Name: the capillary feeder assay measures food intake in drosophila melanogaster
Uploaded: 2017-03-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 42 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster at JoVE.com

We thank the past and present members of the Scholz lab for discussion and Helga D&#246;ring for excellent technical support. We especially thank the members of the Biocenter workshop of the University of Cologne for their support and creativity. The work is supported by SFB 1340, SysMedAlc, and DAAD-Siemens.

1. الفحص CAFE ملاحظة: يتكون الاختبار من ثلاثة عناصر هي: قارورة التجريبية، غطاء معين والشعيرات الدموية الدقيقة. ويستخدم مربع من البلاستيك مع غطاء لنقل قنينات مستعدة وللسيطرة على الرطوبة بشكل أكثر كفاءة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام ذبابة الفاكهة البلاستيكية ثقافة البطن قارورة (اختياري 8 سم ارتفاع، 3.3 سم القطر) كما أنبوب للفحص. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ختم قارورة مع غطاء زجاجي المصنعة التي تحتوي على الدائري O (أرقام 1A، 1B). الحمل عن طريق الذباب التنصت أو مع أنبوب النفخ من خلال فتح غطاء المركزي (0.9 سم القطر)، والذي يسمح أيضا لتدوير الهواء وإمدادات المياه، وإغلاق الفتحة مع كدر الاسفنج. ست فتحات المخروطية أصغر (0.4 سم قطرها العلوي، 0.3 سم القطر الداخلي) تحيط حفرة المركزي وتناسب نصائح ماصة من 2-20 حجم ميكرولتر لعقد الشعيرات الدموية في المكان. (انظر الشكلين التكميلية للاطلاع على التفاصيل الفنية للغطاء.) ملاحظة: استخداممن سدادة الإسفنج مع فتحات للالشعيرات الدموية بدلا من الغطاء مصنوعة خصيصا المستخدمة في مخطوطة لدينا هو ممكن. لدينا غطاء مخصصة يسمح التداول الآمن للقارورة مستعدة التقليل من خطر الشعيرات الدموية التي تقع أسفل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتقديم المواد الغذائية السائلة، استخدم 5 microcapillaries ميكرولتر مع 1 علامات ميكرولتر. ضع الشعيرات الدموية في فتحات المخروطية في غطاء عن طريق قطع الجزء العلوي من 2-20 ميكرولتر ماصة وإدراج معلومات سرية إلى الحفرة (الشكل 1B، مع وضع علامة الحافة الحمراء). لمنع الذباب من الهرب، إدراج تقطيعه 2-20 ميكرولتر ماصة في نفس الافتتاح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للتعامل مع بأمان متعددة قارورة مستعدة، ووضعها في علبة بلاستيكية مع ترصيع الشبكية (الشكل 2A). </li></ol> 2. إعداد الذباب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إبعاد الذباب على الغذاء القياسية عند 25 درجة مئوية والرطوبة النسبية 60٪ و/ 12 ساعة دورة ضوء الظلام 12 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للسيطرة على ظروف التكاثر، وإدخال 35 الإناث البكر لد 15 من الذكور لكل مجموعة التجريبية في قارورة الثقافة البلاستيكية (9.8 سم ارتفاع، 4.8 سم القطر) تحتوي على 50 مل تطير الغذاء. السماح الذباب لتضع بيضها لأول 3 أيام، ثم نقل الكبار الذباب إلى قارورة المواد الغذائية الطازجة والسماح لهم وضع البيض لمدة يومين آخرين. بعد هذا تكرار نقل مرة أخرى. الذباب الكبار نبذ بعد 2 ايام اخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كما تناول الطعام يعتمد على حجم ذبابة، وتحديد الوزن من مجموعة من 100 الذباب من قبل التخدير 2- إلى الكبار من العمر 3 يوما الذباب باستخدام وسادة ذبابة CO 2 وجمع بينهما في أنبوب من البلاستيك 1.5 مل وقياس مع معيار نطاق المختبر. تحديد الوزن الرطب للأربع مجموعات على الأقل ذبابة مستقلة مرتبة حسب الجنس (الجدول 1). استخدام الوزن لحساب ميكرولتر الاستهلاك الغذائي في ذبابة ملغ. استخدام القيمة لتحديد كمية الطعام الذي يغذي ذبابة واحدة في التجربة وضبط عدد من الشعيرات الدموية مليئة المواد الغذائية وفقا لذلك لتجنب تفريغ الشعيرات الدموية عن طريق تغذية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ل3 ساعات فحص، واستخدام20 الذباب واثنين من الشعيرات الدموية شغلها. لتجربة طويلة الأجل (&gt; 3 ساعات ويصل إلى 9 أيام)، استخدم مجموعة من ثمانية الذباب مع العرض من أربعة الشعيرات الدموية شغل (لا يمكن الحصول على نتائج موثوقة مع أقل من ثمانية الذباب في ظل ظروف وصفها). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الذباب منفصلة إلى مجموعات (8 أو 20 الذباب) بعد قياس الوزن تحت التعرض CO 2. نقل المجموعة إلى قارورة الغذائية الجديدة (التي تحتوي على 15 مل الغذاء القياسية) للسماح للانتعاش من CO 2 التخدير لمدة 48 ساعة قبل التجربة. استخدام الذباب البالغ من العمر 6-اليوم-4- لللمقايسة CAFE. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كما تتغذى الذباب غير المتعطشة النوع البري بشكل هامشي فقط 19 و 21، قبل تجويع الذباب للتجارب التغذية 3 ساعات. لا يلزم الصوم عندما يتم رصد استهلاك الغذاء على مدى عدة أيام. للصيام، ونقل الذباب من 16 إلى 20 ساعة قبل الاختبار عن طريق النقر عليها بلطف إلى قارورة تحتوي فقط على قطر ورقة مطوية مرشح 45 ملم مبلل مع ~ 0.5 مل ده2 O (انقر نقرا مزدوجا الماء المقطر)، وعلى مقربة مع توصيل غطاء CAFE الفحص. </li></ol> 3. إعداد الأغذية السائلة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد 3 M (10٪، ث / ت) حل سهم السكروز عن طريق ملء 102.6 غرام السكروز (C 12 H 22 O 11) إلى 100 مل ده 2 O. ماصة 3 ميكرولتر، 33 ميكرولتر، 333 ميكرولتر و 3.3 مل و 6.6 مل من محلول المخزون إلى أنبوب بلاستيكي 15 مل. إضافة 2 مل من لون الطعام (للأحمر: قرمزي [E124]؛ فعلى الأزرق: نيلي اللون القرمزي [E132]) وملء إلى 10 مل مع DDH 2 O. تركيزات الناتجة 0.001، 0.01، 0.1، 1، و 2 M السكروز . ملاحظة: إن صبغة الطعام يسمح تصور الغضروف المفصلي أكثر سهولة. لكن الصبغة قد يكون لها تأثير على تناول الطعام. لتجنب التحيز بسبب الصبغة الاستغناء عن صبغة الطعام أو عشوائية استخدام الأصباغ على عينات من المواد الغذائية خلال التجربة والجماعات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لاختبار ماصة تفضيل الكحول 333 ميكرولتر من محلول المخزون 3 M السكروز في أنبوب بلاستيكي 15 مل.إضافة 1.5 مل (2.3 مل) من 100٪ ETOH (الإيثانول) وإضافة ده 2 O ما يصل إلى 10 مل أن تسفر عن 15٪ (0.25 ملم) وبنسبة 23٪ (0.39 ملم) حلول العمل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ حلول السهم عند -20 درجة مئوية، وحلول العمل في 4 درجات مئوية. استخدام في غضون أسبوع 1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعبئة ما يصل إلى 10 الشعيرات الدموية في نفس الوقت مع حل الغذائية الملونة، بالقوة الشعرية. إدراج نهايات الشعيرات الدموية في محلول السكروز (عقد الشعيرات الدموية في زاوية 45 درجة إلى الحل). تتوقف إذا السائل يصل أعلى (5 ميكرولتر) علامة الشعرية، وإزالة حل الزائد في الخارج والداخل مع المناديل الورقية. </li></ol> 4. الجمعية والمسرحية والشعرية الفحص الطاعم <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا لم يكن هناك حاجة إلى الصيام، ونقل الذباب التجريبية للفحص عن طريق النقر أو عن طريق ضربة الأنابيب. تأكد من تضمين ثلاث قوارير السيطرة من دون الذباب لقياس التبخر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة بعناية طرف ماصة (2-20 حجم ميكرولتر) التي تم إغلاق واحد من فتح والخارجيع، وإدراج ملء كوب الشعرية، من أسفل إلى نهاية البداية. تأمين الشعرية عن طريق وضع طرف ماصة الظهر بجانب الشعرية. إذا كان يتم اختبار العديد من الحلول الغذائية، كرر هذا الإجراء وفقا لذلك. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الشعرية ينتهي داخل كل قارورة على نفس المستوى لتجنب التحيز التي يمكن أن تحدث إذا كانت موجودة في مصادر الغذاء على ارتفاعات مختلفة (3-4 سم من غطاء)؛ الحفاظ على مسافة لورقة الترشيح لمنع الشعرية من تسرب عن طريق لمس عن طريق الخطأ ورقة الترشيح أو اللزوجة مختلفة من مصادر الغذاء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسمية الطرف العلوي من السائل الملون باستخدام علامة من ركلة جزاء (علامة البداية). لضمان ويمكن تحديد الشعيرات الدموية المختلفة، تسمية منهم على حدة باستخدام لون أو شريط التعليمات البرمجية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع عدة فحوصات CAFE أعدت داخل مربع من البلاستيك مع البطانة الشبكية ونقل مربع (الشكل 2A) إلى وضع آمن تحت ظروف المختبر أو في temperature-، CLIM الخفيف والرطوبة التي تسيطر عليهاأكل غرفة (معلمات: 25 ° C، 60٪ الرطوبة النسبية، 12 ساعة / 12 ساعة دورة ضوء الظلام) للفترة التجريبية (على سبيل المثال 3 ساعات أو أيام). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كما يجف ورق الترشيح أسفل ما إذا كان يتم إجراء فحص على مدى عدة أيام، وتطبيق المياه العذبة كل 24 ساعة عبر كدر الإسفنج (100 ميكرولتر) للحفاظ على ثابت الرطوبة داخل الفحص. استخدام أربع عبوات منفصلة (8 سم ارتفاع، 3.3 سم القطر) مليئة 30 مل ده 2 O كأجهزة الرطوبة ووضعها بجانب فحوصات CAFE في مربع من البلاستيك. استخدام غطاء للصندوق من البلاستيك لخلق الرطوبة بيئة تسيطر عليها أثناء التجربة (الشكل 2A). ملاحظة: التباين الكبير يحدث تحت ظروف المختبر. ومع ذلك، فمن الممكن لإجراء فحص CAFE في درجة حرارة الغرفة (على سبيل المثال، في أحد الفصول). استخدام جهاز الترطيب (ورق الترشيح، مع أو من دون كدر اسفنجة رطبة، وشغل قوارير المياه وغطاء للصندوق من البلاستيك) وشجعت غاية لتقليل التبخر ( <stرونغ&gt; الشكل 2B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استبدال الشعيرات الدموية بأخرى مملوءة حديثا للتجارب طويلة المدى كل 24 ساعة. جعل علما من الذباب الميت قبل كل فاصل زمني ح 24 واستخدام عدد من الذباب حية لحساب معدل الاستهلاك الطيران للفترة التالية. تجاهل الشعرية القديمة بعد قياس تدهور الغضروف المفصلي (انظر 5.1). ملاحظة: أثناء تجربة 3 ساعات نحن بالكاد نرى أي الذباب الميت. خلال دراسة 4 أيام نجد عادة 1-3 الذباب الميت. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في نهاية الفحص أو قبل استبدال الشعرية، بمناسبة الغضروف المفصلي أقل من الشعرية (علامة النهاية) مع القلم علامة في حين أن الفحص CAFE لا يزال في وضع مستقيم. تجاهل البيانات إذا علامة نهاية ليست تحت علامة الأولية (علامة البداية). لا تقم بإزالة الغطاء، لأن هذا قد يغير الغضروف المفصلي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعناية إزالة الشعيرات الدموية من الفحص وتخزينها لجمع البيانات. تحقق مما إذا وصل السائل داخل الشعيرات الدموية في الطرف الأدنى إن لم يكن discarد البيانات، كما كان الطعام ليس في متناول الذباب. جمع كل الشعيرات الدموية في قارورة كمجموعة. إدراج نصائح ماصة تقطيعه إلى جميع الفتحات لمنع الذباب من الهرب. تفكيك الإعداد وغسل قارورة، أغطية وسدادات الإسفنج في حمام الصابون وبين عشية وضحاها جاف في درجة حرارة الغرفة لاستخدامها مرة أخرى. ملاحظة: الذباب يمكن تحليلها بعد الفحص. تأكيد امتصاص المواد الغذائية عن طريق العين أو تحت المجهر تشريح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر التجارب مع نفس المورثات على الأقل في ثلاث أيام مختلفة. </li></ol> 5. جمع وتحليل البيانات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قياس المسافة بين علامة بداية ونهاية علامة على شعري باستخدام الفرجار أو مسطرة. لنقل البيانات مباشرة إلى جدول بيانات، واستخدام USB (الناقل التسلسلي العالمي) متصلة الفرجار الرقمية (الشكل 1E). تجاهل الشعيرات الدموية بعد القياس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حساب حجم الشعرية لحساب امتصاص الغذاء أو التبخر. على سبيل المثال، والنظر في سقفillary التي هي 73 مم طويل ويحتوي على 5 ميكرولتر من محلول الغذاء. انخفاض 14.6 ملم في الغضروف المفصلي يعكس الإقبال على 1 حل ميكرولتر. حساب امتصاص المواد الغذائية التي تستخدم الصيغة التالية: امتصاص المواد الغذائية (ميكرولتر) = المسافة قياس (مم) / 14.6 ملم </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استبعاد تأثير التبخر في تناول الطعام، وحساب يعني تبخر في قارورة الثلاث لمراقبة (على الأقل) دون الذباب. طرح هذه القيمة المتوسطة من القيمة التي تم الحصول عليها للاستهلاك الغذائي عن طريق الذباب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الصيغة التالية لتحديد الاستهلاك الكلي في الطيران: استهلاك المواد الغذائية (ميكرولتر) = (الغذاء امتصاص [ميكرولتر] - الخسارة بالبخر [ميكرولتر]) / إجمالي عدد الذباب في القارورة. على المدى الطويل تجارب استخدام عدد من الذباب على قيد الحياة قبل بداية فترة 24 ساعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لمراعاة الفروق في حجم الجسم، مثل بين الذكور والإناث الذباب، وتطبيع استهلاك المواد الغذائية إلى وزن الجسم (ميكرولتر الغذاء / ذبابة ملغ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام البرامج الإحصائية لتحليل البيانات. للقاعدةالبيانات الموزعة حليف، -tests T استخدام الطالب لتحديد الاختلافات بين الجماعات ذبابة اثنين، واستخدام ANOVA (تحليل التباين) مع اللاحق توكي كريمر اختبارات لأكثر من مجموعتين. في حالة الاختيار، تحليل الاختلافات من اختيار عشوائي باستخدام اللامعلمية عينة واحدة علامة الاختبار. </li></ol>

<ol>
	<li>Krauth, C., Buser, J., Vogel, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+high+are+the+costs+of+eating+disorders+-+anorexia+nervosa+and+bulimia+nervosa+-+for+German+society.">How high are the costs of eating disorders - anorexia nervosa and bulimia nervosa - for German society.</a> Eur. J. Health Econ. 3 (4), 244-250 (2002).</li><li>Cawley, J., Meyerhoefer, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+medical+costs+of+obesity+and+instrumental+variables+approach.">The medical costs of obesity and instrumental variables approach.</a> J. Health Econ. 31, 219-230 (2012).</li><li>The costs of eating disorders: Social, health and economic impacts. Assessing the impact of eating disorders across the UK on behalf of BEAT. PwC Available from: <a target="_blank" href="https://www.beat.co.uk/assets/000/000/302/The_costs_of_eating_disorders_Final_original.pdf">https://www.beat.co.uk/assets/000/000/302/The_costs_of_eating_disorders_Final_original.pdf</a> (2015)</li><li>Lenard, N. R., Berthoud, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+and+peripheral+regulation+of+food+intake+and+physical+activity:+pathways+and+genes.">Central and peripheral regulation of food intake and physical activity: pathways and genes.</a> Obesity. 16, S11-S22 (2008).</li><li>Magni, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feeding+behavior+in+mammals+including+humans.">Feeding behavior in mammals including humans.</a> Trends in Comp. Endocrinology and Neurobiology. 1163, 221-232 (2009).</li><li>Morton, G. J., Meek, T. H., Schwartz, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurobiology+of+food+intake+in+health+and+disease.">Neurobiology of food intake in health and disease.</a> Nature Reviews Neuroscience. 15, 367-378 (2014).</li><li>Bharuchka, K. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+epicurean+fly:+using+Drosophila+melanogaster+to+study+metabolism.">The epicurean fly: using Drosophila melanogaster to study metabolism.</a> Pediatr. Res. 65 (2), 132-137 (2009).</li><li>Smith, W. W., Thomas, J., Liu, J., Li, T., Moran, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+fat+fruit+fly+to+human+obesity.">From fat fruit fly to human obesity.</a> Physiol. Behav. 136, 15-21 (2014).</li><li>Rajan, A., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Of+flies+and+men:+insights+on+organismal+metabolism+from+fruit+flies.">Of flies and men: insights on organismal metabolism from fruit flies.</a> BMC Biology. 11, (2013).</li><li>Ja, W. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prandiology+of+Drosophila+and+the+CAFE+assay.">Prandiology of Drosophila and the CAFE assay.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104 (20), 8253-8256 (2007).</li><li>Dethier, V. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Hungry Fly: A Physiological Study of the Behavior Associated with Feeding. , (1976).</li><li>Albin, S. D., Kaun, K. R., Knapp, J., Chung, P., Heberlein, U., Simpson, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+subset+of+serotonergic+neurons+evokes+hunger+in+adult+Drosophila.">A subset of serotonergic neurons evokes hunger in adult Drosophila.</a> Curr. Biol. 25, 2435-2440 (2015).</li><li>Deshpande, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantifying+Drosophila+food+intake:+comparative+analysis+of+current+methodology.">Quantifying Drosophila food intake: comparative analysis of current methodology.</a> Nat. Methods. 11 (5), 535-540 (2014).</li><li>Geer, B. W., Olander, R. M., Sharp, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+dietary+choline+utilization+in+adult+Drosophila+melanogaster+by+radioisotope+methods.">Quantification of dietary choline utilization in adult Drosophila melanogaster by radioisotope methods.</a> J. Insect Physiol. 16, 33-43 (1970).</li><li>Thompson, E. D., Reeder, B. A., Bruce, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+method+for+quantitating+food+consumption+for+mutation+assays+in+Drosophila.">Characterization of a method for quantitating food consumption for mutation assays in Drosophila.</a> Environ. Mol. Mutagen. 18, 14-21 (1991).</li><li>Wong, R., Piper, M. D., Wertheim, B., Partridge, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+food+intake+in+Drosophila.">Quantification of food intake in Drosophila.</a> PLoS One. 4 (6), e6063 (2009).</li><li>Scheiner, R., Steinbach, A., Classen, G., Strudthoff, N., Scholz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Octopamine+indirectly+affects+proboscis+extension+response+habituation+in+Drosophila+melanogaster+by+controlling+sucrose+responsiveness.">Octopamine indirectly affects proboscis extension response habituation in Drosophila melanogaster by controlling sucrose responsiveness.</a> J. Insect Physiol. 69, 107-117 (2014).</li><li>Liu, Y., Luo, J., Carlsson, M. K., N&#228;ssel, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serotonin+and+insulin-like+peptides+modulate+leucokinin-producing+neurons+that+affect+feeding+and+water+homeostasis+in+Drosophila.">Serotonin and insulin-like peptides modulate leucokinin-producing neurons that affect feeding and water homeostasis in Drosophila.</a> J. Comp. Neurol. 523, 1840-1863 (2015).</li><li>Ro, J., Harvanek, Z. M., Pletcher, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FLIC:+high-throughput,+continuous+analysis+of+feeding+behaviors+in+Drosophila.">FLIC: high-throughput, continuous analysis of feeding behaviors in Drosophila.</a> PLoS One. 9 (6), e101107 (2014).</li><li>Itskov, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Automated+monitoring+and+quantitative+analysis+of+feeding+behavior+in+Drosophila.">Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behavior in Drosophila.</a> Nat. Commun. 5, 4560 (2014).</li><li>Qi, W., Yang, Z., Lin, Z., Park, J. Y., Suh, G. S. B., Wang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+quantitative+feeding+assay+in+adult+Drosophila+reveals+rapid+modulation+of+food+ingestion+by+its+nutritional+value.">A quantitative feeding assay in adult Drosophila reveals rapid modulation of food ingestion by its nutritional value.</a> Mol. Brain. 8, 87 (2015).</li><li>Marx, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metabolism:+feeding+fruit+flies.">Metabolism: feeding fruit flies.</a> Nat. Methods. 12 (7), 609-612 (2015).</li><li>Spieth, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Courtship+behavior+in+Drosophila.">Courtship behavior in Drosophila.</a> Annu. Rev. Entomol. 19, 385-405 (1974).</li><li>Devineni, A. V., Heberlein, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preferential+ethanol+consumption+in+Drosophila+models+features+of+addiction.">Preferential ethanol consumption in Drosophila models features of addiction.</a> Curr. Biol. 19 (24), 2126-2132 (2009).</li><li>Lee, K. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lifespan+and+reproduction+in+Drosophila:+New+insights+from+nutritional+geometry.">Lifespan and reproduction in Drosophila: New insights from nutritional geometry.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 105 (7), 2498-2503 (2008).</li><li>Pohl, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ethanol+preference+in+Drosophila+melanogaster+is+driven+by+its+caloric+value.">Ethanol preference in Drosophila melanogaster is driven by its caloric value.</a> Alcohol Clin. Exp. Res. 36 (11), 1903-1912 (2012).</li><li>Vargas, M. A., Luo, N., Yamaguchi, A., Kapahi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+role+for+S6+kinase+and+serotonin+in+postmating+dietary+switch+and+balance+of+nutrients+in+D.+melanogaster.">A role for S6 kinase and serotonin in postmating dietary switch and balance of nutrients in D. melanogaster.</a> Curr. Biol. 20 (11), 1006-1011 (2010).</li><li>Masek, P., Scott, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Limited+taste+discrimination+in+Drosophila.">Limited taste discrimination in Drosophila.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 107 (33), 14833-14838 (2010).</li><li>Pool, A. H., Scott, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feeding+regulation+in+Drosophila.">Feeding regulation in Drosophila.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 29, 57-63 (2014).</li><li>Luo, J. N., Lushchak, O. V., Goergen, P., Williams, M. J., N&#228;ssel, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+insulin-producing+cells+are+differentially+modulated+by+serotonin+and+octopamine+receptors+and+affect+social+behavior.">Drosophila insulin-producing cells are differentially modulated by serotonin and octopamine receptors and affect social behavior.</a> Plos One. 9 (6), e99732 (2014).</li></ol>

الكتاب ليس لديهم ما يكشف.

ويصف التقرير فحص CAFE بطريقة خطوة بخطوة، مع التركيز على الإعداد التقني والأداء الناجح في المختبر. نظرا لبساطته، ويمكن أيضا أن هذا الاختبار أن تستخدم تربويا كتجربة المدرسة. وتبين الأمثلة التي مقايسة يسمح التحقيق في الاستشعار عن الطعام، وتفضيل والاستهلاك في ذبابة الفاكهة على مدى فترات زمنية قصيرة وطويلة (ساعات إلى أيام). وقد استخدم الفحص CAFE على نطاق واسع في مجال التحقيق في المواضيع بما في ذلك المواد الغذائية واستهلاك المخدرات، والإدمان، توازن الطاقة والسيطرة العصبية التغذية 16، 18، 24، 25. في مقايسة CAFE، يجب أن الذباب التجريبية بنجاح أداء العديد من المهام للحصول على الغذاء، مثل البحث عن الطعام، الاستشعار عن بعد والحركة. عدم القدرة على أداء هذه المهام قد يؤدي إلى خفض الاستهلاك. إلى عن علىالشيخوخة السلوك يعتمد أساسا على حالة الجوع من الذباب ويمكن زيادتها عن طريق الصيام 19 و 21. الاستشعار عن بعد، وبالتالي توطين، من مصدر الغذاء يمكن أن تتأثر قدرة الذبابة على رائحة أو طعم وقد يؤدي بشكل غير مباشر في خفض معدل استهلاك 28. عرض الطعام في نهاية الشعرية قوات الطاير إلى النزول والعمل بنشاط على عقد نفسها في موقف رأسا على عقب لتغذية. ليشغل هذا المنصب الشرب على شعري، يجب الطاير تنسيق تقلص العضلات لها. ضعف أو فرط النشاط الحركي بشكل واضح من شأنه أن يؤثر امتصاص الطعام، كما يفعل القصور الحركة بسبب الشيخوخة. وبالإضافة إلى ذلك، تدخل عن طريق الذباب الأخرى خلال هذه المناورة يؤدي إلى إنهاء السابق لأوانه تناول الطعام. ولذلك، ينبغي تحديد عدد من الذباب لاستخدامها قبل التجربة. وينبغي أن يضمن هذا العدد أن جميع الذباب يمكن أن تغذي بشكل صحيح، وينبغي أن تحكم لوكثافة لاي في القارورة (من 8 إلى 20 عضوا كحد أقصى الذباب في منطقتنا D. البطن CAFE فحص قارورة). ويتأثر التغذية من القيمة الغذائية للوجبة، والذباب ضبط حيوي الابتلاع وفقا لذلك 24، 29. فقد تبين أن طفرات في عداد المفقودين أوكتوبامين العصبي لها عشرات استجابة PER العادية ولكن في نفس الوقت تظهر انخفاضا كبيرا في كمية الغذاء 14. وعلاوة على ذلك، خلال التغذية، والتحفيز للاستمرار في انخفاض الأكل ويؤدي إلى إنهاء السلوك. تطبيق الاعتبارات المذكورة أعلاه، ليس فقط لفحص CAFE، فإنها تؤثر على سلوك التغذية تقاس في الاختبار الأخرى كذلك. ولذلك، يجب أن تؤخذ في قدرة الذباب لإجراء الفحص في الاعتبار عند قياس كمية الغذاء. على الرغم من أنها ليست صعبة من الناحية الفنية، وفحص CAFE لديه بعض العيوب العملية المحتملة. تراجع هلالةداخل شعري يعتمد على خسارة التبخر وتناول الطعام عن طريق الذباب. عالية التبخر إشكالية فيما يتعلق إشارة إلى نسبة الضوضاء، وبالتالي يجب أن يكون الحد الأدنى. طبقنا عدة طرق وأجهزة إضافية للسيطرة على الرطوبة خلال الفترة التجريبية (انظر 4.6). وساعدت هذه الملحقات لنا للحد من تبخر الآثار القضاء بشكل كبير وحتى من تقلبات مختلفة من مصادر الغذاء استخدمنا. ومع ذلك، إذا لم غرفة المناخ متاح الفحص لا يمكن أن يؤديها في درجة حرارة الغرفة (على سبيل المثال في الفصل الدراسي) مع قيم التبخر العالي باعتباره العائق. كما ورد في البروتوكول، يجب أن توضع في نفس مستوى داخل القارورة لتجنب التحيز في اختيار الذبابة نظرا لمسافات مختلفة إلى مصدر الغذاء نهايات الشعيرات الدموية. ولتحقيق ذلك، يتم إصلاح موقف الشعرية مع طرف ماصة الثاني. طول شعري لا يبدو أن تكون معيارا للتغذية في wild-نوع الذباب (10). أي تسرب للسائل يمكن أن تقوض قراءات دقيقة من استهلاك الطعام (انظر 4.3 و 4.9)؛ بيئة خالية من الاهتزاز يمنع تسرب. الجسيمات في الشعرية كتلة الحل تدفق ومنع استهلاك المواد الغذائية. الحل الغذائي، وخصوصا إذا كان يحتوي على الخميرة، ويحتاج إلى أن يذوب تماما لتجنب مثل هذا الانسداد. استخدام استخراج المياه القابلة للذوبان الخميرة يمكن التغلب على هذه المشكلة ولكن كمصدر ناقصة التغذية قد يسبب تكاليف إضافية لياقة بدنية. يحتاج الوصول الغذائية التي سيتم تقييمها قبل وبعد التجربة. البيانات الطيران الوحيدة التي ينبغي أن تدرج في التحليل هو أن الحصول عليها حيث كان الحصول على الغذاء حاضرا خلال التجربة بأكملها (انظر 4.9). موقف التغذية رأسا على عقب هو سمة أساسية من التجربة. في ظل ظروف طبيعية، وهذا الموقف التغذية ليست غريبة الطاير، وشنق الفواكه انخفاضا من الأشجار وأنها قد يتنازل ثمرة فاسدة. ويؤيد ذلك التجارب comparجي أحجام وجبة من الذباب التغذية في الموقف رأسا على عقب في مقايسة CAFE إلى (ط) وضع الأكل الأفقي من الذباب يجمد في مقايسة MAFE و (ب) من اليمين الجانب المتابعة تغذية موقف يستخدم الغذاء رديولبلد 13 و 21 . على الرغم من أن عرض المواد الغذائية رأسا على عقب لا يبدو أن يكون مشكلة بالنسبة لالذباب، ويمكن أن تؤثر على تكوين الغذاء داخل الشعيرات الدموية. المكملات الغذائية العالقة مثل خلايا الخميرة يمكن أن تغرق عبر الجاذبية إلى أسفل الشعرية، وبالتالي قد يكون أكثر تركيزا في أسفل أو قد المكونات الشعرية. وهذا من شأنه التأثير على سلوك الذبابة، وبالتالي النتائج. التأكد من أن مكونات الحل التغذية ويذوب تماما، وكثيرا ما طرح الشعيرات الدموية الجديدة خلال التجارب على المدى الطويل، يقلل هذا التأثير على تناول الطعام. استخدام فحص CAFE الموصوفة هنا يسمح قياس الاستهلاك الغذائي في مجموعة جوي فوق وقت يمتد منساعات أو أيام. إذا كان المطلوب تحليل أكثر تفصيلا (على سبيل المثال، سلوك ذبابة واحدة أو السلوك في حدود دقيقة)، المقايسات التغذية الأخرى، مثل فحص MAFE، هي أكثر ملاءمة. قد يكون من الممكن لعدد من الذباب إلى أن تخفيض إضافي باستخدام أنبوب 1.5 مل microcentrifuge وشعري واحد 30. عدد من التجارب استخدامها للحصول على نتائج ممثلة يختلف 15-27، بما يتفق مع وصف التجارب في الأدب 17 و 24. الفحص لا يمكن أن يؤديها بطريقة عمياء الكلاسيكية التي يستبعد التحيز المحتمل من مجرب، وأنها عادة متكررة على الأقل 4-5 مرات على كل عدة أيام. البيانات التي تم الحصول عليها مع مقايسة CAFE يمكن تطبيع على وزن الجسم لحساب الاختلافات في سلوك التغذية المتعلقة حجم الجسم. النتائج التي تم الحصول عليها مع هذا الاختبار هي قوية وقابلة للتكرار، بحيثوقد أدخلت بنجاح في الدورات العملية لطلاب الدراسات العليا. يستخدم على نطاق واسع فحص CAFE في مجال التمثيل الغذائي والبحوث الذوق في ذبابة الفاكهة. لها تطبيقات متعددة في اختبار دور المكملات الغذائية و / أو المخدرات على سلوك التغذية، ويمكن استخدامه للتحقيق في الاستجابة للجرعة الى مصدر الغذاء محدد 24. جنبا إلى جنب مع مجموعة متنوعة رائعة من التقنيات المستخدمة لمعالجة الدوائر العصبية في D. البطن، كما يسمح هذا الاختبار الباحثين للتحقيق في دور نظم التعزيز على سلوك التغذية 12، 17، 18.

الأكل ضروري. ومع ذلك، رفع القيود عن تناول الطعام مما يؤدي إلى اضطرابات الأكل مثل الشره المرضي، وفقدان الشهية أو الاتجاه العام إلى وجبة دسمة يفرض تكاليف على الأفراد والمجتمع 1، 2، 3. الهدف من هذا البحث هو الكشف عن الآليات التنظيمية لتناول الطعام، وتوفير استراتيجية للتحايل على تشكيل اضطراب. وقد وفرت العديد من الدراسات باستخدام الكائنات نموذج الثدييات رؤى جديدة من الدوائر ودور نظم الإنذار في اضطرابات الأكل 4، 5، 6. ومع ذلك، لدينا معرفة الأسس العصبية والجزيئية الكامنة وراء هذه الاضطرابات لا تزال بعيدة عن الاكتمال. في السنوات الأخيرة، وذبابة الفاكهة ذبابة الفاكهة أصبح نظام نموذجا قيما للكشف رؤى الآلية الأساسية في تنظيم metabolisم 7، 8، 9. تأسست الشعرية المغذية (CAFE) فحص لذبابة الفاكهة في مختبر سيمور بنزر في عام 2007 مستوحاة من العمل في وقت سابق من قبل DETHIER في الذبابة 10 و 11. جعل فحص CAFE من الممكن قياس مباشرة تناول الطعام في ذبابة الفاكهة. في هذا النظام الاختبار السلوكي، الذباب تتغذى على المواد الغذائية السائلة الواردة في الشعيرات الدموية الزجاج متدرجة وضعها داخل القارورة. تراجع الغضروف المفصلي الشعرية يشير فقدان حل الغذائية عن طريق التبخر والاستهلاك الغذائي. تحديد سعر التبخر التي كتبها قارورة دون الذباب يسمح للتقدير دقيق لتناول الطعام. فحص CAFE هو واحد من عدة نماذج سلوكية تستخدم لقياس التغذية في ذبابة الفاكهة ويجب على الباحثين اختيار الأنسب لالمحددة لهاسؤال. قرار استخدام فحص معين يجب النظر في النقاط التالية: طبيعة الطعام المقدم؛ في حالة التغذية. قياس كمية أو امتصاص العناصر الغذائية والتحقيق استهلاك الغذاء أو الاستجابة للطعام. فحص CAFE كما هو موضح في هذا التقرير هو المثالي لتناول الطعام التالية من مصدر المواد الغذائية السائلة في ظل حالة التغذية في وضع مستقيم. بدلا من تناول الطعام يمكن قياسها لمجموعة ذبابة على مصدر الغذاء الملون في قارورة أو على طبق من ذهب. والذباب قتل عادة أو تخدير بعد الرضاعة ويتم تحديد كمية من الصبغة تناولها من قبل الطيف أو الفحص البصري من البطن الملون. الذباب تبدأ في إفراز المواد الغذائية تناولها سوى 30 دقيقة بعد تناول وبالتالي هذا النهج من الصعب استخدام لتحليل التغذية أطول مستمرة السلوكيات 12، 13. في المقابل يتم الاحتفاظ الذباب على حالها عند صبغ امتصاصيتم استخدام الصورة مع استشفاف المشعة وسجل استهلاكها من النظائر المشعة في عداد التلألؤ 14 و 15. امتصاص radiolabel من قبل الجهاز الهضمي ذبابة يجعل طويلة الأجل قياس امتصاص الغذاء ممكن، ولكن قد يؤدي إلى التقليل من استهلاك بسبب جزيئات غير استيعابها وتفرز التتبع. وثمة نهج آخر لقياس استجابة في الغذاء في ذبابة الفاكهة هو الرد خرطوم تمديد (PER)، والذي يحدث عادة لتناول الطعام (16). يقيس هذا الأسلوب الأنيق الاستجابة الأولية لحافز الطعام ولكن لا يسجل كمية السعرات. يتم ضبط الاستهلاك الغذائي حيوي أثناء الرضاعة باستخدام عدة إشارات ردود الفعل بعد الهضمية التي تعتبر بالغة الأهمية لتنظيم التغذية 17 و 18. وقد بذلت عدة محاولات في السنوات الأخيرة لجمع البيانات شبه أتمتة في مقايسة PER <sحتى الطبقة = &quot;XREF&quot;&gt; 19، 20. يتم الكشف عن PER عن طريق لوحة كهربائية أو مجموعة من الأقطاب الكهربائية وتحسب عن طريق الكمبيوتر. الجمع بين فحص PER مع امتصاص النظائر المشعة كشف أن هذا الاختبار محدودة بسبب انخفاض الحساسية للكشف عن الاختلافات التغذية كمية 18. الفحص اليدوي التغذية (MAFE) 21، والتي يتم تغذيتها ذبابة يدويا مع الزجاج الشعرية، وقد وضعت مؤخرا لقياس امتصاص المواد الغذائية في ذبابة يجمد واحد. فحص MAFE يلغي التدخلات من البحث عن الطعام والتغذية بدء ولديه قرار وقت ثانية، وبدء PER ويمكن رصد استهلاك المواد الغذائية بشكل مستقل في الفحص. ومع ذلك، فإن الطريقة التي تجميد الطاير يؤثر على جوانب معينة من السلوك التغذية (مثل الحركة، والتحفيز) لا تزال بحاجة إلى التحقيق. للاستعراضات المقارنة ممتازة من فحوصات مختلفة لقياس استهلاك الغذاء في ذبابة الفاكهة ليlanogaster ولمساعدة الباحثين في العثور على واحدة الأنسب، انظر التقارير التي ديشباندي وماركس 13، 22. فحص CAFE يتجنب بعض من مساوئ فحوصات أخرى المذكورة أعلاه، ويجمع بين سهولة الاستخدام مع قياس موثوق من تناول الطعام. هنا، يتم تقديم وصفا مفصلا لفحص CAFE ونظهر تعديل الإعداد بسيطة للحد من تبخر. وأظهرت نتائج ممثلة بما في ذلك اختيار لفحص اثنين من المواد الغذائية (على المدى القصير والطويل) وامتصاص السكروز من الذباب. في مناقشة قارنا طريقة موضح لدينا مع طرق بديلة لأداء الفحص CAFE، وتسليط الضوء على أوجه القصور المحتملة.

<table><tbody><tr><td>Vials (breeding)</td><td>Greiner Bio-One</td><td>960177</td><td>www.greinerbioone.com</td></tr><tr><td>Vials (CAFE assay)</td><td>Greiner Bio-One</td><td>217101</td><td>www.greinerbioone.com</td></tr><tr><td>Lid-CAFE assay</td><td>Workshop</td><td>&amp;ndash;</td><td>&amp;ndash;</td></tr><tr><td>Plastic box, low wall</td><td>Plastime</td><td>353</td><td>www.plastime.it</td></tr><tr><td>Cover for the plastic box</td><td>Workshop</td><td>&amp;ndash;</td><td>&amp;ndash;</td></tr><tr><td>Capillaries</td><td>BLAUBRAND&amp;nbsp;</td><td>REF 7087 07</td><td>www.brand.de</td></tr><tr><td>Pipette tips</td><td>Greiner Bio-One</td><td>771290</td><td>www.greinerbioone.com</td></tr><tr><td>Filter paper circles</td><td>Whatman</td><td>10 311 804</td><td>www.sigmaaldrich.com</td></tr><tr><td>D(+)-Sucrose</td><td>AppliChem</td><td>57-50-1</td><td>www.applichem.com</td></tr><tr><td>Ethanol absolute</td><td>VWR Chemicals</td><td>20,821,330</td><td>www.vwr.com</td></tr><tr><td>Food color (red, E124)</td><td>Backfun</td><td>10027</td><td>www.backfun.de</td></tr><tr><td>Food color (blue, E133)</td><td>Backfun</td><td>10030</td><td>www.backfun.de</td></tr><tr><td>Soap solution (CVK 8)</td><td>CVH</td><td>103220</td><td>www.cvh.de</td></tr><tr><td>Digital caliper</td><td>GARANT</td><td>412,616</td><td>www.hoffmann-group.com</td></tr><tr><td>Vials (breeding)</td><td></td><td></td><td>Height 9.8 cm, diameter 4.8 cm&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Vials (CAFE assay)</td><td></td><td></td><td>Height 8 cm, diameter 3.3 cm</td></tr><tr><td>Lid-CAFE assay</td><td></td><td></td><td>Produced in university workshop, technical drawing supplied&lt;br/&gt;
&lt;a href=&quot;https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55024/Diegelmann-Cafe-Lid-technical-drawing.pdf&quot; target=&quot;_blank&quot;&gt;Please click here to download this file.&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Plastic box, low wall</td><td></td><td></td><td>A plastic grid inlay was custom-made for 8 x 10 vial positions&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Cover for the plastic box</td><td></td><td></td><td>Dimensions (37 x 29 x 18 cm)</td></tr><tr><td>Capillaries</td><td></td><td></td><td>DIN ISO 7550 norm,&amp;nbsp; IVD-guideline 98/79 EG, ends polished</td></tr><tr><td>Pipette tips</td><td></td><td></td><td>Pipettes for the outer circle are cut according to the lid</td></tr><tr><td>Filter paper circles</td><td></td><td></td><td>45 mm diameter works nicely if folded for the vials used</td></tr><tr><td>D(+)-Sucrose</td><td></td><td></td><td>Not harmful</td></tr><tr><td>Ethanol absolute</td><td></td><td></td><td>Highly flammable liquid and vapor</td></tr><tr><td>Food color (red, E124)</td><td></td><td></td><td>Not stated</td></tr><tr><td>Food color (blue, E133)</td><td></td><td></td><td>Not stated</td></tr><tr><td>Soap solution (CVK 8)</td><td></td><td></td><td>Odor neutral soap</td></tr><tr><td>Digital caliper</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard fly food</td><td></td><td></td><td>(for 20 L)</td></tr><tr><td>Agar</td><td></td><td></td><td>160 g</td></tr><tr><td>Brewer&#039;s Yeast</td><td></td><td></td><td>299.33 g</td></tr><tr><td>Cornmeal</td><td></td><td></td><td>1,200 g</td></tr><tr><td>Molasses</td><td></td><td></td><td>1.6 L</td></tr><tr><td>Propionic acid</td><td></td><td></td><td>57.3 mL</td></tr><tr><td>Nipagin 30%</td><td></td><td></td><td>160 mL</td></tr></tbody></table>

the capillary feeder assay measures food intake in drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

وتستخدم الذباب من النمط الجيني ث 1118 لشرح كيفية يتم تنفيذ الفحص. وتستخدم المسوخ ث 1118 عادة لتوليد خطوط المعدلة وراثيا وللسيطرة على الخلفية الوراثية الجينات المحورة ملحوظ مع الجين الأبيض. عادة، لإجراء التجارب السلوكية، وbackcrossed جميع خطوط المعدلة وراثيا لمدة خمسة أجيال نفس الرصيد ث 1118، والذي يستخدم كعنصر تحكم التجريبية. وتبين لنا تجارب مختلفة: مقارنة بين الخسارة التبخر من أجل الإعداد لدينا تعديل، على المدى القصير تجربة اختيار الأغذية، على المدى الطويل تجربة تناول الطعام، وتجربة على التخفيفات السكروز مختلفة. تبخر يلعب دورا حاسما في أداء الفحص CAFE. أدرجنا النهج إضافية لفحص جهدنا لتقليل التبخر: ط) وتعبئتها كدر الإسفنج المركزي مع الماء كل 24 ساعة. ب) عديtional المياه شغل في قارورة داخل مربع النقل وج) استخدام غطاء لمربع لإنشاء سياج الرطوبة (انظر 4.6). مقارنة تبخر بين الإعداد دون ومع الأجهزة المذكورة أعلاه، شهدت انخفاضا كبيرا في التبخر. حتى على تأثير تقلبات أعلى من حل الايثانول التي تحتوي ولم يتم اكتشاف باستخدام الإعداد الجديد. في تجربة الطعام للاختيار اثنين من مجموعة من 20 الذباب يمكن أن تغذي لمدة 3 ساعات. في البيئات الطبيعية، ذبابة الفاكهة تتغذى بشكل تفضيلي على تخمر الفواكه مع الكحول 22، ولقد ثبت ذلك، باستخدام الإعداد مماثل، أن الذباب يفضل الحلول الخميرة السكروز مع الإيثانول على الحلول الخميرة السكروز دون الايثانول 23. هنا، وتقدم اثنين من الخيارات الغذائية، وإيجاد حل 0.1 M السكروز المسمى مع لون الطعام الاحمر وحل 0.1 M السكروز مع 15٪ ETOH المسمى مع اللون الأزرق الغذائية (الشكل 1A، C). البصري السابقأمينة من البطن يدل على أن الذباب تتغذى على كل من حلول (1D الشكل). استهلاك الطعام في الطيران هو أكبر بكثير (حوالي 2 أضعاف) لمحلول السكروز التي تحتوي على ETOH (الشكل 3A). في التجربة التالية، دراسة طويلة الأجل، وهي مجموعة من ثمانية الذباب لديه حق الوصول إلى مصادر الغذاء مماثلة لمدة 4 أيام، والذباب تستهلك أكثر من المواد الغذائية التي تحتوي على الإيثانول في كل يوم (الشكل 3B). يبقى ثابتا خلال هذه الفترة (متوسط = 0.29، الجدول 4) - مؤشر الأفضلية للإيثانول ([يمث] / الاستهلاك الكلي [يمث + ETOH]). تفضيل الإيثانول يتسق مع العديد من المنشورات والبرامج الأخرى التي الذباب يمكن التمييز بين المصادر الغذائية المختلفة 24 و 25 و 26. قد يكون جذب الإيثانول لاحظنا نتيجة لمحتويات السعرات الحرارية المختلفةالحلول المقدمة وخصائص مجزية من الايثانول 24. يمكن أيضا فحص استخدامها لقياس الآثار السلبية من المكملات الغذائية. أظهر جا وزملاؤه في أول نشر لهذه الطريقة أن تطبيق الباراكوات (دواء المؤكسدة) ينخفض استهلاك الأغذية 10. في التجربة المقبلة، ويظهر الفرق في تناول الطعام بين الجنسين. متطلبات الأيض تختلف بين الذكور والإناث د البطن. على سبيل المثال، في حين تفضل الذباب الذكور المواد الغذائية الغنية بالكربوهيدرات، خلال إنتاج البيض، وهي المرحلة التي تتطلب زيادة مكونات البروتين، والإناث يفضلن الوجبات الغذائية الغنية بالبروتين على الوجبات الغنية بالكربوهيدرات 27. استخدمت ذكر تزاوج والذباب الإناث في هذه التجربة. تحليل الاختلافات في تناول الطعام بين 20 من الذكور و 20 إناث الذباب ضمن فترة زمنية التغذية 3 ساعات، يتم إجراء فحص CAFE باستخدام تناسق السكروزسلسلة التموينية. وقدمت خمسة الشعيرات الدموية، مع حلول تتراوح 10-3 إلى 2 متر السكروز، وقياس استهلاك كل حل (الشكل 4A). وأظهرت النتائج أن كلا الجنسين يفضل الحلول السكروز تركيز عالية كمصدر للغذاء (الشكل 4A). ومع ذلك، استهلكت الإناث أكثر بكثير من اثنين من حلول السكروز أدنى على التركيز مقارنة بالذكور (P &lt;0.05)؛ من ناحية أخرى، استهلكت الذكور أكثر بكثير من الحلول على التركيز العالي (P &lt;0.001). لاحظ أن هذه البيانات لم يفسر الاختلافات في حجم الجسم. أنثى D. البطن وعادة ما تكون أكبر وأثقل من الذكور (الجدول 1). عندما يتم تطبيع الاستهلاك الغذائي للطيران كتلة، الفروق بين الذكور والإناث في استهلاك حلول منخفضة السكروز لم تعد كبيرة. وباختصار، الذكور تستهلك المزيد من محلول السكروز من الإناث تزاوج، بما يتفق مع البيانات السابقة، reflecting الممكنة مطالب الأيض المختلفة، والأفضليات الغذائية أو اختلافات بسيطة في القدرة على تتغذى على الشعيرات الدموية بين الجنسين. <img alt="شكل 1" src="/files/ftp_upload/55024/55024fig1.jpg" /> الشكل 1: ذبابة الفاكهة الشعرية المغذية الفحص. أ) فحص التغذية مع الذباب. تقدم مرشح ورقة مبللة بالماء في الجزء السفلي من القارورة. وتقدم أربعة الشعيرات الدموية خلال التجربة (الغذاء الأحمر- والأزرق اللون في الشعيرات الدموية المعاكس). لاحظ أنه يتم تأمين الشعيرات الدموية في الموقف من طرف ماصة الثاني، ويتم إغلاق مواقف غير المستخدمة تستخدم نصائح ماصة. المكونات رغوة في وسط غطاء يسمح تبادل الهواء. ب) عرض مفصل للغطاء. تندس - (20 ميكرولتر والحدود الحمراء 2) في فتحات المخروطية من المواقف غير المستخدمة، وبي الثانية نصائح قطع ماصةيتم إدخال pette معلومات سرية إلى قطع طرف لإغلاق الثقب. تستخدم النصائح قطع ماصة للسيطرة على تنسيب من microcapillaries، وتستخدم نصائح تقطيعه إلى عقد الشعيرات الدموية ضيقة. ج) وD. البطن ذبابة يتغذى على الشعرية. D) بعد التغذية، لون الطعام واضحة للعيان في البطن ذبابة. E) والفرجار الرقمية يستخدم لقياس المسافة بين علامة بداية وعلامة نهاية الغضروف المفصلي. يتم نقل البيانات مباشرة إلى جداول البيانات إكسل عن طريق USB. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55024/55024fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/55024/55024fig2.jpg" /> الشكل 2: تأثير التبخر في شعري الطاعم الفحص. أ) وضع متعددة فحص CAFE داخلمربع من البلاستيك مع البطانة الشبكية. للسيطرة على الرطوبة خلال التجربة أربع عبوات المياه تملأ (الحافات الحمراء) يتم وضعها داخل الشبكة. يتم وضع الضوابط تبخر في القرب المباشر لهذه قارورة. ويرد غطاء لإعداد كله في الخلفية. ب) المقارنة بين فقدان الصوت من خلال التبخر. يظهر القيمة المتوسطة للتبخر أكثر من 4 أيام. يتم التحكم الرطوبة التي كتبها (ط) تطبيق المياه إلى كدر الإسفنج المركزي (24 ساعة الفاصل)؛ (ب) مضيفا أربع عبوات المياه تملأ في الشبكة. و (ج) باستخدام غطاء من البلاستيك لإعداد كله. تبخر أقل بكثير إذا تم التحكم في الرطوبة لكل من حلول اختبار (*** P ≤ 0.001؛ ن = 48). لا توجد فروق في مستوى التقلب بين ETOH احتواء وغير التي تحتوي على محلول السكروز هو اكتشافها مع الأجهزة الرطوبة المستخدمة. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55024/55024fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من</a>هذا الرقم. <img alt="الشكل (3)" src="/files/ftp_upload/55024/55024fig3.jpg" /> الشكل (3): الأفضلية للإيثانول (ETOH) يحتوي على السكروز على السكروز الحل. ويرد) استهلاك الغذاء للذكور ث 1118 الذباب. الذكور تستهلك أكثر بكثير من ETOH 15٪ تحتوي على محلول السكروز من محلول السكروز من عادي. *** P ≤ 0.001. N = 27. B) الذباب يفضل بشكل كبير حل السكروز التي تحتوي على 23٪ ETOH خلال محاكمة لمدة 4 أيام. *** P ≤ 0.001. ** P ≤ 0.01. N = 16. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55024/55024fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل (4)" src="/files/ftp_upload/55024/55024fig4.jpg" /> الشكل 4: Consumption (ميكرولتر / يطير وميكرولتر / ملغ ذبابة) من تركيزات السكروز مختلفة من ذكر وأنثى ث 1118 الذباب. أ) يختلف استهلاك تركيزات مختلفة من حلول السكروز بشكل ملحوظ بين الذكور والإناث. الذباب الإناث تستهلك أكثر بتركيزات السكروز أقل، والذباب الذكور تستهلك أكثر بتركيزات أعلى. * P &lt;0.05. *** P &lt;0.001. N = 27 المحاكمات مع 20 ذكور لكل منهما، N = 30 المحاكمات مع 20 من الإناث لكل منهما). ب) امتصاص الغذاء على أساس الكتلة. زيادة كبيرة في استهلاك تحدث بين الذكور والإناث الذباب لحلول السكروز 0،1-2 م عندما تطبيع للطيران كتلة. *** P ≤ 0.001. N = 27 من الذكور، N = 30 من الإناث. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55024/55024fig4large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> </a&gt; <img alt="الجدول 1" src="/files/ftp_upload/55024/55024tbl1.jpg" /> الجدول 1: وزن الجسم من ذكر وأنثى ث 1118 الذباب. تم قياس أربع إلى خمس مجموعات من 100 الذباب، وكان يحسب وزن الجسم (ملغ / ذبابة). وتظهر القيم المتوسطة (مع STDEV (الانحراف المعياري) وSTERROR (الخطأ المعياري)). وتستخدم القيم المتوسطة لتطبيع الاستهلاك الغذائي للطيران كتلة (ميكرولتر / ملغ ذبابة). <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55024/JoVE55024R1-Diegelmann-Table-1.xlsx" target="_blank">الرجاء الضغط هنا لتحميل هذه البيانات.</a> <img alt="الجدول 2" src="/files/ftp_upload/55024/55024tbl2.jpg" /> الجدول 2: التبخر فقدان (ميكرولتر) في CAFE الفحص. يظهر كمية من السوائل المفقودة من خلال التبخر لمدة 4 أيام. يتم التحكم في الرطوبة (+) أو لار (-) كما هو موضح في الشكل (2). وأظهرت بيانات التبخر لمدة حلول مختلفة (السكروز وسكر القصب بالإضافة إلى ETOH). وتعرض القيم المتوسطة لكل يوم، وخلال الفترة (مع STDEV وSTERROR). يظهر فقدان تبخر التجربة التخفيفات السكروز تحت منفصل (يعني القيم). <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55024/JoVE55024R1-Diegelmann-Table-2.xlsx" target="_blank">الرجاء الضغط هنا لتحميل هذه البيانات.</a> <img alt="الجدول 3" src="/files/ftp_upload/55024/55024tbl3.jpg" /> الجدول 3: استهلاك 0.1 M السكروز مع / بدون 15٪ ETOH التي ذكر ث 1118 الذباب بنك الاحتياطي الفيدرالي لمدة 3 ساعات. وقد تم قياس استهلاك كل الحلول من خلال مجموعة من 20 الذباب لمدة 3 ساعات في 3 أيام. وتنقسم القيم استهلاك لمجموعة الطيران من قبل عدد من الذباب اختبار لتقدير امتصاص ميكروليتر في الطيران<html> بعد طرح خسائر التبخر. وتظهر القيم المتوسطة (مع STDEV وSTERROR). <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55024/JoVE55024R1-Diegelmann-Table-3.xlsx" target="_blank">الرجاء الضغط هنا لتحميل هذه البيانات.</a> <img alt="الجدول 4" src="/files/ftp_upload/55024/55024tbl4.jpg" /> الجدول 4: استهلاك 0.1 M السكروز مع وبدون 23٪ ETOH لمدة أربعة أيام من ذكر ث 1118 الذباب. وقد تم قياس استهلاك كل الحلول من قبل مجموعات من 8 الذباب لمدة 24 ساعة لمدة 4 أيام. تم احتساب مؤشر تفضيل الإيثانول باستخدام الصيغة التالية ([يمث + ETOH] - [يمث] / إجمالي الاستهلاك). وتنقسم القيم استهلاك لمجموعة الطيران من قبل عدد من الذباب اختبار لتقدير ميكرولتر امتصاص في الطيران بعد خصم خسائر التبخر. وتظهر القيم المتوسطة (مع STDEV وSTERROR) عن كل يوم..jove.com / ملفات / ftp_upload / 55024 / JoVE55024R1-Diegelmann-الجدول 4.xlsx &quot;الهدف =&quot; _ فارغة &quot;&gt; الرجاء انقر هنا لتحميل جدول البيانات. <img alt="الجدول 5" src="/files/ftp_upload/55024/55024tbl5.jpg" /> الجدول 5: استهلاك خمسة تركيزات السكروز من ذكر وأنثى ث 1118 الذباب. تناول كل حل، والقيمة مقابل مبلغ من مآخذ السكروز، ويرد. يتم إعطاء القيم المتوسطة لكل تركيز أسفل كل عمود (مع STDEV وSTERROR). لحساب كمية على أساس الكتلة ذبابة (امتصاص ميكروليتر لكل مليغرام من ذبابة)، وينقسم الاستهلاك الغذائي على متوسط وزن الذباب الذكور أو الإناث (من الجدول 1، كما هو موضح على اليمين). <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55024/JoVE55024R1-Diegelmann-Table-5.xlsx" target="_blank">الرجاء الضغط هنا لتحميل هذه البيانات.</a>

Watch this Scientific Journal Video about The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster at JoVE.com

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

الشعيرات الدموية المغذية الفحص يقيس كمية الطعام في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

the-capillary-feeder-assay-measures-food-intake-drosophila

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

18.6K Views.  Albertus-Magnus University of Cologne. The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Video: The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

تسجيلات Sensillum واحدة في الحشرات ذبابة الفاكهة السوداء البطن و الأنوفيلة الغامبية</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, and issues commands to start or stop feeding. Deciphering the processes underlying the decision-making of timely and moderate feeding carries major implications in our understanding of physiological and psychological disorders related to feeding control. Simple, quantitative, and robust methods are required to measure the food ingestion of animals after experimental manipulation, such as forcibly increasing the activities of certain target neurons. Here, we introduced dye-labeling-based feeding assays to facilitate the neurogenetic study of feeding control in adult fruit flies. We review available feeding assays, and then describe our methods step-by-step from setup to analysis, which combine thermogenetic and optogenetic manipulation of neurons controlling feeding motivation with dye-labeled food intake assay. We also discuss the advantages and limitations of our methods, compared with other feeding assays, to help readers choose an appropriate assay.

Combining Quantitative Food-intake Assays and Forcibly Activating Neurons to Study Appetite in Drosophila

Quantitative food-intake assays with dyed food provide a robust and high-throughput means to evaluate feeding motivation. Combining the food consumption assay with thermogenetic and optogenetic screens is a powerful approach to investigate the neural circuits underlying appetite in adult Drosophila melanogaster.

الجمع بين تناول الطعام الكمية فحوصات وتنشيط الخلايا العصبية لدراسة الشهية في المورفولوجية قسراً

Food consumption is under the tight control of the brain, which integrates the physiological status, palatability, and nutritional contents of the food, ...

Behavior

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

واحدة ذبابة الفحص لسلوك البحث عن الطعام في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

A High Throughput Microplate Feeder Assay for Quantification of Consumption in Drosophila

Quantifying food intake in Drosophila is used to study the genetic and physiological underpinnings of consumption-associated traits, their environmental factors, and the toxicological and pharmacological effects of numerous substances. Few methods currently implemented are amenable to high throughput measurement. The Microplate Feeder Assay (MFA) was developed for quantifying the consumption of liquid food for individual flies using absorbance. In this assay, flies consume liquid food medium from select wells of a 1536-well microplate. By incorporating a dilute tracer dye into the liquid food medium and loading a known volume into each well, absorbance measurements of the well acquired before and after consumption reflect the resulting change in volume (i.e., volume consumed). To enable high throughput analysis with this method, a 3D-printed coupler was designed that allows flies to be sorted individually into 96-well microplates. This device precisely orients 96- and 1536-well microplates to give each fly access to up to 4 wells for consumption, thus enabling food preference quantification in addition to regular consumption. Furthermore, the device has barrier strips that toggle between open and closed positions to allow for controlled containment and release of a column of samples at a time. This method enables high throughput measurements of consumption of aqueous solutions by many flies simultaneously. It also has the potential to be adapted to other insects and to screen consumption of nutrients, toxins, or pharmaceuticals.

A High Throughput Microplate Feeder Assay for Quantification of Consumption in Drosophila

The microplate feeder assay offers an economical, high throughput method for quantifying liquid food consumption in Drosophila. A 3D-printed device connects a 96-well microplate in which flies are housed to a 1536-well microplate from which flies consume a feeding solution with a tracer dye. The solution volume decline is measured spectrophotometrically.

A عالية الإنتاجية ميكروبليت المغذية المقايسة للقياس الكمي للاستهلاك في Drosophila

Quantifying food intake in Drosophila is used to study the genetic and physiological underpinnings of consumption-associated traits, their environmental ...

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival. The most obvious application of these chemosenses is to be able to distinguish good food sources from potentially dangerous food sources. Gustation requires physical contact with a chemical compound which is able to signal through taste receptors that are expressed on the surface of neurons. In insects, these gustatory neurons can be located across the animal's body allowing taste to play an important role in many different behaviors. Insects typically prefer compounds containing sugars, while compounds that are considered bitter tasting are avoided. Given the basic biological importance of taste, there is intense interest in understanding the molecular mechanisms underlying this sensory modality. We describe an adult Drosophila taste assay which reflects the preference of the animals for a given tastant compound. This assay may be applied to animals of any genetic background to examine the taste preference for a desired soluble compound.

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Taste is an important sensory process which facilitates attraction to beneficial substances and avoidance of toxic substances. This protocol describes a simple ingestion assay for determining Drosophila gustatory preference for a given chemical compound.

طعم الفحص تفضيل الكبار<em&gt; ذبابة الفاكهة</em

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival.  The most obvious application of these chemosenses is to be able to ...

Quantification of Macronutrients Intake in a Thermogenetic Neuronal Screen using Drosophila Larvae

Foraging and feeding behaviors allow animals to access sources of energy and nutrients essential for their development, health, and fitness. Investigating the neuronal regulation of these behaviors is essential for the understanding of the physiological and molecular mechanisms underlying nutritional homeostasis. The use of genetically tractable animal models such as worms, flies, and fish greatly facilitates these types of studies. In the last decade, the fruit fly Drosophila melanogaster has been used as a powerful animal model by neurobiologists investigating the neuronal control of feeding and foraging behaviors. While undoubtedly valuable, most studies examine adult flies. Here, we describe a protocol that takes advantage of the simpler larval nervous system to investigate neuronal substrates controlling feeding behaviors when larvae are exposed to diets differing in their protein and carbohydrates content. Our methods are based on a quantitative colorimetric no-choice feeding assay, performed in the context of a neuronal thermogenetic-activation screen. As a read-out, the amount of food eaten by larvae over a 1 h interval was used when exposed to one of the three dye-labeled diets that differ in their protein to carbohydrates (P:C) ratios. The efficacy of this protocol is demonstrated in the context of a neurogenetic screen in larval Drosophila, by identifying candidate neuronal populations regulating the amount of food eaten in diets of different macronutrient quality. We were also able to classify and group the genotypes tested into phenotypic classes. Besides a brief review of the currently available methods in the literature, the advantages and limitations of these methods are discussed and, also, some suggestions are provided about how this protocol might be adapted to other specific experiments.

Quantification of Macronutrients Intake in a Thermogenetic Neuronal Screen using Drosophila Larvae

Described here is a protocol that enables the colorimetric quantification of the amount of food eaten within a defined interval of time by Drosophila melanogaster larvae exposed to diets of different macronutrient quality. These assays are conducted in the context of a neuronal thermogenetic screen.

القياس الكمي لمدون المغذيات الكبيرة في شاشة عصبية حرارية جينية باستخدام يرقات دروسوفيلا

Foraging and feeding behaviors allow animals to access sources of energy and nutrients essential for their development, health, and fitness. Investigating ...

A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila

To select food with nutritional value while avoiding the consumption of harmful agents, animals need a sophisticated and robust taste system to evaluate their food environment. The fruit fly, Drosophila melanogaster, is a genetically tractable model organism that is widely used to decipher the molecular, cellular, and neural underpinnings of food preference. To analyze fly food preference, a robust feeding method is needed. Described here is a two-choice feeding assay, which is rigorous, cost-saving, and fast. The assay is Petri-dish-based and involves the addition of two different foods supplemented with blue or red dye to the two halves of the dish. Then, ~70 prestarved, 2-4-day-old flies are placed in the dish and&#160;allowed to choose between blue and red foods in the dark for about 90 min. Examination of the abdomen of each fly is followed by the calculation of the preference index. In contrast to multiwell plates, each Petri dish takes only ~20 s to fill and saves time and effort. This feeding assay can be employed to quickly determine whether flies like or dislike a particular food.

A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila

We present a protocol for a two-choice feeding assay for flies. This feeding assay is fast and easy to run and is suitable not only for small-scale laboratory research, but also for high-throughput behavioral screens in flies.

A سريع الغذاء تفضيل المقايسة في دروسوفيليا

To select food with nutritional value while avoiding the consumption of harmful agents, animals need a sophisticated and robust taste system to evaluate ...

Feeding Test: Assessment of Feeding Preferences in Drosophila melanogaster

Source: Bovier, T. F., et al. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/video/59535/" target="_blank">Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster</a>. J. Vis. Exp. (2019).
This video describes a feeding assay for fruit flies in which colored food is used to monitor feeding and the effect added compounds may have on feeding activity. The example protocol tests the effects of several endocrine disrupting chemicals (EDC).

اختبار التغذية: تقييم تفضيلات التغذية في ذبابة الفاكهة السوداء

Source: Bovier, T. F., et al. Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (2019).
This video describes a feeding assay ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Biology

Drosophila melanogaster (fruit fly)

Adult

Taste Preference Assay: A Method for Measuring Feeding Behavior in Drosophila

Source: Bantel, A. P. and Tessier, C. R. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/video/54403/" target="_blank">Taste Preference Assay for Adult Drosophila</a>. J. Vis. Exp. (2016).
This video describes the taste preference assay, a behavioral method used to measure attraction or avoidance towards colored solutions that taste differently by assessing the fly&#39;s abdominal coloration after ingestion of the preferred substance. The featured protocol demonstrates the procedure used to measure flies&#39; preference towards solutions of varying sucrose concentrations.

فحص تفضيل الذوق: طريقة لقياس سلوك التغذية في ذبابة الفاكهة

Source: Bantel, A. P. and Tessier, C. R. Taste Preference Assay for Adult Drosophila. J. Vis. Exp. (2016).
This video describes the taste preference ...

The CApillary FEeder (CAFE) Assay: A Method to Track Food Consumption and Preference in Drosophila

Source: Diegelmann, S., et al. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/video/55024/" target="_blank">The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster</a>. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes the CApillary FEeder, or CAFE, assay, a behavioral method that measures food intake and preference of unrestrained fruit flies. The featured protocol shows how to perform the assay with minimal evaporation from the liquid-filled capillaries used to deliver the food and track its intake.

اختبار الشعرية (CAFE): طريقة لتتبع استهلاك الطعام وتفضيله في ذبابة الفاكهة

Source: Diegelmann, S., et al. The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes the ...

الشعيرات الدموية المغذية الفحص يقيس كمية الطعام في

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

تسجيلات Sensillum واحدة في الحشرات ذبابة الفاكهة السوداء البطن و الأنوفيلة الغامبية