war es daher, die Arthropodengemeinschaft auf einzelnen Bäumen innerhalb der Xeric- oder Mesikbaumgemeinschaft zu quantifizieren. Wir wählten 22 Studienplätze entlang einer Eiche/Hickory (xeric) bis Buche/Ahorn (mesic) dominierten Gradienten mit USFS Standabdeckungkarten (allveg2008.shp) in ArcGIS 10.1.1. Um mögliche Störeffekte zu vermeiden, wählten wir Standorte nach den folgenden Kriterien aus: nicht in Denrainergebieten, 12 ha, und innerhalb zusammenhängender Hochland-Laubwald-Lebensräume (d. h. Höhe über 120 m). Alle Standorte enthielten reife Bäume >50 Jahre alt in hügeligem Gelände, so dass ähnliche Hänge und Aspekte enthalten. Während die Grenzen der Buchen/Ahorn-Standorte anhand des Übergangs von Baumgemeinschaften unterschieden wurden, wurden Eichen-/Hickory-Standortgrenzen künstlich anhand von SNF-Deckkarten und ArcGIS 10.1.1 identifiziert. Alle Standorte waren große Waldblöcke in unvergletschertem Gelände; ihre Unterschiede in der Zusammensetzung der Baumarten waren nicht auf unterschiedliche Standortlagen in der Landschaft zurückzuführen, sondern repräsentativ für die frühere Landnutzung (z. B. klare Schnitte oder selektive Ernte). Wir haben die Karten geerdet, indem wir diskrete Polygon-Shapefiles jedes Studienortes in ein Handheld Global Positioning System (GPS) hochgeladen und die Zusammensetzung der Baumarten überprüft haben. Wir haben stichprobenartig (n = 5) an jedem Standort ausgewählt. An jedem Punkt haben wir vom 23. Mai bis zum 25. Juni 2014 drei Bäume von 0600 bis 1400 Stunden beprobt. Um Probenbäume zu lokalisieren, suchten wir nach außen zu einem 30 m Radius von Vegetationspunkten, bis reife Bäume (>20 cm d.b.h.) mit Ästen gefunden wurden, die niedrig genug für die Probe waren. Typischerweise wurden die drei reifen Bäume, die drei der fünf Gattungen (Acer, Carya, Fagus, Liriodendron und Quercus) von Interesse darstellten und dem Mittelpunkt am nächsten waren, beprobt.

1. Erstellen der Probenahmevorrichtung vor dem Gang zum Feld

1. Entfernen Sie mit Bolzenschneidern, großen Drahtschneidern oder einer elektrischen Schleifscheibe den unteren 1/3 des 30 cm Drahttomatenkäfigs, so dass er ca. 55 cm lang ist.
2. Schneiden Sie zwei, 50 cm Langebchen aus Aluminium oder ähnlich halbstarren Materialien, um sie als Befestigungsstäbe und Zahnspangen auf jeder Seite des größten Endes des Tomatenkäfigs zu verwenden. Verwenden Sie 38 cm vom Ende entfernt ein Tisch-Laster oder ein großes Greifwerkzeug wie Kanalschlösser, um die Klammer in einen Winkel von ca. 30° zu biegen. Befestigen Sie das längere Ende jeder der beiden Befestigungsstäbe an den gegenüberliegenden Seiten des Tomatenkäfigs mit Reißverschlüssen und Kanal oder Klebeband, um sicherzustellen, dass das Band um mindestens 6 cm des Käfigs und der Stange gewickelt ist. Achten Sie darauf, das Band um den Käfig und die Stange mehrmals zu wickeln, um sicherzustellen, dass der Käfig dauerhaft an der Stange befestigt ist.
3. Befestigen Sie das andere Ende jeder der beiden Befestigungsstäbe an den gegenüberliegenden Seiten des Endes eines ausziehbaren Pols mit Reißverschlüssen und Kanal oder Elektroband. Wickeln Sie das Band wie bisher mehrmals, um es dauerhaft zu befestigen, um sicherzustellen, dass das Band den Pol und die Stäbe um mindestens 6 cm überlappt. Seien Sie sicher, dass die Öffnung des Käfigs mit dem Ende des Teleskopmastens in Kontakt ist, wenn der Käfig befestigt ist.
4. Befestigen Sie den Käfig direkt am Ende der Stange mit Reißverschlüssen und elektrischem oder Kanalband. Befestigen Sie Klettverschlussstreifen an 3 Punkten an der Öffnung des Käfigs um 90° vom zuvor angebrachten Pol.
   HINWEIS: Diese Streifen werden später verwendet, um die Tasche offen zu halten.

2. Einschließen der Zweigstelle

1. Befestigen Sie 2 Haken-schleifen-Befestigunganstriche an der Äußeren Öffnung der Tasche, damit sie sich an der Ankundung des Käfigs ausrichten. Diese werden verwendet, um das Öffnen der Tasche an Ort und Stelle zu halten, während sie über einen Probenzweig gebracht wird. Achten Sie darauf, dass der Klettverschluss so ausgerichtet ist, dass beim Einlegen und Anbringen der Tasche die Öffnung zu den Zugschnüren der Tasche parallel zum Teleskoppol verläuft.
2. Legen Sie einen Küchenmüllbeutel im Küchenkorb mit einem Küchenkorb von 49 L in den Drahttomatenkäfig ein. Legen Sie einen Gator-Clip auf jede Seite der Unterseite der Tasche und befestigen Sie die Clips sowohl an der Tasche als auch am Drahtkäfig, um die Tasche gegen den Käfig zu halten. Wiederholen Sie das gleiche Verfahren für die Oberseite der Tasche mit einem Gator-Clip, der an der Zugschnur und dem Drahtkäfig gegenüber dem Pol befestigt ist.
3. Befestigen Sie Paracord an der Ziehschnur der Tasche, die dem Pol am nächsten liegt. Schneiden Sie vier Stück Kunststoff- oder Hartgummischläuche in 4 cm Abschnitte und befestigen Sie sie an vier Stellen mit Kanal oder Elektroband. Der erste sollte auf dem sich ausdehnenden Teil des Pols etwa 0,5 m vom Ende des Pols in der Nähe des Tomatenkäfigs platziert werden.  Die restlichen 3 sollten äquiabstand entlang des unteren Abschnitts des Verlängerungspols platziert werden, beginnend etwa 5 cm von der Oberseite des unteren Abschnitts (d. h. jeweils eine entlang der oberen, mittleren und unteren). Fädeln Sie das Ende der Paraschnur, die nicht an der Tasche befestigt ist, durch den Kunststoffschlauch.
4. Verwenden Sie für jeden Stichprobenbaum einen Zufallszahlengenerator, um eine Stichprobenhöhe auszuwählen, die sich innerhalb der Höhe des Verlängerungspols befindet, wenn sie bei maximaler Länge verlängert wird. Verwenden Sie einen Zufallszahlengenerator, um einen Stichprobenabstand vom Baumstamm auszuwählen. Identifizieren Sie einen Ast, der mit minimaler Störung des Laubs in den Beutel passt und die Höhe und der Abstand vom Stamm basierend auf den Zahlen ist, die aus dem Zufallszahlengenerator generiert werden.
5. Heben Sie den Abtastpol auf eine Höhe parallel zum gewünschten Ast. Schieben Sie die Tasche schnell über den Ast und ziehen Sie dann schnell die an den Ziehschnüren befestigten Schnürse auf der Tasche, um die Tasche zu versiegeln. Üben Sie dies ein paar Mal vor dem ersten Versuch, effizient bei der Einbeziehung des Laubs mit minimalen Störungen der Blätter zu werden.
6. Lassen Sie eine zweite Person den Ast an der Stelle neben der Öffnung der Tasche mit dem Verlängerungsstangenschneider beschneiden. Bringen Sie den Probenbeutel vorsichtig zu Boden und binden Sie die Ziehschnüre des Beutels schnell zu. Versuchen Sie, die Absack-, Schneid- und Beutelbindeschritte so schnell wie möglich abzuschließen, um zu verhindern, dass Insekten entkommen.
7. Bewahren Sie den verpackten Zweig in einem Gefrierschrank auf, bis er bereit ist, die Laborarthropodenanalyse durchzuführen.

3. Arthropodenanalyse

1. Halten Sie die gefrorene Tasche und Zweig aufrecht und schütteln Sie die Probe Zweig, während in der Tasche, um Arthropoden in die Tasche zu lösen. Entfernen Sie vorsichtig den Ast und spülen Sie in einer großen Sammelpfanne, um die verbleibenden Arthropoden zu entfernen. Leeres Restmaterial aus der Tasche in die Pfanne. Entfernen Sie alle nicht arthropoden Ablagerungen.
2. Trennen Sie Arthropoden in gewünschte taxonomische Gruppen. Beachten Sie Unterschiede zwischen Larven und Erwachsenen.
3. Quantifizieren Sie Arthropoden nach Belieben. Wenn Biomasse von Interesse ist, messen Sie entweder die Länge der Gliederfüßer und verwenden Sie die veröffentlichte Längenmassentabelle, um Biomasse abzuschätzen, oder legen Sie Arthropoden in kleine Trockenpfannen, trocknen Sie im Trockenschrank für 24 h bei 45 °C und wiegen Sie auf einer elektronischen Waage.

4. Abschätzen der Dichte

1. Zur Schätzung der Dichte und Kontrolle für die Variation der Blattstruktur und der Blattdichte zwischen Proben innerhalb von Baumarten und zwischen Baumarten entweder:
2. Zählen und messen Sie die Oberfläche der Blätter aus jeder Probe.
3. Die Blätter im Trockenschrank 48 h bei 45 °C trocknen und auf elektronischem Gleichgewicht wiegen.
4. Messen Sie die Länge aller holzigen Zweige innerhalb der Probe.
   HINWEIS: Die L-Unterschiede treten in Arthropodengemeinschaften auf, daher sollte die Probenahme während des gesamten Inferenzzeitraums durchgeführt werden.

Wir sammelten 626 Proben von 323 einzelnen Bäumen, die 5 Baumgruppen zusammenstellen. Bei Schätzungen der gesamten Arthropodenbiomasse pro Meter der beprobten Astmenge lag der Standardfehler zwischen 12 % und 18 % des Mittelwerts für die 5 Baumgruppen (Tabelle 1). Diese Genauigkeit war ausreichend, um Variationen zwischen Baumgruppen und eine quadratische Veränderung der Biomasse mit Datum²⁵zu erkennen. Diese Technik lieferte mehr Präzision bei der Schätzung der Gildenvielfalt, wie der Standardfehler der Arthropodengilden-Vielfalt (H') zeigt, die zwischen 3 % und 7 % der mittleren Vielfalt in den 5 Baumgruppen liegen(Tabelle 1). Die Genauigkeit auf dieser Ebene war ausreichend, um Variationen zwischen den 5 Baumgruppen²⁵zu erkennen. Die Genauigkeit der Schätzungen des Reichtums war auch sehr gut, wie Standardfehler zeigten, die zwischen 3 % und 7 % des mittleren Reichtums der 5 Baumgruppen lagen (Tabelle 1). Diese Genauigkeit war ausreichend, um Variationen zwischen Baumgruppen zu identifizieren, eine quadratische Assoziation mit Datum, Abnahme des Reichtums mit der Höhe auf dem Baum, und eine positive Beziehung zwischen ArthropodenReichtum und Abstand vom Baumstamm²⁵.

Tabelle 1: Parameterschätzungen aus dem sparsamsten Modell²⁵. Der Mittelwert (X), standardfehler des Mittelwerts (SE) und Prozentsatz des Mittelwerts des Standardfehlers für jede Community-Metrik von Laub-Wohnarthropoden, die auf 5 Baumgruppen mit der beschriebenen Zweigschneidemethode im Shawnee National Forest im Süden erfasst wurden Illinois.

Zwei Notwendigkeiten der genau quantifizierenden Arthropodengemeinschaften sind relativ hohe Nachweiswahrscheinlichkeiten und bekannte oder konsistente Probenahmebereiche. Bei der Probenahme für Arthropoden kann die Erkennungswahrscheinlichkeit von weniger als 100 % entweder auf einzelne Arthropoden zurückgeführt werden, die Fallen vermeiden, oder auf einige Personen, die während der Verarbeitung unentdeckt waren. Abfangfallen, die fliegende Arthropoden abfangen (Malaise/Fensterfallen, Klebrige Fallen usw.) scheinen der am häufigsten verwendete Ansatz zu sein, um Arthropodengemeinschaften im Walddach^29,30,31aufzuzählen. Diese Arten von Fallen können im gesamten Vordach platziert werden, sind wirksam beim Abfangen fliegender Arthropoden und bewahren typischerweise Arthropoden für lange Zeiträume (Wochen oder Monate) für eine spätere Identifizierung und Quantifizierung^{29,30 ,31}, obwohl sie in der Regel in ihrer Fähigkeit, kriechende Arthropoden zu fangen³¹begrenzt sind. Abfangfallen, die Arthropoden mit Licht oder Pheromonen anziehen, haben zusätzliche Einschränkungen, da sie nur Nachtflugblätter einfangen und ihre Attraktivität variiert mit Taxon, Mondlicht, Hintergrundbeleuchtung und^{Wolkenbedeckungseffekt 32, 33}. Da Arthropoden, die in Abfangfallen gefangen werden, aus unbekannten Entfernungen stammen, ist der eingeschlossene Bereich unbekannt. Obwohl Abfangfallen zwar wirksam für die Indexierung fliegender Arthropoden über einen Umgebungsgradienten sind, können Daten aus Abfangfallen nicht zur Schätzung der Arthropodendichte²⁵verwendet werden.

Eine zusätzliche Methode, die häufig zur Überwachung von Laubarthropoden verwendet wird, ist der chemische Knockdown^34,35. Chemische Knockdown kann sehr effektiv für das Sammeln verschiedener Gruppen von Arthropoden bieten genaue Schätzungen der taxonomischen Reichtum und Vielfalt. Diese Methode ist jedoch teuer und zeitaufwändig, ist unspezifisch, da sie alle Arthropoden auf dem Baum, einschließlich der auf der Rinde und den Zweigen, untersucht, unbeabsichtigte Umweltauswirkungen aufgrund von Winddrift haben kann und in einigen Bereichen illegal ist^{36, 37,38,39}.

Das Absacken von Zweigzweigen wurde als effektive Methode zur Schätzung der Arthropodendichte aus Oberflächenbaumlaub mit einer ausreichend hohen Erfassungswahrscheinlichkeit demonstriert, um Variationen über verschiedene Umgebungsgradienten zu erkennen^24,40. Die in dieser Studie verwendeten Drahttomatenkäfige und 49 L-Müllsäcke ermöglichten es den Forschern, den Zweig vor dem Schließen des Öffnens der Tasche vollständig und ohne Störungen zu umfassen. Daher ist es wichtig, dass die Forscher darauf achten, das Laub der gewünschten Astprobe nicht zu stören, bevor sie sie mit dem Probenahmebeutel eingeschlossen werden. Daher ist es ein kritischer Schritt, den Probenahmebeutel parallel zum gewünschten Probenahmebeutel zu bringen und den Beutel nach der Entnahme jeder Probe schnell einzuschließen, zu versiegeln und zu binden. Die Probenentnahme ist auf die maximale Höhe beschränkt, die der Forscher einem verlängerten Teleskopmast bei (8 m in unserer Studie) halten kann, obwohl die gleiche Zweigsackausrüstung und -methodik in anderen Situationen wie der Aufhängung im Vordach verwendet werden kann. Einige Autoren haben vorgeschlagen, dass bei der Verwendung dieses Verfahrens aktive, geflogene Arthropoden sind unterrepräsentiert^40,41,42. Wir glauben jedoch, dass, solange das Laub ungestört bleibt, bis es von der Probenahmetasche eingeschlossen ist, es unwahrscheinlich ist, dass eine beträchtliche Anzahl von Arthropoden, die sich in oder auf dem Laub zum Zeitpunkt des Fangs aufhalten, entwichen ist. Die Ergebnisse unserer Studie stützen diese Behauptung, dass bei der Probenahme einer angemessenen Anzahl von Bäumen (323) der Standardfehler höchstens 17% des relativen Arthropoden-Biomassemittels betrug (Cayra = 11%, Acer = 12%, Fagus = 17%, Liriodendrum = 15 % und Quercus = 11 %). In ähnlicher Weise, wenn man den Gildenreichtum und die Vielfalt betrachtet, war die variabelste Schätzung die Vielfalt auf Fagus, mit einem Standardfehler, der 7% des Mittelwerts betrug. Offensichtlich lieferten diese Schätzungen eine ausreichende Genauigkeit, um Unterschiede zwischen Baumgattungengruppen sowie anderen ökologischen oder ökologischen Variablen zu modellieren. Eine Einschränkung unserer Ergebnisse besteht jedoch darin, dass wir zwar davon überzeugt sind, dass die Erkennungswahrscheinlichkeit mit dieser Methode hoch ist, d. h., wahrscheinlich nahe 100 %, dass wir jedoch keine Methode haben, diese Behauptung unabhängig zu überprüfen. Während wir also gezeigt haben, dass die Nachweiswahrscheinlichkeit ausreichend ist, um Variationen über eine Umweltvariable zu erkennen, die in diesem Fall Baumgattungen war, haben Biomasseschätzungen, die aus dieser Methode erstellt wurden, das Potenzial, um eine unbekannte Menge voreingenommen zu sein. ⁴⁰.

Die meisten Autoren haben den Inhalt der Tasche im Feld^{36,42,43,44,45}untersucht. Wir glauben, dass ein entscheidender Schritt zur Maximierung der Erkennung darin besteht, den Beutel wie bisher einzufrieren, dann den Inhalt im Labor unter kontrollierten Bedingungen zu untersuchen und zu quantifizieren. Wir glauben, dass dieser Ansatz Messfehler verringern wird, indem die Anzahl der gefangenen Arthropoden minimiert wird, die übersehen oder falsch identifiziert werden.

Die Schätzung der für den Vergleich der Dichte zwischen Baumarten beprobten Fläche kann problematisch sein, wenn die Blattstruktur je nach Baumart erheblich variiert, wie dies in unserer Studie der Fall war. In früheren Studien, in denen Autoren an der Quantifizierung von Laub-Wohnarthropoden interessiert waren, schätzten sie häufig die Probenahmefläche durch Wiegen von Blättern, um die Menge an Substrat für Arthropoden^46,47,48 zu^schätzen. . Die verschiedenen Eichenarten haben jedoch tendenziell dickere wachsartige Blattschnitzel als andere Baumarten. Somit ist das Verhältnis von Masse zu Fläche für Eichen größer als bei anderen Arten⁴⁹. Da das Verhältnis von Masse zu Oberfläche bei Eichen größer ist, würde die Verwendung der Laubmasse als Schätzung des Substrats für Laubbewohnende Arthropoden die Probenahmefläche überschätzen und die Arthropodendichte für Eichen mit weniger Dicke unterschätzen. Blatt-Nagelhaut. Wenn die Fähigkeit, Arthropoden zu unterstützen, je nach Baumart variiert, bestimmt die Fläche der Landschaft, die von einer bestimmten Baumart bedeckt wird, den Gehalt an Substrat, der innerhalb einer bestimmten Landschaft unterstützt wird. Da die Fläche, die ein bestimmter Baum einnimmt, durch Kronenausbreitung bestimmt wird (d. h. Die Verzweigung nach außen vom Stamm verteilt ist) und die Blattdichte zwischen bäumen variiert, glauben wir bei der Quantifizierung von Arthropoden für den Verzehr durch Insektenfresser, Gesamtverzweigungslänge die Probenahme ist bei der Schätzung der Gesamtmenge der Probenahme besser geeignet als Blattbiomasse. Unsere Ergebnisse scheinen diese Behauptung erneut zu stützen, da wir Unterschiede zwischen Baumgruppen festgestellt haben, die mit dem vorhergesagten Muster übereinstimmen, basierend auf früheren Studien²⁵. Wir glauben, dass Arthropodenreichtum oder Biomasse pro Maß der Astlänge am besten geeignet ist, wenn das primäre Ziel darin besteht, die für Insektenfresser bereitgestellten Ressourcen unter Baumarten zu vergleichen. Wenn jedoch Individuen Baumarten vergleichen, die Blätter mit ähnlicher Blattnageldicke produzieren, kann die Verwendung von Blattbiomasse als Schätzung der Probenahmefläche besser geeignet sein. Unabhängig davon, ob die Forscher die tatsächliche Blattfläche, die Blattfläche, wie durch Blattbiomasse geschätzt, oder die Gesamtverzweigungslänge als quantifizierbare Metrik verwenden, wird mit Hilfe der Absacktechnik eine messbare Menge an Arthropoden zu einem bestimmten Zeitpunkt auf einer messbaren Oberfläche verwendet. pro Probe erfasst wird. Dies ermöglicht es den Forschern, Die Blattoberfläche, die Blattfläche, wie durch Blattbiomasse geschätzt, oder die Gesamtverzweigungslänge als quantifizierbare Metrik zu verwenden. Diese Methode bietet eine konsistente Schätzung für den Vergleich quantifizierter Arthropoden zwischen räumlichen oder zeitlichen Variablen und eine Schätzung der Arthropodendichte²⁵.

Im Allgemeinen scheint die in diesem Artikel beschriebene Probenahmemethode wirksam zu sein, um räumliche oder zeitliche Vergleiche von Arthropodenmetriken in Laubbewohnen zu ermöglichen. Dieser Ansatz ist im Landschaftsmaßstab erschwinglich und machbar. Auch wenn das Einfrieren des gesamten Zweigs einen erheblichen Gefrierraum erfordert, ist das Einfrieren des Zweiges und das Spülen des Zweigs in Wasser eine effektive Möglichkeit, Arthropoden mit minimalem Aufwand vom Laub zu trennen, was einen kosteneffizienten Ansatz bietet. um Arthropodenmetriken zu erhalten. Schließlich, weil das primäre Ziel unserer ursprünglichen Studie war es, besser zu verstehen, wie Mesophikation der südöstlichen Laubwälder wahrscheinlich Wald bewohnende insektenfressende Vögel und Säugetiere, die wir Arthropoden in Gilden auf der Grundlage der diagnostischen morphologische Merkmale. Wir sehen jedoch keinen Grund, warum diese Fangtechniken nicht verwendet werden können, um Arthropoden auf der Art oder auf einer anderen taxonomischen Ebene zu quantifizieren.

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Die Autoren danken dem U.S. Department of Agriculture Forest Service für die Finanzierung dieses Projekts durch das USFS-Abkommen 13-CS-11090800-022. Wir danken J. Suda, W. Holland und anderen für die Laborunterstützung und R. Richards für die Unterstützung vor Ort.