الكتاب يرغب في الاعتراف بهؤلاء الموظفين والباحثين الذين شاركوا في دورات التعامل مع الأرانب والتدريب التخدير لردود فعلهم حين تعلم هذا الأسلوب تنبيب.

تنبيب الإجراء المبين أدناه أقرته لجنة الاستخدام ورعاية الحيوان المؤسسية عيادة مايو كلينيك.
 1-إعداد ( الشكل 1) <ol><li>الحصول على 5 قسطرة البوليبروبيلين فرنسية وقطع النهاية غير تقريب حيث يبلغ طوله الإجمالي 8-10 بوصة. الاحتفال بنهاية قطع الأنابيب تشير بوضوح إلى تحقيق هذه الغاية ينبغي عدم إدراجها في القصبة الهوائية (السهم، الشكل 1).</li>
	<li>وضع شفرة المنظار ميلر حجم 0 أو 1 على المنظار وتحقق من أنه يعمل على ضوء-</li>
	<li>رسم 0.25 مل ليدوكائين 2% في محقن مل 1-</li>
	<li>تطبيق مواد التشحيم العقيمة إلى نهاية أنبوب داخل الرغامى أونكوفيد حجم مناسب (عادة معرف 2.5 4.0 ملم)-</li>
	<li>إعداد اللوازم لتأمين أنبوب داخل الرغامى في مكان حالما يتم إدراج (مثل الحبل السري الشريط)-</li>
	<li>الحصول على جهاز للكشف عن تدفق الهواء في نهاية الإجراء للتأكد من نجاح تنبيب (#5، الشكل 1). هذا هو اختياري-</li>
</ol> 2. التخدير <ol><li>إدارة التخدير القابلة للحقن، مثل xylazine الكيتامين و 5 ملغ/كغ 35 مغ/كغ عضليا باستخدام 3 مل حقنه بإبرة قياس 25 في الفخذ عضلة الساق الخلفية حوالي 4 أشهر، 3.0 3.5 كغ، "الأبيض نيوزيلندا" أرنب- 
	ملاحظة: هذا النظام مخدر تركيبة حقن المستخدمة عادة في الأرانب بحوث الشباب، صحية، محددة خالية من مسببات الأمراض، ولكن استناداً إلى حالة سريرية و/أو أهداف تجريبية، بروتوكول آخر قد يكون أكثر ملاءمة.</li>
	<li>بعد تخديره من الأرانب، تطبيق مواد التشحيم العيون العقيمة إلى العيون للمحافظة على أنسجة القرنية.</li>
</ol> 3. التنبيب داخل الرغامى <ol><li>قياس أنبوب داخل الرغامى من القواطع للصدر مدخل تحديد الطول المناسب لإدخال أنبوب داخل الرغامى. موضع نهاية الأنبوب على مستوى مدخل الصدر يؤكد أن افتتاح أنبوب الماضي الحنجرة لكن الجمجمة إلى التشعب الرغامى.</li>
	<li>موقف الأرنب ستيرنالي في إعداد الجدول مع رئيسها مدد قليلاً على حافة الجدول ( الشكل 2). وينبغي أن يكون وضع الأرنب ساحة مع الرأس والعمود الفقري في محاذاة مستقيم.</li>
	<li>رفع الرأس، استخدم وسادة شاش لسحب الأرنب &#39; s اللسان الجانبي للأرنب &#39; s القواطع السفلية اليمنى (في دياستيما)، مع الحرص على تجنب الصدمات النفسية من القواطع.</li>
	<li>يمسك بالمنظار وبليد باليد اليمنى ووضعه في الفم خلف القواطع، دخول من الأرنب &#39; s غادر.</li>
	<li>اتبع سقف الفم بطرف الشفرة في اتجاه والذيلية حتى الحنك لينة مرئياً.</li>
	<li>باليد اليمنى، تلميح المنظار إلى الأمام (ثني المعصم، عقد المنظار إلى الأسفل) بينما تمتد الأرنب &#39; s الرأس إلى الوراء والرقبة إلى الأمام للحفاظ على مجرى الهواء مفتوحاً، وعرض الحنجرة ( الشكل 3 A). كما تلزم الاستراحات الآنف، ابيجلوتيس في كثير من الأحيان فوق الحنك الرخو، واستخدام هذه الطريقة يضغط قاعدة اللسان لتحل محل في ابيجلوتيس وفضح المزمار. لمنع الأوكسجين عدم التشبع، من المهم أن تبقى الرقبة الموسعة كما هو موضح للحفاظ على مجرى الهواء مفتوحاً خلال التنبيب.</li>
	<li>الإفراج عن اللسان والتبديل بليد المنظار في يده اليسرى لتحرير اليد اليمنى لوضع القسطرة الدليل.</li>
	<li>حين عقد المنظار والحفاظ على عرض المزمار ( الشكل 3 ب)، النهوض بتقريب طرف القسطرة الدليل من خلال فتح الماضي الحنجرة ( الشكل 4 ). سيأتي القسطرة لتوقف طبيعية عند التشعب الرغامى.</li>
	<li>مع الحفاظ على عقد القسطرة دليل، فهم أنبوب داخل الرغامى والخيط من خلال القسطرة، مع الحرص على عدم تطبيق القوة على القسطرة باصطياد فعلى الموصل أنبوب داخل الرغامى. دفع الأنبوب حتى يكون هناك مقاومة من الاحبال الصوتية ( الشكل 5).</li>
	<li>غرس 0.25 مل ليدوكائين 2% إلى افتتاح أنبوب داخل الرغامى. سوف يسافر ليدوكائين أسفل أنبوب داخل الرغامى لتخدير محلياً الاحبال الصوتية، منع لارينجوسباسم 22 ( الشكل 6).</li>
	<li>السماح لحوالي دقيقتين لتخدير موضعي تصبح نافذة المفعول، والمضي قدما بلطف التواء الأنبوب داخل الرغامى، النهوض بأنه من خلال الاحبال الصوتية ( الشكل 7). وبعد مرور الأنبوب الحبال الصوتية، إزالة شفرة المنظار والقسطرة، مع الحرص على عدم إزاحة الأنبوبة.</li>
	<li>التحقق من وضع أنبوب داخل الرغامى عن طريق مراقبة تدفق الهواء. هناك عدة طرق للقيام بذلك، بما في ذلك الموضع من الأنسجة أو الفراء في نهاية الأنبوب للكشف عن تدفق الهواء، تبحث عن التعفير للأنبوب أو التعفير للزجاج/مرآة في نهاية الأنبوب، والاستماع لتدفق الهواء. أجهزة مصممة للكشف عن تدفق الهواء 23 أو ريسبيريشنز كما يمكن استخدامها ( الشكل 8) تحديد ما إذا كان تنبيب الناجحة (انظر جدول المواد لخيارات). تأمين أنبوب داخل الرغامى استخدام طريقة مفضلة، مثل الشريط الحبل مربوطة حول الأنبوبة والرأس. إرفاق دائرة التخدير وأوسكولت كلا الجانبين من الصدر بينما تعطي نفسا لضمان التهوية لكلا الجانبين للرئة.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Quesenberry, K. E., Carpenter, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Ferrets, rabbits, and rodents : clinical medicine and surgery. 3rd edn . , (2012).</li><li>Dugdale, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Veterinary Anaesthesia: Principles to Practice. , (2010).</li><li>Yamamoto, Y., Inoue, S., Abe, R., Kawaguchi, M., Furuya, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Airway+management+with+the+laryngeal+tube+in+rabbits.">Airway management with the laryngeal tube in rabbits.</a> Lab animal. 36 (5), 33-35 (2007).</li><li>Belena, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laryngeal+mask,+laryngeal+tube,+and+Frova+introducer+in+simulated+difficult+airway.">Laryngeal mask, laryngeal tube, and Frova introducer in simulated difficult airway.</a> J Emerg Med. 48 (2), 254-259 (2015).</li><li>Smith, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endotracheal+tubes+versus+laryngeal+mask+airways+in+rabbit+inhalation+anesthesia:+ease+of+use+and+waste+gas+emissions.">Endotracheal tubes versus laryngeal mask airways in rabbit inhalation anesthesia: ease of use and waste gas emissions.</a> Contemp Top Lab Anim Sci. 43 (4), 22-25 (2004).</li><li>Kazakos, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+the+laryngeal+mask+airway+in+rabbits:+placement+and+efficacy.">Use of the laryngeal mask airway in rabbits: placement and efficacy.</a> Lab Anim (NY). 36 (4), 29-34 (2007).</li><li>Crotaz, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initial+feasibility+investigation+of+the+v-gel+airway:+an+anatomically+designed+supraglottic+airway+device+for+use+in+companion+animal+veterinary+anaesthesia.">Initial feasibility investigation of the v-gel airway: an anatomically designed supraglottic airway device for use in companion animal veterinary anaesthesia.</a> Vet Anaesth Analg. 37 (6), 579-580 (2010).</li><li>Bateman, L., Ludders, J. W., Gleed, R. D., Erb, H. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+between+facemask+and+laryngeal+mask+airway+in+rabbits+during+isoflurane+anesthesia.">Comparison between facemask and laryngeal mask airway in rabbits during isoflurane anesthesia.</a> Veterinary Anaesthesia and Analgesia. 32 (5), 280-288 (2005).</li><li>Johnson, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endoscopic+intubation+of+exotic+companion+mammals.">Endoscopic intubation of exotic companion mammals.</a> The veterinary clinics of North America. Exotic animal practice. 13 (2), 273-289 (2010).</li><li>Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A., Lumb, W. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Lumb &amp; Jones' veterinary anesthesia and analgesia. 4th edn. , (2007).</li><li>Worthley, S. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+oral+endotracheal+intubation+with+a+fibre-optic+scope+in+rabbits:+a+simple+and+reliable+technique.">Rapid oral endotracheal intubation with a fibre-optic scope in rabbits: a simple and reliable technique.</a> Laboratory Animals. 34 (2), 199-201 (2000).</li><li>Miranda, A., Pego, J. M., Correia-Pinto, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+facility+videoendoscopic+intubation+station:+tips+and+tricks+from+mice+to+rabbits.">Animal facility videoendoscopic intubation station: tips and tricks from mice to rabbits.</a> Laboratory animals. , (2016).</li><li>Irazuzta, J., Hopkins, J., Gunnoe, P., Brittain, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+method+of+multipurpose+airway+access+through+percutaneous+tracheostomy+in+rabbits+(Oryctolagus+cuniculus).">Simple method of multipurpose airway access through percutaneous tracheostomy in rabbits (Oryctolagus cuniculus).</a> Lab Anim Sci. 47 (4), 411-413 (1997).</li><li>Bertolet, R. D., Hughes, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endotracheal+intubation:+an+easy+way+to+establish+a+patent+airway+in+rabbits.">Endotracheal intubation: an easy way to establish a patent airway in rabbits.</a> Lab Anim Sci. 30 (2), 227-230 (1980).</li><li>Gilroy, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endotracheal+intubation+of+rabbits+and+rodents.">Endotracheal intubation of rabbits and rodents.</a> J Am Vet Med Assoc. 179 (11), 1295 (1981).</li><li>Morgan, T. J., Glowaski, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Teaching+a+new+method+of+rabbit+intubation.">Teaching a new method of rabbit intubation.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 46 (3), 32-36 (2007).</li><li>Inglis, S., Strunk, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rabbit+anesthesia.">Rabbit anesthesia.</a> Lab Anim (NY). 38 (3), 84-85 (2009).</li><li>Falcao, S. C., Pereira Junior, J. R., Coelho, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Technique+of+blind+tracheal+intubation+in+rabbits+(Oryctolagus+cuniculi)+supported+by+previous+maneuver+of+esophageal+cannulization.">Technique of blind tracheal intubation in rabbits (Oryctolagus cuniculi) supported by previous maneuver of esophageal cannulization.</a> Acta Cir Bras. 26 (5), 352-356 (2011).</li><li>Su, H. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+miniature+lighted+stylet+for+fast+oral+endotracheal+intubation+in+rabbits.">A miniature lighted stylet for fast oral endotracheal intubation in rabbits.</a> Vet J. 195 (2), 254-256 (2013).</li><li>Weinstein, C. H., Fujimoto, J. L., Wishner, R. E., Newton, P. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthesia+of+six-week-old+New+Zealand+White+rabbits+for+thoracotomy.">Anesthesia of six-week-old New Zealand White rabbits for thoracotomy.</a> Contemp Top Lab Anim Sci. 39 (3), 19-22 (2000).</li><li>Stephens DeValle, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+Management+of+Rabbit+Anesthesia+Through+the+Use+of+Nasotracheal+Intubation.">Successful Management of Rabbit Anesthesia Through the Use of Nasotracheal Intubation.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 48, 166-170 (2009).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> A Guidance on the Use of Topical Anesthetics for Naso/Oropharyngeal and Laryngotracheal Procedures. , (2006).</li><li>Cook, R. T., Stene, J. K., Marcolina, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+a+Beck+Airway+Airflow+Monitor+and+controllable-tip+endotracheal+tube+in+two+cases+of+nonlaryngoscopic+oral+intubation.">Use of a Beck Airway Airflow Monitor and controllable-tip endotracheal tube in two cases of nonlaryngoscopic oral intubation.</a> Am J Emerg Med. 13 (2), 180-183 (1995).</li><li>Fish, R. E., Brown, M. J., Danneman, P. J., Karas, A. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. , (2008).</li><li>Gografe, S. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+management+of+long-term+general+anesthesia+in+rabbits+used+as+an+animal+model+of+human+disease.">Successful management of long-term general anesthesia in rabbits used as an animal model of human disease.</a> Contemp Top Lab Anim Sci. 42 (2), 16-19 (2003).</li><li>Nordin, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+trachea+and+cuff-induced+tracheal+injury.+An+experimental+study+on+causative+factors+and+prevention.">The trachea and cuff-induced tracheal injury. An experimental study on causative factors and prevention.</a> Acta Otolaryngol Suppl. 345, 1-71 (1977).</li><li>Phaneuf, L. R., Barker, S., Groleau, M. A., Turner, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracheal+injury+after+endotracheal+intubation+and+anesthesia+in+rabbits.">Tracheal injury after endotracheal intubation and anesthesia in rabbits.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 45 (6), 67-72 (2006).</li><li>Grint, N. J., Sayers, I. R., Cecchi, R., Harley, R., Day, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Postanaesthetic+tracheal+strictures+in+three+rabbits.">Postanaesthetic tracheal strictures in three rabbits.</a> Lab Anim. 40 (3), 301-308 (2006).</li><li>Squire, R., Siddiqui, S. Q., DiNunizio, G., Brodsky, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+study+of+the+tracheotomy+and+endotracheal+intubation+on+the+rabbit+tracheobronchial+tree.">Quantitative study of the tracheotomy and endotracheal intubation on the rabbit tracheobronchial tree.</a> Ann Otol Rhinol. , (1990).</li><li>Kumar, R. A., Boyer, M. I., Bowen, C. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+reliable+method+of+anesthesia+for+extensive+surgery+in+small+rabbits.">A reliable method of anesthesia for extensive surgery in small rabbits.</a> Lab Anim Sci. 43 (3), 265-266 (1993).</li></ol>

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

هنا نحن نقدم وصفاً مفصلاً لأرنب تنبيب التقنية التي يمكن أن يلم بسهولة في أي وضع السريرية. يشبه هذا الأسلوب إلى التصور مباشرة تم نشرها مسبقاً تقنيات10،15،،من2025 مع بعض التحسينات الإضافية، بما في ذلك استخدام أنبوب داخل الرغامى 3.5 مم أونكوفيد، 5 الفرنسية القسطرة البولية دليل لدينا المختار، الذي تم قطع ووضع علامة مع علامة دائمة في نهاية قص. أرنب القصبة الهوائية بسهولة عرضه للإصابة وذلك أوصت باستخدام أنابيب الرغامى أونكوفيد هو عموما عندما تنبيب الأرانب لمنع إلحاق ضرر الغشاء المخاطي الرغامى من ضغط الرباط. 26 القسطرة البولية الفرنسية 5 اخترنا كدليل صغيرة بما يكفي لتمرير بسهولة من خلال طيات صوتي دون عرقلة الرأي أثناء التصور المباشر للحنجرة. بينما الصغيرة، هذه القسطرة قاسية ما يكفي تبقى في مكانها كدليل لأنبوب داخل الرغامى. يتم تقريب طرف القسطرة القاصي للمساعدة في تقليل الصدمة عندما يتم التوصل إلى التشعب. يتم قطع الدانية نهاية القسطرة حيث أن القسطرة على طول عملي (ليست مفرطة في الطول)، وإزالة نهاية التي تتسع لمرفق لحقنه. يتم وضع علامة على نهاية قطع مع علامة دائمة كمؤشر مرئي عدم إدراج هذه الغاية في القصبة الهوائية، مما قد يسبب الضرر للغشاء المخاطي للقصبة الهوائية.
القيد الرئيسي من هذا الأسلوب أنه، نظراً لأنها تتطلب استخدام شفرة المنظار، قد لا يكون ممكناً للأرانب الصغار جداً أو السلالات صغيرة جداً بسبب حجم الفم أصغر. وبالإضافة إلى ذلك، قد لا يكون بعض مرافق هذا الحجم من المنظار بليد متاحة بسهولة. في المؤسسة لمقدم البلاغ، ويتم استخدام هذا الأسلوب "نيوزيلندا الأبيض" (إيه سيكس أسابيع) والأرانب "الهولندية مربوط" الكبار، ولكن لا حاولنا هذا الأسلوب في الحيوانات الأصغر سنا أو أصغر السلالات. في حالات حيث يكون المريض الأرانب الصغيرة، أو إذا لم يتوفر المنظار مع شفرة ميلر صغيرة، خيار بديل استخدام otoscope يده بدلاً من المنظار. 15 , 20 استخدام أوتوسكوبي بمنظار إذن #5، هو تصور الحنجرة، يتم وضع القسطرة دليل حسب التصور مباشرة، وهو إزالتها منظار قبل الشروع في اتباع نفس الخطوات كما هو مبين أعلاه.
من المهم استخدام عناية كبيرة عندما يتم وضع القسطرة دليل لتجنب إمكانية تسبب الصدمات النفسية أو bronchospasm نهاية القسطرة يمر إلى القصبة الهوائية ويمس التشعب الرغامى. ويمكن خفض خطر هذه المضاعفات أو تجنبها بتغذية القسطرة مع حركات لطيف جداً ووقف بمجرد أن هناك مقاومة، وتجنب حركة الرأس والرقبة مرة واحدة في مكان القسطرة. وبالإضافة إلى ذلك، عندما تقدم أنبوب داخل الرغامى عبر القسطرة، هناك احتمال للقسطرة للقبض على الموصل أنبوب داخل الرغامى. وبالتالي، من المهم للتأكد من أن القسطرة الشرائح عن طريق الرابط دون اصطياد؛ بدلاً من ذلك، يمكن إزالة الرابط واستبدالها عند تأمين داخل الرغامى أنبوب أو إرفاق إلى حلبة مخدر.
بأي طريقة التنبيب، وهناك احتمالات المضاعفات والآثار السلبية. استخدام أسلوب التصور مباشرة مع المنظار، يمكن الإدراج غير ملائمة بليد المنظار أو وضع أنبوب داخل الرغامى العدوانية تؤدي في الحنجرة، اللسان، أو الأسنان الإصابات. الموضع الصحيح للحيوان هو الخطوة الحاسمة الأولى في التقليل من الصدمات أثناء التصور الحنجرة. يجب أن يكون العمود الفقري مستقيم، مع الرأس في محاذاة مباشرة مع العمود الفقري؛ إذا كان الحيوان غير مباشرة، أو إذا هو الملتوية العنق إلى اليمين أو اليسار، هذا سيجعل التصور الحنجرة أكثر صعوبة وقد ينتج عن الصدمات المفرطة مع شفرة المنظار. مفتاح حاسم آخر للنجاح عند استخدام هذا الأسلوب هو اتباع سقف الفم نحو الحنجرة، وحالما يتم تصور الحنك لينة، تحول النصل إلى موقف سليم بالانحناء في المعصم. يبقى هذا الرأس في المكان، بينما تتحرك غيض من النصل إلى موقف العرض الأمثل للأحبال الصوتية، التي تقع البطني تماما في20،الأرنب24.
لأن التصور المباشر للحنجرة يمكن أن تكون صعبة إذا لم يتم اتباع تقنيات دقيقة أننا مخطط أعلاه، يمكن استخدام استراتيجيات تنبيب البديلة التي لا تتطلب التصور الحنجرة جذابة. على سبيل المثال، الأسلوب أعمى هو أحد الخيارات الممكنة التي لا تتطلب استخدام المنظار16،،من1718،،من1920. ومع ذلك، استخدام هذه التقنية تعتمد على القدرة على الكشف عن تدفق الهواء من خلال أنبوب داخل الرغامى من أجل توجيه وضع الأنبوب، وحالة الأنفاس للحيوان ضحلة جداً أو المقبوض عليهم، استخدام هذا الأسلوب لا يمكن الاعتماد عليها. كما يمكن النظر سوبراجلوتيك الأجهزة، منذ وضع هذه الأجهزة لا تتطلب التصور الحنجرة، وهم عموما من السهل جداً لوضع. هذه الأجهزة لا تدخل مباشرة في القصبة الهوائية، ومع ذلك، وهكذا هناك احتمال عدم التدفق المباشر لمجرى الهواء، وعجز عن يحققوا إذا طورت لارينجوسباسم، عدم وجود ختم ضيق ما يكفي للتهوية أثناء إجراءات فتح الصدر أو حالات الطوارئ الإنعاش والتنمية تطبل المعدة3،،من48. أحدث الأجهزة مصممة خصيصا للأرانب قد توفر بديلاً واعداً، ولكن يلزم إجراء مزيد من الدراسات لتقييم هذه الأجهزة، ولا تزال هناك شواغل بشأن عدم الدخول إلى القصبة الهوائية. يمكن أيضا أن تطبل المعدة مضاعفات محتملة في حيوان المنببين إذا تم وضع أنبوب داخل الرغامى بطريق الخطأ إلى المريء؛ ومع ذلك، استخدام تقنية التصور مباشرة يقلل خطر مضاعفات هذا بالتحقق من وضع القسطرة الدليل الصحيح في الحنجرة.
صدمة للغشاء المخاطي طرجهالي و/أو الرغامى مصدر قلق محتمل آخر عند إدخال أنبوب داخل رغامى، خاصة عند استخدام نفخ مكبلة أنابيب26،،من2728. وقد أصيب القصبة الهوائية في الأرانب بسهولة، مما يمكن أن يؤدي إلى مضاعفات مثل انتفاخ تحت الجلد، واسترواح الصدر، وحتى الموت10،27،،من2829. أثناء تنفيذ هذا الأسلوب يصف لنا هنا، ينبغي الحرص على منع إصابة القصبة الهوائية باستخدام أنابيب الرغامى أونكوفيد، وكفالة تقريب طرف القسطرة دليل يتم إدراجه في القصبة الهوائية، وعدم إجبار القسطرة دليل المزمار. وبالإضافة إلى ذلك، اختيار أنبوب داخل الرغامى حجم مناسب ذو أهمية حاسمة. حجم أنبوب داخل الرغامى ينبغي أن تكون نظرت مقابل حجم الحيوان، فضلا عن مقارنة بفتح مدخل الحنجرة حيث أنها أصغر في قطر من القصبة الهوائية. أنبوب داخل رغامى كبير جداً في قطر قد ينتج الصدمات طرجهالي الغشاء المخاطي أو الغضروف. من ناحية أخرى، يؤدي إلى مقاومة مجرى الهواء زيادة استخدام أنبوب داخل الرغامى أصغر ويزيد من الفرص للعرقلة بسبب المخاط أو شبك. ولهذا السبب، رصد الجهاز التنفسي مهم جداً في الأرانب المنببين. وبالإضافة إلى نبض oximetry، ينبغي قياس تدفق الهواء مونيتوريد مع كابنوجرافي؛ إذا لم يتوفر كابنوجراف، شاشات مجرى الهواء هي بديل الذي يمكن استخدامه للكشف عن تدفق الهواء (ولكن لم تقم بتوفير قياسات ثاني أكسيد الكربون الزفير). وبالإضافة إلى ذلك، يمكن توفير التهوية المساعدة القيمة، لا سيما في الحالات التي يكون فيها أنابيب قطرها أصغر يتم استخدامها24،30.
بالإضافة إلى فوائد استخدام هذا الأسلوب سبق ذكره، هو ميزة رئيسية أخرى لهذا الأسلوب أن فإنه يمكن أن يقوم بها فرد واحد دون الحاجة إلى مساعد، التي يمكن أن تكون هامة في إعداد سريرية مشغول. في هذه الحالة، من المهم جمع جميع اللوازم الضرورية، ويكون لهم في متناول اليد أثناء عملية تنبيب، لا سيما عندما القسطرة الدليل في مكان، وينبغي تجنب حركة الرأس.
يستخدم الأسلوب يصف لنا هنا موظفي الطب البيطري والبحوث في مؤسستنا لكل أرنب إينتوباتيونس، التي تبلغ ما يقرب من 200-400 إينتوباتيونس في السنة. يتم تدريسها بسهولة جداً في دورة تدريبية تخدير أرنب نموذجية، التي تستغرق حوالي 30 دقيقة. وقد وجدنا أنه من السهل نسبيا لمعرفة، مع طلاب التعلم من ضمن محاولاتهم الأولى 3 وقادرة بوجه عام تكرار هذه العملية بنجاح في محاولة إضافية التالية. للدراسة في المستقبل، سيكون من قيمة لمقارنة الوقت بالكفاءة والقدرة على الحفاظ على الكفاءة على مر الزمن لهذا الأسلوب مقارنة بالأساليب الأخرى تنبيب. بينما هذا درس لأشكال مختلفة من تقنيات المكفوفين16، تقييما شاملا لمنحنى التعلم لمجموعة متنوعة من تقنيات تنبيب لم يتم تنفيذ. ويمكن أن تشمل آخر الاتجاه المستقبلي المحتمل لدراسة مقارنة التنبيب داخل الرغامى مباشرة إلى مجرى الهواء إبلاغها سوبراجلوتيك أحدث الأجهزة، لا سيما فيما يتعلق بوظيفة أثناء التهوية بالضغط الإيجابي.
وفي الختام، تقنية تنبيب الأرانب يصف لنا هنا هو غير الغازية وموثوق بها ولا تتطلب استخدام معدات متخصصة، من السهل لإتقان ويمكن أن يقوم بها فرد واحد دون الحاجة إلى مساعد. جميع تقنيات الوصول إلى مجرى الهواء تقديم مستوى معين من المخاطر، ولكن باستخدام تقنية تصور مباشرة واتباع الخطوات التي يمكننا وصف أعلاه للتقليل من المضاعفات، المخاطر أقوى بكثير من فوائد وجود مجرى الهواء الكافي أثناء التخدير.

الأرانب لها تجويف ضيق وعميق الشفوية التي تحد من بروز الحنجرة التنبيب داخل الرغامى. لديهم أيضا على لسان لحمى كبيرة جداً وأسنان الخد التي، عندما يقترن بضيق تجويف الفم، يمكن أن يسبب مشاكل عند إدراج المنظار وتصور المزمار لإدراج أنبوب داخل رغامى1. ويجب إيلاء عناية كبيرة تجنب إلحاق الضرر بتجويف الفم ومجرى الهواء عند محاولة التنبيب. أنسجة الحنجرة جداً قابلة للتفتيت والصدمات المفرطة من المحاولات المتكررة التنبيب يمكن أن يسبب التهاب كبير، مما يجعل تنبيب أصعب2.
ولهذه الأسباب، قد وصف مجموعة متنوعة من التقنيات البديلة، وأبرزها سوبراجلوتيك مجرى الهواء الأجهزة بما في ذلك سرطانات أنبوب3،4، قناع حنجري مجرى الهواء (LMA)4،5، 6 وهو جهاز مجرى الهواء إبلاغها سوبراجلوتيك7. أنبوب حنجري يتكون من أنبوب مع اثنين من البالونات التي توجه تدفق الهواء إلى القصبة الهوائية: يشكل أكبر بالون في وسط الأنبوبة ختم في البلعوم العلوي وبالون الأصغر حجماً في نهاية القاصي الأختام مدخل المريء3. لما يتكون من أنبوب مع قناع بيضاوي في نهاية البعيدة التي هي مبالغ فيها بشكل ختم محكم على مدى5،،من4المزمار6. إبلاغها الجهاز هو أول سوبراجلوتيك إبلاغها البيطرية مجرى الهواء، المتاحة حاليا للقطط والأرانب، مصممة خصيصا لتناسب الهياكل التشريحية لكل الأنواع لخلق ضغط الختم في البلعوم7. ومع ذلك، نظراً لأن هذه الأجهزة لا تدخل مباشرة في القصبة الهوائية، أنها قد تنطوي على مخاطر المضاعفات مثل تطبل المعدة. عدم وجود ختم الصحيح داخل القصبة الهوائية يمثل مصدر قلق بشأن مدى ملاءمة لاستخدام هذه الأجهزة للتهوية بالضغط الإيجابي لدعم الجهاز التنفسي، وحالات الطوارئ، أو جراحة الصدر3،8. وبالإضافة إلى ذلك، عدم وجود تنبيب مباشرة من القصبة الهوائية قد يؤدي إلى تعرض الأفراد للنفايات غازات التخدير5.
العديد من الأساليب لمباشرة التنبيب داخل الرغامى قد وصف9،10،11،،من1213،،من1415. أسلوب شعبية واحد هو أسلوب الأعمى، الذي قد يقلل فرصة إصابة تجويف المكنسية منذ الإدراج المنظار ليس ضروريا16،17،،من1819 , 20-ويتطلب هذا الأسلوب كأسلوب لمكفوفين بصريا، رصد لتدفق الهواء من خلال أنبوب داخل الرغامى والتلاعب الدقيق لوضع دليل. على الرغم من أن هذا الأسلوب يستخدم عادة في البحوث والممارسة السريرية البيطرية، في الخبرة أصحاب، هذا الأسلوب يمكن أن تكون مضيعة للوقت ولم تكن ناجحة دائماً، وهكذا هو أكثر صعوبة لتعليم وقد تتطلب الجرعات الإضافية من وكلاء مخدر 9 , 10-وبالإضافة إلى ذلك، لأنه رصد للتنفس يستخدم لتوجيه الموضع الصحيح من الأنبوب، هذا الأسلوب سيكون أكثر صعوبة وأقل موثوقية أثناء اعتقال الجهاز التنفسي. طريقة شعبية أخرى استخدام تقنية المنظار التقليدي إلى التنبيب كما الحال مع الأنواع أكبر. ومع ذلك، يصعب تقنية المنظار التقليدي في الأرانب في هذا الرأي للأحبال الصوتية هو عرقلة عندما يتم إدخال أنبوب داخل الرغامى في الفم. ولذلك، يمكن أن يؤدي استخدام هذا الأسلوب في محاولات تنبيب المتكررة، وزيادة جرعات مخدر وإصابة تجويف ومجرى الهواء عن طريق الفم10.
وتوجد أيضا خيارات أكثر تكلفة وتحديا من الناحية التقنية التنبيب. يسمح المنظار اليافي الإدراج سهلة للأنبوب داخل الرغامى بإدراج الأنبوب المنظار وتصور الإدراج في القصبة الهوائية على شاشة. وبالمثل، يمكن استخدام المناظير لتصور منطقة الحنجرة وتوجيه وضع الأنبوب. ومع ذلك، كل من هذه الأساليب تتطلب استخدام معدات غالية الثمن التي قد لا تكون متاحة بسهولة في إعدادات السريرية النموذجية9،،من1112. تنبيب عبر تجويف الآنف هو طريقة بديلة قد وصفت، على الرغم من أن هذا يمثل خطرا إدخال مسببات الأمراض الانتهازية من تجويف الآنف إلى الرئتين، وبخاصة في الأرانب التي ليست خالية من مسببات الأمراض خاصة21. وأخيراً، أساليب الغازية أكثر من تنبيب نشرت أيضا، بما في ذلك إدخال قسطرة دليل إلى الوراء من خلال إبرة توضع يغرز في القصبة الهوائية، فضلا عن استخدام كريكوثيرويدوتومي إبرة متبوعاً بوضع سلك دليل، ديلاتور السفينة، وغمد المقدم13،14. كتقنيات الغازية، هذه الأساليب والمضاعفات المحتملة مثل الإجرائية بعد الألم والإصابة. الأسلوب يصف لنا هنا، باستخدام قسطرة المنظار والدليل، يمكن أن تدرس مع قدر ضئيل من التدريب بوقت قصير إلى الكفاءة، وهو غير الغازية، يمكن أن يقوم بها فرد واحد دون الحاجة إلى مساعد، ولا تتطلب استخدام المعدات المتخصصة.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Ketalar 
			Ketamine HCl Inj.</td>
			<td>JHP Pharmaceuticals</td>
			<td>NDC 42023-113-10</td>
			<td>35mg/kg IM in epaxial muscles or quadriceps muscle (preferred)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anased 
			Xylazine (100mg/ml)</td>
			<td>Lloyd Labs</td>
			<td>NADA #139-236</td>
			<td>5mg/kg IM in epaxial muscles or quadriceps muscle (preferred)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Welch Allyn Laryngoscope Handle</td>
			<td>Welch Allyn</td>
			<td>60300</td>
			<td>Requires 2 size C alkaline batteries</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Size 0 or 1 Miller Laryngoscope Blade</td>
			<td>Welch Allyn</td>
			<td>68040</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2.5 &#8211; 4.0 mm ID uncuffed endotracheal tube</td>
			<td>Jorgenson</td>
			<td>J0149V</td>
			<td>Suitable for 2.5-5 kg rabbits 
			3.5 mm most commonly used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="2">Sovereign polypropylene catheter, 5 Fr x 22&#8221;</td>
			<td rowspan="2">Medtronic</td>
			<td rowspan="2">8890703310</td>
			<td rowspan="2">Cut to 8-10 inches 
			Mark the cut end with permanent marker to indicate which end not to insert</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine 2% HCL Inj</td>
			<td>VetOne</td>
			<td>L-2000-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-Ply Nonsterile, Bulk Packed Versalon Sponges (Gauze pads)</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>KC9024A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tape, Twill, Bleached &#189;&#8221; x 72 yds</td>
			<td>Encompass Textiles</td>
			<td>48210-025</td>
			<td>Used for securing endotracheal tube</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HR Lubricating Jelly</td>
			<td>HR Pharmaceuticals</td>
			<td>201</td>
			<td>For lubricating endotracheal tube tip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Great Plains Ballistics: BAAM (Beck Airway Airflow Monitor) 22</td>
			<td>BoundTree Medical</td>
			<td>21410</td>
			<td>For confirmation of successful intubation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ambu Pediatric Co2 Detector</td>
			<td>AMBU INC</td>
			<td>172713</td>
			<td>For confirmation of successful intubation</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

endotracheal intubation of rabbits using a polypropylene guide catheter

التنبيب داخل الرغامى في الأرانب يمكن أن تكون صعبة بسبب انتهاء التشريح غير عادية. تحقيق مجرى الهواء البراءات أثناء التخدير أمر بالغ الأهمية لتجنب عرقلة مجرى الهواء، منع تطبل المعدة، وإلى السماح بدعم التهوية. نظراً لصعوبة التنبيب، تم استكشاف طرق بديلة مثل استخدام قناع حنجري الخطوط الجوية أو أنابيب الحنجرة. بيد أن هذه الأساليب لا تؤدي إلى الوصول المباشر إلى القصبة الهوائية ومما قد تشكل خطرا لتنمية مضاعفات. وبالإضافة إلى ذلك، يمكن أن يؤدي عدم وجود تنبيب مباشرة من القصبة الهوائية تعرض الأفراد للنفايات الغازية مخدر. وقد وصف أساليب عديدة التنبيب داخل الرغامى، بما في ذلك الموضع أعمى، واستخدام موضع اليافي المنظار أو المنظار، وكريكويد. وعلى الرغم من هذه المنشورات العديدة، كثيرا ما زالت تكافح لتحقيق النجاح. هنا نقدم وصفاً مفصلاً لأسلوب تنبيب التي يمكن أن تدرس مع قدر ضئيل من التدريب بوقت قصير للكفاءة. بإيجاز، بعد إقامة التخدير عن طريق الحقن، وتحديد المواقع المناسبة للأرنب، يوضع قسطرة البوليبروبيلين في القصبة الهوائية بالتصور مباشرة المنظار باستخدام. ثم يتم استخدام القسطرة كدليل لتوجيه الأنبوب داخل الرغامى إلى القصبة الهوائية. هذا الأسلوب يسمح تنبيب دون الحاجة إلى معدات مكلفة ويمكن أن يقوم بها فرد واحد دون الحاجة إلى مساعد. وفي الختام، هذا الأسلوب يمكن بسهولة تدريسها وأداء تكلفة قليلة جداً في أي السريرية أو بحوث الإعداد.

في مؤسسة صاحبي، تدرس هذه التقنية عادة للعاملين في المختبرات والطب البيطري خلال دورات تدريبية على تقنيات التخدير والتعامل مع الأرانب. وتجري دورات التدريس مع الحيوانات مخصصة للتدريب. يوضح المدرب الأسلوب مرة واحدة وثم أداء المتدربين تقنية تحت إشراف المدرب. المتدربون عادة تحقيق النجاح ضمن محاولات 1-3. بعد أن كانوا قد بنجاح تنبيب الأرنب مرة واحدة، والأفراد مطالبون بإجراء تنبيب لمرة ثانية، وهي عادة قادرة على التنبيب بنجاح الأرنب مرة أخرى في أول محاولة إضافية. استمرار ردود الفعل خلال هذه الدورات التدريبية، وبخاصة من الأفراد الذين تلقوا تدريبا مسبقاً مع تقنيات بديلة، يتضمن تعليقات بشأن مدى سهولة هذا الأسلوب هو للتعلم وإكمال بنجاح.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig1.jpg"> 
الشكل 1. لوازم التنبيب داخل الرغامى: 1) المنظار مع حجم 0 أو 1 ميلر بليد المنظار أو الشريط 2) الحبل السري (أو اللوازم الأخرى لتأمين أنبوب داخل الرغامى)، 3) 0.25 مل يدوكائين 2%، 4) 5-الفرنسية القسطرة البوليبروبيلين قص إلى 8-10 بوصة مع علامة النهاية غير تقريب مع علامة دائمة لتشير بوضوح إلى عدم إدراج هي غاية في القصبة الهوائية (السهم)، 5) جهاز الكشف عن تدفق الهواء، 6) زيوت التشحيم العقيمة التي ستطبق على القاصي نهاية الأنبوب، 7) أونكوفيد أنبوب داخل الرغامى. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56369/56369fig1large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig2.jpg"> 
الشكل 2 : تحديد المواقع القصية التنبيب داخل الرغامى. يتم وضع الأرنب ستيرنالي مع الأمامية تمتد إلى نهاية الجدول. يتم تمديد أطرافه هند مرة أخرى، وتتم محاذاة الرأس للأرنب مع العمود الفقري. يتم استخدام اليد اليسرى لرفع رأسه في ملحق استعدادا للإدراج المنظار. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56369/56369fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig3.jpg"> 
الشكل 3 : إدراج المنظار. A) ويتم إدراج المنظار دياستيما الأيسر استخدام اليد اليمنى، عقب سقف الفم بطرف النصل حتى الحنك لينة مرئياً. متى الحنك لينة مرئياً، المنظار يميل إلى الأمام بينما تمتد أرنب رأسه إلى الوراء والرقبة إلى الأمام لتصور الحنجرة. ب) التصور الحنجرة. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56369/56369fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig4.jpg"> 
الشكل 4 : النهوض بالقسطرة الدليل. A) بعد تبديل شفرة المنظار في يده اليسرى، اليد اليمنى السلف تقريب طرف القسطرة الدليل من خلال فتح الماضي الحنجرة. ب يتم تمرير القسطرة دليل) عن طريق الحبال الصوتية مع التصور مباشرة. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56369/56369fig4large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig5.jpg"> 
الشكل 5 : النهوض بالانبوب الرغامى. أنبوب داخل الرغامى هي مترابطة عبر القسطرة دليل ومتقدمة حتى يكون هناك مقاومة من الاحبال الصوتية. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56369/56369fig5large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig6.jpg"> 
الرقم 6 : تقطير ليدوكائين. ليدوكائين (2%, 0.25 مل) هي تغرس في افتتاح أنبوب داخل الرغامى. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56369/56369fig6large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig7.jpg"> 
الشكل 7 : النهوض بأنبوب داخل الرغامى. دقيقتين بعد تقطير يدوكائين، أنبوب داخل الرغامى متقدمة بالتواء بلطف أن تمر من خلال الاحبال الصوتية. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56369/56369fig7large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56369/56369fig8.jpg"> 
الشكل 8 : تحقق تدفق الهواء من خلال أنبوب داخل الرغامى. يمكن استخدام جهاز الكشف عن تدفق الهواء للتحقق من تدفق الهواء من خلال أنبوب داخل الرغامى، أو مرآة أسنان قد تستعمل أيضا للكشف عن التكثيف من الأنفاس التي تشير إلى نجاح تنبيب. <a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56369/56369fig8large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>

Watch this Scientific Journal Video about Endotracheal Intubation of Rabbits Using a Polypropylene Guide Catheter at JoVE.com

Endotracheal Intubation of Rabbits Using a Polypropylene Guide Catheter

التنبيب داخل الرغامى في الأرانب يمثل تحديا بسبب انتهاء التشريح غير عادية. وهنا يقدم تقنية تنبيب مباشرة من القصبة الهوائية باستخدام قسطرة البوليبروبيلين كدليل. هذا الأسلوب يستخدم إمدادات رخيصة نسبيا وتتطلب الحد الأدنى من التدريب، ويمكن تنفيذها بسهولة في أي وضع السريرية.

التنبيب داخل الرغامى من الأرانب باستخدام قسطرة دليل البولي بروبلين

Endotracheal intubation in rabbits can be challenging due to their unusual anatomy. Achieving a patent airway during anesthesia is critical for the ...

endotracheal-intubation-rabbits-using-polypropylene-guide

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

33.3K Views.  Mayo Clinic. التنبيب داخل الرغامى في الأرانب يمثل تحديا بسبب انتهاء التشريح غير عادية. وهنا يقدم تقنية تنبيب مباشرة من القصبة الهوائية باستخدام قسطرة البوليبروبيلين كدليل. هذا الأسلوب يستخدم إمدادات رخيصة نسبيا وتتطلب الحد الأدنى من التدريب، ويمكن تنفيذها بسهولة في أي وضع...

Video: Endotracheal Intubation of Rabbits Using a Polypropylene Guide Catheter

Generation of Stable Transgenic C. elegans Using Microinjection

Transgenic Caenorhabditis elegans can be readily created via microinjection of a DNA plasmid solution into the gonad 1. The plasmid DNA rearranges to form extrachromosomal concatamers that are stably inherited, though not with the same efficiency as actual chromosomes 2. A gene of interest is co-injected with an obvious phenotypic marker, such as rol-6 or GFP, to allow selection of transgenic animals under a dissecting microscope. The exogenous gene may be expressed from its native promoter for cellular localization studies. Alternatively, the transgene can be driven by a different tissue-specific promoter to assess the role of the gene product in that particular cell or tissue. This technique efficiently drives gene expression in all tissues of C. elegans except for the germline or early embryo 3. Creation of transgenic animals is widely utilized for a range of experimental paradigms. This video demonstrates the microinjection procedure to generate transgenic worms. Furthermore, selection and maintenance of stable transgenic C. elegans lines is described.

This video demonstrates the technique of microinjection into the gonad of C. elegans to create transgenic animals.

توليد مستقرة ايليجانس جيم المعدلة وراثيا عن طريق Microinjection

Transgenic Caenorhabditis elegans can be readily created via microinjection of a DNA plasmid solution into the gonad 1.  The plasmid DNA rearranges to ...

A Practical Approach to Genetic Inducible Fate Mapping: A Visual Guide to Mark and Track Cells In Vivo

Fate maps are generated by marking and tracking cells in vivo to determine how progenitors contribute to specific structures and cell types in developing and adult tissue. An advance in this concept is Genetic Inducible Fate Mapping (GIFM), linking gene expression, cell fate, and cell behaviors in vivo, to create fate maps based on genetic lineage.
GIFM exploits X-CreER lines where X is a gene or set of gene regulatory elements that confers spatial expression of a modified bacteriophage protein, Cre recombinase (CreERT). CreERT contains a modified estrogen receptor ligand binding domain which renders CreERT sequestered in the cytoplasm in the absence of the drug tamoxifen. The binding of tamoxifen releases CreERT, which translocates to the nucleus and mediates recombination between DNA sequences flanked by loxP sites. In GIFM, recombination typically occurs between a loxP flanked Stop cassette preceding a reporter gene such as GFP.
Mice are bred to contain either a region- or cell type-specific CreER and a conditional reporter allele. Untreated mice will not have marking because the Stop cassette in the reporter prevents further transcription of the reporter gene. We administer tamoxifen by oral gavage to timed-pregnant females, which provides temporal control of CreERT release and subsequent translocation to the nucleus removing the Stop cassette from the reporter. Following recombination, the reporter allele is constitutively and heritably expressed. This series of events marks cells such that their genetic history is indelibly recorded. The recombined reporter thus serves as a high fidelity genetic lineage tracer that, once on, is uncoupled from the gene expression initially used to drive CreERT.
We apply GIFM in mouse to study normal development and ascertain the contribution of genetic lineages to adult cell types and tissues. We also use GIFM to follow cells on mutant genetic backgrounds to better understand complex phenotypes that mimic salient features of human genetic disorders.
This video article guides researchers through experimental methods to successfully apply GIFM. We demonstrate the method using our well characterized Wnt1-CreERT;mGFP mice by administering tamoxifen at embryonic day (E)8.5 via oral gavage followed by dissection at E12.5 and analysis by epifluorescence stereomicroscopy. We also demonstrate how to micro-dissect fate mapped domains for explant preparation or FACS analysis and dissect adult fate-mapped brains for whole mount fluorescent imaging. Collectively, these procedures allow researchers to address critical questions in developmental biology and disease models.

A Practical Approach to Genetic Inducible Fate Mapping: A Visual Guide to Mark and Track Cells In Vivo

Genetic Inducible Fate Mapping (GIFM) marks and tracks cells with fine spatial and temporal control in vivo and elucidates how cells from a specific genetic lineage contribute to developing and adult tissues. Demonstrated here are the techniques required to fate map E12.5 mouse embryos for epifluorescent and explant analysis.

نهج عملي لرسم الخرائط الوراثية محرض مصير : دليل مرئي لمارك وتعقب خلايا في فيفو</em

Fate maps are generated by marking and tracking cells in vivo to determine how progenitors contribute to specific structures and cell types in developing ...

Rapid PCR Thermocycling using Microscale Thermal Convection

Many molecular biology assays depend in some way on the polymerase chain reaction (PCR) to amplify an initially dilute target DNA sample to a detectable concentration level. But the design of conventional PCR thermocycling hardware, predominantly based on massive metal heating blocks whose temperature is regulated by thermoelectric heaters, severely limits the achievable reaction speed1. Considerable electrical power is also required to repeatedly heat and cool the reagent mixture, limiting the ability to deploy these instruments in a portable format.
Thermal convection has emerged as a promising alternative thermocycling approach that has the potential to overcome these limitations2-9. Convective flows are an everyday occurrence in a diverse array of settings ranging from the Earth's atmosphere, oceans, and interior, to decorative and colorful lava lamps. Fluid motion is initiated in the same way in each case: a buoyancy driven instability arises when a confined volume of fluid is subjected to a spatial temperature gradient. These same phenomena offer an attractive way to perform PCR thermocycling. By applying a static temperature gradient across an appropriately designed reactor geometry, a continuous circulatory flow can be established that will repeatedly transport PCR reagents through temperature zones associated with the denaturing, annealing, and extension stages of the reaction (Figure 1). Thermocycling can therefore be actuated in a pseudo-isothermal manner by simply holding two opposing surfaces at fixed temperatures, completely eliminating the need to repeatedly heat and cool the instrument.
One of the main challenges facing design of convective thermocyclers is the need to precisely control the spatial velocity and temperature distributions within the reactor to ensure that the reagents sequentially occupy the correct temperature zones for a sufficient period of time10,11. Here we describe results of our efforts to probe the full 3-D velocity and temperature distributions in microscale convective thermocyclers12. Unexpectedly, we have discovered a subset of complex flow trajectories that are highly favorable for PCR due to a synergistic combination of (1) continuous exchange among flow paths that provides an enhanced opportunity for reagents to sample the full range of optimal temperature profiles, and (2) increased time spent within the extension temperature zone the rate limiting step of PCR. Extremely rapid DNA amplification times (under 10 min) are achievable in reactors designed to generate these flows.

We describe a novel method to perform DNA replication via the polymerase chain reaction (PCR). Thermal convection is harnessed to continuously shuttle reagents between denaturing, annealing, and extension conditions by maintaining opposing surfaces of the reactor at constant temperature. This inherently simple design promises to make rapid PCR more accessible.

PCR Thermocycling السريع باستخدام الحراري الحرارية الميكروسكيل

Many molecular biology assays depend in some way on the polymerase chain reaction (PCR) to amplify an initially dilute target DNA sample to a detectable ...

A Practical Guide to Phylogenetics for Nonexperts

Many researchers, across incredibly diverse foci, are applying phylogenetics to their research question(s). However, many researchers are new to this topic and so it presents inherent problems. Here we compile a practical introduction to phylogenetics for nonexperts.&#160;We outline in a step-by-step manner, a pipeline for generating reliable phylogenies from gene sequence datasets. We begin with a user-guide for similarity search tools via online interfaces as well as local executables. Next, we explore programs for generating multiple sequence alignments followed by protocols for using software to determine best-fit models of evolution. We then outline protocols for reconstructing phylogenetic relationships via maximum likelihood and Bayesian criteria&#160;and finally describe tools for visualizing phylogenetic trees. While this is not by any means an exhaustive description of phylogenetic approaches, it does provide the reader with practical starting information on key software applications commonly utilized by phylogeneticists. The vision for this article would be that it could serve as a practical training tool for researchers embarking on phylogenetic studies&#160;and also serve as an educational resource that could be incorporated into a classroom or teaching-lab.

Here we describe a step-by-step pipeline for generating reliable phylogenies from nucleotide or amino acid sequence datasets. This guide aims to serve researchers or students new to phylogenetic analysis.&#160;

دليل عملي لPhylogenetics لNonexperts

Many researchers, across incredibly diverse foci, are applying phylogenetics to their research question(s). However, many researchers are new to this ...

Determination of Protein-ligand Interactions Using Differential Scanning Fluorimetry

A wide range of methods are currently available for determining the dissociation constant between a protein and interacting small molecules. However, most of these require access to specialist equipment, and often require a degree of expertise to effectively establish reliable experiments and analyze data. Differential scanning fluorimetry (DSF) is being increasingly used as a robust method for initial screening of proteins for interacting small molecules, either for identifying physiological partners or for hit discovery. This technique has the advantage that it requires only a PCR machine suitable for quantitative PCR, and so suitable instrumentation is available in most institutions; an excellent range of protocols are already available; and there are strong precedents in the literature for multiple uses of the method. Past work has proposed several means of calculating dissociation constants from DSF data, but these are mathematically demanding. Here, we demonstrate a method for estimating dissociation constants from a moderate amount of DSF experimental data. These data can typically be collected and analyzed within a single day. We demonstrate how different models can be used to fit data collected from simple binding events, and where cooperative binding or independent binding sites are present. Finally, we present an example of data analysis in a case where standard models do not apply. These methods are illustrated with data collected on commercially available control proteins, and two proteins from our research program. Overall, our method provides a straightforward way for researchers to rapidly gain further insight into protein-ligand interactions using DSF.

Differential scanning fluorimetry is a widely used method for screening libraries of small molecules for interactions with proteins. Here, we present a straightforward method to extend these analyses to provide an estimate of the dissociation constant between a small molecule and its protein partner.

تحديد تفاعلات البروتين يجند عن طريق المسح الضوئي التفاضلية Fluorimetry

A wide range of methods are currently available for determining the dissociation constant between a protein and interacting small molecules. However, most ...

A Guide to Modern Quantitative Fluorescent Western Blotting with Troubleshooting Strategies

The late 1970s saw the first publicly reported use of the western blot, a technique for assessing the presence and relative abundance of specific proteins within complex biological samples. Since then, western blotting methodology has become a common component of the molecular biologists experimental repertoire. A cursory search of PubMed using the term &#8220;western blot&#8221; suggests that in excess of two hundred and twenty thousand published manuscripts have made use of this technique by the year 2014. Importantly, the last ten years have seen technical imaging advances coupled with the development of sensitive fluorescent labels which have improved sensitivity and yielded even greater ranges of linear detection. The result is a now truly Quantifiable Fluorescence based Western Blot (QFWB) that allows biologists to carry out comparative expression analysis with greater sensitivity and accuracy than ever before. Many &#8220;optimized&#8221; western blotting methodologies exist and are utilized in different laboratories. These often prove difficult to implement due to the requirement of subtle but undocumented procedural amendments. This protocol provides a comprehensive description of an established and robust QFWB method, complete with troubleshooting strategies.

The advancement of western blotting using fluorescence has allowed detection of subtle changes in protein expression enabling quantitative analyses. Here we describe a robust methodology for detection of a range of proteins across a variety of species and tissue types. A strategy to overcome common technical problems is also provided.

دليل لمودرن الكمية نيون الغربية التنشيف مع استراتيجيات استكشاف الأخطاء وإصلاحها

The late 1970s saw the first publicly reported use of the western blot, a technique for assessing the presence and relative abundance of specific proteins ...

Discrimination and Characterization of Heterocellular Populations Using Quantitative Imaging Techniques

Cellular processes are complex and result from the interplay between multiple cell types and their environment. Existing cell biology techniques often do not allow for accurate interpretation of this interplay. Using a quantitative imaging-based approach, we present a high-content protocol for characterizing the dynamic phenotypic responses (i.e. morphology changes, proliferation, apoptosis) of heterogeneous cell populations to changes in environmental stimuli. We highlight our ability to distinguish between cell types based upon either fluorescence intensity or inherent morphology features depending on the application. This platform allows for a more comprehensive characterization of subpopulation response to perturbation while utilizing shorter time, smaller amounts of reagents, and lower likelihood of error than traditional cell biology assays. However, in some cases, cell populations may be difficult to identify and quantitate based on complex cellular features and will require additional troubleshooting; we highlight some of these circumstances in the protocol. We demonstrate this application using response to drug in a cancer model; however, it can easily be applied more broadly to other physiological processes. This protocol allows one to identify subpopulations within a co-culture system and characterize the particular response of each to external stimuli.

We have developed a novel protocol for studying heterocellular population dynamics in response to perturbations. This manuscript describes an imaging-based platform that produces quantitative datasets for simultaneous characterization of multiple cellular phenotypes of heterocellular populations in a robust manner.

التمييز وتوصيف السكان غير المتجانسة باستخدام تقنيات التصوير الكمي

Cellular processes are complex and result from the interplay between multiple cell types and their environment. Existing cell biology techniques often do ...

A Versatile Model of Hard Tick Infestation on Laboratory Rabbits

The use of live animals in tick research is crucial for a variety of experimental purposes including the maintenance of hard tick colonies in the laboratory. In ticks, all developmental stages (except egg) are hematophagous, and acquiring a blood-meal when attached to their vertebrate hosts is essential for the successful completion of their life cycle. Here we demonstrate a simple method that uses easily openable capsules for feeding of hard ticks on rabbits. The advantages of the proposed method include its simplicity, short duration and most importantly versatile adjustment to the needs of specific experimental requirements. The method makes possible the use of multiple chambers (of various sizes) on the same animal, which permits feeding of multiple stages or different experimental groups while reducing the overall animal requirement. The non-irritating and easily accessible materials used minimizes discomfort to the animals, which can be easily recovered from an experiment and offered for adoption or reused if the ethical protocol allows it.

We have developed a simple and versatile system to feed hard ticks on laboratory rabbits. Our non-laborious protocol uses easily accessible materials and can be adjusted depending on the requirements of the various experimental settings. The method allows comfortable monitoring and/or sampling of ticks during the entire feeding period.

نموذج تنوعاً من الإصابة بالقراد الصلب في الأرانب المختبرية

The use of live animals in tick research is crucial for a variety of experimental purposes including the maintenance of hard tick colonies in the ...

A Sectioning, Coring, and Image Processing Guide for High-Throughput Cortical Bone Sample Procurement and Analysis for Synchrotron Micro-CT

Bone is a dynamic and mechanically active tissue that changes in structure over the human lifespan. The products of the bone remodeling process have been studied substantially using traditional two-dimensional techniques. Recent advancements in X-ray imaging technology via desktop micro-computed tomography (&#181;CT) and synchrotron radiation micro-computed tomography (SR&#181;CT) have allowed for the acquisition of high-resolution three-dimensional (3D) scans of a larger field of view (FOV) than other 3D imaging techniques (e.g., SEM) providing a more complete picture of microscopic structures within human cortical bone. The specimen should be accurately centered within the FOV, however, to limit the appearance of streak artifacts known to impact data analysis. Previous studies have reported procurement of irregularly shaped rectilinear bone blocks that result in imaging artifacts due to uneven edges or image truncation. We have applied a geological sampling protocol (coring) to procure consistently sized cortical bone core specimens for SR&#181;CT experiments from the anterior aspect of human femora. This coring method is efficient and minimally destructive to tissue. It creates uniform cylindrical samples that decrease imaging artifacts by nature of being isometric during rotation and providing a uniform path length for X-ray beams throughout scanning. Image processing of X-ray tomographic data of cored and irregularly shaped samples confirms the potential of the technique to improve visualization and analysis of cortical bone microarchitecture. A goal of this protocol is to deliver a reliable and repeatable method for the extraction of cortical bone cores that is adaptable for various types of high-resolution bone imaging experiments. An overarching goal of the work is to create a standardized cortical bone procurement for SR&#181;CT that is affordable, consistent, and straightforward. This procedure may further be adapted by researchers in related fields who commonly evaluate hard composite materials such as in biological anthropology, geosciences, or material sciences.

We employed a geological (coring) sampling protocol to procure cortical bone specimens of uniform size for SR&#181;CT experiments from the anterior aspect of human femora. This method is minimally destructive, efficient, results in cylindrical specimens that minimize imaging artifacts from irregular sample shapes and improves microarchitectural visualization and analysis.

قسم، Coring، ودليل معالجة الصور لارتفاع الإنتاجية اختبار العظام كورتيكية الشراء وتحليل لSynchrotron الدقيقة CT

Bone is a dynamic and mechanically active tissue that changes in structure over the human lifespan. The products of the bone remodeling process have been ...

A Step-by-Step Guide to Mosquito Electroantennography

Female mosquitoes are the deadliest animals on earth, claiming the lives of more than 1 million people every year due to pathogens they transmit when acquiring a blood-meal. To locate a host to feed on, mosquitoes rely on a wide range of sensory cues, including visual, mechanical, thermal, and olfactory. The study details a technique, electroantennography (EAG), that allows researchers to assess whether the mosquitoes can detect individual chemicals and blends of chemicals in a concentration-dependent manner. When coupled with gas-chromatography (GC-EAG), this technique allows to expose the antennae to a full headspace/complex mixture and determines which chemicals present in the sample of interest, the mosquito can detect. This is applicable to host body odors as well as plant floral bouquets or other ecologically relevant odors (e.g., oviposition sites odorants). Here, we described a protocol that permits long durations of preparation responsiveness time and is applicable to both female and male mosquitoes from multiple genera, including Aedes, Culex, Anopheles, and Toxorhynchites mosquitoes. As olfaction plays a major part in mosquito-host interactions and mosquito biology in general, EAGs and GC-EAG can reveal compounds of interest for the development of new disease vector control strategies (e.g., baits). Complemented with behavioral assays, the valence (e.g., attractant, repellent) of each chemical can be determined.

The present article details a step-by-step protocol for successful and low noise electroantennograms in several genera of mosquitoes, including both females and males.

دليل خطوة بخطوة لتخطيط كهربية البعوض

Female mosquitoes are the deadliest animals on earth, claiming the lives of more than 1 million people every year due to pathogens they transmit when ...