Dr. Jennifer Curtiss Şekil resimler için teşekkür etmek istiyorum. 1 ve Jeremy Fagan ve Floransa Marlow eleştirel bir yazının okunması için Dr. Çalışmalarımız NIH hibe 1R01GM088202 tarafından desteklenmektedir.

1. Fly baş diseksiyonu <ol><li> (Jelatin kaplı slaytlar dahil) tüm malzemeler el altında olduğundan emin olun. Glutaraldehit ve Osmium fiksatif (aşağıya bakın) hazırlayın. Buz üzerinde 1,5 ml tüpler, kısım 200μl glutaraldehid düzeltme çözüm gömmek için genotip Per. </li><li> CO 2 pad (genellikle bir kafası işlem sırasında yıkılmış durumda genotip başına altı gömmek için yedi sinek kafaları teşrih) sinekler anestezisi. </li><li> Tutun ve biraz cımbız, sinek, sırt tarafı toraks basın ve kafasını kesmek için keskin bir neşter kullanabilirsiniz. </li><li> Cımbız ile boyun dokunarak sinek kafası stabilize eder ve dikkatlice bir göz küçük bir bölümünü kapalı dilim. Bu fiksatif penetrasyon (klonal analizi için göz bölümleri kullanmak istiyorsanız, herhangi bir ya da daha küçük klonları ile göz kesme) artırır. Dokunarak ve sonra kesitli olacak sağlam gözün zarar kaçının. </li><li> Disseke başkanları, cımbız veya neşter ile kafa kesme göz yüzeyinde dokunun ve (fiksatif üst yüzer sık ​​sık başları) glutaraldehid / fosfat fiksatif içine buz üzerinde kafa transfer glutaraldehid gidermek için uzun tutulmalıdır olmamalı Osmium ek önce 15 dakikadan fazla. Aynı genotip diğer sinekler 1,2-1,5 adımları tekrarlayın. </li></ol> 2. Fiksasyon ve gömme (tüm adımlar için eldiven kullanın!) <ol><li> 1 dakika 10.000 rpm&#39;de Eppendorf santrifüj flyheads dönerler. Kafaları lavabo yoksa bile devam edin. </li><li> OsO 4 çözümü 200μl ekleyin ve en az 30 dakika ve 1 saat kadar buz üzerinde düzeltmek. </li><li> Pasteur pipeti kullanarak, glutaraldehit / Osmium çözüm (uygun atık bertaraf işlemleri kullandığınızdan emin olun!) Kaldırın ve 200μl Osmium çözümü ile değiştirin. 1-6 saat için buz üzerinde inkübe edin. Sürekli kafaları tamamen sıvı ile kaplıdır sağlamak ve başını veya gözlerini çöküşü gibi tüm çözüm kaldırmak asla! </li><li> Pasteur pipeti kullanarak, fiksatif atın (etanol Osmium içerdiğinden uygun atık bertaraf işlemleri kullandığınızdan emin olun!) 0.5-1 ml% 30 etanol ve buz üzerinde en az 5 dakika inkübe ekleyin. </li><li> % 50,% 70 (% 80),% 90 ve iki kez% 100 etanol ile yukarıdaki adımı yineleyin. Elektron mikroskobik analizi için gözleri kullanıyorsanız% 80 etanol adım ekleyin. % 70 yıkama adımdan sonra, buz örnekleri çıkarılabilir. </li><li> Etanol, propilen oksit (uçucu, kaput çalışmaya devam) eşit hacmi ile değiştirin. Oda sıcaklığında 10 dakika inkübe edin. </li><li> Propilen oksit yıkama tekrarlayın. Propilen oksit buharlaşma nedeniyle gözlerin çöken önlemek için paralel olarak pek çok genotipleri işlenmesi halinde gruplar halinde çalışın. </li><li> , Propilen oksit ve plastik bir transfer pipet kullanarak çıkarın 1:1 reçine 500μl hakkında ekleyin: propilen oksit çözüm. Oda sıcaklığında gece dengeye. </li></ol> 3. Kalıplara gömülmesi ve düzenlenmesi <ol><li> Tüm kalıpları farklı genotipleri takip etmek etiketli olduğundan emin olun, sonra% 100 reçine ile kalıpları doldurun. Aşırı doldurmayın (kalıp yüzey üzerinde herhangi bir &#39;yüksek tepeler&#39; düz kalıp yüzeyi boyunca) etmeyin. EM analizi için sert reçine kullanın. </li><li> Bir transfer pipet kullanarak, kafalar% 50 reçine çıkarmak,% 100 reçine ile değiştirin ve oda sıcaklığında 3-4 saat inkübe. Kafaları reçine ile infiltre olduğundan, tüp dibine batar. </li><li> Küçük bir kanca oluşturmak için bir kez sert bir zemine vurulduktan sonra bir kürdan kullanarak, bir kalıp içine anda bir kafa aktarmak. </li><li> Reçine dökülmelere karşı korumak için diseksiyon kapsamı çalışma alanı alüminyum folyo üzerine yerleştirin. </li><li> Bir diseksiyon iğnesi kullanma ve reçine kafası biraz kapsamı, girdap rağmen sivri ucu yakın ve dikkatli bir kalıp altına taşıyın. </li><li> Dikkatlice göz teğet yüzey kabaca yarım bir kafa tutmak için emin olun, kalıbın ön duvarı ile sağlam (!) Göz (ya da kesitler yapmak istiyorsanız gelecek kesit düzlemi) boyun yüzeyi aşağı hizalamak kalıp duvarı uzak çapı. Nadir durumlarda, göz yüzeyi ve baş kütikül arasında boş bir alan olarak görülebilir bir göz çöker. Çökmüş bir göz varsa, 7. yedek göz ile değiştirin. </li><li> Tüm başkanları ile tekrarlayın. Bir kez tüm hizalanmalar ile yapılan, reçine iğne dışarı çıkardığında kıpırdamadı emin olmak için tüm gözler yeniden kontrol edin. </li><li> Diseksiyon iğnesi kaldırmak gözleri hareketli bir sorun varsa, istediğiniz gibi göz pozisyonu hızlı iğne başından biraz uzakta geri çekmek ve sonra yavaş yavaş iğne tamamen kaldırmak. </li><li> Kalıpları pişirin gecede 70 ° C. </li></ol> 4. Budama ve kesit <ol><li> K, kalıpları bükme kalıpları sertleştirilmiş blokları kaldırmakblok karşılık hangi eeping izlemek için hangi genotip (örneğin küçük sintilasyon şişeleri saklamak). </li><li> Düzeltmek için, pleksiglas veya alüminyum bir blok yüzü yukarıya monte edilir mikrotom için uygun bir mandren kullanın. Mandreni Döşeme blok, göz, monte edin. </li><li> Teflon kaplı jilet kullanarak diseksiyonu kapsamı bade altında, blok sadece üst tabaka dikkatlice kesti. Bu, göz ve böylece gelecek kesit düzlemine tahmin edebilirsiniz ama net bir yüzey bırakacaktır. Parmaklarınızı kesme kaçının! </li><li> Başının etrafında plastik kesilir kadar başın her iki tarafında ve ön yüzünde (gözünde hizalayarak zaman üst kalıp olarak kullanılan ne yani) aşırı plastik kesiniz. Yavaş yavaş, plastikten çok ince tabakalar keserek kafa yaklaşım en iyisidir. </li><li> Temiz bir jilet kullanarak, dikkatli bir sonraki bölümde (genellikle göz teğet, orijinal kalıp yüzeyine hafif bir açıyla) istediğiniz tam düzlemde gözün üstüne ince tabakalar kaldırmak. </li><li> Sadece gözün dış yüzeyi kesip başlayana kadar devam edin. Mikrotom kolay uyum sağlayan, parlak, şeffaf yüzey elde etmek için bıçak temiz alanlarda kullanırsanız emin olun. </li><li> Jiletler kaydetmek için, ham blok kenarlara kırparak için büyük bıçaklar ve ince kırparak (İlk kesilen ve 4.6) için yeni bir bıçak kullanın. Sonunda gelecekteki düzlemini karşılık gelen hafif eğimli, cut-off üst üç taraflı piramit olacak. </li><li> Mikrotom blok monte edin. Gerçek kesit mikrotom türüne bağlı olarak değişir ve burada ayrıntılı olarak açıklanmıştır olmayacaktır. Biz 0,5 ila 1 mikrona kadar bölümleri kesmek için bir doku kalitesi elmas bıçak ile bir Sorvall MT5000 kullanın. Işık mikroskobik inceleme için kesit kalınlığı küçük farklılıklar önemli değil. Kesit klonlar Beyaz + transgen, bir bölümü tarafından işaretlenmiş 1 mikrona kadar bölümleri, bölüm başına rhabdomeres (Şekil 2) bitişik yeterli pigment granülleri sağlamak. </li><li> Bölüm, su üstünde yüzer. Dönen bir hareket su yüzeyinin altında bir ahşap Q-ucu düzleştirilmiş bir ucu ile ilk 20-30 bölümleri kaldırın ve bir jelatin kaplı cam slayt (yaklaşık 100 ° C&#39;de ısıtma plakası tutulur bir damla su içine transfer .) </li><li> 20-30 bölümleri ile tekrarlayın. Buharlaşan su ve bölümleri slayt sopa kadar bekleyin. Genellikle, 3 gözde bölümleri bir slayt iyi uyum twp sıra üç sütun (üç gözleri) (üst / alt bölümleri) olarak düzenlenmiş. </li></ol> 5. Boyama ve mikroskopik analiz <ol><li> Sürece kesit klonlar, leke bölümleri. Ayarlanmış bir ısıtma bloğu bölümleri ile koyun slayt 90 ° C 30 ml şırınga slayt üzerine 0.22μm bir filtreye bağlı bir Toluidine-mavi boyama çözüm koyun ve 10 saniye boyunca leke. Distile su ile hemen yoğun durulayın. Hava kuruması. </li><li> , Plastik bir transfer pipet kullanarak, slayt üzerine orta montaj DPX 3 damla dağıtmak ve bir lamel ile kaplayın. Top 3 Dimes ve montaj orta sertleşmesine izin (oda sıcaklığında örneğin gece). </li><li> Işık mikroskobu ile Resim. 5x yada 10x lens iyi bir bölüm bulmak ve daha sonra ayrıntılı bir analiz ve fotoğrafların 63x immersiyon yağı lens geçmek için kullanın. Biz genellikle faz kontrast ayarlarını kullanabilirsiniz, ancak karanlık alan optik olarak iyi iş görür. </li></ol> 6. Temsilcisi sonuçları: En sık, göz, genetik bir ekran parçası olarak veya genel göz yapısı veya kutup etkilediği bilinen genleri ile genetik etkileşimler test sürecinde tespit edilen dış kaba göz fenotipleri ayrıntılı bir analiz için plastik gömülür. Göz bölümleri tipik sonuçlar Şekil 3&#39;te gösterilmiştir. Wild-tip ommatidia (Şekil 3A), pigment hücrelerinin bir kafes ile çevrili tam fotoreseptör tamamlayıcı göstermektedir. Buna karşılık, bir şaşılık (stbm, nam-van-gogh 7) mutant, ommatidial polarite tam fotoreseptör tamamlayıcı mevcut olmasına rağmen, kayıp ve rotasyon ve kiralite randomize (Şekil 3B). Ayrıca, kesitli stbm allel aw bu yana arka plan, pigment granülleri Şekil eksik. 3b. Şekil 3C, klonal bir analizin bir örneğini gösterir. Drosophila Rho kinaz (drok) ommatidial dönme yanı sıra göz 8 yapısal bütünlüğü için gereklidir . Vahşi mutasyon homozigot drok 2 klonlar pigment hücreleri ve rhabdomeres (genellikle pigment yokluğu ile tespit edilebilir, klonlar gözsüz-FLP ve bir arka plan w tamamlayan güçlü bir şekilde ifade beyaz işaretleyici gen ile P-element kullanılarak uyarılan. tip ve heterozigot doku). Pigment eksikliği mutant alanları tespit etmek mümkün olur. R-ce pigmentasyon hücre özerklik nedeniyleLLS önce, bireysel R-hücrelerinin genotipler tespit edilebilir (Şekil 3C ok uçları görmek) bahsetti. <img src="/files/ftp_upload/2959/2959fig1.jpg" alt="Şekil 1"/> Şekil 1. Drosophila gözü bu yana biyologlar için mükemmel bir model sistem, yabani tip bir göz (A) pürüzsüz bir yüzey aksine, mutant bir göz yüzeyi dışarıdan sık sık, (B) kaba altında yatan göz fenotipleri göstergesi . Tüm şekil, ön sol ve dorsal kadar. Dr. Jennifer Curtiss, NMSU, Las Cruces, NM, ABD Görüntüler izniyle. <img src="/files/ftp_upload/2959/2959fig2.jpg" alt="Şekil 2"/> Şekil 2&#39;de açıklanan yöntemi kullanarak kesitli tek ommatidia Işık mikroskobik görüntüler. R7 R8 üstüne yatıyor bu yana, sadece yedi R-hücrelerinin ommatidium başına bir zaman görünür. (A, A &#39;) (R7 düzeyde, R7 hücre gövdesi R1 ​​ve R6 A sarı ok) arasında tespit edilirse&#39;. Buna karşılık, R8 düzey (B), R8 hücre gövdesi, R1 ve R2 (B sarı ok &#39;) arasındaki algılanır . Mavi ok uçları, bir hücre özerk pigment belirteci olarak kullanılabilir pigment granülleri işaretleyin. <img src="/files/ftp_upload/2959/2959fig3.jpg" alt="Şekil 3"/> Şekil 3 wild-tip (A), stbm (B) ve drok (C) mutant yetişkin Drosophila gözleri ile Teğet bölümleri. Bölümleri altında Şemalar ommatidia polarite (oklar için (A)) gösterir. Çemberleri fotoreseptör tamamlayıcı hatalarına ommatidia temsil eder. Sarı çizgiler simetri / dorsal ventral hattı (ekvator) temsil eder. Wild-tip (A) iyi odaklı ommatidia aksine, düzlemsel bir organizasyon stbm mutant (B) kaybolur . - Stbm mutant bölümünde gösterilen Not w nedeniyle pigment mutant arka plan yoksundur. (C) drok mutasyonlar öldürücü olduğundan, onlar klonlar analiz edilmesi gerekir. R-hücreleri eksik pigment (açık mavi ok başları) homozigot mutant Böylece, pigmentli hücreleri (dolu mavi ok başları), wild-tip veya heterozigot. Rotasyon kusurları yanı sıra, drok mutantlar da eksik veya fazla sayıda R-hücreleri de dahil olmak üzere yapısal kusurlar göstermektedir. Klonal analizi için, bölümleri pigment granülleri obscuring önlemek için lekeli olduğunu unutmayın.

<ol>
	<li>Harvey, K. F., Pfleger, C. M., Hariharan, I. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Drosophila+Mst+ortholog,+hippo,+restricts+growth+and+cell+proliferation+and+promotes+apoptosis.">The Drosophila Mst ortholog, hippo, restricts growth and cell proliferation and promotes apoptosis.</a> Cell. 114, 457-457 (2003).</li><li>Secombe, J., Li, L., Carlos, L., Eisenman, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Trithorax+group+protein+Lid+is+a+trimethyl+histone+H3K4+demethylase+required+for+dMyc-induced+cell+growth.">The Trithorax group protein Lid is a trimethyl histone H3K4 demethylase required for dMyc-induced cell growth.</a> Genes Dev. 21, 537-537 (2007).</li><li>Cagan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+Drosophila+eye+differentiation.">Principles of Drosophila eye differentiation.</a> Curr Top Dev Biol. 89, 115-115 (2009).</li><li>Jenny, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Planar+cell+polarity+signaling+in+the+Drosophila+eye.">Planar cell polarity signaling in the Drosophila eye.</a> Curr Top Dev Biol. 93, 189-189 (2010).</li><li>Tomlinson, A., Ready, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+fate+in+the+Drosophila+Ommatidium.">Cell fate in the Drosophila Ommatidium.</a> Dev. Biol. 123, 264-264 (1987).</li><li>Tomlinson, A., Ready, D. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+differentiation+in+the+Drosophila+ommatidium.">Neuronal differentiation in the Drosophila ommatidium.</a> Dev. Biol. 120, 366-366 (1987).</li><li>Jenny, A., Darken, R. S., Wilson, P. A., Mlodzik, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prickle+and+Strabismus+form+a+functional+complex+to+generate+a+correct+axis+during+planar+cell+polarity+signaling.">Prickle and Strabismus form a functional complex to generate a correct axis during planar cell polarity signaling.</a> Embo J. 22, 4409-4409 (2003).</li><li>Zheng, L., Zhang, J., Carthew, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=frizzled+regulates+mirror-symmetric+pattern+formation+in+the+Drosophila+eye.">frizzled regulates mirror-symmetric pattern formation in the Drosophila eye.</a> Development. 121, 3045-3045 (1995).</li><li>Reinke, R., Zipursky, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell-cell+interaction+in+the+Drosophila+Retina:+The+bride+of+sevenless+Gene+is+required+in+photoreceptor+cell+R8+for+R7+cell+development.">Cell-cell interaction in the Drosophila Retina: The bride of sevenless Gene is required in photoreceptor cell R8 for R7 cell development.</a> Cell. 55, 321-321 (1988).</li><li>Wolff, T., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=strabismus,+a+novel+gene+that+regulates+tissue+polarity+and+cell+fate+decisions+in+Drosophila.">strabismus, a novel gene that regulates tissue polarity and cell fate decisions in Drosophila.</a> Development. 125, 1149-1149 (1998).</li><li>Winter, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+Rho-associated+kinase+(Drok)+links+Frizzled-mediated+planar+cell+polarity+signaling+to+the+actin+cytoskeleton.">Drosophila Rho-associated kinase (Drok) links Frizzled-mediated planar cell polarity signaling to the actin cytoskeleton.</a> Cell. 105, 81-81 (2001).</li><li>Xu, T., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+genetic+mosaics+in+developing+and+adult+Drosophila+tissues.">Analysis of genetic mosaics in developing and adult Drosophila tissues.</a> Development. 117, 1223-1223 (1993).</li><li>Stocker, H., Gallant, P., Dahmann, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Methods Mol Biol. 420, 27-27 (2008).</li></ol>

Çıkar çatışması ilan etti.

Drosophila model organizma, insanlar da dahil olmak üzere yüksek ökaryotlarda yüksek derecede korunmuş sinyal yollarının en önemli gen ailelerinin kurucu üyelerinden birçok tanımlanmasına yol açan genetik ekranları gibi kullanma. Laboratuvar koşullarında hayatta kalmak için, fonksiyonel bir gözle vazgeçilebilir olduğu için, göz, yeni genlerin fonksiyonlarının keşfi ve genetik ağlarının değerlendirilmesi için özellikle uygundur doku. Böylece açıklanan yöntemi kullanarak sinek göz ultrastrüktürel analizi geliştirme ve hastalık ile ilgili temel keşiflere yol açtı. Başlangıçta tek bir hücre klonal analiz bilinen yakından ilişkili hücre özerk resesif belirteçler ile birlikte X-ışını indüklenen klonlar kullanılarak gerçekleştirildi. Daha yakın zamanlarda, klonlar oluşturmak için FLP / FRT sistemin durumu büyük ölçüde göz bölümleri 6,9 ölümcül mutasyonlar fenotipik analizi kolaylaştırmıştır . Burada açıklanan teğet bölümlerine göz bölümden Analizi sınırlı değildir. İsterseniz, kafaları kalıplarda herhangi bir yönde uyumlu hale getirilmesi ve enine bölümler lamina ve medulla gibi kafasında derin katmanları çalışma elde edilebilir. Burada açıklanan protokol bu nedenle göz ve kafa yapıları Drosophila yetişkin analizleri için çok yönlü bir yöntemdir.

Genel ekipmanlar: <ul><li> Genel sinek yetiştiriciliği için bkz: 10 </li><li> Ellerinizi bir gölge döküm önlemek için tercihen bir halka ışık kaynağı Standart diseksiyon mikroskobu (örneğin Nikon SMZ-645 Stereo Zoom Mikroskop). </li><li> Diseksiyon sırasında kire karşı koruma sağlamak için 3MM whatman kağıt ile kaplı CO 2 Fly yüzeyi,. </li><li> Jelatin kaplı slaytlar: (neredeyse bir raddeye getirmek, yaklaşık 2 saat sürer) 1L su ısıtma plakası 10g jelatin ve 1g CrKSO 4 x 12 H 2 O çözülür. Dip iyi yıkanmış (dH 2 O) (sabun) ve durulanır gecede folyo kaplı jelatin çözüm ve kurumaya içine sahipleri slaytlar. </li><li> Isıtma fırını (70 ° C; nitroselüloz filtre kurutmak için kullanılan eski elektrikli fırın ve bu amaç için uygundur). </li><li> Mikrotom yeteneğine sahip ultra ince kesit (0.5-1 mikron kalınlığında kesitler), elektron mikroskobu tesisleri tarafından kullanılan gibi. Histolojik kaliteli elmas bıçak ile bir Sorvall MT5000 Ultramicrotome kullanın. Cam bıçak da çalışır. </li></ul> Fiksasyon çözümler: <ul><li> 0.2 M sodyum fosfat tamponu, pH 7.2 stok solüsyonu hazırlayın. </li><li> 0.1M Sodyum Fosfat tamponu, pH 7.2 (4 ° C 4 hafta saklanabilir)% 2 glutaraldehid hazırlayın. Genotip ortalama gömmek istediğiniz 200μl en azından yeterli olun. Buz üzerinde tutun. </li><li> Osmium çözüm:% 2 OsO 4 0.1M Sodyum Fosfat tamponu, pH 7.2. Gömmek istediğiniz genotip ortalama 200μl çözüm saklanan olamaz bu yana, sadece yeterli olun. Buz üzerinde tutun. </li></ul> Glutaraldehit ve OsO 4 yüksek derecede toksik ve iyi havalandırılan bir kaput çok dikkatli ele alınmalıdır. Pipetin kararmasını önlemek için OsO 4 işlerken filtre ipuçlarını kullanın. Dehidrasyon:% 30,% 50,% 70 (% 80),% 90 ve% 100 etanol çözümler olun. Tercihen serin% 30,% 50, kullanmadan önce buz üzerinde% 70 etanol. Çözüm Boyama: % 1% 1 Boraks Toluidine-mavi. <table border="1"><tbody><tr><th></th><th> Yumuşak </th><th> Zor </th></tr><tr><td> Reçine A </td><td> 54g </td><td> 50g </td></tr><tr><td> Sertleştirici B </td><td> 44.5g </td><td> 50g </td></tr><tr><td> Hızlandırıcı C </td><td> 2.5g </td><td> 1.75g </td></tr><tr><td> Akışkanlaştırıcı D </td><td> 10g </td><td> 0.75g </td></tr></tbody></table> Tablo 1. Reçine hazırlama Dikkatle, reçine hazırlamak, ancak büyük bir heyecan bar ile bir manyetik karıştırıcı kullanarak plastik bir beher tüm malzemeyi iyice karıştırın. Kabarcıkları kaçının. -20 ° C&#39;de standart sintilasyon şişeleri ya da benzeri kaplar ve donma karıştırma, kısım sonra EM tesisi zor formülasyonu için istemediği sürece, tüm uygulamalar için yumuşak reçine kullanın. (Unpolymerized formu kanserojen) reçinesi ele eldiven kullanın. 70 ° C gecede, ekipman ve atık fırında reçine polimerize için. Atık güvenle sonra atılır ve ekipman temizlenir ve yeniden olabilir. Dökülen unpolymerized reçine izopropanol ile temizlenebilir. <table border="1"><tbody><tr><th> Reaktif </th><th> Satıcı </th><th> Katalog numarası </th></tr><tr><td> Ped Fly </td><td> örneğin Genesee </td><td> 59-119 </td></tr><tr><td> Glutaraldehyde </td><td> Sigma </td><td> G7526-10 X 10 ML </td></tr><tr><td> OsO 4 </td><td> Polysciences, Inc. </td><td> 0972A-20 </td></tr><tr><td> Propilenoksit </td><td> Balıkçı </td><td> 04332-1 </td></tr><tr><td> # 3 bisturi sapları, </td><td> Balıkçı </td><td> 22080046 </td></tr><tr><td> # 11 bisturi ağızları </td><td> Balıkçı </td><td> 08-916-5B </td></tr><tr><td> Transferi pipetler </td><td> Balıkçı </td><td> 13-711-7M </td></tr><tr><td> Durcupan (R) ACM, reçine </td><td> Sigma (Fluka) </td><td> 44.610-1EA </td></tr><tr><td> Çelik diseksiyon iğnesi </td><td> Balıkçı </td><td> S17346 </td></tr><tr><td> BEEM düz gömme kalıp </td><td> Elektron Mikroskopi Sci. </td><td> 70904-12 </td></tr><tr><td> Teflon kaplı Jilet </td><td> Elektron Mikroskopi Sci. </td><td> 71970 </td></tr><tr><td> Q-tip (steril pamuklu çubuklar) </td><td> Balıkçı </td><td> 14-959-81 </td></tr><tr><td> Cam slaytlar </td><td> Balıkçı </td><td> 12-550-143 </td></tr><tr><td> Kapak No 1, 22X60 mm kayar </td><td> Balıkçı </td><td> 12-531K </td></tr><tr><td> Jelâtin </td><td> Balıkçı </td><td> ICN96010280 </td></tr><tr><td> Cr (III) K 4 dodekahidratı SO </td><td> Sigma </td><td> 243361 </td></tr><tr><td> 6mm Diamond Histolojik bıçak, </td><td> Diatome ABD </td><td> 60-Onun </td></tr><tr><td> Toluidine Blue O </td><td> Balıkçı </td><td> BP107-10 </td></tr><tr><td> Boraks (Na-tetraborat) </td><td> Balıkçı </td><td> AC20629-1000 </td></tr><tr><td> DPX montaj orta </td><td> Sigma </td><td> 44.581-100ML </td></tr></tbody></table> Tablo 2. Malzemeler

preparation of adult drosophila eyes for thin sectioning and microscopic analysis

Drosophila uzun genetik uysal olduğu kolaylığı nedeniyle, geliştirme çalışma modeli bir sistem olarak kullanılır olmuştur. Yıllar geçtikçe, mutant bir bolluk ve teknik hileler sofistike sorulan sorular ve makul bir zaman içinde cevaplanması gereken izin vermek için geliştirilmiştir. Temel fikir, bilinen tüm önemli sinyal yolakları bileşenlerinin etkileşim içine ileriye doğru elde edilen ve genetik Drosophila çalışmalar ters olmuştur. Laboratuvar koşullarında, sinekler fonksiyonel gözleri olmadan hayatta kalabilir, çünkü sinek göz, son derece iyi mutasyon analizi için uygun olduğu kanıtlanmıştır. Ayrıca, böcek göz yüzeyinde bir diseksiyon mikroskop altında bakıldığında düzenli, düzgün bir yüzey oluşturan yaklaşık 800 ayrı ünitesi gözleri (yönü veya ommatidia) oluşmaktadır. Sırasıyla veya genel göz boyutu, (ekranlar dayalı örnekler için; Böylece, bir mutasyon, dışarıdan pürüzsüz bir yüzey kaybı (Şekil 1 &#39;kaba göz&#39; fenotip) bakarak göz gelişimi ve büyümeyi etkileyebilecek olup olmadığını görmek için kolaydır dış göz morfoloji) örneğin 1. Göz fenotipleri sonraki detaylı analizler fiksasyon, plastik gömme ve yetişkin gözleri ince kesit gerektirir. Drosophila göz sözde göz hayali disk, (inceleme için örneğin 2) larva ve pupa aşamalarında çoğalırlar ve ayırt epitel hücrelerinin bir çanta geliştirir. Dört lens salgılayan koni hücreleri, pigment hücreleri (R-hücre küme etrafında &#39;altıgen) ve kıl; Her ommatidium sekiz fotoreseptör (Şekil 2 PR veya R-hücreler) olmak üzere toplam 20 hücrelerinden oluşur. R8 [Şek, en kolay, ışığa duyarlı organelleri rhabdomeres (R1-6) altı &quot;dış&quot; ve iki &quot;iç&quot; fotoreseptör (R7 / 8 oluşan bir yamuk düzenlenen her ommatidium fotoreseptörlerin tespit 2]) R7 altında ve bu nedenle sadece göz derin alanlardan bölümlerinde görülmektedir. Her faset yamuk komşuları ve göz (Şekil 3A) genel bir ön-arka ve dorsoventral eksenleri ile tam uyumludur. Özellikle, dorsal ve ventral (sırasıyla siyah ve kırmızı oklar) ommatidia göz yarıları birbirlerinin ayna görüntüsü ve düzlemsel hücre polaritesi sinyalizasyon (inceleme için bakınız örneğin 3) sırasında kurulan iki kiral biçimlerine karşılık gelir. Burada anlatılan yöntemi (Şekil 3 sunulan bu gibi) yarı-ince göz bölümleri oluşturmak için başlangıçta Tomlinson ve 4 Hazır açıklanan biraz değiştirilmiş. Şeffaf koni hücreleri hariç tüm hücrelerin morfolojik analiz sağlar. Buna ek olarak, Ar-hücrelerinin (mavi ok uçları Şekil 2 ve 3), pigment genotip bir R-hücre için bir hücre özerk işaretleyici, böylece genlerin genetik gereksinimlerini Ar-hücrelerinin bir alt kümesi olarak kullanılabilir kolayca 5,6 belirlenir.

Watch this Scientific Journal Video about Preparation of Adult Drosophila Eyes for Thin Sectioning and Microscopic Analysis at JoVE.com

Preparation of Adult Drosophila Eyes for Thin Sectioning and Microscopic Analysis

Yetişkin hazırlamak için standart bir yaklaşım<em&gt; Drosophila</em&gt; Gözleri yarı-ince kesit ve ışık mikroskobik inceleme için burada sunulmuştur. Göz kusurları brüt morfolojik analizi için kullanılan protokol, ya da belirtilen ayarlamaları ile, göz belirli hücre tipleri (örneğin fotoreseptörlerin klonal analizi) veya elektron mikroskobik analizi için genlerin genetik gereksinimlerini belirlemek için kullanılabilir.

Yetişkin hazırlanması Drosophila Gözler İnce Kesit ve Mikroskobik Analizi

Drosophila has long been used as model system to study development, mainly due to the ease with which it is genetically tractable. Over the years, a ...

preparation-adult-drosophila-eyes-for-thin-sectioning-microscopic

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

Preparation of Adult Drosophila Eyes for Thin Sectioning and Microscopic Analysis

16.1K Görüntüleme.  Albert Einstein College of Medicine. Yetişkin hazırlamak için standart bir yaklaşım Drosophila Gözleri yarı-ince kesit ve ışık mikroskobik inceleme için burada sunulmuştur. Göz kusurları brüt morfolojik analizi için kullanılan protokol, ya da belirtilen ayarlamaları ile, göz belirli hücre tipleri (örneğin fotoreseptörlerin klonal analizi) veya elektron mikroskobik analizi için genlerin genetik gereksinimlerini belirlemek için kullanılabilir.

Video: Preparation of Adult Drosophila Eyes for Thin Sectioning and Microscopic Analysis

MALDI Sample Preparation: the Ultra Thin Layer Method

This video demonstrates the preparation of an ultra-thin matrix/analyte layer for analyzing peptides and proteins by Matrix-Assisted Laser Desorption Ionization Mass Spectrometry (MALDI-MS) 1,2. The ultra-thin layer method involves the production of a substrate layer of matrix crystals (alpha-cyano-4-hydroxycinnamic acid) on the sample plate, which serves as a seeding ground for subsequent crystallization of a matrix/analyte mixture. Advantages of the ultra-thin layer method over other sample deposition approaches (e.g. dried droplet) are that it provides (i) greater tolerance to impurities such as salts and detergents, (ii) better resolution, and (iii) higher spatial uniformity. This method is especially useful for the accurate mass determination of proteins. The protocol was initially developed and optimized for the analysis of membrane proteins and used to successfully analyze ion channels, metabolite transporters, and receptors, containing between 2 and 12 transmembrane domains 2. Since the original publication, it has also shown to be equally useful for the analysis of soluble proteins. Indeed, we have used it for a large number of proteins having a wide range of properties, including those with molecular masses as high as 380 kDa 3. It is currently our method of choice for the molecular mass analysis of all proteins. The described procedure consistently produces high-quality spectra, and it is sensitive, robust, and easy to implement.

This video demonstrates the preparation of an ultra-thin matrix/analyte layer for analyzing peptides and proteins by Matrix-Assisted Laser Desorption Ionization Mass Spectrometry (MALDI-MS).

MALDI Numune Hazırlama: Ultra İnce Tabaka Yöntemi

This video demonstrates the preparation of an ultra-thin matrix/analyte layer for analyzing peptides and proteins by Matrix-Assisted Laser Desorption ...

Biyoloji

Thin Sectioning of Slice Preparations for Immunohistochemistry

Many investigations in neuroscience, as well as other disciplines, involve studying small, yet macroscopic pieces or sections of tissue that have been preserved, freshly removed, or excised but kept viable, as in slice preparations of brain tissue.  Subsequent microscopic studies of this material can be challenging, as the tissue samples may be difficult to handle.  Demonstrated here is a method for obtaining thin cryostat sections of tissue with a thickness that may range from 0.2-5.0 mm.  We routinely cut 400 micron thick Vibratome brain slices serially into 5-10 micron coronal cryostat sections.  The slices are typically first used for electrophysiology experiments and then require microscopic analysis of the cytoarchitecture of the region from which the recordings were observed.  We have constructed a simple device that allows controlled and reproducible preparation and positioning of the tissue slice.  This device consists of a cylinder 5 cm in length with a diameter of 1.2 cm, which serves as a freezing stage for the slice.  A ring snugly slides over the cylinder providing walls around the slice allowing the tissue to be immersed in freezing compound (e.g., OCT).  This is then quickly frozen with crushed dry ice and the resulting  wafer  can be position easily for cryostat sectioning.  Thin sections can be thaw-mounted onto coated slides to allow further studies to be performed, such as various staining methods, in situ hybridization, or immunohistochemistry, as demonstrated here.

The present method allows reproducible cryostat sectioning of small, difficult-to-manage, tissue pieces, such as biopsies and brain slices. We utilize a simple aluminum freezing stage to facilitate handling of tissue and a standard cryostat to routinely produce 5-10 micron serial sections from 400 micron thick brain slices.

Dilim İmmünohistokimya için hazırlıklar İnce Kesit

Many investigations in neuroscience, as well as other disciplines, involve studying small, yet macroscopic pieces or sections of tissue that have been ...

Whole Cell Recordings from Brain of Adult Drosophila

In this video, we demonstrate the procedure for isolating whole brains from adult Drosophila in preparation for recording from single neurons. We begin by describing the dissecting solution and capture of the adult females used in our studies. The procedure for removing the whole brain intact, including both optic lobes, is illustrated. Dissection of the overlying trachea is also shown.  The isolated brain is not only small but needs special care in handling at this stage to prevent damage to the neurons, many of which are close to the outer surface of the tissue. We show how a special holder we developed is used to stabilize the brain in the recording chamber. A standard electrophysiology set up is used for recording from single neurons or pairs of neurons. A fluorescent image, viewed through the recording microscope, from a GAL4 line driving GFP expression (GH146) illustrates how projection neurons (PNs) are identified in the live brain. A high power Nomarski image shows a view of a single neuron that is being targeted for whole cell recording. When the brain is successfully removed without damage, the majority of the neurons are spontaneously active, firing action potentials and/or exhibiting spontaneous synaptic input. This in situ preparation, in which whole cell recording of identified neurons in the whole brain can be combined with genetic and pharmacological manipulations, is a useful model for exploring cellular physiology and plasticity in the adult CNS.

This video demonstrates the procedure for isolating whole brains from adult Drosophila in preparation for recording from single neurons using standard whole cell technology. It includes images of GFP labeled cells and neurons viewed during recording.

Yetişkin Drosophila Beyin Tüm Hücre Kayıtlar

In this video, we demonstrate the procedure for isolating whole brains from adult Drosophila in preparation for recording from single neurons. We begin by ...

High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field. Studying locomotor behavior in Drosophila melanogaster relies on the ability to be able to quantify changes in motion during or in response to a given task. For this reason, a high-resolution video tracking system, such as the one we describe in this paper, is a valuable tool for measuring locomotion in real-time. Our protocol involves the use of an initial air pulse to break the flies momentum, followed by a thirty second filming period in a square chamber. A tracking program is then used to calculate the instantaneous speed of each fly within the chamber in 10 msec increments. Analysis software then compiles this data, and outputs a variety of parameters such as average speed, max speed, time spent in motion, acceleration, etc. This protocol will discuss proper feeding and management of flies for behavioral tasks, handling flies without anesthetization or immobilization, setting up a controlled environment, and running the assay from start to finish.

The study of complex locomotor behavior in Drosophila melanogaster is dependent upon the ability to quantify changes in a given fly's movement. This article demonstrates how to do this using a high-resolution tracking system.

Yetişkin Drosophila melanogaster Locomotion Yüksek Çözünürlüklü Video Takip

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

Dissection of Hippocampal Dentate Gyrus from Adult Mouse

The hippocampus is one of the most widely studied areas in the brain because of its important functional role in memory processing and learning, its remarkable neuronal cell plasticity, and its involvement in epilepsy, neurodegenerative diseases, and psychiatric disorders. The hippocampus is composed of distinct regions; the dentate gyrus, which comprises mainly granule neurons, and Ammon's horn, which comprises mainly pyramidal neurons, and the two regions are connected by both anatomic and functional circuits. Many different mRNAs and proteins are selectively expressed in the dentate gyrus, and the dentate gyrus is a site of adult neurogenesis; that is, new neurons are continually generated in the adult dentate gyrus. To investigate mRNA and protein expression specific to the dentate gyrus, laser capture microdissection is often used. This method has some limitations, however, such as the need for special apparatuses and complicated handling procedures. In this video-recorded protocol, we demonstrate a dissection technique for removing the dentate gyrus from adult mouse under a stereomicroscope. Dentate gyrus samples prepared using this technique are suitable for any assay, including transcriptomic, proteomic, and cell biology analyses. We confirmed that the dissected tissue is dentate gyrus by conducting real-time PCR of dentate gyrus-specific genes, tryptophan 2,3-dioxygenase (TDO2) and desmoplakin (Dsp), and Ammon's horn enriched genes, Meis-related gene 1b (Mrg1b) and TYRO3 protein tyrosine kinase 3 (Tyro3). The mRNA expressions of TDO2 and Dsp in the dentate gyrus samples were detected at obviously higher levels, whereas Mrg1b and Tyro3 were lower levels, than those in the Ammon's horn samples. To demonstrate the advantage of this method, we performed DNA microarray analysis using samples of whole hippocampus and dentate gyrus. The mRNA expression of TDO2 and Dsp, which are expressed selectively in the dentate gyrus, in the whole hippocampus of alpha-CaMKII+/- mice, exhibited 0.037 and 0.10-fold changes compared to that of wild-type mice, respectively. In the isolated dentate gyrus, however, these expressions exhibited 0.011 and 0.021-fold changes compared to that of wild-type mice, demonstrating that gene expression changes in dentate gyrus can be detected with greater sensitivity. Taken together, this convenient and accurate dissection technique can be reliably used for studies focused on the dentate gyrus.

A dissection technique for removal of the dentate gyrus from adult mouse under a stereomicroscope was demonstrated in this video-recorded protocol.

Yetişkin Mouse Hipokampal dentat girus diseksiyonu

The hippocampus is one of the most widely studied areas in the brain because of its important functional role in memory processing and learning, its ...

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

The morphogenesis of the Drosophila embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell shape changes during embryonic development. One of the challenges faced in studying this structure is that the lumen of the heart tube, as well as the membrane features that are crucial to heart tube formation, are difficult to visualize in whole mount embryos, due to the small size of the heart tube and intra-lumenal space relative to the embryo. The use of transmission electron microscopy allows for higher magnification of these structures and gives the advantage of examining the embryos in cross section, which easily reveals the size and shape of the lumen. In this video, we detail the process for reliable fixation, embedding, and sectioning of late stage Drosophila embryos in order to visualize the heart tube lumen as well as important cellular structures including cell-cell junctions and the basement membrane.

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

We describe a process for fixation, embedding, sectioning, and imaging of late stage Drosophila embryos for Trasmission Electron Microscopy of the embryonic heart tube. This technique allows for the visualization of the heart tube lumen as well as the basement membrane, which lines the lumen of the heart.

Elektron Mikroskobu için embriyo Hazırlık Drosophila Embriyonik kalp tüpü

The morphogenesis of the Drosophila  embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell ...

Preparation of Drosophila Polytene Chromosome Squashes for Antibody Labeling

Drosophila has long been a favorite model system for studying the relationship between chromatin structure and gene regulation due to the cytological advantages provided by the giant salivary gland polytene chromosomes of third instar larvae.  In this tissue the chromosomes undergo many rounds of replication in the absence of cell division giving rise to approximately 1000 copies.  The DNA remains aligned after each replicative cycle resulting in greatly enlarged chromosomes that provide a unique opportunity to correlate chromatin morphology with the localization of specific proteins.  Consequently, there has been a high level of interest in defining the epigenetic modifications present at different genes and at different stages of the transcription process. An important tool for such studies is the labeling of polytene chromosomes with antibodies to the enzyme, transcription factor, or histone modification of interest. This video protocol illustrates the squash technique used in the Johansen laboratory to prepare Drosophila polytene chromosomes for antibody labeling.

This video protocol illustrates the squash technique used in the Johansen laboratory to prepare Drosophila polytene chromosomes for antibody labeling.

Antikor Etiketleme Drosophila politen Kromozom kabak hazırlanması

Drosophila has long been a favorite model system for studying the relationship between chromatin structure and gene regulation due to the cytological ...

Preparation of Developing and Adult Drosophila Brains and Retinae for Live Imaging

The Drosophila brain and visual system are widely utilized model systems to study neuronal development, function and degeneration. Here we show three preparations of the brain and visual system that cover the range from the developing eye disc-brain complex in the developing pupae to individual eye and brain dissection from adult flies. All protocols are optimized for the live culture of the preparations. However, we also present the conditions for fixed tissue immunohistochemistry where applicable. Finally, we show live imaging conditions for these preparations using conventional and resonant 4D confocal live imaging in a perfusion chamber. Together, these protocols provide a basis for live imaging on different time scales ranging from functional intracellular assays on the scale of minutes to developmental or degenerative processes on the scale of many hours.

Preparation of Developing and Adult Drosophila Brains and Retinae for Live Imaging

This protocol describes three Drosophila preparations: 1) adult brain dissection, 2) adult retina dissection and 3) developing eye disc- brain complexes dissection. Emphasis is laid on special preparation techniques and conditions for live imaging, although all preparations can be used for fixed tissue immunohistochemistry.

Geliştirilmesi ve Yetişkin hazırlanması Drosophila Brain ve Canlı Görüntüleme için Retinae

The Drosophila brain and visual system are widely utilized model systems to study neuronal development, function and degeneration. Here we show three ...

Preparation of Drosophila S2 cells for Light Microscopy

The ideal experimental system would be cheap and easy to maintain, amenable to a variety of techniques, and would be supported by an extensive literature and genome sequence database. Cultured Drosophila S2 cells, the product of disassociated 20-24 hour old embryos1, possess all these properties. Consequently, S2 cells are extremely well-suited for the analysis of cellular processes, including the discovery of the genes encoding the molecular components of the process or mechanism of interest. The features of S2 cells that are most responsible for their utility are the ease with which they are maintained, their exquisite sensitivity to double-stranded (ds)RNA-mediated interference (RNAi), and their tractability to fluorescence microscopy as either live or fixed cells.
S2 cells can be grown in a variety of media, including a number of inexpensive, commercially-available, fully-defined, serum-free media2. In addition, they grow optimally and quickly at 21-24&deg;C and can be cultured in a variety of containers. Unlike mammalian cells, S2 cells do not require a regulated atmosphere, but instead do well with normal air and can even be maintained in sealed flasks.
Complementing the ease of RNAi in S2 cells is the ability to readily analyze experimentally-induced phenotypes by phase or fluorescence microscopy of fixed or live cells. S2 cells grow in culture as a single monolayer but do not display contact inhibition. Instead, cells tend to grow in colonies in dense cultures. At low density, S2 cultures grown on glass or tissue culture-treated plastic are round and loosely-attached. However, the cytology of S2 cells can be greatly improved by inducing them to flatten extensively by briefly culturing them on a surface coated with the lectin, concanavalin A (ConA)3. S2 cells can also be stably transfected with fluorescently-tagged markers to label structures or organelles of interest in live or fixed cells. Therefore, the usual scenario for the microscopic analysis of cells is this: first, S2 cells (which can possess transgenes to express tagged markers) are treated by RNAi to eliminate a target protein(s). RNAi treatment time can be adjusted to allow for differences in protein turn-over kinetics and to minimize cell trauma/death if the target protein is important for viability. Next, the treated cells are transferred to a dish containing a coverslip pre-coated with conA to induce cells to spread and tightly adhere to the glass. Finally, cells are imaged with the researcher's choice of microscopy modes. S2 cells are particularly good for studies requiring extended visualization of live cells since these cells stay healthy at room temperature and normal atmosphere.

Preparation of Drosophila S2 cells for Light Microscopy

Drosophila Schneider (S2) cells are an increasingly popular system for the discovery and functional analysis of genes. Our goal is to describe some of the microscopic techniques that make S2 cells such an increasingly important experimental system.

Hazırlanması Drosophila Işık Mikroskopi S2 hücreleri

The ideal experimental system would be cheap and easy to maintain, amenable to a variety of techniques, and would be supported by an extensive literature ...

Paraffin-Embedded and Frozen Sections of Drosophila Adult Muscles

The molecular characterization of muscular dystrophies and myopathies in humans has revealed the complexity of muscle disease and genetic analysis of muscle specification, formation and function in model systems has provided valuable insight into muscle physiology. Therefore, identifying and characterizing molecular mechanisms that underlie muscle damage is critical. The structure of adult Drosophila multi-fiber muscles resemble vertebrate striated muscles 1 and the genetic tractability of Drosophila has made it a great system to analyze dystrophic muscle morphology and characterize the processes affecting muscular function in ageing adult flies 2. Here we present the histological technique for preparing paraffin-embedded and frozen sections of Drosophila thoracic muscles. These preparations allow for the tissue to be stained with classical histological stains and labeled with protein detecting dyes, and specifically cryosections are ideal for immunohistochemical detection of proteins in intact muscles. This allows for analysis of muscle tissue structure, identification of morphological defects, and detection of the expression pattern for muscle/neuron-specific proteins in Drosophila adult muscles. These techniques can also be slightly modified for sectioning of other body parts.

Paraffin-Embedded and Frozen Sections of Drosophila Adult Muscles

Identification of mechanisms underlying muscle damage is crucial. Here we present the histological technique for preparing paraffin-embedded and frozen sections of Drosophila thoracic muscles. This allows analysis of muscle morphology and localization of protein and other muscle cell components.

Parafin ve Dondurulmuş Bölüm Drosophila Yetişkin Kaslar

The molecular characterization of muscular dystrophies and myopathies in humans has revealed the complexity of muscle disease and genetic analysis of ...