利用综合沉淀富集系统识别目标蛋白的内源性后向转化剖面

研究多, 内源性修饰修改的目标蛋白可能是极具挑战性的。这里描述的技术利用一个优化的裂解缓冲和过滤系统开发了特定的 PTM 靶向, 亲和矩阵, 以检测乙酰化, 泛, sumo 2/3 和酪氨酸磷酸酯的修改为目标蛋白质使用单一的, 流线型的系统。

现在欢迎的是, 修饰修饰 (PTMs) 在调节蛋白质的结构和功能方面起着不可或缺的作用, 这对于特定蛋白质的生理和病理作用是必不可少的。在研究目标蛋白的 PTM 状态时, PTMs 的富集常常是必要的, 因为 PTMs 往往是短暂的, 而且丰度相对较低。当对目标蛋白的 PTM, 如缓冲不相容, 靶蛋白抗体不兼容, 丢失 PTM 信号等, 会遇到很多陷阱。在研究多种 PTMs 如乙酰化、泛、sumo 2/3 和酪氨酸磷酸化为特定靶蛋白时, 难度会放大。研究这些 PTMs 的组合可能是必要的, 因为 PTMs 之间的串扰是普遍和关键的蛋白质调节。通常, 这些 PTMs 在不同的裂解缓冲剂和独特的抑制剂组合物中进行研究。为了简化这一过程, 开发了一种独特的变性裂解系统, 有效地分离和保存这四 PTMs;因此, 在单个裂解系统中启用潜在串扰的调查。一个独特的过滤系统的设计, 以消除污染的基因组 DNA 的裂解, 这是一个问题 by-product 的变性缓冲区。针对四 PTMs 中每一个的鲁棒亲和矩阵与缓冲系统协同发展, 以最大限度地丰富和检测这四 PTMs 的内生状态。这一全面的 PTM 检测工具集简化了获取关键信息的过程, 即蛋白质是否由其中一个或多个 PTMs 修改。

翻译后的修改 (PTMs) 是对蛋白质的高度调控的改变, 藉以特定的方式增加或去除修改。PTMs 通常是动态的, 瞬变的变化, 极大地改变了蛋白质的结构, 与伙伴蛋白质的相互作用, 和空间定位, 并最终使蛋白质执行不同的功能^1,2,3,4. PTMs 是如此丰富, 他们增加了独特的蛋白质形式 (或 proteoforms) 从大约3万基因产品的数量, 以超过 100万 proteoforms^5,6。识别 PTMs 并定义其对靶蛋白的影响对于了解蛋白质的生理和病理功能是至关重要的^{7,8,9,10, 11、12、13、14}。蛋白、p53 和表皮生长因子受体 (EGFR) 等选择蛋白的工作已经阐明了 PTMs^15、16、17的调节作用。这些研究揭示了这样一个事实, 即这些蛋白质的调节发生在多个 PTMs, 在许多情况下, 这些修改的工作, 以促进一个特定的功能。新的研究表明, 合作和负 PTM 串扰可以发生在几个不同的蛋白质^{18,19,20,2122, 23,24,25}。然而, 大多数蛋白质的 PTM 剖面是建立在几个研究, 使用了不同的模型和独特的条件。有一个优化系统, 以调查多个 PTMs 在一个系统将是非常有益的洞察潜在的 PTM 串扰的目标蛋白。

一个挑战与调查 PTMs 在一个单一的系统是, 特定的 PTMs 被调查使用不同的裂解缓冲。例如, 通常用于磷酸化或泛调查的缓冲 (如帕或 NP-40) 的使用可能不足以研究不稳定的 PTM, 如小泛素样修饰剂 (相扑) ylation²⁶。此外, 变性缓冲区不足以游离蛋白质的相互作用, 并可能导致假阳性 PTM 识别²⁷。调查 PTMs 的变性裂解缓冲可能是首选的, 因为它是明显更好地隔离蛋白质从所有细胞室²⁸, 将离解大多数蛋白质的相互作用, 并将抑制蛋白酶, 改变 PTM 状态, 如deSUMOylases ²⁶;然而, 变性缓冲器可能损害特定亲和试剂 (如泛素结合基于域的工具²⁷) 的完整性。开发一种类似变性的裂解系统来研究亲和试剂相容系统中蛋白质的多重 PTMs, 对于 PTM 串扰的调查是非常有益的。

虽然变性缓冲器的主要优势超过变性缓冲区的调查 PTMs, 他们很少使用, 因为它们的重大缺陷, 如与传统的蛋白质检测不相容, 重要的基因组脱氧核糖核酸 (脱氧核糖核酸) 污秽和中断对沉淀 (IP) 试剂²⁹。这些缺点可能导致延长准备时间和潜在的损害目标蛋白时, 剪切基因组 DNA。用于剪切 DNA 的两种常用方法包括注射器裂解和超声²⁹。这两种方法都需要广泛的优化, 而且往往缺乏精确的重现性。除去基因组 DNA 的替代方法包括增加 DNAses;但是, 这可能需要额外的优化和缓冲区组成的变化。最终, 一个简单和可重现的方法, 以消除基因组 DNA 污染将有利于在使用变性裂解缓冲剂的 PTM 调查。

这项技术的目的是建立一个系统, 孤立和调查泛 (布法罗), 酪氨酸磷酸化, sumo 2/3 (相扑 2/3), 和乙酰 (Ac) PTMs 在一个单一的系统, 以更好地研究 PTM 串扰的目标蛋白。利用该 PTM 检测系统, 对单个系统中几种靶蛋白的内源 PTM 剖面进行了快速研究。对潜在的串扰的新洞察被辨认了^30,31。总的来说, 这里描述的技术改进了现有的方法来调查 PTMs 和 PTM 串扰在三种不同的方式: 1) 一个独特的变性缓冲被开发, 分离蛋白质从所有细胞室, 同时仍然是兼容PTM 亲和试剂, 2) 一个独特的过滤系统的发展, 迅速消除基因组 DNA 污染的变性裂解具有高重现性, 不需要专门的设备, 和 3) 强大的亲和珠, 裂解系统, 抑制试剂是相容的;因此, 简化了这四 PTMs 的分离, 为目标蛋白最大化 PTM 富集, 并有效地检查潜在的串扰。

1. 样品制备: 细胞培养

1. 在 Dulbecco 氏改良的鹰培养基 (DMEM) 中生长四150毫米的 A431 细胞板, 补充10% 胎牛血清。
   1. 将 A431 细胞生长到 50% 70-100。
   2. 血清对24小时无血清 DMEM 的四板 A431 细胞的限制。
   3. 用33.3 毫克/毫升的表皮生长因子治疗两个 A431 细胞, 1 小时, 其余两个板块不予处理。
      注: 此处显示的细胞生长和治疗条件提供了一个例子;然而, 这种方法适用于许多不同的细胞类型和治疗条件。
2. 用抑制剂制备 blastR 裂解和稀释缓冲液 (表 1)。结合2.895 毫升的 blastR 裂解缓冲液与15µL 酪氨酸磷酸酶抑制剂, 30 µL deubiquitinase 和 deSUMOylase 抑制剂, 30 µL 的组蛋白乙酰 (HDAC) 抑制剂, 和30µL 蛋白酶抑制剂鸡尾酒。
   1. 结合9.65 毫升的 blastR 稀释缓冲器与50µL 酪氨酸磷酸酶抑制剂, 100 µL deubiquitinase 和 deSUMOylase 抑制剂, 100 µL 的组蛋白乙酰 (HDAC) 抑制剂, 和100µL 蛋白酶抑制剂鸡尾酒。
      注意: 有关缓冲成分和抑制剂信息, 请参见材料表。
3. 倒掉培养基, 把细胞放在冰上。然后, 用10毫升的1x 磷酸缓冲盐水 (PBS) 冲洗两次细胞。
   1. 删除尽可能多的 PBS 之前, 添加 blastR 裂解缓冲, 以最大限度地裂解细胞。
      注意: 有关缓冲区组合, 请参见材料表。
4. 在每150毫米板上加入600µL 的 blastR 裂解缓冲液。缓冲区的数量基于预期的蛋白质产量 (表 2)。
   1. 用刮板机溶解电池。裂解液会因核裂解而变得黏稠。
5. 使用一个剪1毫升吸管针尖转移到一个 blastR 过滤器已放置在一个15毫升收集管 (图 1) 的原油裂解。在这里, 使用15毫升猎鹰管。
6. 使用提供的过滤柱塞来完全压缩 blastR 过滤器, 并收集在15毫升管 (图 1) 中的裂解液, 包括任何气泡。
7. 可选: 转移澄清裂解至1.5 毫升离心管和离心裂解液在大约 1万 x g 1 分钟, 在4° c。
   1. 将上清液转移到新的15毫升猎鹰管。
8. 用 blastR 稀释缓冲器将澄清的裂解液稀释为每150毫米板的最终体积为3毫升。最后的体积是基于预期的蛋白质产量 (表 2)。
   注: 此步骤非常重要, 因为最终的缓冲组合将影响 IP 反应的严格。
9. 定量蛋白浓度 (2 节)。

2. 蛋白质定量测定

注: 使用标准色度蛋白定量测定法测定蛋白质含量。在这里, 蛋白质定量是用精确的红色高级蛋白质测定。

1. 在两个1毫升的试管中加入1毫升的精密红色高级蛋白质检测试剂。
2. 混合10µL blastR 裂解缓冲液和40µL blastR 稀释缓冲液在清洁1.5 毫升离心管冰。
   注: 这将用于读取空白蛋白质样品。
3. 添加20µL 的裂解/稀释缓冲混合 (从步骤 2.2) 到第一试管和混合通过反转两到三倍。
4. 添加20µL 稀释细胞裂解 (从实验) 到第二试管, 混合如上所述。
5. 室温下孵育样品1分钟。
6. 空白分光光度计与溶解/稀释缓冲混合样品 (从步骤 2.3)。
7. 测量裂解样品的吸光度 (从步骤 2.4) 在 600 nm。
8. 确定裂解蛋白浓度如下;
   样本读取 OD₆₀₀ x 5 = 蛋白质浓度在毫克/毫升
   注: OD 读数低于0.05 或以上0.5 是接近的线性范围的能力的蛋白质检测。对于读数 > 0.5, 样品可以稀释。对于读数 < 0.05, 更多的裂解液可以添加到精密的红色高级蛋白质检测试剂 (高达50µL)。请参见表 3以将分光光度计读数转换为毫克/毫升的裂解蛋白浓度。如果一个盘子里没有足够的蛋白质, 建议每个 IP 使用2或更多的盘子。在这种情况下, 板块将收获的系列, 转移原300µL 的裂解缓冲板之间。
9. 根据蛋白质浓度, 稀释样品与缓冲混合 (1 部分 blastR 裂解: 4 部分 blastR 稀释) 到一个理想的最终浓度 (通常1毫克/毫升)。
10. 对不会立即使用的示例进行快照冻结等分。
    1. 在-70 ° c 贮存样品。
    2. 进入3条。

3. 沉淀 (IP) 检测

注意: 亲和珠浓度, 裂解浓度, 和孵化时间是推荐的准则, 可能是唯一的每一个目标蛋白和特定的 PTM 正在调查。

1. 倒置的股票试剂管含有与之相关联的珠子, 有亲和力的珠子, 相扑2/3 亲和珠, 和 Ac 亲和珠几次, 以确保珠子是完全悬浮在管。
2. 对于每个 ip 检测, 分珠悬浮成单独的1.5 毫升离心管冰 (ip 管)。在这里, 添加20µL 泛素亲和珠, 30 µL 酪氨酸亲和珠, 40 µL sumo 2/3 亲和珠, 或50µL 乙酰化亲和珠到个别1.5 毫升离心管冰。
   注意: 请参阅表 4 , 以了解每个关联珠的建议使用的磁珠悬浮量。
3. 反转库存试剂管含有泛的 IP 控制珠和 IgG 控制珠几次, 以确保珠子是完全悬浮在管。
4. 分控制珠每控制反应确定非特异性结合 (控制 IP 管)。在这里, 添加20µL 的布法罗控制珠, 30 µL 的控制珠, 40 µL 相扑2/3 控制珠, 或50µL 的 Ac 控制珠到个别1.5 毫升离心管冰。
   注意: 请参阅表 4 , 建议为每种类型的亲和珠使用的磁珠悬浮液量。
5. 保存少量的裂解 (20 µL) 作为一个西方印迹输入裂解控制运行。添加5µL 的5x 样品缓冲, 煮沸在95° c 5 分钟。
   注意: 有关缓冲区组合, 请参见材料表。
6. 将裂解液添加到每个 ip 管中, 并控制 ip 管。在这里, 1 毫克的裂解液使用每 ip 和控制反应, 导致总共8的 ip 反应。
   注: 1.0 毫克的裂解液每一个化验建议作为出发点。所需的裂解液的数量会因修饰靶蛋白的丰度而异。
7. 在4° c 的涵管端旋转平台上孵育2小时的管子。在这里, 一个 ATR 管转子是使用在速度22。
8. 收集珠的离心在 3000-5000 x g 1 分钟, 在4° c。
9. 吸出尽可能多的上清, 而不干扰的珠子。
10. 洗涤珠在1毫升 blastR 洗涤缓冲 (抑制剂是不必要的在这个阶段) 为 5 min 在4° c 转动的平台。
11. 收集珠的离心在 3000-5000 x g 1 分钟, 在4° c。
12. 吸出尽可能多的上清, 而不干扰的珠子。
13. 重复洗涤步骤 (步骤 3.10-3.12) 两次。
14. 最后洗完后, 彻底清除上清液。最小的珠颗粒破坏是可以接受的 (高达5% 的损失)。用细孔蛋白加载尖端去除残留上清液。
15. 添加30µL 的珠洗脱缓冲, 并重的珠子轻轻拍打/弹的一侧管。在这个阶段不要使用吸管。
    注意: 有关缓冲区组合, 请参见材料表。
16. 室温孵育5分钟。
17. 轻轻地将每个珠悬浮转移到一个1.5 毫升离心旋转柱, 已放置在一个1.5 毫升离心管。
    注意: 建议将移液吸管尖端的末端剪断以进行更温和的转移。
18. 离心机在 9000-1万 x g 为1分钟在室温下收集 IP 样品。
19. 每样加2µL 2 基, 拌匀。
    注意: 把盖子从旋转柱上拧开, 用它来盖收集管以作进一步的处理是很方便的。
20. 将样品放在95° c 的水浴中5分钟, 用离心法在 1万 x g 收集样品, 在 RT 处进行1分钟。
21. 如有必要, 将样品储存在-70 ° c, 停在这里, 或进行 SDS-页、转移和印迹分析 (4 节)。

4. 免疫印迹分析: 鉴定蛋白质的兴趣

1. 根据标准实验室协议³², 将十二烷基硫酸钠聚丙烯酰胺凝胶电泳 (SDS 页) 和转移到聚偏聚氟乙烯 (PVDF) 膜进行分离样品。
2. 使用一个主要的抗体来检测的 post-translationally 修改版本的蛋白质的兴趣。在这里, PD-L1 抗体被用来检测 post-translationally 修饰的 PD-L1。
3. 使用灵敏化学发光检测试剂进行检测。
   注: 化学发光试剂应与 HRP 标记的二级抗体结合使用, 能检测主抗体。
4. 使用2毫升的化学发光试剂每 mini-gel-sized 转移膜 (约 8 x 7 厘米)。
   1. 在孵育与适当的二次抗体 (60 分钟在 RT 推荐) 之后, 洗涤印迹 6 x 10 min 在30毫升的三缓冲盐水与 tween-20 (TBST)。
      注意: 有关缓冲区组合, 请参见材料表。
   2. 在使用前, 将1毫升的化学发光试剂 a 与1毫升的化学发光试剂 B 混合 (足够一 8 cm x 7 cm 膜)。
   3. 使用 x 射线胶片或电荷耦合器件 (CCD) 摄像成像, 在 RT 中添加化学发光试剂到膜上, 在室温下孵育 1-5 分钟。
      注: 在化学发光试剂中, 较短的潜伏期可能是高度丰富的蛋白质所必需的。

这些工具的能力, 以调查 PTM 串扰通过有效地检测这 4 PTMs 部分依赖于独特的裂解缓冲系统。blastR 变性缓冲有效地将蛋白质从所有细胞室中分离出来, 类似于其他变性缓冲器, 从而确保了完整的蛋白质配置 (图 2A)。此外, 它保留了高度不稳定的 PTM 信号, 如相扑 2/3, 这是迅速减少在变性缓冲像 radioimmunoprecipitation 检测 (帕) (图 2B)。重要的是, 当适当稀释时, 它不会像其他变性缓冲器那样影响亲和性试剂的完整性 (例如, Laemmli 缓冲区)。

在处理变性缓冲器时, 一个重要的障碍是有效去除基因组 DNA 污染的能力。传统的降低粘度的方法是使用注射器针或 sonicating 样品来剪切 DNA。图 3A显示了 BlastR 过滤器、注射器针或超声治疗后 A431 细胞的基因组 DNA 污染。有几乎完全去除基因组 DNA 使用 BlastR 过滤器, 这不是情况下使用常规注射器针或超声。基因组 DNA 污染通过 SDS-丙烯酰胺凝胶对蛋白质的迁移有显著影响;然而, 与 BlastR 过滤器的治疗去除基因组 DNA, 导致适当的蛋白质迁移 (图 3B)。基因组 DNA 污染引起的迁移改变对西方印迹的解释有显著影响;例如, 在未筛选的裂解液中看到的表皮生长的 EGFR 模式可能不准确地解释为相对于筛选样本的增加表达式 (图 3C)。

通过利用这种优化的 PTM 浓缩和检测系统, 可以快速确定一个或多个 PTMs 的目标蛋白是否被修改. PD-L1 PTM 剖面的研究是最近使用该技术进行的, 结果表明 PD-L1 是化, 乙酰, 酪氨酸磷酸化反应 EGF (图 4)。重要的是, 这些数据报告内源性 PD-L1 PTM 的变化, 这代表了一个小百分比的总 PD-L1 确定。

图 1: 使用 BlastR 过滤器从细胞裂解液中过滤基因组 DNA.(A) BlastR 筛选器的图像。(B)裂解液加载到放置在15毫升收集管中的过滤器中。(C)将柱塞放入注射器中, 并通过压缩将裂解液通过过滤器。(D)收集裂解液, 包括通过完全压缩进行的任何气泡。(E)筛选出的裂解液。

图 2: BlastR 裂解缓冲液与替代裂解缓冲器的比较.图 2A改编自堀et al.2017. Biosci。代表。³¹(A) A431 细胞裂解 BlastR、帕、mPER、IP 裂解、变性 (1% SDS) 和 Laemmli 裂解缓冲液。所有变性裂解都使用 BlastR 过滤器去除了基因组 DNA。从细胞膜、细胞质、线粒体和细胞核标记中分离出蛋白质, 用抗体对各自的间隔标记蛋白进行测定。(B) A431 细胞与 BlastR、帕和 1% SDS 变性缓冲裂解。裂解是 immunoprecipitated 与相扑2/3 或控制 IgG 亲和珠。用 2/3-辣根过氧化物酶 (HRP) 抗体对样品进行了分离, 并用西印迹进行了分析。N≥3独立实验的典型印迹。请单击此处查看此图的较大版本.

图 3: BlastR 裂解过滤器能有效去除基因组 DNA.(a) A431 细胞与变性裂解缓冲裂解。在5、10、20或30秒内, 用 BlastR 过滤器、注射器针或超声去除或剪切基因组 DNA。用溴溴化琼脂糖凝胶电泳法对2% 种裂解物进行了分析。(B)从带有变性缓冲区的 A431 细胞裂解的裂解液未经过滤或用 BlastR 过滤器过滤。样品与 SDS 页分离, 使用马斯亮染色进行可视化。(C) B 中的重复样本由 SDS 页分隔, 转移到 PVDF, 并使用 egfr 抗体检测 egfr 蛋白。给出了3独立实验的典型印迹。请单击此处查看此图的较大版本.

图 4: EGF 诱导的 PD-L1 修饰修饰的检测.图改编自堀et al.2017.肿瘤³⁰(A)。血清限制性 A431 细胞要么刺激 (UT), 要么刺激与 EGF 一小时前裂解 BlastR 裂解缓冲液。世界劳联被分析为 PD-L1 水平 (车道 12)。泛素结合珠 (UBA01) 被用于 IP 化蛋白质 (车道 34)。酪氨酸结合珠 (APY03) 被用于 IP 酪氨酸磷酸化蛋白 (车道 56)。相扑2/3 结合珠 (ASM24) 被用于 IP SUMOylated 2/3 蛋白质 (车道 78)。乙酰赖氨酸结合珠 (AAC01) 被用于 IP 乙酰蛋白质 (车道 910)。IgG 结合控制珠被用于 IP 非特异结合蛋白 (车道 1112)。采用 SDS 页分离样品, 用 PD-L1 抗体进行印迹分析。给出了3独立实验的代表性印迹。白星号用于突出 PD-L1 和 Ac 蛋白带。请单击此处查看此图的较大版本.

表 1:溶解和稀释缓冲准备图.在为细胞裂解准备缓冲液时, 提供抑制剂浓度以增加给定的溶解和稀释缓冲体积的图表。

表 2:BlastR 溶解/稀释缓冲图在获得裂解液时, 提供建议的溶解和稀释缓冲容积的图表。

表 3:乘法器将分光光度计读数转换为毫克/毫升的裂解产物.图表提供转换号码, 以计算蛋白质浓度的助手。

表 4:建议的珠子/IP 图卷.图表提供建议数量的亲和力珠子使用每个 IP 反应。

用于确定目标蛋白是否由 PTM 修饰的初始方法可以使用目标蛋白特定的 ip 抗体进行, 其次是 PTM 抗体 (e. g, anti-acetyl 赖氨酸), 或使用 PTM 抗体为 ip,其次是免疫印迹与靶蛋白特异抗体^30,31,33。虽然这两种方法的理论工作, 利用目标蛋白特异抗体有更多的潜在缺陷, 如抗体可能不是 IP 兼容, 或大 PTM 修改可能阻断抗体识别网站上的目标蛋白^{34 ,35}。PTM 亲和珠的优点是抗体或结合域特别承认 PTM 的兴趣;因此, 对目标蛋白的修饰不应改变亲和珠的识别。以此为例, 用这里描述的技术进行了 PD-L1, 并观察到了内源性单和多聚物 (图 4)。Lim et al最近发布的一篇文章。利用体外技术来调查 PD-L1, 结果与图 4³⁶中显示的结果非常相似。有趣的是, 他们还执行了 PD-L1 抗体的 IP, 以丰富 PD-L1 从细胞裂解, 在那里表达和 MG-132 增加, 以提高信号。该模式是不健全的, 非常不同于体外的模式。细胞培养模型中内源性 PD-L1 的研究没有在 Lim et al中进行。报告以阐明其细胞培养与体外数据之间的差异。

调查一个蛋白质是否被 PTM 修改可能是挑战, 由于它的丰盈和瞬态的自然^37,38, 并且经常需要通过 IP 丰富。PTMs 的有效 IP 需要优化几个关键步骤和试剂, 如裂解缓冲剂和亲和试剂。当调查目标蛋白的多个 PTMs 时, 所需的优化可能会增加。利用 blastR 裂解系统是该协议的关键一步, 因为它保持了强健的 IP 能力, 同时在一个系统中能够对 PTM、相扑2/3、布法罗和 Ac PTMs 进行检测。此技术优化了确定特定目标蛋白是否由这四 PTMs 进行修改所需的时间和资源, 并可能提供更好的 PTM 串扰的图片, 相对于使用多个裂解系统进行的 PTM 结果比较。对 blastR 裂解体系与替代 PTMs (如糖基化) 的相容性进行了研究;然而, 对所有类型的 PTMs 都没有进行过详尽的检查。

丰富的基因组 DNA 可以通过色度或 nanodrop 的方法干扰蛋白质的测量, 影响 SDS 丙烯酰胺凝胶中蛋白质的迁移, 并在 IP 分析过程中防止蛋白质和亲和基质相互作用。这里描述的方法利用一个专门的过滤器有效地去除基因组 DNA 污染, 这是该协议的另一个关键步骤。为了突出这一点, 在 blastR 过滤器处理前后进行了粘度测试, 结果显示, 从高粘度到水的粘度降低 (数据没有显示)。在图 3中的结果支持了这种粘度的变化, 显示几乎所有的基因组 DNA 都被移除。重要的是, dna 不是用这种方法剪切的, 因为任何剪切的 dna 都不会被过滤器捕获 (数据没有显示)。这个工具优于传统的方法, 如超声或注射器-dna 剪切, 因为它不需要专门的设备, 是高度重现性, 并删除 dna, 而不是剪切它。此外, 它不会降低在裂解液中的蛋白质, 这可能会发生使用传统的方法²⁹。与其他方法相比, 使用过滤器需要 5-30 秒的时间, 而 dna 的有效击穿可能需要几分钟 (即, 注射器剪切), 并且可能导致样品的异质性, 因为 dna 污染物残留在裂解物中。对裂解物和 post-blastr 的筛选进行了广泛的分析, 马斯亮、靶向性的西方、总的和靶向特异的 PTM 分析均未观察到蛋白质剖面的显著差异;因此, 筛选出的基因组 DNA 可能不会影响蛋白质的完整性。最终, 这个过滤系统是有益的任何西方或 IP 应用的基因组 DNA 存在, 并可能影响解释的蛋白质分析。

重要的是要注意, 有潜在的假阴性检测利用这种技术, 这可能是由于亲和力珠饱和度, 结合现场干扰, 或 PTM 掩蔽。例如, 某一特定靶蛋白可以通过 Ac 在极低的水平上进行修改;因此, 它可能不会被孤立的泛乙酰赖氨酸亲和珠已饱和的更丰富的交流修饰目标蛋白。目前正在进行研究, 以评估该协议中所使用的亲和试剂的检测限度, 但最近的一份出版物表明了非常可靠的检测限制。数据显示, 这项技术可以确定每单元的17乙酰目标蛋白分子的³¹。尽管如此, 特定的情况, 如细胞类型特异性, 瞬态 PTMs 响应特定的刺激, 或掩蔽 PTMs 由于蛋白质相互作用可能导致假阴性结果。这些是这种技术的潜在缺陷, 以及大多数 PTM 的 IP 方法。因此, 建议使用多种方法来确认结果。

如糖基化和磷酸化的修改已经显示出竞争类似的氨基酸^39,40, 和其他 PTMs 像泛和磷酸酯已被证明工作顺序, 以调节蛋白质的函数^17,41。最近关于病理蛋白 tau 的研究突出了 PTM 串扰的重要性, 其中 tau 超磷酸化和 tau sumo 增强了彼此的⁴²。此外, 该组显示, sumo 的头防止了多聚和随后的 tau 退化, 可能导致聚集。这只是许多管理 PTM 串扰的例子之一, 这项技术的效用将有助于阐明 PTMs 及其串扰在调节健康和疾病关键蛋白中的重要性。

朱合华和 a.1 是细胞骨架的雇员 Inc. k.m 是细胞骨架 Inc. 的创始人

我们感谢细胞骨架 Inc. 研究科学家和 Drs. 布莱恩. 胡佛和阿什利. 戴维斯对手稿进行评论、编辑和富有成效的讨论。此外, 我们感谢 Dr. 在制作视频手稿时所作的贡献。这项工作得到了资助, 从骨架 Inc。