Apreço é estendido para o Dr. T. Taki e Dr. M. Funamoto pelo apoio técnico.

Antes do experimento, todos os ratos devem ser dada uma semana para se aclimatar. Devem efectuar-se de todos os procedimentos cirúrgicos em animais de acordo com o guia para o cuidado e uso de animais de laboratório (www.nap.edu/catalog/5140.html) ou outras orientações éticas adequadas. Os protocolos devem ser aprovados pelo Comité de bem-estar animal na instituição apropriada antes de prosseguir. Todos os procedimentos subsequentes devem ser realizados em condições assépticas.
1. preparar o circuito de CEC
Nota: Usar equipamentos de proteção individual, incluindo luvas, óculos e um casaco limpo ou vestido descartável.
<ol><li>Instalação de circuito CEC<ol>
<li>Conecte os tubos de policloreto de vinila com um reservatório venoso, pré-concebidos para circuito de CEC e um oxigenador de membrana neonatal modificados conforme mostrado na Figura 1. Verifique todas as conexões estão apertadas e não vaza água.</li>
		<li>Defina um circuito de CEC para o dispositivo de bomba do rolo de acordo com os protocolos do fabricante.</li>
		<li>Mantenha a bomba de roletes sobre uma mesa regulável em altura e ajustar a altura da tabela 10 cm abaixo da mesa experimental.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Escorva do circuito de CEC<ol>
<li>Mix 12 mL de solução de amido hidroxietílico com 0,1 mL de heparina e 0,5 mL de solução de bicarbonato de sódio de 7% para aprontar o circuito de cec.</li>
		<li>Prime do circuito com 11 mL de solução de escorva, com o rolo de bomba girando suavemente. Colocar uma agulha de calibre 18 ventilação no reservatório de ar de ventilação.</li>
		<li>Atingido o oxigenador de membrana várias vezes para deair, com inclinação do oxigenador. Ar deve ser obscurecida completamente para evitar a embolia gasosa e oxigenação insuficiente. Durante a preparação do circuito, calor do circuito por uma lâmpada de calor elétrico definido sobre o reservatório.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. procedimento antes CPB
Nota: O campo cirúrgico e dispositivos devem ser desinfectados por álcool 70% ou um composto de amónio quaternário antes do uso.
<ol><li>Anestesia e criação de animais<ol>
<li>Anestesia um rato com inalação de ar 3,0% de isoflurano misturado em um vaporizador. Definir o rato em um posto de trabalho e entubar uma cânula de calibre 16 para a traqueia. Siga suas orientações de cuidados de animais locais sobre analgesia dosagem e frequência (por exemplo buprenorfina 0,005 mg/kg s.c.) Nota: Os ratos devem ser em anestesia profunda e perder reflexos. A respiração deve ser rítmica, mas não ser presa.</li>
		<li>Transferi o rato para uma mesa de operação, equipada com uma almofada de aquecimento elétrico. Inicie a ventilação mecânica com 8 mL/kg de volume corrente, uma frequência respiratória de 70 ciclos/min e 30% da fração inspirada de oxigênio monitorada pelo sensor de oxigênio.</li>
		<li>Manter a anestesia com isoflurano 1,5-2,0% e com uma administração adicional de cetamina/xilazina na iniciação do CPB.</li>
		<li>Monitore a temperatura retal usando a sonda rectal. Manter normotérmico temperatura de 37 ° C, ajuste a temperatura da almofada do calor e colocando o circuito a lâmpada de calor.</li>
		<li>Definir o rato na posição supina e esticar os quatro membros, fixando com agulhas. Monitore a frequência cardíaca, definindo a agulha de eletrodo de ECG para o ombro bilateral e esquerda do abdômen. Coloque uma gaze úmida ou aplicar pomada oftálmica nos olhos para evitar ressecamento.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Canulação<ol>
<li>Após a desinfecção da superfície de todo o corpo por sprayingby pulverização etanol a 70% ou outra solução anti-séptica, raspe o cabelo por uma lâmina de barbear na região inguinal bilateral e região cervical direita. Anestésicos locais (como lidocaína) deve ser usados antes de fazer a incisão de pele. Nota: como alternativa, um matagal cirúrgica do local da incisão pode ser usada em vez de todo o corpo de spray de etanol a 70% para evitar uma queda na temperatura do corpo.</li>
		<li>Incise a pele (cerca de 5 mm) na região cervical direita e regiões inguinais bilaterais por tesouras e sem rodeios, dissecar os tecidos para expor a artéria femoral direita principal. Separe a artéria cuidadosamente a veia e o nervo nas proximidades. Ligam-se ao final da artéria femoral comum por 4-0 de seda e exposição pela tensão.</li>
		<li>Cortar a parede arterial (aproximadamente 1 mm) da artéria femoral direita comum por micro tesouras em direção perpendicular à artéria e cuidadosamente Canule um cateter de calibre 24 intravenosa da incisão a uma profundidade de 1 cm para monitoramento arterial sistêmica pressão e analisando a pressão parcial de gás no sangue arterial.</li>
		<li>Administra de sódio heparina (500 UI/kg) do cateter.</li>
		<li>Siga os passos 2.2.2 e 2.2.3 para Canule um cateter intravenoso de calibre 24 na artéria femoral comum esquerda como uma linha de infusão arterial para o circuito de cec.</li>
		<li>Insira um calibre 17 multi orifício angiocatheter na veia jugular interna direita e avançá-lo para o átrio direito e veia cava inferior (VCI). Não empurre o cateter mais ou menos como o vaso pode quebrar facilmente. Conecte o cateter ao circuito da CEC para drenagem venosa.</li>
		<li>Cobrir cada região canulado com uma gaze úmida para evitar a contaminação.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. procedimento durante a CEC
<ol><li>Entregar o gás de oxigênio de 100% para o oxigenador em 0,8 L/min durante a CEC e diminuir a taxa respiratória de 30 ciclos/min. A pressão parcial arterial de oxigênio é necessária de 200 a 400 mmHg.</li>
	<li>No início da CEC, aumente a temperatura do calor pad ao máximo, 42 ° c, para atenuar a queda imediata da temperatura do corpo após início da CEC. Ajustar a temperatura ambiente de 37 ° C, quando a temperatura do corpo voltar a 36 ° C.</li>
	<li>Cuidadosamente, iniciar o fluxo do CPB e ficar de olho no volume de sangue no reservatório. Um reservatório vazio pode causar embolia gasosa. Se diminui o volume do sangue no reservatório, diminuir o fluxo da bomba ajustando a altura da tabela, ou alterando a posição do cateter de drenagem. Não re-Posicione o cateter de drenagem venosa, que pode facilmente causar perfuração do átrio direito e/ou arritmia.</li>
	<li>Aumentar e manter o fluxo da bomba em 100 mL/kg/min, enquanto a pressão arterial média é mantida a 70 mmHg. Quando a pressão arterial adequada é mantida, um pequeno volume de pelo menos 1 mL no reservatório é aceitável. Se há menos de 1 mL de sangue no reservatório, pode causar uma embolia aérea em órgãos.</li>
	<li>Se a pressão arterial é instável, adicione 2-3 mL da solução de escorva para o circuito (pode causar anemia após a CEC).</li>
</ol>4. procedimento após a CEC
<ol><li>Fixar o tubo de drenagem venosa e removê-lo do circuito. Infundi o sangue restante no circuito gradualmente à artéria para manter a pressão arterial.</li>
	<li>Aumente a taxa respiratória de 70 ciclos/min.</li>
	<li>Remover o cateter de drenagem venosa e o cateter arterial esquerdo e, em seguida, ligam o navio no site proximal e distal.</li>
	<li>Remova a linha arterial da artéria femoral direita 60 min após o término da CEC.</li>
	<li>Limpar a ferida com soro fisiológico e feche a ferida com suturas.</li>
	<li>Acaba com a anestesia e os tubos do tubo endotraqueal após verificar a respiração espontânea do animal.</li>
	<li>Administrar fluidos isotônicos estéril aquecidos e usar um tapete de calor e lâmpada de aquecimento elétrico para aquecer os animais. Verifique as condições do animal frequentemente até a recuperação da anestesia. Fornece suporte respiratório quando necessário. Nota: Uma vez que o animal começa a se mover, a fonte de calor deve ser removida da parte da gaiola para permitir que o animal que escolher o lado quente ou frio.</li>
	<li>Manter o animal além de companhia de outros animais até que recupere totalmente à respiração. Não retornam o animal para a empresa até recuperação completa.</li>
	<li>Verificar a ingestão de alimentos e água após a recuperação da anestesia e fornecer suporte nutricional adequado. Administrar analgésicos e verificar se há sinais de desconforto ou dor.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Gibbon, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+a+mechanical+heart+and+lung+apparatus+to+cardiac+surgery.">Application of a mechanical heart and lung apparatus to cardiac surgery.</a> Minn Med. 37 (3), 171-185 (1954).</li><li>Apostolakis, E., Filos, K. S., Koletsis, E., Dougenis, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lung+dysfunction+following+cardiopulmonary+bypass.">Lung dysfunction following cardiopulmonary bypass.</a> J Cardiac Surg. 25 (1), 47-55 (2010).</li><li>Popovic, P., Horecky, J., Popovic, V. 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F., Schachtman, T. R., McLaughlin, R. M., Steffen, E. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+and+physiologic+effects+of+inapparent+wound+infection+in+rats.">Behavioral and physiologic effects of inapparent wound infection in rats.</a> Lab Anim Sci. 42 (6), 572-578 (1992).</li></ol>

Todos os autores têm nada divulgar sobre suporte comercial.

Neste modelo de CEC de rato, os soro e pulmão níveis de expressão de citocinas inflamatórias e HMGB-1, um fator de transcrição chave regulamenta as respostas inflamatórias, aumentaram dramaticamente após a CEC. Estudos clínicos anteriores mostraram que a secreção de soro de nível HMGB-1 é elevada em pacientes submetidos à cirurgia cardiovascular11, e o pico do nível de HMGB-1 soro durante a CEC foi associado com a síndrome de resposta inflamatória sistêmica mais grave e deficiência de oxigenação pulmonar após a CEC12. Além disso, o soro nível HMGB-1 é um biomarcador independente para prever a mortalidade de cuidados intensivos em pacientes com pneumonia severa e síndrome da angústia respiratória (Sara)13. SDRA severa relacionados ao CPB associado com citocinas inflamatórias e HMGB-1 ativação com êxito é simulada por este modelo de CEC do rato.
Numerosos estudos sobre inflamação sistêmica CPB-relacionados foram realizados em modelos do rato por causa de sua utilidade para investigar as respostas inflamatórias sistêmicas, incluindo proinflammatory cytokine expressão14, nuclear kappa B ativação15, ativação de neutrófilos por moléculas de adesão16e matriz metaloproteinase-9 atividades17. Estresse oxidativo, tais como a ativação da proteína HO-1 durante a CEC foi investigado também usando o rato CPB modelos18.
O modelo CPB rato recentemente foi desenvolvido em vários procedimentos para simular as situações clínicas de complicações da CEC. Os efeitos enzimáticos, genéticos e histológicos para o miocárdio podem ser investigados por um ataque cardíaco modelo7. Além disso, um modelo DHCA é relatado para revelar os mecanismos associados com resultado cerebral adverso após a cirurgia da aorta torácica e para investigar o potencial neuroprotetor estratégias6. Estes modelos, baseados no modelo CPB rato convencional, são valiosos para avaliar os diversos efeitos da CEC, o estreitamente imitando situações clínicas em cirurgias cardiovasculares.
A taxa de sobrevivência desse modelo depende do aprimoramento técnico do investigador. Os fatores mais críticos relacionados à morbidade estão sangrando durante a separação dos vasos, ruptura cardíaca e hematoma retroperitoneal, que geralmente ocorre de falha técnica. Boa exposição, tensão adequada para os vasos e gentil canulação são cirúrgicos requisitos para o sucesso. Manter a pressão arterial média de pelo menos 60 mmHg controlando o sangue reservado e solução adicional é importante para evitar anemia extrema e deficiência de membro inferior. Embolia gasosa para o intestino e/ou outros órgãos abdominais também é fundamental para evitar; uma vez que isso ocorre, o procedimento não pode ser concluído.
Na prática precoce destes procedimento, conclusão do CPB é aproximadamente 20% por causa da dificuldade na canulação e até 10% de sobrevivência 4h após a CEC. Depois da experiência com 20 modelos, a taxa de sobrevivência dramaticamente melhorou para quase 80% por causa da Hemodinâmica estável durante a preparação do modelo.
No início da criação deste modelo, volume total do circuito de CEC foi 3 mL, que é maior do que aquele presente. Portanto, o volume excessivo coloidal induziu a anemia crítica durante a CEC (quer dizer hematócrito: 14,7%)19. Diminuindo o volume do circuito de CEC e sangramento cirúrgico, o hematócrito durante a CEC aumentou dramaticamente para 21,3%, o que permitiu a manutenção Hemodinâmica estável.
O orifício de multi calibre 17 é muito apropriado para a canulação da veia jugular interna a veia cava inferior através do átrio direito, devido ao seu comprimento adequado e suavidade, que impede a usar da parede venosa. Além disso, o diâmetro interno do orifício multi e suficiente permite suficiente retorno venoso e uma elevada taxa de sucesso. Introduzir o cateter na veia cava inferior é tecnicamente difícil por causa de sua forma cega e seria facilmente perfurar a parede venosa ou atrial.
Canulação arterial para a artéria femoral de ratos tende a causar isquemia do membro em comparação com a artéria de cauda ou artéria carótida20. Em nossa experiência, instabilidade hemodinâmica (BP média inferior a 60 mmHg), ligadura da artéria femoral profunda e anemia crítica pode causar danos graves perna. Manutenção da pressão arterial, canulação de uma região superior da artéria femoral comum e manter um hematócrito mais elevado são todas as soluções para evitar isquemia do membro causada pela perfusão colateral rica inata de ratos.
Evasão de catecolamina e transfusão de sangue é necessário investigar com precisão respostas hemodinâmicas, bioquímicas e/ou fisiológicas de testar materiais e intervenções. Não há nenhuma necessidade de vasopressor e transfusão durante o procedimento em nosso modelo. Aumenta a liberação de citocinas inflamatórias e posteriormente se deteriora órgão função21anestesia profunda. Profundidade de anestesia apropriada, suave e gentil canulação da traqueia animal para intubação e canulação da artéria femoral para monitorização da pressão arterial sem sangramento são importantes antes do início da CEC. Se houver instabilidade hemodinâmica, antes do início da CEC, taxa de sucesso será diminuída notavelmente. Durante a CEC, a taxa de fluxo do CPB deve ser mantida ajustando o volume no reservatório. A 60 min após início da CEC, a cuidadosa adição de volume (soro de 1-3 mL) é necessária por causa da instabilidade hemodinâmica por processos inflamatórios. No entanto, a adição do excessivo volume colloidal causa anemia que pode levar a condições instáveis. Após a CEC, o sangue do circuito de CEC deve ser retornado para o rato suavemente em 30 min. instabilidade após CEC significa que há potencial morbidade como isquemia nos membros ou intestino.
A profundidade de anestesia apropriada é uma das dicas neste modelo para diminuir a mortalidade e morbidade. Inalantes anestésicos fornecem adequado controle da profundidade e duração da anestesia. Quando nós entubar uma cânula para a traqueia, ratos devem ser em anestesia profunda o suficiente para perder os reflexos. A respiração deve ser rítmica, mas não ser presa. Parada respiratória indica extremamente profunda anestesia, hipotensão e/ou morte iminente, o que provoca a inflamação sistêmica. Contrària, anestesia insuficiente causa mais stress para o animal. Durante a CEC, o movimento do corpo do animal é fundamental para reduzir por causa da possível remoção acidental das cânulas. Controlar o vaporizador de isoflurano, monitorando a frequência cardíaca, pressão arterial e movimento de parede torácica é necessária durante o procedimento. Na iniciação do CPB, a concentração sanguínea de isoflurano pode diminuir de dilatação volumétrica aprontada. Pentobarbital intraperitoneal adicional pode permitir estável profundidade da anestesia.
Infecções pós-operatória em ratos causará inúmeras alterações em parâmetros fisiológicos22. Um modelo de longa sobrevivência exige rigorosa manutenção de condições estéreis durante o procedimento. Um quarto separado e uma área de trabalho para procedimentos assépticos são desejáveis. O campo cirúrgico e dispositivos devem ser desinfectados por álcool 70% ou um composto de amónio quaternário antes do uso. Todo o material que provavelmente afeta a contaminação, como cânulas, soluções e materiais de sutura, deve estar em uma embalagem estéril. Durante a CEC, cobrir o campo cirúrgico com gaze úmida de pequena impede que os sites de fontes potenciais de contaminação. Antes de fechar as feridas, a remoção de sangue da ferida e enxaguá-lo com água estéril são necessárias para evitar a infecção da ferida. Em nossa experiência, nenhuma infecção de ferida ocorreu 24 h após a operação.
Existem limitações deste modelo CPB em que é completamente não pode imitar situações clínicas. Em primeiro lugar, este coração batendo modelo apresenta fluxo pulsátil, que é diferente da clínica cirurgia cardíaca com o coração presa. Em segundo lugar, este modelo pode ser conduzido sem toracotomia, e isto não seria totalmente reproduzir CPB clínico com toracotomia mediana, o que leva a hemorragia durante o procedimento cirúrgico.
Em conclusão, este modelo CPB recuperação permite estudos de início - e longo prazo danos em vários órgãos associados com CEC. Principais vantagens deste modelo incluem a redução de possíveis enviesamentos por transfusões de sangue, agentes inotrópicos ou vasopressores. Este modelo é apropriado para investigar as estratégias terapêuticas na prevenção de lesões de múltiplos órgãos durante a CEC.

Em 1953, o Dr. John H. Gibbon Jr realizou com sucesso a primeira cirurgia cardíaca usando CPB1, e posteriormente tornou-se uma modalidade essencial em cirurgia cardiovascular. Enquanto as técnicas e os dispositivos foram dramaticamente refinados, órgãos várias complicações relacionadas à CPB ainda comprometem o resultado de cirurgias cardiovasculares e podem afetar de morbidade e mortalidade pós-operatória2. Danos nos órgãos relacionados ao CPB é causado pela ativação do sistema imunológico e síntese de cytokines proinflammatory, ativação de elogio e produção de radicais livres de oxigênio2. Sua fisiopatologia, no entanto, não foi totalmente elucidada.
Modelos animais, recapitulando o uso clínico do CPB permitem o esclarecimento dos processos fisiopatológicos durante e após a CEC; Isto pode facilitar estudos pré-clínicos no desenvolvimento de estratégias para evitar estas complicações. Desde Popovic et al. relatada pela primeira vez um modelo do rato CPB em 19673, rato CPB modelos foram refinados e gradualmente tomaram o lugar dos modelos de animal grande, devido ao maior custo-efetividade, processos experimentais convenientes e uma infinidade de métodos de teste genético e níveis de proteína. Além disso, ratos puras podem ser geneticamente idênticos, reduzindo possíveis enviesamentos biológicos.
Fabre et al. primeiro estabeleceu um modelo de recuperação que permitiu o estudo de longo prazo várias sequelas de órgão de CPB4. As vantagens deste modelo de sobrevivência simples são a flexibilidade (CPB fluxo e duração), condições vitais estáveis e reprodutibilidade em inflamações sistêmicas. Modelos do rato CPB tornaram-se cruciais para a investigação de estratégias terapêuticas que visam prevenir lesões de vários órgãos durante a CEC5, e recentemente foram desenvolvidos vários modelos para simular as situações clínicas durante a CEC. De Lange et al. desenvolveu um modelo de parada cardíaca, que pode ser usado para caracterizar as respostas enzimáticas, genéticas e histológicas relacionadas com lesão miocárdica7. Peters et al. arranjado o infarto do miocárdio e reperfusão controlada usando um modelo em miniatura do CPB para analisar a disfunção do coração através da isquemia focal e reperfusão lesão8. Jungwirth et al. primeiro estabeleceu um modelo de fundo circulatória hipotérmica (DHCA), que pode elucidar a lesão de isquemia e reperfusão global por DHCA e suporta potencial neuroprotetor estratégias6. Estudos utilizando DHCA investigam a influência da hipotermia, reperfusão, e/ou acionadas por hemólise sinalização eventos9. Hipotermia profunda pode afetar a ativação e inativação de várias enzimas e vias e os mecanismos permanecem desconhecidas10. Por outro lado, modelos de parada cardíaca ou modelos de isquemia do coração devem ser usados para investigar a isquemia e reperfusão lesão de coração. Esses vários modelos CPB rato que recapitular altamente humano CEC podem revelar processos patológicos relacionados à CEC e ajudar a atenuar as complicações relacionadas à CEC.
Este protocolo demonstra um modelo simples de CEC sem transfusão ou inotrópicos em um rato. Este modelo permite o estudo de longo prazo várias sequelas de órgão do CPB.

<table><tbody><tr><td>Rodent Ventilator 7025</td><td>Ugo Basile</td><td>7025</td><td>Ventilator</td></tr><tr><td>OxiQuant B</td><td>ENVITEC</td><td>46-00-0023</td><td>Oxygen Sensor</td></tr><tr><td>CMA 450 Temperature Controller</td><td>CMA</td><td>8003759</td><td>Temperature Controller</td></tr><tr><td>CMA 450 Heating Pad</td><td>CMA</td><td>8003763</td><td></td></tr><tr><td>CMA 450 Rectal Probe</td><td>CMA</td><td>8003761</td><td></td></tr><tr><td>DIN(8) to Disposable BP Transducer</td><td>ADInstruments</td><td>MLAC06</td><td></td></tr><tr><td>Disposable BP Transducer</td><td>ADInstruments</td><td>MLT0670</td><td></td></tr><tr><td>IX-214 Data Recorder</td><td>iWorx Systems</td><td>IWX-214</td><td>amplifier</td></tr><tr><td>LabScribe software</td><td>iWorx Systems</td><td></td><td>software</td></tr><tr><td>Roller pump</td><td>Furue Science</td><td>Model RP-VT</td><td>pump</td></tr><tr><td>Happy Cath</td><td>Medikit</td><td>EB 19G 4HCLs PP</td><td>17-gauge multiorifice angiocatheter</td></tr><tr><td>SURFLO ETFE I.V. Catheter</td><td>Terumo</td><td>SR-OX2419CA</td><td>24-gauge angiocatheter</td></tr><tr><td>Oxygenator</td><td>Mera</td><td>HPO-002</td><td></td></tr><tr><td>CPB circuit</td><td>Mera</td><td>custom-made</td><td></td></tr><tr><td>Hespander fluid solution</td><td>Fresenius Kabi</td><td>3319547A4035</td><td>Hydroxyethyl starch</td></tr></tbody></table>

a recovery cardiopulmonary bypass model without transfusion or inotropic agents in rats

Extracorpórea (CEC) é indispensável em cirurgia cardiovascular. Apesar da dramático refinamento de técnica de CEC e dispositivos, órgãos várias complicações relacionadas à prolongada CPB ainda comprometer o resultado de cirurgias cardiovasculares e podem piorar mortalidade e morbidade pós-operatória. Modelos animais, recapitulando o uso clínico do CPB permitem o esclarecimento dos processos fisiopatológicos que ocorrem durante a CEC e facilitam estudos pré-clínicos para desenvolver estratégias de proteção contra estas complicações. Modelos do rato CPB são vantajosos por causa da sua maior relação custo-eficácia, processos experimentais convenientes, abundantes métodos de ensaio para a genética ou níveis de proteína e consistência genética. Eles podem ser usados para investigar a ativação do sistema imunológico e síntese de cytokines proinflammatory, ativação de elogio e produção de radicais livres de oxigênio. Os modelos do rato foram refinados e gradualmente tomaram o lugar dos modelos de animal-grande. Aqui, descrevemos um modelo simples de CEC sem transfusão e/ou inotrópicos em um rato. Esse modelo de recuperação permite que o estudo de longo prazo múltiplas sequelas de órgão do CPB.

A Figura 1 mostra todo o circuito de cec. As variáveis fisiológicas neste modelo são mostradas na Figura 2e incluem a temperatura retal, significa a pressão arterial e frequência cardíaca. A Figura 3 mostra as análises de gás de sangue arterial durante a CEC, incluindo a pressão parcial de oxigênio arterial, pressão parcial de dióxido de carbono arterial, hematócrito, excesso de base, expressão de soro de potássio e o potencial de hidrogênio. Ao longo do processo, a frequência cardíaca e pressão arterial média estavam estáveis. A temperatura retal e hematócrito diminuíram no início da CEC devido a hemodiluição causada pelo volume de escorva. A pressão parcial de oxigênio arterial aumentou significativamente durante a CEC devido a oxigenação de membrana. Representante hematoxilina e eosina, coloração de imagens dos pulmões são mostrados na Figura 4, que inclui as imagens do grupo CPB (Figura 4B, D) e o grupo de operação de Souza (Figura 4A, C) e os rácios de PaO2 / FiO2 após a CEC em comparação com a linha de base (Figura 4E). Para hemorragia, infiltração de células inflamatórias e edema intersticial, observou-se uma diferença significativa no grupo CPB. A Figura 5 mostra a concentração sérica de fator de necrose tumoral-α (TNF-α), interleucina-6 (IL-6) e alta mobilidade grupo caixa 1 (HMGB1) níveis após a CEC.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56986/56986fig1.jpg"> Figura 1 : Circuito CPB o. Todo o circuito de CEC consiste de um reservatório (8 mL), um oxigenador de membrana com um volume de escorva de 3,3 mL e a bomba de roletes. Todas as peças estão conectadas via tubos de policloreto de vinila, incluindo uma linha de drenagem venosa (diâmetro externo (OD), 3,3 mm; diâmetro interno (ID), 2 mm; cerca de 1,4 mL), uma linha arterial (OD, 2mm; ID, 1,2 mm; cerca de 1,2 mL) e um tubo de anexar o cilindro de bomba (OD, 6,6 mm; ID, 4,5 mm; cerca de 2,8 mL). Volume total de escorva é 11 mL, incluindo aproximadamente 3 mL no reservatório. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56986/56986fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56986/56986fig2.jpg"> Figura 2 : Variáveis fisiológicas. Variáveis fisiológicas durante e após a CEC, incluindo temperatura retal (A), (B) média da pressão arterial e frequência cardíaca de (C) (n = 6). Os pontos e as barras de erro são apresentadas como média e desvio padrão. CPB, bypass cardiopulmonar; Pré, antes CPB; CPB X, X min após o início da CEC; Post X, X min após o término da CEC. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56986/56986fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56986/56986fig3.jpg"> Figura 3 : Análises de gás de sangue arterial. Análises de gás de sangue arterial durante e após a CEC. (A) pressão parcial de oxigênio arterial, (B) pressão parcial arterial de dióxido de carbono (C) hematócrito, excesso de base (D), (E) expressão de soro de potássio e (F) potencial de hidrogênio (n = 6). Os pontos e as barras de erro são apresentadas como média e desvio padrão. CPB, bypass cardiopulmonar; Pré, antes CPB; CPB X, X min após o início da CEC; Post X, X min após o término da CEC. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56986/56986fig3large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56986/56986fig4.jpg"> Figura 4 : Análise histológica para pulmões. Representante hematoxilina e eosina, coloração de imagens para o grupo de operação de Souza (A, C) e o bypass cardiopulmonar realizaram grupo (B, D). 4 h após a CEC. A gravidade da insuficiência respiratória correlacionou-se à extensão de resultados patológicos em edema e hemorragia. Barras de escala; 50 µm (a, B), 1 mm (C, D). (E) a proporção de PaO2/FiO2 após CEC em comparação com a linha de base no grupo sham e grupo controle (n = 6 em cada grupo). Os pontos e as barras de erro são apresentadas como média e desvio padrão. p < 0,01 vs grupo Sham. CPB, bypass cardiopulmonar; PaO2, pressão parcial de oxigênio arterial; FiO2, fração inspirada de oxigênio; Post X, X min após o término da CEC. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56986/56986fig4large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56986/56986fig5.jpg"> Figura 5 : Avaliação das respostas inflamatórias no soro. Na concentração sérica de (A) fator de necrose tumoral-α (TNF-α), (B) interleucina-6 (IL-6) e os níveis de 1 caixa (HMGB1) grupo elevado da mobilidade (C) após a CEC. n = 5 para cada grupo: Sham e CPB grupo, ratos submetidos à CEC. Os pontos e as barras de erro são apresentadas como média e desvio padrão. p < 0.05, †p < 0,001 vs grupo Sham. CPB, bypass cardiopulmonar; Post X, X min após o término da CEC. <a href="//cloudflare-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/56986/56986fig5large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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A Recovery Cardiopulmonary Bypass Model Without Transfusion or Inotropic Agents in Rats

Um modelo de recuperação de Bypass cardiopulmonar sem transfusão ou inotrópicos em ratos

Aqui, apresentamos um protocolo para descrever um modelo de recuperação simples extracorpórea sem transfusão ou inotrópicos em um rato. Este modelo permite o estudo de longo prazo várias sequelas de órgão de bypass cardiopulmonar.

Cardiopulmonary bypass (CPB) is indispensable in cardiovascular surgery. Despite the dramatic refinement of CPB technique and devices, multi-organ ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

7.8K visualizações.  Kyoto University. Aqui, apresentamos um protocolo para descrever um modelo de recuperação simples extracorpórea sem transfusão ou inotrópicos em um rato. Este modelo permite o estudo de longo prazo várias sequelas de órgão de bypass cardiopulmonar.

Vídeo: A Recovery Cardiopulmonary Bypass Model Without Transfusion or Inotropic Agents in Rats

Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization and for minimizing organ damage resulting from prolonged extracorporal circulation. The goal of this paper was to demonstrate a fully functional and clinically relevant model of cardiopulmonary bypass in a mouse. We report on the device design, perfusion circuit optimization, and microsurgical techniques. This model is an acute model, which is not compatible with survival due to the need for multiple blood drawings. Because of the range of tools available for mice (e.g., markers, knockouts, etc.), this model will facilitate investigation into the molecular mechanisms of organ damage and the effect of cardiopulmonary bypass in relation to other comorbidities.

This paper describes how to perform cardiopulmonary bypass in mice. This novel model will facilitate the investigation of the molecular mechanisms involved in organ damage.

Bypass cardiopulmonar em um modelo do rato: uma nova abordagem

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization ...

Medicina

Pre-clinical Model of Cardiac Donation after Circulatory Death

Cardiac transplantation demand is on the rise; nevertheless, organ availability is limited due to a paucity of suitable donors. Organ donation after circulatory death (DCD) is a solution to address this limited availability, but due to a period of prolonged warm ischemia and the risk of tissue injury, its routine use in cardiac transplantation is seldom seen. In this manuscript we provide a detailed protocol closely mimicking current clinical practices in the context of DCD with continuous monitoring of heart function, allowing for the evaluation of novel cardioprotective strategies and interventions to decrease ischemia-reperfusion injury.
In this model, the DCD protocol is initiated in anesthetized Lewis rats by stopping ventilation to induce circulatory death. When systolic blood pressure drops below 30 mmHg, the warm ischemic time is initiated. After a pre-set warm ischemic period, hearts are flushed with a normothermic cardioplegic solution, procured, and mounted onto a Langendorff ex vivo heart perfusion system. Following 10 min of initial reperfusion and stabilization, cardiac reconditioning is continuously evaluated for 60 min using intraventricular pressure monitoring. A heart injury is assessed by measuring cardiac troponin T and the infarct size is quantified by histological staining. The warm ischemic time can be modulated and tailored to develop the desired amount of structural and functional damage. This simple protocol allows for the evaluation of different cardioprotective conditioning strategies introduced at the moment of cardioplegia, initial reperfusion and/or during ex vivo perfusion. Findings obtained from this protocol can be reproduced in large models, facilitating clinical translation.

This protocol shows a simple and flexible approach for the evaluation of new conditioning agents or strategies to increase the feasibility of cardiac donation after circulatory death.

Modelo pré-clínico de doação cardíaca após a morte circulatória

Cardiac transplantation demand is on the rise; nevertheless, organ availability is limited due to a paucity of suitable donors. Organ donation after ...

A Rat Lung Transplantation Model of Warm Ischemia/Reperfusion Injury: Optimizations to Improve Outcomes

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods for choosing appropriate cuff sizes for the pulmonary vein (PV), pulmonary artery (PA), or bronchus (Br) are varied, thus making the determination of proper cuff size during rat lung transplantation an exercise of trial and error. By standardizing the cuffing technique to use the smallest effective cuff appropriate for the size of the vessel or bronchus, one can make the transplantation procedure safer, faster, and more successful. Since diameters of the PV, PA, and Br are related to the body weight of the rat, we present a strategy to choosing an appropriate size using a weight-based guide. Since lung volume is also related to body weight, we recommend that this relationship should also be considered when choosing the proper volume of air for donor lung inflation during warm ischemia as well as for the proper volume of PBS to be instilled during bronchoalveolar lavage (BAL) fluid collection. We also describe methods for 4th intercostal space dissection, wound closure, and sample collection from both the native and transplanted lobes.

Here, we present optimizations to a rat lung transplantation model that serve to improve outcomes. We provide a size guide for cuffs based on body weight, a measurement strategy to ascertain the 4th intercostal space, and methods of wound closure and BAL (bronchoalveolar lavage) fluid and tissue collection.

Modelo de Lesão de Isquemia/Reperfusão de Pulmão de Rato em Transplante de Pulmão de Rato: Otimizações para Melhorar os Resultados

From our experience with rat lung transplantation, we have found several areas for improvement. Information in the existing literature regarding methods ...

A New Model of Heart Failure Post-Myocardial Infarction in the Rat

Ligation of the left anterior descending (LAD) coronary artery has been widely used to establish the rat model of heart failure (HF) post myocardial infarction (MI). However, the disadvantages of this model include high mortality rate after ligation and larger variations both in the infarct size and the degree of impaired cardiac function. In addition, a ventilator or exteriorization of the heart is indispensable for the previous models, which complicates the procedure during the ligation. In this study, we developed a reliable and reproducible model without the ventilator or exteriorization of the heart by ligating the LAD coronary artery. Four weeks after the procedure, we found that the serum concentrations of CK-MB, NT-proBNP, and Renin, which were used to assist diagnoses of MI and HF, were significantly higher in the MI group compared to the sham group. In contrast, the value of left ventricle ejection fraction (LVEF) in the MI group was obviously less than in the sham group. Furthermore, the infarct size and cardiac fibrosis area were individually confirmed and quantitatively analyzed by TTC staining and Masson's trichrome staining. Smaller variations were found in either infarct size or fibrosis area in the MI group, which helped to develop a reliable and reproducible model of HF post-MI. This new model of HF post-MI in the rat is vital for studying the potential mechanisms of MI and HF. This new method can be used to develop the new drug for treatment of MI and HF in rats by using pharmacological strategies.

We successfully developed a reliable and reproducible model of heart failure post-myocardial infarction in the rat without ventilation or exteriorization of the heart. This simplifies the procedure and benefits the further studies about the potential mechanisms behind the heart failure.

Ligation of the left anterior descending (LAD) coronary artery has been widely used to establish the rat model of heart failure (HF) post myocardial ...

Large-Animal Model of Donation after Circulatory Death and Normothermic Regional Perfusion for Cardiac Assessment

The increase in demand for cardiac transplantation throughout the years has fueled interest in donation after circulatory death (DCD) to expand the organ donor pool. However, the DCD process is associated with the risk of cardiac tissue injury due to the inevitable period of warm ischemia. Normothermic regional perfusion (NRP) allows for an in situ organ assessment, allowing the procurement of hearts determined to be viable. Here, we describe a clinically relevant large-animal model of DCD followed by NRP. Circulatory death is established in anesthetized pigs by stopping mechanical ventilation. After a preset warm ischemia period, an extracorporeal membrane oxygenator (ECMO) is used for a NRP period lasting at least 30 min. During this reperfusion period, the model allows the collection of various myocardial biopsies and blood samples for initial cardiac evaluation. Once NRP is weaned, biochemical, hemodynamic, and echocardiographic assessments of cardiac function and metabolism can be performed before organ procurement. This protocol closely simulates the clinical scenario previously described for DCD and NRP in heart transplantation and has the potential to facilitate studies aimed at decreasing ischemia-reperfusion injury and enhance cardiac functional preservation and recovery.

The protocol describes a large-animal (porcine) model of donation after circulatory death, followed by thoracoabdominal normothermic regional perfusion that closely simulates the clinical scenario in heart transplantation, and has the potential to facilitate therapeutic studies and strategies.

Modelo de Doação em Animais de Grande Porte após Morte Circulatória e Perfusão Regional Normotérmica para Avaliação Cardíaca

The increase in demand for cardiac transplantation throughout the years has fueled interest in donation after circulatory death (DCD) to expand the organ ...

Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation

Heart transplantation is the most effective therapy for end-stage heart failure. Despite the improvements in therapeutic approaches and interventions, the number of heart failure patients waiting for transplantation is still increasing. The normothermic ex situ preservation technique has been established as a comparable method to the conventional static cold storage technique. The main advantage of this technique is that donor hearts can be preserved for up to 12 h in a physiologic condition. Moreover, this technique allows resuscitation of the donor hearts after circulatory death and applies required pharmacologic interventions to improve donor function after implantation. Numerous animal models have been established to improve normothermic ex situ preservation techniques and eliminate preservation-related complications. Although large animal models are easy to handle compared to small animal models, it is costly and challenging. We present a rat model of normothermic ex situ donor heart preservation followed by heterotopic abdominal transplantation. This model is relatively cheap and can be accomplished by a single experimenter.

Here, we present an assessment protocol of a heterotopically implanted heart after normothermic ex situ preservation in the rat model.

Modelo de Transplante Cardíaco Heterotópico Perfundido Normothermic Ex-Situ em Rato

Heart transplantation is the most effective therapy for end-stage heart failure. Despite the improvements in therapeutic approaches and interventions, the ...

Ressuscitação Cardiopulmonar Extracorpórea em Modelo Animal Após Parada Cardíaca

Pediatric Animal Model of Extracorporeal Cardiopulmonary Resuscitation After Prolonged Circulatory Arrest

Congenital heart disease (CHD) is the most prevalent congenital malformation, with about one million births impacted worldwide per year. Comprehensive investigation of this disease requires appropriate and validated animal models. Piglets are commonly used for translational research due to their analogous anatomy and physiology. This work aimed to describe and validate a neonatal piglet model of cardiopulmonary bypass (CPB) with circulatory and cardiac arrest (CA) as a tool for studying severe brain damage and other complications of cardiac surgery. In addition to including a list of materials, this work provides a roadmap for other investigators to plan and execute this protocol. After experienced practitioners performed several trials, the representative results of the model demonstrated a 92% success rate, with failures attributed to small piglet size and variant vessel anatomy. Furthermore, the model allowed practitioners to select from a wide variety of experimental conditions, including varying times in CA, temperature alterations, and pharmacologic interventions. In summary, this method uses materials readily available in most hospital settings, is reliable and reproducible, and can be widely employed to enhance translational research in children undergoing heart surgery.

Autor em destaque: Simulando cirurgia cardíaca pediátrica usando um modelo de leitão neonatal

This protocol describes a neonatal porcine model of cardiopulmonary bypass (CPB), with circulatory and cardiac arrest as a tool for studying severe brain damage and other complications secondary to CPB.

Modelo Animal Pediátrico de Ressuscitação Cardiopulmonar Extracorpórea Após Parada Circulatória Prolongada

Congenital heart disease (CHD) is the most prevalent congenital malformation, with about one million births impacted worldwide per year. Comprehensive ...

Modified Heterotopic Abdominal Heart Transplantation and a Novel Aortic Regurgitation Model in Rats

Over the past 50 years, many researchers have reported heterotopic abdominal heart transplantation in mice and rats, with some variations in the surgical technique. Modifying the transplantation procedure to strengthen the myocardial protection could prolong the ischemia time while preserving the donor&#39;s cardiac function. This technique&#39;s key points are as follows: transecting the donor&#39;s abdominal aorta before harvesting to unload the donor&#39;s heart; perfusing the donor&#39;s coronary arteries with a cold cardioplegic solution; and topical cooling of the donor&#39;s heart during the anastomosis procedure. Consequently, since this procedure prolongs the acceptable ischemia time, beginners can easily perform it and achieve a high success rate.
Moreover, a new aortic regurgitation (AR) model was established in this work using a technique different from the existing one,&#160;which is created by inserting a catheter from the right carotid artery and puncturing the native aortic valve under continuous echocardiographic guidance. A heterotopic abdominal heart transplantation was performed using the novel AR model. In the protocol, after the donor&#39;s heart is harvested, a stiff guidewire is inserted into the donor&#39;s brachiocephalic artery and advanced toward the aortic root. The aortic valve is punctured by pushing the guidewire further even after the resistance is felt, thus inducing AR. It is easier to damage the aortic valve using this method than with the procedure described in the conventional AR model. Additionally, this novel AR model does not contribute to the recipient&#39;s circulation; therefore, this method is expected to produce a more severe AR model than the conventional procedure.

This study demonstrates a reproducible heterotopic abdominal heart transplantation technique in rats that beginners can learn and perform. Additionally, a novel aortic regurgitation model in rats is generated by performing heterotopic abdominal heart transplantation and damaging the donor's aortic valve using a guidewire after harvesting.

Transplante Cardíaco Heterotópico Abdominal Modificado e um Novo Modelo de Regurgitação Aórtica em Ratos

Over the past 50 years, many researchers have reported heterotopic abdominal heart transplantation in mice and rats, with some variations in the surgical ...

Um modelo de recuperação de Bypass cardiopulmonar sem transfusão ou inotrópicos em ratos

Resumo

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Bypass cardiopulmonar em um modelo do rato: uma nova abordagem

Modelo pré-clínico de doação cardíaca após a morte circulatória

Modelo de Lesão de Isquemia/Reperfusão de Pulmão de Rato em Transplante de Pulmão de Rato: Otimizações para Melhorar os Resultados

A New Model of Heart Failure Post-Myocardial Infarction in the Rat

Modelo de Doação em Animais de Grande Porte após Morte Circulatória e Perfusão Regional Normotérmica para Avaliação Cardíaca

Modelo de Transplante Cardíaco Heterotópico Perfundido Normothermic Ex-Situ em Rato

Modelo Animal Pediátrico de Ressuscitação Cardiopulmonar Extracorpórea Após Parada Circulatória Prolongada

Modelo Animal Pediátrico de Ressuscitação Cardiopulmonar Extracorpórea Após Parada Circulatória Prolongada

Modelo Animal Pediátrico de Ressuscitação Cardiopulmonar Extracorpórea Após Parada Circulatória Prolongada

Transplante Cardíaco Heterotópico Abdominal Modificado e um Novo Modelo de Regurgitação Aórtica em Ratos