الكتاب أشكر مارين مانويل وأوليفيا غولدمان Szwajkajzer لمساعدتهم في اتخاذ الصور. أشكر الكتاب أيضا أرجون Masukar وتوبياس بوك لتنقيح الكتابة المخطوطة. وقدمت الدعم المالي من قبل الوكالة الوطنية من أجل لا بحوث (HYPER-الفرقة المتعددة الجنسيات، وكالة الاستخبارات الوطنية-2010-بلان-1429-1401)، والمعاهد الوطنية للصحة NINDS (R01NS077863)، ومؤسسة لاتران تييري (مشروع OHEX)، والجمعية الفرنسية لاعتلال عضلي ( منحة رقم 16026)، والهدف ALS وامتنان. وكان فيليكس ليروي المستفيد من &quot;Contrat الدكتوراه&quot; من مدرسة المعلمين العليا، كاشان.

وقد أجريت التجارب وفقا للتوجيهات الأوروبية (86/609 / أوروبا الوسطى والشرقية و2010-63-UE) والتشريع الفرنسي، وتمت الموافقة من قبل لجنة الأخلاق جامعة باريس ديكارت. 1. الحبل الشوكي إعداد شريحة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الحلول التالية يوميا أو يوم واحد مقدما. إذا كان يحتفظ بها بين عشية وضحاها، فقاعة مع 95٪ O 2 و 5٪ CO 2 و يحفظ في الثلاجة في زجاجة مغلقة بإحكام. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد منخفضة الصوديوم السائل الاصطناعي النخاعي (ACSF): 3 ملي بوكل، 1 ملم ناه 2 ص 4، 230 ملي السكروز، 26 مم NaHCO 3، 0.8 ملي CaCl 2، 8 ملي MgCl 2 و 25 ملي الجلوكوز، 0.4 ملي حمض الاسكوربيك، 1 ملم نا kynurenate، 2 مم نا البيروفات. فقاعة مع 95٪ O 2 و 5٪ CO 2 (7.4 درجة الحموضة). منذ نا kynurenate غالبا ما يكون من الصعب حل، تأكد من شراء واحدة المدرجة في جدول المواد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحضير المحاليل K-جلوكوناتنشوئها: 130 ملي K-غلوكونات، 15 ملي بوكل، 0.05 ملي EGTA، 20 ملي HEPES 25 ملي الجلوكوز، 1 ملم نا kynurenate، 2 مم نا البيروفات، بعد تعديلها لدرجة الحموضة 7.4 مع KOH. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد ACSF: 130 مم كلوريد الصوديوم، 2.5 ملي بوكل، 2 مم CaCl 2، 1 ملم MgCl 2، 1 ملم ناه 2 ص 4، 26 ملم NaHCO 3 و 25 ملي الجلوكوز، 0.4 ملي حمض الاسكوربيك، 2 مم نا البيروفات. فقاعة مع 95٪ O 2 و 5٪ CO 2 (7.4 درجة الحموضة). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل بداية التشريح، حل 2٪ أجار في 80 مل من محلول K-غلوكونات، والدفء عند 60 درجة مئوية. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> داخل القلب نضح <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أداء هذا المستحضر على الفئران الذكور والإناث، تتراوح أعمارهم بين P2 إلى P11. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الفأر مع حقنة داخل الصفاق من 0.1 مل من 25 ملي الصوديوم بنتوباربيتال (50 ملغ / كلغ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الإبر أو شريط، لشل حركة الماوس على ظهرها على طبق بتري كبيرة مملوءة السيليكون. استخدام مجهر تشريحه لبقية تشريح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد غيض من القص، ورفع الصدر وقطع الحجاب الحاجز باستخدام مقص غرامة. ثم فتح الصدر على كلا الجانبين من خلال قطع أضلاعه لفضح القلب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع الأذين الأيمن قبل ثقب البطين الأيسر مع إبرة 27G. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يروي مع انخفاض الصوديوم + ACSF الجليد الباردة. بعد 30 ثانية، وينبغي أن ينظر المنخفض الصوديوم + ACSF المتدفقة من الأذين. كميات قليلة من الصوديوم تمنع الخلايا من ارتفاعه وتقلل من الموت الخلوي أثناء تشريح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ على عقد إبرة في قلب تحت المجهر تشريح حتى يتحول الكبد الصفراء عندما يتم استنزاف الدم. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تشريح الحبل الشوكي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع رأس الحيوان ووضعه على بطنه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بسرعة إزالة الجلد من الخلف (الشكل 1A1). جعل اثنين من التخفيضات من خلال الكتفين ونزول القفص الصدر (الشكل 1A2). ثم قطع الحبل كما لآه ممكن في قسم الذيلية من أجل عزل العمود الفقري مع بداية الأضلاع من الجزء السفلي من الحيوان. الوجه الحيوان مرة أخرى وإزالة الأحشاء لا تزال تعلق على الأضلاع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل العمود الفقري لآخر، أصغر المليئة السيليكون طبق بتري واستخدام 4 دبابيس الحشرات لأنه عقد ظهري حتى الجانب (الشكل 1A). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستمرار يروي الحيوان مع ACSF-فقاعات كربوجين (في حوالي 4 درجات مئوية) أثناء إجراء الثقب من الجانب الظهري، وفضح الحبل الشوكي من نهاية منقاري (الشكل 1B). للقيام بذلك، إدراج غيض من مقص غرامة بين العظم والنخاع الشوكي وقطع العظام شيئا فشيئا من نهاية منقاري، والتأكد من أن يبقى بعيدا عن المادة البيضاء. تتناوب على كل جانب في حين أن استخدام ملاقط لالابتعاد الفرقة العظام خفضت بالفعل (الشكل 1B1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام أصغر مقص الربيع المتاحة وملاقط، ورفع الجافية وقطععلى كلا الجانبين في حين عقد الجزء فضفاض من الجافية من أجل تجنب إتلاف الحبل الشوكي مع مقص. قطع على طول محور rostro الذيلية. ملاحظة: الجافية هو غشاء شفاف المستمر نصف. في هذا العصر الأم الحنون هشة للغاية وسوف تأتي بعيدا أثناء تشريح وتقطيع (الشكل 1B2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة الجافية هو استخدام إزالة الزجاج حادة أو طرف من البلاستيك لدفع برفق الحبل على الجانب الأيسر من الأخدود التي شكلتها العمود الفقري نصف قطع، وقطع الجذور البطنية والظهرية على الجانب الأيمن، بدءا من الجانب منقاري ، الأبعد من حيث تدخل النخاع (عدد قليل من مم على الأقل، الشكل 1B2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر العملية على الجانب الأيسر، والذهاب دائما من منقاري إلى الذيلية. إذا أعسر، بدء من الجانب الأيسر ومن ثم الانتقال إلى الجانب الأيمن. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التضمين في أجار <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> زلة الحبل من العمود الفقري. استخدام دبوس الحشرات أصغر ليتعرفواالحبل مع الظهرية سطح صعودا وبدقة إزالة أي جزء من الغشاء لا تزال تعلق عليه (الشكل 1C1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنظيفها مرة واحدة، وتقليم طرفي (الشكل 1C2). إدراج دبوس الحشرات محني في الجزء الأمامي من الحبل لمعالجة الحبل وملاحظة توجهها (السهم في الشكل 1C2). ثم نقل النخاع الشوكي إلى حل K-جلوكونات الجليد الباردة. ملاحظة: هذا الحل يقلد تكوين الخلايا من السائل النخاعي، وسوف يمنع الخلايا من الموت من صدمة التناضحي مرة واحدة سيتم قطع العصبونات الحركية 26. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة في الحبل الشوكي ضمن الحل داخل الخلايا، واتخاذ الكأس مع آغار من الحمام الجاف وتبريده على مزيج من الثلج والماء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحفاظ على اثارة بينما قياس درجة الحرارة. عندما تصل درجة الحرارة إلى 38 درجة مئوية تزج الحبل الشوكي، وعقد من قبل دبوس الحشرات ووضعه الجانب منقاري أسفل. تأكد من أن الحبل الشوكي كما هو الواحدraight ممكن، بعيدا عن الجدران، جزء الذيلية قليلا نحو الأعلى (الشكل 1D1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ترك الدورق في خليط من الثلج والماء للسماح للأجار ليصلب في أسرع وقت ممكن. تأكد من أنه يبقى في مكان وأن الحبل هو كما مستقيم ممكن (الشكل 1D1). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تشريح <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد التصلب، وخفض كتلة آغار تحتوي على النخاع الشوكي في مثل هذه الطريقة التي قاعدة كتلة هي في زاوية 35 درجة مع الجزء القطنية من الحبل (السهم في الشكل 1D2). السطح الظهري يجب أن تواجه بعيدا عن قاعدة (الشكل 1D2). ملاحظة: هذا هو خطوة حاسمة في هذا الإجراء، للحفاظ على استمرارية حمامات العصبون الحركي للجذور بطني من الذي الخروج. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الغراء كتلة في غرفة من vibratome باستخدام cyanoacrylate الغراء. تزج به في حل K-جلوكونات وإضافة slushed المجمدة حل K-جلوكونات للحفاظ علىحمام برود (أقل من 2 درجة مئوية). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع 350-400 ميكرون شرائح سميكة من منطقة أسفل الظهر (التعرف عليها عن طريق انحناء وقطر أكبر). في التوجه السليم (انظر 1.4.1.)، استخدم شفرة لقطع من ظهري إلى السطح البطني وجعل شرائح أكثر باستمرار منقاري. عادة، هناك 4-5 شرائح مناسبة مع الجذور البطنية تمتد 2 مم أو أكثر. استخدام المعلمات التالية: 10 درجة زاوية، 70 هرتز تردد الاهتزاز و 10 مم / سرعة دقيقة من تشريح. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حضانة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل شرائح لACSF في 34 درجة مئوية. بعد ما يقرب من 30 دقيقة، تبريد شرائح وصولا الى RT والبدء في تسجيل الدورة. </li></ol></li></ol><img alt="شكل 1" src="/files/ftp_upload/54525/54525fig1.jpg" /> الشكل 1. تشريح A1: إزالة الجلد من الجزء الخلفي لفضح العمود الظهري A2:قطع الكتفين والضلوع لتحرير ظهري العمود B1: العمود الفقري معقود على طبق بتري مليئة السيليكون (الجانب الظهري، والجانب الذيلية اليسار) B2: الشيء نفسه مع الحبل الشوكي المكشوفة وتشريح C1: الحبل الشوكي معزولة (الجانب منقاري إلى اليسار) C2: الحبل الشوكي على استعداد لتكون جزءا لا يتجزأ (الجانب البطني، والجانب منقاري إلى اليسار). لاحظ دبوس الحشرات أصغر على الجانب منقاري D1:. الحبل الشوكي في الدورق أجار (الجانب منقاري داو، الجانب البطني مواجهة القاع) D2: قص كتلة أجار مع الحبل الشوكي المضمنة. لاحظ زاوية 35 درجة الأشكال الحبل الشوكي مع قاعدة كتلة وتوسيع قطني (السهم). أشرطة النطاق 1 سم. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54525/54525fig1large.jpg" target="_blank">يرجى النقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> 2. وضع شريحة في الغرفة ملاحظة: هاءجذور ntral ذات حجم متغير. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يعد مربع من مختلف الماصات بأقطار تتراوح طرف 40-170 ميكرون مقدما. لإعداد الماصات الشفط، وإعداد العديد من الماصات مع تفتق طويل. باستخدام سكين الماس، اجراء خفض في المواقف المختلفة. ثم تشريح تحت المجهر، وكسر ذلك عن طريق ضرب طرف مع ملاقط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة غرفة من المجهر تسجيل ووضعه تحت المجهر تشريح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اختيار شريحة تحتوي على جذر بطني من مدة كافية (2 ملم أو أكثر) لتركيبها على القطب التحفيز الشفط. حدد الاتجاه الصحيح للشريحة مع الجذور البطنية التصاعدي (الشكل 2A) وقطع بدقة آغار حول الجذور البطنية بينما ترك بقية آغار حول شريحة (الشكل 2B). ملاحظة: نظرا لأن أجار هو أقوى من شريحة، وهذا سوف يسمح للخيوط مرساة شريحة للراحة على أجار بدلا من التركيز على شريحة وبالتالي لسوف nchor لا تضر الأنسجة. تأكد من خيوط مرساة شريحة هي فوق بركة العصبون الحركي (كما هو موضح باللون الأحمر في الشكل 2C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جبل الغرفة مرة أخرى على المجهر ويروي باستمرار غرفة تسجيل مع ACSF بمعدل 1-2 مل / دقيقة، في RT. باستخدام ماصة زجاجية مملوءة ACSF وتوصيلها إلى حقنة، تمتص واحد من جذر بطني (السهم في الشكل 2C). من أجل تحقيق التحفيز الجيد من جذر بطني، وغيض ماصة يجب أن يكون ضيق حول الجذر البطني. وينبغي أن تكون واحدة القطب في القطب محفزة وغيرها من واحد في الحمام (أو متصلا إشارة القطب-لقط التصحيح). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحقيق تسجيل التصحيح، المشبك من المطلوب من نوع الخلية وتسجيل تأثير التحفيز جذر بطني كما هو موضح previsouly 10. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> هنا، استخدام مكبر للصوت للحصول على البيانات. تصفية تسجيلات خلية كاملة في 3 كيلو هرتز. رقمنة في 10 كيلوهرتز. تعويض مقاومة جسر في كوريهوضع الإقليم الشمالي المشبك. </li></ol></li></ol><img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/54525/54525fig2.jpg" /> الشكل 2. إعداد جذر بطني ج: قطني شريحة الحبل الشوكي جزءا لا يتجزأ من أجار مع الجذر البطني مواجها لها ب: قطني شريحة الحبل الشوكي مع الجذور البطنية تحررت من أجار C: قطني شريحة الحبل الشوكي مع القطب محفزة وضعت بإحكام حول جذور بطني (السهم) . لاحظ مكان الخلايا رينشو التعبير عن مضان أحمر في 28 chrna2-لجنة المساواة العرقية الماوس عبرت مع مراسل الماوس R26 توم 17. القضبان مقياس 1 مم. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/54525/54525fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a>

<ol>
	<li>Brooks, C. M., Downman, C. B., Eccles, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=After-potentials+and+excitability+of+spinal+motoneurones+following+antidromic+activation.">After-potentials and excitability of spinal motoneurones following antidromic activation.</a> J Neurophysiol. 13 (1), 9-38 (1950).</li><li>Bories, C., Amendola, J., Lamotte d'Incamps, B., Durand, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+electrophysiological+abnormalities+in+lumbar+motoneurons+in+a+transgenic+mouse+model+of+amyotrophic+lateral+sclerosis.">Early electrophysiological abnormalities in lumbar motoneurons in a transgenic mouse model of amyotrophic lateral sclerosis.</a> Eur J Neurosci. 25 (2), 451-459 (2007).</li><li>Takahashi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Membrane+currents+in+visually+identified+motoneurones+of+neonatal+rat+spinal+cord.">Membrane currents in visually identified motoneurones of neonatal rat spinal cord.</a> J Physiol. 423, 27-46 (1990).</li><li>Hori, N., Tan, Y., Strominger, N. L., Carpenter, D. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+activity+of+rat+spinal+cord+motoneurons+in+slices.">Intracellular activity of rat spinal cord motoneurons in slices.</a> J Neurosci Methods. 112 (2), 185-191 (2001).</li><li>Arai, Y., Mentis, G. Z., Wu, J. Y., O'Donovan, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ventrolateral+origin+of+each+cycle+of+rhythmic+activity+generated+by+the+spinal+cord+of+the+chick+embryo.">Ventrolateral origin of each cycle of rhythmic activity generated by the spinal cord of the chick embryo.</a> PLoS One. 2 (5), e417 (2007).</li><li>Cullheim, S., Lipsenthal, L., Burke, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+monosynaptic+contacts+between+type-identified+alpha-motoneurons+in+the+cat.">Direct monosynaptic contacts between type-identified alpha-motoneurons in the cat.</a> Brain Res. 308 (1), 196-199 (1984).</li><li>Cullheim, S., Kellerth, J. O., Conradi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evidence+for+direct+synaptic+interconnections+between+cat+spinal+alpha-motoneurons+via+the+recurrent+axon+collaterals:+a+morphological+study+using+intracellular+injection+of+horseradish+peroxidase.">Evidence for direct synaptic interconnections between cat spinal alpha-motoneurons via the recurrent axon collaterals: a morphological study using intracellular injection of horseradish peroxidase.</a> Brain Res. 132 (1), 1-10 (1977).</li><li>Gogan, P., Gueritaud, J. P., Horcholle-Bossavit, G., Tyc-Dumont, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+excitatory+interactions+between+spinal+motoneurones+of+the+cat.">Direct excitatory interactions between spinal motoneurones of the cat.</a> J Physiol. 272 (3), 755-767 (1977).</li><li>Ichinose, T., Miyata, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recurrent+excitation+of+motoneurons+in+the+isolated+spinal+cord+of+newborn+rats+detected+by+whole-cell+recording.">Recurrent excitation of motoneurons in the isolated spinal cord of newborn rats detected by whole-cell recording.</a> Neurosci Res. 31 (3), 179-187 (1998).</li><li>Lamotte d'Incamps, B., Ascher, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Four+excitatory+postsynaptic+ionotropic+receptors+coactivated+at+the+motoneuron-Renshaw+cell+synapse.">Four excitatory postsynaptic ionotropic receptors coactivated at the motoneuron-Renshaw cell synapse.</a> J Neurosci. 28 (52), 14121-14131 (2008).</li><li>Renshaw, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+effects+of+centripetal+impulses+in+axons+of+spinal+ventral+roots.">Central effects of centripetal impulses in axons of spinal ventral roots.</a> J Neurophysiol. 9, 191-204 (1946).</li><li>Renshaw, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interaction+of+nerve+impulses+in+the+gray+matter+as+a+mechanism+in+central+inhibition.">Interaction of nerve impulses in the gray matter as a mechanism in central inhibition.</a> Fed Proc. 5 (1 Pt 2), 86 (1946).</li><li>Renshaw, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Observations+on+interaction+of+nerve+impulses+in+the+gray+matter+and+on+the+nature+of+central+inhibition).">Observations on interaction of nerve impulses in the gray matter and on the nature of central inhibition).</a> Am J Physiol. 146, 443-448 (1946).</li><li>Pambo-Pambo, A., Durand, J., Gueritaud, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+excitability+changes+in+lumbar+motoneurons+of+transgenic+SOD1G85R+and+SOD1G(93A-Low)+mice.">Early excitability changes in lumbar motoneurons of transgenic SOD1G85R and SOD1G(93A-Low) mice.</a> J Neurophysiol. 102 (6), 3627-3642 (2009).</li><li>Quinlan, K. A., Schuster, J. E., Fu, R., Siddique, T., Heckman, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Altered+postnatal+maturation+of+electrical+properties+in+spinal+motoneurons+in+a+mouse+model+of+amyotrophic+lateral+sclerosis.">Altered postnatal maturation of electrical properties in spinal motoneurons in a mouse model of amyotrophic lateral sclerosis.</a> J Physiol. 589 (Pt 9), 2245-2260 (2011).</li><li>Martin, E., Cazenave, W., Cattaert, D., Branchereau, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Embryonic+alteration+of+motoneuronal+morphology+induces+hyperexcitability+in+the+mouse+model+of+amyotrophic+lateral+sclerosis.">Embryonic alteration of motoneuronal morphology induces hyperexcitability in the mouse model of amyotrophic lateral sclerosis.</a> Neurobiol Dis. 54, 116-126 (2013).</li><li>Hadzipasic, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+degeneration+of+a+physiological+subtype+of+spinal+motor+neuron+in+mice+with+SOD1-linked+ALS.">Selective degeneration of a physiological subtype of spinal motor neuron in mice with SOD1-linked ALS.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (47), 16883-16888 (2014).</li><li>Wichterle, H., Lieberam, I., Porter, J. A., Jessell, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Directed+differentiation+of+embryonic+stem+cells+into+motor+neurons.">Directed differentiation of embryonic stem cells into motor neurons.</a> Cell. 110 (3), 385-397 (2002).</li><li>Tallini, Y. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=BAC+transgenic+mice+express+enhanced+green+fluorescent+protein+in+central+and+peripheral+cholinergic+neurons.">BAC transgenic mice express enhanced green fluorescent protein in central and peripheral cholinergic neurons.</a> Physiol Genomics. 27 (3), 391-397 (2006).</li><li>Manuel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fast+kinetics,+high-frequency+oscillations,+and+subprimary+firing+range+in+adult+mouse+spinal+motoneurons.">Fast kinetics, high-frequency oscillations, and subprimary firing range in adult mouse spinal motoneurons.</a> J Neurosci. 29 (36), 11246-11256 (2009).</li><li>Obeidat, A. Z., Nardelli, P., Powers, R. K., Cope, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulation+of+motoneuron+firing+by+recurrent+inhibition+in+the+adult+rat+in+vivo.">Modulation of motoneuron firing by recurrent inhibition in the adult rat in vivo.</a> J Neurophysiol. 112 (9), 2302-2315 (2014).</li><li>Leroy, F., Lamotte d'Incamps, B., Imhoff-Manuel, R. D., Zytnicki, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+intrinsic+hyperexcitability+does+not+contribute+to+motoneuron+degeneration+in+amyotrophic+lateral+sclerosis.">Early intrinsic hyperexcitability does not contribute to motoneuron degeneration in amyotrophic lateral sclerosis.</a> Elife. 3, (2014).</li><li>Leroy, F., Lamotte d'Incamps, B., Zytnicki, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Potassium+currents+dynamically+set+the+recruitment+and+firing+properties+of+F-type+motoneurons+in+neonatal+mice.">Potassium currents dynamically set the recruitment and firing properties of F-type motoneurons in neonatal mice.</a> J Neurophysiol. 114 (3), 1963-1973 (2015).</li><li>Lamotte d'Incamps, B., Ascher, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subunit+composition+and+kinetics+of+the+Renshaw+cell+heteromeric+nicotinic+receptors.">Subunit composition and kinetics of the Renshaw cell heteromeric nicotinic receptors.</a> Biochem Pharmacol. 86 (8), 1114-1121 (2013).</li><li>Lamotte d'Incamps, B., Krejci, E., Ascher, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+shaping+the+slow+nicotinic+synaptic+current+at+the+motoneuron-renshaw+cell+synapse.">Mechanisms shaping the slow nicotinic synaptic current at the motoneuron-renshaw cell synapse.</a> J Neurosci. 32 (24), 8413-8423 (2012).</li><li>Dugue, G. P., Dumoulin, A., Triller, A., Dieudonne, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Target-dependent+use+of+co-released+inhibitory+transmitters+at+central+synapses.">Target-dependent use of co-released inhibitory transmitters at central synapses.</a> J Neurosci. 25 (28), 6490-6498 (2005).</li><li>Mentis, G. Z., Siembab, V. C., Zerda, R., O'Donovan, M. J., Alvarez, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primary+afferent+synapses+on+developing+and+adult+Renshaw+cells.">Primary afferent synapses on developing and adult Renshaw cells.</a> J Neurosci. 26 (51), 13297-13310 (2006).</li><li>Perry, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Firing+properties+of+Renshaw+cells+defined+by+Chrna2+are+modulated+by+hyperpolarizing+and+small+conductance+ion+currents+Ih+and+ISK.">Firing properties of Renshaw cells defined by Chrna2 are modulated by hyperpolarizing and small conductance ion currents Ih and ISK.</a> Eur J Neurosci. 41 (7), 889-900 (2015).</li><li>Thurbon, D., Luscher, H. R., Hofstetter, T., Redman, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Passive+electrical+properties+of+ventral+horn+neurons+in+rat+spinal+cord+slices.">Passive electrical properties of ventral horn neurons in rat spinal cord slices.</a> J Neurophysiol. 79 (5), 2485-2502 (1998).</li><li>Zengel, J. E., Reid, S. A., Sypert, G. W., Munson, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Membrane+electrical+properties+and+prediction+of+motor-unit+type+of+medial+gastrocnemius+motoneurons+in+the+cat.">Membrane electrical properties and prediction of motor-unit type of medial gastrocnemius motoneurons in the cat.</a> J Neurophysiol. 53 (5), 1323-1344 (1985).</li><li>Cooper, S., Sherington, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gower's+tract+and+spinal+border+cells.">Gower's tract and spinal border cells.</a> Brain. 63, 123-124 (1940).</li><li>Morin, F., Schwartz, H. G., O'Leary, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+study+of+the+spinothalamic+and+related+tracts.">Experimental study of the spinothalamic and related tracts.</a> Acta Psychiatr Neurol Scand. 26 (3-4), 371-396 (1951).</li><li>Sengul, G., Fu, Y., Yu, Y., Paxinos, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+cord+projections+to+the+cerebellum+in+the+mouse.">Spinal cord projections to the cerebellum in the mouse.</a> Brain Struct Funct. 220 (5), 2997-3009 (2015).</li><li>Russier, M., Carlier, E., Ankri, N., Fronzaroli, L., Debanne, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A-,+T-,+and+H-type+currents+shape+intrinsic+firing+of+developing+rat+abducens+motoneurons.">A-, T-, and H-type currents shape intrinsic firing of developing rat abducens motoneurons.</a> J Physiol. 549 (Pt 1), 21-36 (2003).</li><li>Dourado, M., Sargent, P. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Properties+of+nicotinic+receptors+underlying+Renshaw+cell+excitation+by+alpha-motor+neurons+in+neonatal+rat+spinal+cord).">Properties of nicotinic receptors underlying Renshaw cell excitation by alpha-motor neurons in neonatal rat spinal cord).</a> J Neurophysiol. 87 (6), 3117-3125 (2002).</li><li>Mitra, P., Brownstone, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+in+vitro+spinal+cord+slice+preparation+for+recording+from+lumbar+motoneurons+of+the+adult+mouse.">An in vitro spinal cord slice preparation for recording from lumbar motoneurons of the adult mouse.</a> J Neurophysiol. 107 (2), 728-741 (2012).</li><li>Rothman, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+neurotoxicity+of+excitatory+amino+acids+is+produced+by+passive+chloride+influx.">The neurotoxicity of excitatory amino acids is produced by passive chloride influx.</a> J Neurosci. 5 (6), 1483-1489 (1985).</li><li>Olney, J. W., Price, M. T., Samson, L., Labruyere, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+specific+ions+in+glutamate+neurotoxicity.">The role of specific ions in glutamate neurotoxicity.</a> Neurosci Lett. 65 (1), 65-71 (1986).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

تشريح منحرف من الحبل الشوكي هو مهم لأنه يسمح لتحفيز جانب واحد من حمامات العصبون الحركي والخلايا رينشو في الجزء الفقري واحد بطريقة موثوقة وشاملة ومحددة. وعلاوة على ذلك، فإنه يسمح لتحديد سريع، أنيق وغير ملتبس من العصبونات الحركية المسجلة. المقبل، ونحن سوف تسلط الضوء على مزايا هذه التقنية مقارنة مع أساليب إعداد شريحة أخرى، وبعد ذلك سوف نؤكد من المزالق الأكثر شيوعا لتجنب حين تنفيذ هذا الإجراء. معظم الدراسات التي تستخدم شرائح عرضية تؤسس التعرف عليهم على الخصائص الكهربائية الجوهرية 3،14،15،29. ومع ذلك، هذه تختلف اختلافا كبيرا بين برك العصبون الحركي وكذلك بين أنواع فرعية العصبون الحركي داخل مجمع بعينه (ألفا وبيتا وغاما العصبونات الحركية 30). لذلك، الدراسات التي تستخدم المعلمات حجم من المرجح أن استبعاد أصغر غاما العصبونات الحركية. من ناحية أخرى، كوبر وشيرينجتون دescribed في عام 1940 مجموعة من الخلايا العصبية كبيرة في هذا الشأن، ventro الجانبي الرمادية للنخاع الشوكي القطني من القرود والقطط التي قد عبروا تصاعدي محاور 31،32. بالإضافة إلى كونها قريبة إلى somas العصبون الحركي، لاحظوا أنها ظهرت تمييزه تشريحيا من العصبونات الحركية. وأكدت مقالة نشرت مؤخرا وجود مثل هذه الخلايا في الماوس 33. نظرا لكبر حجم هذه الخلايا ومواقعها، لكانوا قد أدرج خطأ في الدراسات السابقة. معيار تحديد لدينا يستبعد خلايا الحدود العمود الفقري المفترضة، لأن محور عصبي من لا مشروع في جذر بطني، في الوقت الذي تسمح تحديد موثوق للجميع العصبونات الحركية بغض النظر عن حجمها. وعلاوة على ذلك، وتحليل الخصائص الكهربائية الجوهرية، (على سبيل المثال، ومقاومة المدخلات)، هو أكثر استهلاكا للوقت من الملاحظة البسيطة من إمكانات العمل معاكسة للمسيرة. بالإضافة إلى استخدام الخواص الكهربائية الجوهرية، وبعض الى الدراساتق باستخدام شرائح عرضية، تأكيد الهوية الخاصة بهم عن طريق إجراء التحليل اللاحق للالواسمات الجزيئية للالعصبونات الحركية (مثل جزيرة-1/2 16) أو من خلال وضع تصور التشكل باستخدام biocytin labelings 14،17. هذه الهويات هي إلا مملة ولا توفر التعرف المباشر. وبالتالي يتم تنفيذ نادرا منهجي فيها. حاولت بعض الدراسات إلى الاستفادة من خطوط الماوس تعبر عن علامة فلوري العصبون الحركي المشفرة وراثيا (HB9-GFP خط الماوس 18، الفئران المعدلة وراثيا والتي تعبر EGFP في الخلايا كوليني بما في ذلك العصبونات الحركية 19، أو G85R SOD1-YFP الفئران المعدلة وراثيا، دردشة-EGFP التي التعبير بقوة انصهار بروتين YFP في العصبونات الحركية 17). ومع ذلك، لأن التعبير الجيني علامة يشترط عادة في وقت ومنذ شرائح تؤخذ عادة من الأجنة أو الأحداث، والتعبير عن علامة قد لا تكون كافية في سن قيتم تنفيذ tudy. وقد استخدمت دراسات أخرى حقن عامل الوراء لتصور تجمع العصبون الحركي 34. نحن أيضا تنفيذ الكوليرا حقن توكسين بيتا في النعلية أو مؤسسة كهرباء لبنان (الملاحظة الشخصية). تقنيات وسم هذه هي ذات قيمة كبيرة لتسمية تجمع العصبون الحركي معين ولكن تتطلب جراحة شاقة بضعة أيام قبل التجربة. وعلاوة على ذلك، سن الشباب الذي يجري القيام به من تجارب شريحة، يجعل من الصعب بشكل ملحوظ خصيصا لاستهداف العضلات. وأخيرا، هناك قلق حقيقي من تشويش العصبون الحركي عن طريق حقن عامل خارجي. تحت الظروف المثلى كنا قادرين على الحصول على إمكانات العمل معاكسة للمسيرة في تقريبا كل من العصبونات الحركية المسجلة. زاوية 35 درجة استخدامها أمر بالغ الأهمية للحصول على الجذور البطنية من مدة كافية. وفي الختام، وإعداد شريحة المائل يوفر طريقة سريعة وموثوقة لتحديد كل العصبون الحركي، وهي متفوقة على التقنيات هوية أخرى. كما جاء في المقدمة، ذكرت اثنين فقط من الدراسات التحفيز الناجح لجذور بطني في شرائح عرضية. وسجلت الدراسة الأولى الخلايا العصبية عنق الرحم في الفئران وحفز المادة البيضاء حيث يخرج كعب جذر بطني 4. اقنعوا بنجاح إمكانات العمل معاكسة للمسيرة في 85٪ من الخلايا العصبية المسجلة. ونحن نعتقد نسبة نجاح عالية من الاعتماد على حقيقة أنه في مستوى عنق الرحم، والمحاور وsomas من العصبونات الحركية على نفس الطائرة. ليست هذه هي الحال في شرائح أكثر الذيلية. حتى على مستوى عنق الرحم، وشرائح من عرضية الاحتفاظ فقط بذرة من الجذور البطنية، والتي هي أقل موثوقية لتحفيز. حفزت الدراسة الثانية الفرخ الجنين جزء ظهراني قطني 5. ومع ذلك، فإنها تستخدم الجهد حساسة تسجيل صبغ، التي تفتقر إلى التحليل المكاني للإشارة إلى نجاح يحفز على إمكانات العمل معاكسة للمسيرة على مستوى خلية واحدة. لدينا شريحة preparatكما يقدم أيون بطريقة متفوقة على تحفيز الخلايا رينشو كما جاء في ورقة حديثة 28. باستخدام شرائح مائلة، أنهم كانوا قادرين على تسجيل الأحادي المشبك رينشو خلايا الردود في 46٪ من الحالات، والتي كانت تحسن كبير من نسبة النجاح 10٪ واجهتها باستخدام شرائح عرضية (35). على الرغم من أننا لا يمكن أن تجد مقارنة مماثلة لتحفيز حمامات العصبون الحركي، هذه الملاحظة في الخلية رينشو تقودنا إلى الاعتقاد بأن العصبونات الحركية أيضا الاحتفاظ بالمزيد من الاتصالات. تشريح منحرف من الحبل الشوكي هو أسلوب الصعبة للغاية التي تتطلب الكثير من الممارسة قبل الحصول موثوق استعدادا من أي واحد يمكن أن تسجل. باستخدام الملقط الجميلة جدا وحادة ومقص الصغرى أمر ضروري. الوقت الذي يقضيه تشريح يمكن أن تكون طويلة جدا (تصل إلى 1 ساعة) طالما يجري الإجراء بأكمله في المبرد-فقاعات كربوجين تشريح المتوسطة. في حين أن بعض الكتاب لم يعترف أي فائدة من perfusio داخل القلبن في إعداد شرائح 36، قررنا أن الحفاظ على هذه الخطوة من الإجراء. ومن الصعب قياس موضوعي صالح نضح داخل القلب لجودة التسجيلات، لا سيما وأنه يختلف مع تقدم العمر. العامل الأكثر أهمية هو عصر الماوس. سجلنا بنجاح من الفئران بين P2 وP11 باستخدام بروتوكول أعلاه. بعد هذا العمر، والمايلين الحبل الشوكي يصبح كثيفا جدا وأكبر الخلايا (العصبونات الحركية) يموت قبل التقطيع، على الأرجح بسبب نقص الأكسجين. بعد هذا الإطار، وجدنا أنه من الصعب على نحو متزايد للحصول على شرائح صحية. مؤخرا، تم الإبلاغ عن تقنيات جديدة للحصول على شرائح صحية في الحيوانات الأكبر سنا 17،36. أنها تستخدم إضافات زائدة لتشريح وتسجيل المتوسطة من مثل مصادر تكميلية للطاقة (أثيل البيروفات)، وانخفاض الصوديوم والكلور - تركيزات لمنع ورام الخلايا 37،38 والبولي ايثيلين جلايكول للحد من ممثل المؤسسةالنظام الأوروبي للtransections الغشاء واسعة النطاق التي تحدث أثناء تشريح. مع هذه التحسينات، أنهم كانوا قادرين على تسجيل من يصل إلى 6 أشهر الحيوانات القديمة. في المستقبل سيكون من المثير للاهتمام أن محاولة الاستعدادات شريحة المائلة في الحيوانات البالغة إلى الجمع بين مزايا الطريقتين. يجب الجمع بين البروتوكولين إثبات سهلة نسبيا، وسوف توفر أداة موثوقة لتأكيد هوية العصبون الحركي ودراسة السكان المستهدفين من الضمانات محور عصبي من العصبونات الحركية في فئران بالغة. بالإضافة إلى ذلك، يمكن للمرء أن محاولة الحصول على شرائح مائلة في جنين فأر. الجدير بالذكر، يحتفظ إعداد لدينا أيضا جذور الظهرية، والتي يمكن أن تكون حافزا لدراسة أحادي المشبك تفعيل لي تعصيب إلى العصبونات الحركية، فضلا عن تفعيل الظهري الحبل الشوكي السكان العصبية. في الختام، التحفيز جذر بطني توفر أداة موثوقة لتأكيد هوية العصبون الحركي ودراسة السكان المستهدفين من الضمانات العصبون الحركي محور عصبي. &lt;/ P&gt;

تاريخيا، أجريت التسجيلات العصبون الحركي باستخدام حاد الكهربائي في الجسم الحي على الحيوانات الكبيرة مثل القطط والفئران 1 أو على الحبل الشوكي كله معزولة في الفئران 2. ودعا الوصول المباشر إلى العصبون الحركي ظهور تقنية تسجيل التصحيح، المشبك خلال 1980s، somas كما الختم اللازمة لتحقيقها تحت التوجيه البصري. وهكذا، تم تحقيق الشوكي إعداد الحبل شريحة بسهولة منذ أوائل 1990s 3. ومع ذلك، إعداد شريحة في وقت مبكر في كثير من الأحيان لا تسمح لتحفيز الجذور البطنية. إلى علمنا، وذكرت اثنين فقط من الدراسات التحفيز الناجح لجذور بطني في شرائح عرضية، وتم الحصول على أي من الفئران 4،5. في هذه المقالة نقدم تقنية لتحقيق شرائح الحبل الشوكي قابلة للحياة الفئران حديثي الولادة (P2 - P11) الذي تجمع العصبون الحركي يحتفظ الجذر المغادرين المحاور في بطني. منفسالتحفيز الجذرية راؤول يطلق إمكانات العمل معاكسة للمسيرة العودة الى somas تجمع العصبون الحركي تخرج من نفس الجذر البطني. لأنه يثير أيضا الأهداف ضمانات العصبون الحركي، العصبونات الحركية الأخرى 6-10 والخلايا رينشو 11-13. منذ العصبونات الحركية فقط ترسل المحاور إلى أسفل جذور بطني، ونحن نستخدم تسجيل إمكانات العمل معاكسة للمسيرة باعتبارها وسيلة بسيطة ونهائية لphysiologicaly تحديد العصبونات الحركية 10. بالإضافة إلى استخدام معيارا الكهربية والمورفولوجية يحتمل أن تكون غير شاملة أو مضللة لتأكيد هوية العصبون الحركي، اعتمدت الدراسات التي أجريت مؤخرا على العصبونات الحركية في النخاع الشوكي أيضا على مملة ومضيعة للوقت اللاحق stainings 16. عادة ما يتم إجراء هذا التحديد فقط على عينة من الخلايا المسجلة. تعتمد استراتيجيات هوية أخرى على خطوط الماوس فيه العصبونات الحركية تعبر عن مضان الذاتية <sup&gt; 17-19. ومع ذلك، باستخدام علامات المشفرة وراثيا قد يكون من الصعب في سن مبكرة عندما التعبير علامة لا يزال متغير أو إذا اقتضت الدراسة بالفعل باستخدام خط الماوس المعدلة وراثيا. بدلا من ذلك، عمل معاكس للمسيرة التسجيلات المحتملة يمكن أن يؤديها بشكل روتيني على جميع الفئران من بداية تسجيل الخلية. المجربون العمل على الاستعدادات الحبل الشوكي سليمة في القط، الجرذان والفئران، وقد استخدمت هذه التقنيات بشكل موثوق هوية منذ عام 1950 1،2،20،21. في الظروف المثلى، تمكنا من انتزاع امكانات العمل معاكسة للمسيرة من تقريبا كل من العصبونات الحركية المسجلة. وعلاوة على ذلك، وتحفيز جذر بطني يمكن استخدامها لإثارة موثوق العصبونات الحركية الأخرى 22،23 أو أهدافها. الخلايا رينشو 10،24،25. نقدم هنا تطبيقات التحفيز الجذر البطني في شكل عمل معاكس للمسيرة التسجيلات المحتملة من somas العصبون الحركي، فضلا عن إثارة الخلايا رينشو.

<table >
	<tbody>
		<tr >
			<td >Na-kynurenate</td>
			<td >ABCAM</td>
			<td >ab120256</td>
			<td >dissolves better then other brands</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >KCl</td>
			<td >Sigma</td>
			<td >P3911</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >NaH2PO4</td>
			<td >Sigma</td>
			<td >P5655</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >sucrose&#160;</td>
			<td >Sigma</td>
			<td >S9378</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >NaHCO3&#160;</td>
			<td >Sigma</td>
			<td >S6014</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >CaCl2&#160;</td>
			<td >G Biosciences</td>
			<td >R040</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >MgCl2&#160;</td>
			<td >Quality Biological</td>
			<td >351-033-721</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >glucose&#160;</td>
			<td >Sigma</td>
			<td >G5767</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >ascorbic acid&#160;</td>
			<td >Sigma</td>
			<td >A5960</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Na-pyruvate&#160;</td>
			<td >Sigma</td>
			<td >P2250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >K-gluconate&#160;</td>
			<td >Sigma</td>
			<td >P1847</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >EGTA&#160;</td>
			<td >Sigma</td>
			<td >E3889</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >HEPES&#160;</td>
			<td >Sigma</td>
			<td >H4034</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >NaCl</td>
			<td >Sigma</td>
			<td >S9888</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Agar</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A9799</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >QX-314</td>
			<td >Alomone</td>
			<td>Q150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Mg-ATP</td>
			<td>Sigma</td>
			<td >A9187</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >CsOH</td>
			<td>Sigma</td>
			<td >232041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Na-GTP</td>
			<td>Sigma</td>
			<td >51120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >gluconic acid</td>
			<td>Sigma</td>
			<td >G1951</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Cesium hydroxide solution</td>
			<td>Sigma</td>
			<td >232041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >KOH</td>
			<td>Sigma</td>
			<td >P5958</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Vannas Spring Scissors - 2.5mm&#160;</td>
			<td >FST</td>
			<td>15000-08</td>
			<td>only use for cutting the dura, might get damaged if cutting bones</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Stimulator</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td colspan="2">Isolated Pulse Stimulator Model 2100</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Vibratome</td>
			<td >Campden</td>
			<td >Vibrating Microtome 7000 - Model 7000smz-2</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the preparation of oblique spinal cord slices for ventral root stimulation

وقد أثبتت التسجيلات الكهربية من شرائح الحبل الشوكي لتكون تقنية قيمة للتحقيق في مجموعة واسعة من الأسئلة، من الخلوية إلى خصائص الشبكة. وتبين لنا كيفية تحضير شرائح مائلة قابلة للحياة من الحبل الشوكي من الفئران الشابة (P2 - P11). في هذا الإعداد، والعصبونات الحركية تحتفظ المحاور التي تخرج من الجذور البطنية من النخاع الشوكي. تحفيز هذه المحاور يثير-نشر يعود إمكانات العمل غزو somas العصبون الحركي ومثيرة الضمانات والعصبون الحركي داخل الحبل الشوكي. تسجيل امكانات العمل معاكسة للمسيرة هو وسيلة فورية، نهائية وأنيقة لتوصيف هوية العصبون الحركي، والذي يتجاوز أساليب هوية أخرى. وعلاوة على ذلك، وحفز الضمانات العصبون الحركي هو وسيلة بسيطة وموثوق بها لإثارة أهداف ضمانات من العصبونات الحركية في النخاع الشوكي، مثل العصبونات الحركية أو R أخرىenshaw الخلايا. في هذا البروتوكول، ونحن تقديم التسجيلات معاكسة للمسيرة من العصبون الحركي somas وكذلك رينشو إثارة الخلية، الناجم عن التحفيز الجذر البطني.

تأكيد العصبون الحركي الهوية باستخدام إمكانيات معاكس للمسيرة العمل استهداف الخلايا تم العثور على العصبونات الحركية في القرن البطني (مرئية باللون الأحمر في الشكل 2C). ابدأ من حزمة من المحاور التي تشكل جذر بطني وترتفع حتى يشتت حزمة كاملة واحد يبدأ رؤية الخلايا الكبيرة (محور سوما طويلة، أكثر من 20 ميكرون). تحقيق تسجيل كامل الخلية من خلية أبحث صحية جولة باستخدام القطب المقاومة الأولية من 3-4 MΩ. الحل الداخلي المستخدمة يرد: 140 ملي K-غلوكونات، 6 ملي بوكل، 10 ملي HEPES، 1 ملي EGTA، 0.1 ملي CaCl 2، 4 مم المغنيسيوم، ATP، 0.3 ملي نا 2 GTP. ضبط درجة الحموضة إلى 7.3 مع KOH، والأسمولية إلى 285-295 ملي أوزمول بإضافة الماء المقطر. <stronز&gt; تأكيد الهوية العصبون الحركي مرة واحدة ويتحقق تسجيل كامل الخلية، وتطبيق التحفيز ثنائي الطور واحد من جذر بطني (1-50 V، 0،1-0،3 مللي ثانية) للحصول على إمكانات العمل معاكسة للمسيرة في الخلايا المسجلة من الحبل البطني أرقام 3A1 و3A2 عرض عمل معاكس للمسيرة. إمكانات في الجهد المشبك أو المشبك الحالي على التوالي. عند زيادة كثافة التحفيز 1-5 الخامس (الشكل 3A1) و10-15 V (الشكل 3A2) تظهر إمكانات العمل معاكسة للمسيرة بطريقة كل شيء أو لا شيء مع الكمون من 0.9 ميللي ثانية و 1.1 ميللي ثانية، على التوالي. وبالنظر إلى أن العصبونات الحركية فقط ارسل المحاور من خلال الجذور البطنية، وإمكانات العمل معاكسة للمسيرة هو دليل على هوية الخلية. في أقلية من العصبونات الحركية (حوالي 10٪)، فشل لتحفيز جذر بطنيانتزاع إمكانات العمل معاكسة للمسيرة، بل أثارت إمكانات العمل سوي المسار. أرقام 3B1 و3B2 تظهر إمكانات العمل سوي المسار في الجهد المشبك أو المشبك الحالي على التوالي. عند زيادة التحفيز 20-30 V (الشكل 3B1) و25-40 V (الشكل 3B2)، تظهر إمكانات العمل، بعد سابقة مثير بعد متشابك الحالية (EPSC) أو مثير محتمل بعد متشابك (EPSP). والإختفاء من إمكانات العمل أطول (5.1 ميللي ثانية و 5.3 ميللي ثانية، على التوالي). في هذه الخلايا اثنين، وتحفيز جذر بطني أثارت الإثارة التغذية إلى الأمام (العصبونات الحركية إرسال الضمانات محور عصبي إلى أنفسهم وإلى العصبونات الحركية الأخرى) التي كانت قوية بما فيه الكفاية للحصول على إمكانات العمل سوي المسار. في مثل هذه الخلايا، والفشل في انتزاع إمكانات العمل معاكسة للمسيرة (تميزت في عروض الأزياء في كل شيء أو لا شيء، والكمون أقصر من 5 ميللي ثانية) لا تسمح لنا أن نستنتج أن هذه الخلايا ع<html> العصبونات الحركية ه. لاحظ أن كثافة التحفيز اللازم لتثير التغذية إلى الأمام الإثارة أعلى من واحد يحتاج للحصول على إمكانات العمل معاكسة للمسيرة. كل التحفيز المعروضة هنا هي 0.1 ميللي ثانية ولكن في بعض الأحيان، وتحفيز أطول (تصل إلى 0.3 مللي ثانية) قد تكون هناك حاجة للحصول على إمكانات العمل معاكسة للمسيرة. <img alt="الشكل (3)" src="/files/ftp_upload/54525/54525fig3.jpg" /> الشكل 3. الردود العصبون الحركي إلى بطني الجذر تحفيز A1: 1 V (تتبع الأحمر) و 5 V (تتبع الأسود) التحفيز A2: 10 V (تتبع الأحمر) و 15 V (تتبع الأسود) التحفيز B1: 20 V (تتبع الأحمر) و 30 V (تتبع الأسود) التحفيز . B2: 25 V (تتبع الأحمر) و 40 V (تتبع الأسود) التحفيز. وتشير النقط السوداء توقيت التحفيز. تؤكد النصال مزدوجة الفرق في الإختفاء بين المسامير عظمية ومعاكسة للمسيرة.م / الملفات / ftp_upload / 54525 / 54525fig3large.jpg &quot;الهدف =&quot; _ فارغة &quot;&gt; الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. تحفيز رينشو خلية استهداف الخلايا تم العثور على خلايا رينشو في القرن البطني 27،28. تصور حزم محور عصبي مع تدخل الفرق التصوير النقيض (DIC) باستخدام 20X 63X والأهداف. ابدأ من حزمة من المحاور التي تشكل جذر بطني وترتفع حتى تبدأ محاور لتفريق لكن لا تزال ملحوظة (الشكل 4A، السهام). تهدف للخلايا من حجم متوسط (حوالي 10-15 ميكرون في القطر، الشكل 4A، السهام). تحقيق تسجيل خلية كاملة من جولة خلية أبحث صحية باستخدام إلكترود المقاومة الأولية من 5-7 MΩ. اعتمادا على التجربة، كنا الصناعات الاستخراجيةذر جيم + المستندة أو K + المستندة إلى حلول داخلية 10. منع حل يستند CS-التيارات البوتاسيوم الكبيرة التي كانت واضحة في جميع أنحاء -45 بالسيارات. في بعض التجارب، ونحن أيضا اضافة 5 ملي QX-314 لمنع قنوات الصوديوم مسؤولة عن ارتفاعه في الخلية المسجلة. يحتوي على جيم + المستندة الحل: 125 ملم CS-غلوكونات، 5 ملي QX-314 الكلورين، 10 ملي HEPES، 10 ملي EGTA، 1 ملم CaCl 2 و 4 ملي المغنيسيوم اعبي التنس المحترفين، و 0.4 ملي نا-GTP، مع درجة الحموضة تعديل على 7.3 مع CsOH. وK + المستندة الحل يجب أن تستخدم لتحليل، سواء في voltage- والمشبك الحالي، واستجابات الخلايا رينشو لتحفيز جذر بطني في ظروف تقارب أكبر قدر ممكن منها الفسيولوجية. هذا الحل يحتوي على: 125 ملي K-غلوكونات، 10 ملي HEPES، 1 ملي EGTA، 0.1 ملي CaCl 2، 4 مم المغنيسيوم، ATP، 0.4 ملي نا-GTP، مع تعديل درجة الحموضة إلى 7.3 مع KOH. كثافة التحفيز تنوعت ما بين 10 و 100 فولت ومدته تتراوح بين 50 و 300 μsec. Bipo<html> واستخدمت البقول لار في جميع الحالات. استجابة الخلايا رينشو لتحفيز جذر بطني التحفيز من جذر بطني بتشغيل corelease الغلوتامات والأستيل كولين من الضمانات العصبون الحركي على الخلايا رينشو 10. وجندت تثبيط تغذية الأمام بوساطة GABA والجلايسين أيضا 10. يعرض الشكل 4B الردود على التحفيز واحد من جذر بطني. وسجلت الخلية في وضع الجهد المشبك مع الحل القائم على السيزيوم، والحفاظ على الجهد -45 بالسيارات. QX-314 في الحل داخل الخلايا منع الخلية من اطلاق النار وGABA وسدت الردود الجلايسين بنسبة 3 gabazine ميكرومتر و 1 ميكرومتر الإستركنين، على التوالي. التيار متشابك الداخل في الشكل 4B هو مجموع glutamatergic والتيارات النيكوتين. <html> الإقليم الشمالي &quot;FO: المحافظة على together.within الصفحات =&quot; 1 &quot;&gt; <img alt="الشكل (4)" src="/files/ftp_upload/54525/54525fig4.jpg" /> الشكل 4. رينشو تحفيز الخلية من جذر بطني الحصول على الصور من تجمع الخلايا رينشو باستخدام مكثف منحرف في نفس شريحة التي اتخذت في اثنين من تكبير مختلفة (20X 40X والأهداف): A. لاحظ محاور العصبون الحركي الاندماج في جذر بطني (السهم). يشار إلى خلايا المفترضة رينشو مع رؤوس سهام. الحانات مقياس: 100 ميكرون في A1، A2 50 ميكرون في (ب): تسجيلات الجهد المشبك من خلية رينشو بعد التحفيز من جذر بطني (نقطة سوداء). تتبع الأحمر هو المتوسط ​​من تلك الرمادية. كان من المقرر عقد الجهد في -45 بالسيارات. QX-314 في الحل داخل الخلوي منع الخلية من اطلاق النار وGABA وسدت الردود الجلايسين بنسبة 3 gabazine ميكرومتر و 1 ميكرومتر الإستركنين، على التوالي. نقطة سوداء تشير توقيت التحفيز.كوم / ملفات / ftp_upload / 54525 / 54525fig4large.jpg &quot;الهدف =&quot; _ فارغة &quot;&gt; الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Watch this Scientific Journal Video about The Preparation of Oblique Spinal Cord Slices for Ventral Root Stimulation at JoVE.com

The Preparation of Oblique Spinal Cord Slices for Ventral Root Stimulation

وتبين لنا كيفية تحضير شرائح مائلة من الحبل الشوكي في الفئران الشابة. هذا الإعداد يسمح لتحفيز الجذور البطنية.

لإعداد المائل الحبل الشوكي شرائح لبطني الجذر تحفيز

Electrophysiological recordings from spinal cord slices have proven to be a valuable technique to investigate a wide range of questions, from cellular to ...

the-preparation-oblique-spinal-cord-slices-for-ventral-root

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

9.4K Views.  Centre de Neurophysique, Physiologie et Pathologie, Université Paris Descartes.  وتبين لنا كيفية تحضير شرائح مائلة من الحبل الشوكي في الفئران الشابة. هذا الإعداد يسمح لتحفيز الجذور البطنية. 

Video: The Preparation of Oblique Spinal Cord Slices for Ventral Root Stimulation

Spinal Cord Electrophysiology II: Extracellular Suction Electrode Fabrication

Development of neural circuitries and locomotion can be studied using neonatal rodent spinal cord central pattern generator (CPG) behavior. We demonstrate a method to fabricate suction electrodes that are used to examine CPG activity, or fictive locomotion, in dissected rodent spinal cords. The rodent spinal cords are placed in artificial cerebrospinal fluid and the ventral roots are drawn into the suction electrode. The electrode is constructed by modifying a commercially available suction electrode. A heavier silver wire is used instead of the standard wire given by the commercially available electrode. The glass tip on the commercial electrode is replaced with a plastic tip for increased durability. We prepare hand drawn electrodes and electrodes made from specific sizes of tubing, allowing consistency and reproducibility. Data is collected using an amplifier and neurogram acquisition software. Recordings are performed on an air table within a Faraday cage to prevent mechanical and electrical interference, respectively.

A demonstration of the fabrication and use of an extracellular suction electrode used to measure electrophysiological recordings of neonatal rodent spinal cords in vitro

الحبل الشوكي الكهربية ثانيا : خارج الخلية التصنيع الكهربائي شفط

Development of neural circuitries and locomotion can be studied using neonatal rodent spinal cord central pattern generator (CPG) behavior. We demonstrate ...

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled samples with little to no tissue damage enables us to analyze cell morphology and to compare individual samples to each other, hence allowing the identification of mutant anomalies.
In the demonstrated dissection method the nervous system remains mostly inside the adult fly. Through a dorsal incision, the abdomen and thorax are opened and most of the internal organs are removed. Only the dorsal side of the ventral nerve cord (VNC) and the cervical connective 
(CvC) containing the big axons of the giant fibers (GFs)1 are exposed, while the brain containing the GF cell body and dendrites remains2 in the 
intact head. In this preparation most nerves of the VNC should remain attached to their muscles. 
Following the dissection, the intracellular filling of the giant fiber (GF) with a fluorescent dye is demonstrated. In the CvC the GF axons are located at the dorsal surface and thus can be easily visualized under a microscope with differential interference contrast (DIC) optics. This allows the injection of the GF axons with dye at this site to label the entire GF including the axons and their terminals in the VNC. This method results in reliable and strong staining of the GFs allowing the neurons to be imaged immediately after filling with an epifluorescent microscope. Alternatively, the fluorescent signal can be enhanced using standard immunohistochemistry procedures3 suitable for high resolution confocal microscopy.

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

An in vivo dissection of the adult Drosophila ventral nerve cord (VNC) is demonstrated. This particular dissection method causes little damage to the VNC allowing the subsequent labeling of the giant fiber neurons with fluorescent dye for high resolution imaging.

كله من جبل إعداد الكبار ذبابة الفاكهة الحبل الاعصاب الاماميه للحقن صبغ الألياف العملاق

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled ...

Preparation of Parasagittal Slices for the Investigation of Dorsal-ventral Organization of the Rodent Medial Entorhinal Cortex

Computation in the brain relies on neurons responding appropriately to their synaptic inputs. Neurons differ in their complement and distribution of membrane ion channels that determine how they respond to synaptic inputs. However, the relationship between these cellular properties and neuronal function in behaving animals is not well understood. One approach to this problem is to investigate topographically organized neural circuits in which the position of individual neurons maps onto information they encode or computations they carry out1. Experiments using this approach suggest principles for tuning of synaptic responses underlying information encoding in sensory and cognitive circuits2,3.
The topographical organization of spatial representations along the dorsal-ventral axis of the medial entorhinal cortex (MEC) provides an opportunity to establish relationships between cellular mechanisms and computations important for spatial cognition. Neurons in layer II of the rodent MEC encode location using grid-like firing fields4-6. For neurons found at dorsal positions in the MEC the distance between the individual firing fields that form a grid is on the order of 30 cm, whereas for neurons at progressively more ventral positions this distance increases to greater than 1 m. Several studies have revealed cellular properties of neurons in layer II of the MEC that, like the spacing between grid firing fields, also differ according to their dorsal-ventral position, suggesting that these cellular properties are important for spatial computation2,7-10.
Here we describe procedures for preparation and electrophysiological recording from brain slices that maintain the dorsal-ventral extent of the MEC enabling investigation of the topographical organization of biophysical and anatomical properties of MEC neurons. The dorsal-ventral position of identified neurons relative to anatomical landmarks is difficult to establish accurately with protocols that use horizontal slices of MEC7,8,11,12, as it is difficult to establish reference points for the exact dorsal-ventral location of the slice. The procedures we describe enable accurate and consistent measurement of location of recorded cells along the dorsal-ventral axis of the MEC as well as visualization of molecular gradients2,10. The procedures have been developed for use with adult mice (&gt; 28 days) and have been successfully employed with mice up to 1.5 years old. With adjustments they could be used with younger mice or other rodent species. A standardized system of preparation and measurement will aid systematic investigation of the cellular and microcircuit properties of this area.

We describe procedures for preparation and electrophysiological recording from brain slices that maintain the dorsal-ventral axis of the medial entorhinal cortex (MEC). Because neural encoding of location follows a dorsal-ventral organization within the MEC, these procedures facilitate investigation of cellular mechanisms important for navigation and memory.

إعداد شرائح مجاور للسهمي للتحقيق في ظهري، بطني منظمة من القشرة المخية الأنفية الداخلية القوارض الإنسي

Computation in the brain relies on neurons responding appropriately to their synaptic inputs. Neurons differ in their complement and distribution of ...

Spinal Cord Transection in the Larval Zebrafish

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability to reinitiate spinal neurogenesis. However, some anamniotes including the zebrafish Danio rerio exhibit both sensory and functional recovery even after complete transection of the spinal cord. The adult zebrafish is an established model organism for studying regeneration following spinal cord injury, with sensory and motor recovery by 6&#160;weeks post-injury. To take advantage of in vivo analysis of the regenerative process available in the transparent larval zebrafish as well as genetic tools not accessible in the adult, we use the larval zebrafish to study regeneration after spinal cord transection. Here we demonstrate a method for reproducibly and verifiably transecting the larval spinal cord. After transection, our data shows sensory recovery beginning at 2&#160;days post-injury (dpi), with the C-bend movement detectable by 3 dpi and resumption of free swimming by 5 dpi. Thus we propose the larval zebrafish as a companion tool to the adult zebrafish for the study of recovery after spinal cord injury.

After spinal transection, adult zebrafish have functional recovery by six weeks post-injury. To take advantage of larval transparency and faster recovery, we present a method for transecting the larval spinal cord. After transection, we observe sensory recovery beginning at 2&#160;days post-injury, and C-bend movement by 3 days post-injury.

Transection الحبل الشوكي في اليرقات الزرد

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

إجراء لغرس الدائرة العمود الفقري للالطولية<em&gt; في فيفو</em&gt; التصوير من الحبل الشوكي ماوس

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Preparation of Primary Mixed Glial Cultures from Adult Mouse Spinal Cord Tissue

It has been well-accepted that spinal cord glial responses contribute significantly to the development of neuropathic pain. Tremendous information regarding glial activities at the cellular and molecular levels has been obtained through in vitro cell culture systems. The in vitro systems utilized, mainly include primary glia derived from neonatal brain cortical tissue and immortalized cell lines. However, these systems may not reflect the characteristics of spinal cord glial cells in vivo. In order to further investigate the roles of spinal cord glial cells in the development of peripheral nerve injury-induced neuropathic pain using a culture system that better reflects the in vivo condition, our laboratory has developed a method to establish primary spinal cord mixed glial cultures from adult mice. Briefly, spinal cords are collected from adult mice and processed through papain digestion followed by myelin removal with a density-gradient medium. Single cell suspensions are cultured in complete Dulbecco&#39;s modified Eagle media (cDMEM) supplemented with 2-mercaptoethanol (2-ME) at 35.9 oC. These culture conditions were optimized specifically for the growth of mixed glial cells. Under these conditions, cells are ready to be used for experimentation between 12 - 14 d&#160;(cells are usually in log phase during this time) after the establishment of the culture (D 0) and can be kept in culture conditions up to D 21. This culture system can be used to investigate the responses of spinal cord glial cells upon stimulation with various substances and agents. Besides neuropathic pain, this system can be used to study glial responses in other diseases that involve pathological changes of spinal cord glial cells.

The development of neuropathic pain involves pathological changes of spinal cord glial cells. A reliable glial culture system derived from adult spinal cord tissue and designed for studying these cells in vitro is lacking. Therefore, we show here how&#160;to establish primary mixed glial cultures from adult mouse spinal cord tissue.

إعداد الثقافات الدبقية المختلطة الابتدائية من الكبار ماوس النخاع الشوكي الأنسجة

It has been well-accepted that spinal cord glial responses contribute significantly to the development of neuropathic pain. Tremendous information ...

Hydraulic Extrusion of the Spinal Cord and Isolation of Dorsal Root Ganglia in Rodents

Traditionally, the spinal cord is isolated by laminectomy, i.e. by breaking open the spinal vertebrae one at a time. This is both time consuming and may result in damage to the spinal cord caused by the dissection process. Here, we show how the spinal cord can be extruded using hydraulic pressure. Handling time is significantly reduced to only a few minutes, likely decreasing protein damage. The low risk of damage to the spinal cord tissue improves subsequent immunohistochemical analysis. By performing hydraulic spinal cord extrusion instead of traditional laminectomy, the rodents can further be used for DRG isolation, thereby lowering the number of animals and allowing analysis across tissues from the same rodent. We demonstrate a consistent method to identify and isolate the DRGs according to their localization relative to the costae. It is, however, important to adjust this method to the particular animal used, as the number of spinal cord segments, both thoracic and lumbar, may vary according to animal type and strain. In addition, we illustrate further processing examples of the isolated tissues.

Here, we present a protocol for hydraulic extrusion of the spinal cord as well as identification and isolation of specific dorsal root ganglia (DRGs) in the same rodent. Compared to standard spinal cord isolation methods, this method is significantly faster and reduces the risk of tissue damage.

البثق الهيدروليكي من الحبل الشوكي وعزل الظهرية جذر العقد في القوارض

Traditionally, the spinal cord is isolated by laminectomy, i.e. by breaking open the spinal vertebrae one at a time. This is both time consuming and may ...

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing organisms, combined with the embryonic optical clarity, served as initial compelling attributes of this model. Over the past two decades, the success of this model has been further propelled by its amenability to large-scale mutagenesis screens and by the ease of transgenesis. More recently, gene-editing approaches have extended the power of the model.
For neurodevelopmental studies, the zebrafish embryo and larva provide a model to which multiple methods can be applied. Here, we focus on methods that allow the study of an essential property of neurons, electrical excitability. Our preparation for the electrophysiological study of zebrafish spinal neurons involves the use of veterinarian suture glue to secure the preparation to a recording chamber. Alternative methods for recording from zebrafish embryos and larvae involve the attachment of the preparation to the chamber using a fine tungsten pin1,2,3,4,5. A tungsten pin is most often used to mount the preparation in a lateral orientation, although it has been used to mount larvae dorsal-side up4. The suture glue has been used to mount embryos and larvae in both orientations. Using the glue, a minimal dissection can be performed, allowing access to spinal neurons without the use of an enzymatic treatment, thereby avoiding any resultant damage. However, for larvae, it is necessary to apply a brief enzyme treatment to remove the muscle tissue surrounding the spinal cord. The methods described here have been used to study the intrinsic electrical properties of motor neurons, interneurons, and sensory neurons at several developmental stages6,7,8,9.

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

This manuscript describes methods for electrophysiological recordings from spinal neurons of zebrafish embryos and larvae. The preparation maintains neurons in situ and often involves minimum dissection. These methods allow for the electrophysiological study of a variety of spinal neurons, from the initial electrical excitability acquisition through the early larval stages.

الزرد<em&gt; في الموقع</em&gt; الحبل الشوكي التحضير للتسجيلات الكهربية من العمود الفقري الحسية والحركية العصبية

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing ...

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in adult mammalian animals remains elusive. In this study, we describe an experimental procedure for measuring calcium dynamics through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy. This method enables recordings and quantifications of neural activity in bilateral mouse brain regions one at a time in the same experiment for a prolonged period in vivo. Key aspects of this method, which can be completed within an hour, include minimally invasive surgery procedures for creating dual optical windows, and the use of 2P imaging. Although we only demonstrate the technique in the S1 area, the method can be applied to other regions of the living brain facilitating the elucidation of structural and functional complexities of brain neural networks.

Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice

We describe an experimental procedure for measuring neuronal activity through dual optical windows above bilateral primary somatosensory corticies (S1) in Thy1-GCaMP6s transgenic mice using 2-photon (2P) microscopy in vivo.

التصوير النشاط العصبي في القشرة الأولية Somatosensory باستخدام Thy1-GCaMP6s الفئران المحورة وراثيا

The mammalian brain exhibits marked symmetry across the sagittal plane. However, detailed description of neural dynamics in symmetric brain regions in ...

Preparation of Acute Spinal Cord Slices for Whole-cell Patch-clamp Recording in Substantia Gelatinosa Neurons

Recent whole-cell patch-clamp studies from substantia gelatinosa (SG) neurons have provided a large body of information about the spinal mechanisms underlying sensory transmission, nociceptive regulation, and chronic pain or itch development. Implementations of electrophysiological recordings together with morphological studies based on the utility of acute spinal cord slices have further improved our understanding of neuronal properties and the composition of local circuitry in SG. Here, we present a detailed and practical guide for the preparation of spinal cord slices and show representative whole-cell recording and morphological results. This protocol permits ideal neuronal preservation and can mimic in vivo conditions to a certain extent. In summary, the ability to obtain an in vitro preparation of spinal cord slices enables stable current- and voltage-clamp recordings and could thus facilitate detailed investigations into the intrinsic membrane properties, local circuitry and neuronal structure using diverse experimental approaches.

Here, we describe the essential steps for whole-cell patch-clamp recordings made from substantia gelatinosa (SG) neurons in the in vitro spinal cord slice. This method allows the intrinsic membrane properties, synaptic transmission and morphological characterization of SG neurons to be studied.

إعداد شرائح الحبل الشوكي الحاد لتسجيل كامل الخلية التصحيح-المشبك في الخلايا العصبية جيلاتينوسا الدماغ

Recent whole-cell patch-clamp studies from substantia gelatinosa (SG) neurons have provided a large body of information about the spinal mechanisms ...