Agradecemos a D. Ashton, V. Barkley, K. Beimfohr, F. Bojorquez, J. Cantrell, G. Castro, R. Christensen, J. Fearn, Jara C., D. Meade, G. Owens, L. Rodarte, D. Sieglaff, Sonoqui r., M. Stefanek, Stuart B., J. Trejo, r. Slade e E. Yescas para obter assistência técnica. Suporte parcial foi fornecida pelo USDA-Service, USDA-nacional Instituto de investigação agrícola para alimentos e agricultura extensão IPM programa e Pest Management alternativas especiais projetos, Cotton Incorporated, Arizona Associação de produtores de algodão, algodão Fundações, USDA-achas, NAPIAP (região oeste) e projetos especiais de região oeste IPM.

Nota: as técnicas descritas abaixo são consideradas tabelas de vida parcial porque eles não incluem explicitamente reprodução ou mortalidade dos estágios adultos. A coorte de termo é equivalente a geração porque ele examina a mortalidade do ovo à fase adulta.
 1. estabelecer campo Sites <ol><li>conduta tabelas de vida a qualquer momento durante o crescimento da safra, uma vez que os insetos estão presentes. A escolha de quando iniciar estudos vai depender as metas e objetivos da pesquisa.</li>
	<li>Selecionar duas linhas de colheita, perto do centro da trama para minimizar os efeitos de borda do entorno terrenos ou áreas não cultivadas. Marcar a cabeça de cada linha com uma bandeira de arame ou uma estaca de madeira para facilitar a recolocação fácil uma vez que a colheita obtém grande.</li>
	<li>Entrem 3-4 m da borda do enredo paralelo à linha. Use uma linha para estabelecer coortes de ovo e o segundo para estabelecer coortes ninfa</li></ol> 2. Estabelecer coortes de ovo <ol><li>usar uma lente de mão de 8x para procurar recém colocados ovos na parte inferior das folhas, perto do topo da haste principal da planta do algodão (geralmente o segundo ou terceiro nó de cima). 
	Nota: Fases da vida de b. tabaci geralmente são distribuídos de verticalmente no dossel vegetal com ovos perto do topo da planta e progressivamente mais velhas ninfal etapas abaixo. Isto resulta porque 1 st ínstar ninfas resolver sobre a mesma folha como o ovo e a planta adiciona folhas acima do local de oviposição inicial como ele cresce.
	<ol><li>Uso um poder superior 15 X lente observar ovos frescos e verifique se a identificação antes de usar a lente de 8x para marcar o inseto. Ovos frescos têm uma coloração branca brilhante sob a lente e destacam-se os ovos que são mais velhos (Figuras 1A e 1B). Ovos escurecem uma cor Torlone, medida que amadurecem.</li>
	</ol></li> <li>, Use um marcador permanente preto atóxico, ultra-fine-ponto para desenhar um pequeno círculo ao redor do ovo. Desenhar o círculo pequeno o suficiente para minimizar a possibilidade de uma fêmea pondo outro ovo dentro do círculo adiante.
	<ol><li>Cortar um buraco ou entalhe no lado do 8 X lente de mão com um serrote ou broca para que a caneta pode ser inserida e vista através da lente ao desenho ( Figura 2A).</li>
	</ol></li> <li>Repita este processo na mesma folha, se possível, para marcar outros ovos, marcar um total de não mais que quatro ovos em uma única folha e não mais do que um ovo por cada sector da folha. Para o algodão, a folha é subdividida em quatro setores por três veios de uma folha grande ( Figura 3).</li>
	<li>Amarrar uma pequena etiqueta papelão leve o pecíolo da folha contendo egg(s) marcado. Número da etiqueta e incluem a notação para o número de lote ou tratamento dependendo do design experimental ( Figura 2B).</li>
	<li>Amarrar um comprimento longo de 1 m de fita de embandeiramento em torno da haste principal perto do topo da planta. Usar uma gravata de laço-estilo para que a fita pode facilmente ser realocada conforme necessário para mantê-lo visível para repetidas visitas para esse local no domínio.</li>
	Número de <li>folha de registro e informações posicionais em um notebook portátil analógico ou eletrônico (tabela 1). Informações posicionais usa os sectores da folha para localização de nota mais fino (por exemplo, 1-1, 1-2, 1-4 denotar ovos nos setores 1, 2 e 4 na folha #1).</li>
	<li>Estabelecer cada coorte em um único dia. 
	Nota: Uma coorte em um determinado lote é composta por um mínimo de 50 ovos totais.
	<ol><li>Não mais do que uma folha de uso por planta para distribuir melhor os membros da coorte. 
		Nota: Dependendo da densidade do inseto, isso pode incluir em qualquer lugar de 13 folhas com 3 a 4 ovos cada ou 50 folhas com um ovo em cada. As plantas individuais são selecionadas para distribuir as folhas marcadas ao longo da linha possível tanto.</li>
	</ol></li></ol> 3. Estabelecer a ninfa coortes <ol><li>uso uma lente de mão para procurar recentemente resolvido 1 st de 8x ínstar ninfas na parte de baixo das folhas sobre o 3-5 folhas para baixo da parte superior da haste principal da planta do algodão. Use uma lente X 15 para verificar identificação antes de marcação usando o 8 X lente.</li>
	<li>Use um marcador permanente preto atóxico, ultra-fine-ponto para desenhar um pequeno círculo ao redor da ninfa. Desenhar o círculo pequeno o suficiente para minimizar a chance de um rastreador, fixando-se mais tarde dentro do círculo. 
	Nota: Recém-eclodidos 1 st ínstar ninfas são chamadas crawlers, que podem se mover vários centímetros durante as primeiras horas após a escotilha de ovo. É então &#34; resolve &#34; em um site onde vai alimentar e muda sem nunca se mover novamente até que o adulto emerge. Estes se estabeleceram 1 st ínstar ninfas ( Figura 1) são distintas das esteiras rolantes. Primeiro, eles são imóveis e o segundo, são mais 2-dimensional e leigos apertados e plana na folha e tem uma cor ligeiramente mais translúcida e âmbar.
	<ol><li>Cortar um buraco ou entalhe no lado do 8 X lente de mão com um serrote ou broca para que a caneta pode ser inserida e vista através da lente ao desenho ( Figura 2A).</li>
	</ol></li> <li>Repita este processo na mesma folha, se possível, para marcar outras ninfas, não mais que quatro ninfas em uma única folha e não mais de uma ninfa por setor de folha de marcação. Para o algodão, a folha é subdividida em quatro setores por três veios de uma folha grande ( Figura 3).</li>
	<li>Amarrar uma pequena etiqueta papelão leve o pecíolo da folha contendo a ninfa marcada. Número da etiqueta e incluem a notação para o número de lote ou tratamento dependendo do design experimental ( Figura 2B).</li>
	<li>Amarrar um comprimento longo de 1 m de fita de embandeiramento em torno da haste principal perto do topo da planta. Usar uma gravata de laço-estilo para que a fita pode facilmente ser realocada conforme necessário para mantê-lo visível para repetidas visitas para esse local no domínio.</li>
	Número de <li>folha de registro e informações posicionais em um notebook portátil analógico ou eletrônico (tabela 1). Informações posicionais usa os sectores da folha para localização de nota mais fino (por exemplo, 1-1, 1-2, 1-4 denotar ninfas nos setores 1, 2 e 4 na folha #1).</li>
	<li>Para garantir que se instalaram 1 st ínstar ninfas e rastreadores não são marcados, voltar a cada folha marcada e observar o inseto marcado cerca de 1-2h após a instalação inicial. Remarcação de resolvido ninfas podem ser necessárias.</li>
	<li>Estabelecer cada coorte em um único dia. 
	Nota: Uma coorte em um determinado lote é composta por um mínimo de 50 ninfas totais. Não mais do que uma folha é usada por planta para distribuir melhor os membros da coorte. Dependendo da densidade do inseto, isso pode incluir em qualquer lugar de 13 folhas com 3-4 ninfas cada ou 50 folhas com uma ninfa cada. As plantas individuais são selecionadas para distribuir as folhas marcadas ao longo da linha possível tanto. Por causa de 1 st ínstar rastreador fase, os ovos marcados no protocolo 2 não são os insetos mesmos que depois são seguidos como ninfas. assim, nenhuma mortalidade de rastreador é medida e a tabela de vida é ligeiramente separada no tempo porque o ovo e a ninfa coortes são normalmente estabelecidas no mesmo dia. A pesquisa mostrou o rastreador mortalidade é insignificante e pode ser essencialmente ignorado 30.</li>
</ol> 4. Observação e gravação de ovo Hatch e mortalidade <ol><li>depois de 8-10 d (28-32 ° C; médias condições de Verão do Arizona) após o estabelecimento das coortes de ovo, recolher folhas que contenham ovos marcados e retornar para o laboratório para observação sob uma microscópio de dissecção. Os ovos são muito pequenos para avaliar claramente a mortalidade e causas de mortalidade no campo.</li>
	<li>Determinar as causas de morte para os ovos e registrar no caderno iniciado no estabelecimento de coorte (tabela 1). 
	Nota: A morte é caracterizada como desalojamento, predação ou inviabilidade. Desalojamento: o ovo está ausente devido a fenómenos meteorológicos (vento, soprando a poeira, chuva) ou mastigar a predação. Predação: predadores chupando deixam para trás um córion recolhido ( Figura 4 K). Podem aparecer ovos eclodidos recolhidos, mas vai haver um corte vertical no córion ovo. Use um alfinete minuten para arreliar o córion na folha ao microscópio para procurar essa fenda. Inviabilidade: ovos não eclodem após o período de 8 a 10 d e são uma cor marrom escura. Sob Arizona ovos de condições (28-32 ° C) de verão eclodiriam normalmente em 5-7 dias. Isto pode ser diferente em outras regiões e podem ser necessários na hora da coleta do campo ajustes.</li>
</ol> 5. Observação e gravação de desenvolvimento ninfal e mortalidade <ol><li>um a dois dias após o estabelecimento da coorte, usar uma lente X 15 para avaliar o desenvolvimento de ninfas e atribuir uma causa de mortalidade se morto. Fazer observações pelo menos três vezes por semana (todos os dias).
	<ol><li>Uso tamanho relativo ( Figura 1 -G) e depois o estabelecimento para avaliar ínstar. 
		Nota: Existem quatro ínstares ninfal e desenvolvimento é rápido em condições de Verão do Arizona (28-32 ° C) com cada um dos três primeiros estágios durando cerca de 2 d e fase final dura 3-5 d (total desenvolvimento ninfal wk 2 ou menos). Novos observadores devem aprender ínstar tamanhos pela observação de insetos criados em laboratório ou estufa sobre a planta hospedeira de interesse. O volume relativo no abdômen da bacteriosomes (simbionte abrigando os órgãos da mosca branca), em relação ao tamanho total do corpo é um indicador útil de ínstar ninfal ( Figura 1 -G). As ninfas recém derretidas são muito plana e translúcido. Pronto para muda de ninfas são mais inchado, abobadado no perfil e opacos.</li>
		<li>Determinar as causas da morte de ninfas e registrar no caderno iniciado no estabelecimento de coorte (tabela 1). 
		Nota: A morte é caracterizada como desalojamento, parasitismo, predação ou desconhecido dependendo ínstar ( Figura 4). Desalojamento: ninfas de qualquer estágio estão desaparecidas devido a fenómenos meteorológicos (vento, soprando a poeira, chuva) ou mastigar predação. Estime a fase das ninfas desalojadas como estágio médio de ninfas de vivo e mortos em uma data determinada observação. Parasitismo: só observável em 4 th ínstar ninfas. Os bacterisomes amarelados emparelhados são deslocadas pela larva de parasitoides em desenvolvimento ( Figura 4A); a fase larval é às vezes visível ( Figura 4). O estágio de pupa do parasitoide é distinto e gêneros específicos ( Figura 4B , 4D). Predação: chupando predadores irá evacuar o conteúdo da ninfa e deixar para trás um cadáver recolhido ( Figura 4 -4I). Raramente, um predador de mastigação pode deixar evidências ( Figura 4J). Desconhecido: morte que não pode ser atribuída a uma das causas acima. Em ambientes úmidos, doença fúngica pode ser uma causa adicional da morte. Esta categoria também pode incluir ninfas mortas pelo parasitoide hospedeiro-alimentação. Ninfas que sobrevivem emergem como adultos, deixando um slot distintivo em forma de t na exúvia ( Figura 1 H)</li></ol></li> <li>gravar o estágio de desenvolvimento (se vivo) e da causa da morte e palco no caderno iniciado na coorte estabelecimento (tabela 1).</li>
	<li>, Uma vez que todas as ninfas sendo observadas em uma única folha tem também morreu ou emergiu como uma mosca adulta, coleta a folha e retorna para o laboratório. Use a maior ampliação de um microscópio de dissecação para confirmar que a causa da morte observada no campo é precisa e fazer as correções. 
	Nota: Nem todo inseto morto não-desalojado permanecerá na folha ao longo do período de observação típica de duas semanas e então algumas verificações não será possíveis.</li>
</ol> 6. Resumo de dados e análises <ol><li>Consult recursos disponíveis para ajudar na construção de tabelas de vida a partir dos dados coletados de 8 , 2 , 11 , 31. Um exemplo de tabela de vida é apresentado como a tabela 2. 
	Nota: Análises de tabela de vida robusta exigem várias tabelas de vida independente, realizadas ao longo do tempo e/ou sites diferentes. Para um inseto multivoltine como b. tabaci pode ser várias tabelas de vida ao longo de uma única temporada e/ou várias temporadas e sites.
	<ol><li>Estimativa de mortalidade real (d x/l 0) com base no número de insetos estabelecida no início da geração. 
		Mortalidade real = (d x/l 0) onde d x é o número de mortos durante a fase x e l 0 é o número de insetos no início da geração. Estas taxas de mortalidade são aditivo e a soma de d x sobre estimativas de estágios a total taxa de mortalidade para a geração (tabela 2).</li>
		<li>Estimar a mortalidade aparente dentro de um estágio (q x) com base no número de insetos vivos no início de um estágio específico (tabela 2). Estimar a fase específica q x ou fator dentro estágio específico q x. Estas taxas são aditivo somente dentro de um estágio.</li>
		<li>Determinar mortalidade marginal, usando a fórmula: 
		M B = d B / (1-d A) onde M B é a taxa marginal de fator de mortalidade B, d, B é a aparente taxa de mortalidade de fator B e d A é a taxa aparente de mortalidade somada para todos os fatores de mortalidade que podem outcompete fator B 13 , 32 (tabela 3). 
		Nota: Para insetos sessile como whiteflies e muitos outros insetos, as múltiplas causas de morte dentro de um estágio de vida particular não são sequenciais. Em vez disso, eles agem simultaneamente e então estimativa das taxas marginais é necessário estimar com precisão estágio específico taxas de mortalidade por qualquer um causam 32 , 34. Por exemplo, um parasitoide pode atacar uma ninfa da mosca branca. O parasitoide ovo pode eclodem e as larvas podem se desenvolver no hospedeiro. Esta atividade, inicialmente assintomática para o observador, faz, ou seria mais provável, matar o inseto hospedeiro e devem ser creditados como a causa da morte. Mas em alguns casos, um predador pode atacar esta mesma ninfa ou a ninfa pode ser desalojada da folha levando o observador notar a causa da morte como predação ou desalojamento. Mortalidade marginal corrige para isto.
		<ol><li>Converter marginais taxas de estágio específico para valores de k 35 como k = - ln (1 - M), onde ln é o logaritmo natural e M é a taxa de mortalidade marginal de interesse. valores de k são aditivo e isto simplifica ainda mais análises. k-valores podem ser convertidos de volta para as taxas de mortalidade proporcional por 1 - e [-k].</li>
		</ol></li> <li>Estimar a mortalidade insubstituível como [1 - e (-TotalK)]-[1 - e (-{falar - kvalue eu })]. 
		Nota: Isto dá a parte da mortalidade total de geracional que não poderia ser realizada se um fator de mortalidade específica foi removido. Por exemplo, quanto geracional mortalidade pode ser perdida se predação ou parasitismo foram removido por causa de um spray de inseticida? Insubstituível mortalidade estimada desta forma assume que não há nenhuma dependência de densidade na mortalidade.</li>
		Fatores <li>chave <ol><li>usam uma simples análise gráfica para plotar o valor de k para qualquer um estágio, ou qualquer um fator de mortalidade (ou um fator de mortalidade dentro de um estágio) contra o valor Total-K para a geração inteira (K Total = soma de todos os k-valores individuais). 
			Nota: O fator de mortalidade que mais estreitamente imita o padrão de Total-K o melhor é o factor chave, o fator que mais contribuem para mudanças na mortalidade geracional 35. Um método mais quantitativo regride k-valores individuais no Total-K e identifica o fator-chave como aquele com a maior inclinação valor 3.</li>
		</ol></li> <li>Teste de dependência de densidade por regressão-valores de k para fatores de interesse sobre o log natural de densidade de população de insetos medido de forma independente (por exemplo, 13). Uma inclinação positiva significativa sugere dependência direta de densidade e uma dependência inversa de inclinação negativa. 
		Nota: com informações de tabela de vida adicional no adulta sobrevivência e reprodução, muitos parâmetros adicionais (por exemplo, tempo de geração, taxa líquida de reprodução, instantâneas taxas de aumento, a expectativa de vida em uma determinada fase, etc.) e análises (matrix modelos e análises de elasticidade 36 , 37 podem ser conduzidos.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Normalmente, o desenvolvimento da vida tabelas para insetos multivoltine com amplamente sobreposição de gerações são restritas a uma abordagem vertical, onde uma população é amostrada várias vezes ao longo do tempo e várias técnicas gráficas e matemáticas são usados para estimar o recrutamento para as várias fases e inferir as taxas de mortalidade alterem as densidades da vida vários estágios2. A força da abordagem aqui é que ele navega esta limitação isolando um grupo de insectos de igual idade imóveis de uma população e em seguida, seguindo seu destino ao longo do tempo. Taxas de mortalidade podem ser calculadas diretamente, e igualmente importante, os agentes desta mortalidade podem ser identificados, pelo menos dentro de categorias (por exemplo, predação, desalojamento de sucção).
Estas categorias amplas de mortalidade são relativamente fáceis de distinguir no campo com uma lente X 15, mas as causas específicas de morte são menos certas. São possíveis mais delineação da espécie de predador chupando específica ou causas específicas de desalojamento. Naranjo e Ellsworth13 usado regressão múltipla para identificar a espécie de predador associado medidas taxas de predação de estágio específico e a associação de vários mastigação predador espécies e atmosféricas parâmetros (precipitação, velocidade do vento) para taxas de de desalojamento de estágio específico. A categoria desconhecida provável captura várias fontes potenciais de mortalidade. Por exemplo, muitas espécies de parasitoides aphelinid são conhecidos por anfitrião-feed41,,42. Esta alimentação resulta na morte do hospedeiro, mas não aparece o mesmo como predação (compare Figura 4F com 4 G-4I). Durante muitos anos de realização de tabelas de vida nunca observamos ninfas que foram definitivamente predadas por parasitoides, mas isto pode diferir em outros sistemas e pode ser uma fonte separada de mortalidade que pode ser quantificada.
Passos críticos no protocolo incluem a identificação precisa de ovos recém-estabelecidas e recentemente resolvido 1st ínstar ninfas. Se indivíduos mais velhos de qualquer um destes estágios foram marcados, em seguida, as taxas de mortalidade resultante seria censurada e, portanto, menos precisos. A exatidão e consistência das observações repetidas após o estabelecimento de coorte também são importantes. Às vezes a escala do estudo exigem que múltiplos observadores são necessários para completar o estudo. Nos estudos de Naranjo e Ellsworth13,14 , houve quatro principais observadores e eles estavam cada um responsável por um bloco de replicar a experiência. Diferenças entre observadores foi então contabilizados através da variação do bloco nas análises estatísticas. Os observadores também conferidas regularmente para reduzir as diferenças individuais na interpretação do desenvolvimento do estágio e as causas da morte. Em outros estudos, um único indivíduo fez todas as observações29, reduzindo inconsistências baseado no observador. Também é importante estabelecer as coortes dentro de uma bastante estreita janela de tempo para que uma dada população identificada poderia ser seguida em datas posteriores observações. Dependendo do escopo do estudo, seria possível escalonar a iniciação de coorte, mas em seguida planejamento cuidadoso seria necessários para garantir que as observações que se seguiu para o desenvolvimento e mortalidade ser cronometrado em intervalos semelhantes, especialmente se o desenvolvimento é rápido, Como é para as espécies estudadas aqui.
Uma óbvia limitação do método é que ele não inclui reprodução e mortalidade da fase adulta móvel. Vários predadores potencialmente podem predar adulto b. tabaci43,44,45 e pode ser uma fonte importante de mortalidade não capturada por esse método. Reprodução é também extremamente importante para a compreensão da dinâmica global da população de uma espécie. É possível combinar informações laboratoriais gerados na reprodução adulta dependente da temperatura e sobrevivência com dados de tabela de vida baseada no campo do13estágios imaturos, mas não está claro quão bem tais dados laboratoriais representam o processo reprodutivo sob ambientes de campo variável. Com medição contemporânea da dinâmica populacional de whiteflies juntamente com modelos, estes resultados de tabela de vida podem ser usados para desenhar inferências sobre adulta imigração e emigração13. Outra limitação é que a mortalidade durante a fase de rastreador do inseto não é medida. Apoio à investigação sugere que a fase de rastreador é muito curta em duração46,47 , e que as taxas de mortalidade são insignificante30. Uma terceira limitação é que os insetos na coorte estão localizados perto do topo da planta. Certos fatores de mortalidade (predação, parasitismo, desalojamento) podem variar dependendo do local com o dossel. Por exemplo, certos predadores ou parasitoides podem ter preferências específicas de microclima e desalojamento forças tais como vento e chuva pode ser menos severa inferior no dossel. Esta limitação pode ser facilmente superada, simplesmente alterando a distribuição dos insetos marcados na coorte. As outras limitações merecem mais investigação e desenvolvimento no sentido de uma tabela de vida a mais completa. Limitações similares são susceptíveis de afectar a outras espécies de insetos com estilos de vida e comportamentos semelhantes.
Limitações adicionais envolvem alguns dos métodos analíticos descritos aqui. Enquanto a análise de fator-chave tem sido amplamente utilizada na vida tabela análises12, tem sido criticado como um método inadequado para definir os mecanismos casuais de dinâmica de população essa unidade48. No entanto, em conjunto com outras análises pode lançar luz sobre os estágios de vida importante e mortalidade as forças de impacto das populações de insectos13. Análise de densidade dependente também tem sido questionada por razões metodológicas e ecológicas e enquanto a dependência de densidade direto às vezes está associada com o Regulamento da população, o debate continua sobre a melhor forma para medir e demonstrar o efeito4 ,31,,49,50,51. Finalmente, as análises de mortalidade insubstituível é uma construção matemática e é difícil saber exatamente como contemporânea mortalidade forças irão interagir e compensar qualquer fator que possa ser eliminado2,11. O método apresentado aqui pressupõe que não há nenhuma dependência de densidade na mortalidade.
Os protocolos de campo são flexíveis e podem ser aplicados em um número de circunstâncias e para um número de diferentes culturas além do algodão desde os estágios de insetos de interesse são sésseis26. Isso pode ser aplicado para simplesmente descrever as fontes e as taxas de mortalidade para uma população de insetos ou pode ser usado em um contexto experimental para avaliar a influência de um amplo número de fatores sobre a dinâmica de mortalidade de uma população31,36 . Os métodos de análise gerais descrevem aqui tem aplicação ampla, apesar das limitações do fator chave, densidade-dependência e análises de mortalidade insubstituíveis já observou. A inclusão de adulta reprodução e sobrevivência abre avenidas adicionais de análises e compreensão através da aplicação de modelos de matriz e o rico conjunto de ferramentas interpretativas permitem. Por exemplo, uma tabela completa vida permitiria a aplicação da análise de elasticidade, um método robusto para identificar quais fases mais contribuem para o crescimento de população36,52a vida. Isso pode permitir que um mais fundamental compreender a dinâmica da população de uma espécie e também facilita a identificação de que a vida estágios podem ser mais rentável alvo de medidas de controle como o controle biológico de37. Aplicação de tais análises de b. tabaci could contribuir para estratégias de gerenciamento ainda mais robustas em sistemas de cultivo afetados.

Tabelas de vida são uma ferramenta comum com uma longa história na ecologia1,2. Tabelas de vida são que essencialmente uma agenda dos nascimentos e mortes em uma população ao longo do tempo e esses dados pode ser usada para quantificar um número de parâmetros importantes para compreender e predizer a dinâmica populacional. Tabelas de vida podem também fornecer informações sobre as causas da morte que são importantes para a compreensão de interações tróficas e no desenvolvimento de estratégias de controle para gestão de pragas em sistemas agrícolas e naturais. Numerosas tabelas de vida baseada em campo foram construídas por insetos3,4,5, e análises forneceram importantes insights sobre a dinâmica, regulamento e previsão das populações de insectos em muitos gerenciado e sistemas naturais6,7,8,9,10,11,12,13,14. A tabela de vida do termo é também frequentemente usada para descrever estudos de laboratório com base que em grande parte, examinar programações de nascimentos e mortes, mas sob condições artificiais que não exponha o inseto para forças de mortalidade natural e realistas variáveis ambientais. Geralmente, o objetivo dos estudos de laboratório é estimar o potencial biótico comparativo de uma espécie. O foco dos métodos descritos aqui é para campo com base em investigações que definem perceberam o potencial relativo para o ambiente.
Tabelas de vida podem ser caracterizadas como horizontal, em que um grupo real de indivíduos de idade iguais são seguido desde o início de suas vidas até à morte, ou vertical, onde frequentes amostras através do tempo de uma população com uma estrutura de idade estável assumida e então taxas vitais são inferidas coortes matematicamente construído2,15. O tipo de tabela de vida que pode ser implantado depende da natureza do inseto. Tabelas de vida horizontal muitas vezes podem ser desenvolvidas para insetos univoltine (uma geração por ano), enquanto essa abordagem pode ser muito desafiador para um inseto multivoltine com múltiplos e amplamente sobreposição de gerações por ano. Uma série de métodos analíticos foram propostos e utilizados para o desenvolvimento de tabelas de vida vertical para as populações de insetos (ver Southwood2 para exemplos). A metodologia demonstrada aqui permite o desenvolvimento de tabelas de vida baseado em coorte, horizontal no campo para insetos multivoltine com características específicas de história de vida, nomeadamente, a presença de estágios de vida séssil. O método é demonstrado por uma praga chave no algodão como um sistema modelo.
A mosca branca, Bemisia tabaci biótipo B (= Bemisia argentifolii, Médio Oriente-Ásia menor 116) é uma praga global da agricultura que impacta negativamente o rendimento e a qualidade em muitas culturas agronômicas e horticultura, incluindo protegido por sistemas agrícolas em regiões temperadas17. Impactos ocorrem devido ao floema alimentação que interrompe o fluxo de nutrientes, distúrbios de etiologia desconhecida, causada por alimentação ninfal, transmissão de numerosos vírus de planta e efeitos de qualidade de colheita devido a deposição de melada18,19 . O inseto tem uma gama ampla de anfitrião e multivoltine, tendo até 12-13 gerações por ano, dependendo da região e alimentos disponíveis recursos20. Desafios de gerenciamento também são exacerbados por seu alto potencial reprodutivo, sua capacidade de dispersar e migrar dentro e entre sistemas agrícolas, a falta de uma fase quiescente (diapausa ou estivation) e sua disposição para desenvolver rapidamente a resistência aos inseticidas usadas para supressão21,22.
Progresso considerável tem sido feito no desenvolvimento de estratégias de protecção integrada de gestão (IPM) gerenciem eficazmente e economicamente as populações desta praga em culturas afetadas23,24,25. Estes sistemas de gestão foram baseados em uma sólida compreensão fundamental da dinâmica das populações de b. tabaci e tabelas de vida têm sido uma técnica de chave que permitiram esse entendimento. No Arizona, tabelas de vida permitiram a estimativa e identificação de mortalidade importantes forças de b. tabaci em várias culturas sistemas13,26, permitiram a medição da dinâmica de mortalidade relativo a estratégias de gestão, incluindo não-alvo os efeitos de inseticidas14, forneceram um meio de estimar potenciais efeitos funcionais do não-alvo de algodão transgênico produzem proteínas insecticidas27, apoiaram rigorosas avaliação de um programa de clássico controle biológico28 (Naranjo, dados não publicados) e ajudou a explorar os efeitos comparativos dos efeitos top-down e ascendente em pragas dinâmica29. Todas essas aplicações têm implantado a metodologia descrita aqui. A abordagem pode ser útil para o estudo da ecologia de população de insetos em um número de sistemas naturais e gerenciados.

<table><tbody><tr><td>Flagging tape</td><td>Gempler, Janesville, Wisconsin USA</td><td>52273</td><td>Five colors</td></tr><tr><td>Manila merchandise tags</td><td>American Tag Company, Pico Rivera, California USA</td><td>12-104</td><td></td></tr><tr><td>Ultra fine point marker</td><td>Sanford, Bellwood, Illinois, USA</td><td>451898</td><td>Available at Office Max, Amazon</td></tr><tr><td>Peak Loupe 8X</td><td>Adorama, New York, NY USA</td><td>2018</td><td></td></tr><tr><td>Peak Loupe 15X</td><td>Adorama, New York, NY USA</td><td>19621</td><td></td></tr></tbody></table>

methodology for developing life tables for sessile insects in the field using the whitefly, bemisia tabaci, in cotton as a model system

Tabelas de vida fornecem um meio de medir as listas de nascimento e morte de populações ao longo do tempo. Eles também podem ser usados para quantificar as fontes e as taxas de mortalidade nas populações, que tem uma variedade de aplicações em ecologia, incluindo ecossistemas agrícolas. Horizontal, ou com base em coorte, vida tabelas fornecem para o método mais direto e preciso para quantificar taxas de população vital, porque eles seguem um grupo de indivíduos em uma população desde o nascimento até a morte. Aqui, os protocolos são apresentados para realização e análise de tabelas de vida baseada em coorte no campo que aproveita a natureza séssil das fases imaturas de vida de uma praga de insetos global, Bemisia tabaci. Insetos individuais estão localizados na parte inferior das folhas de algodão e são marcados por um pequeno círculo ao redor do inseto de desenho com uma caneta de tóxicos. Este inseto pode então ser observado repetidamente ao longo do tempo com o auxílio de lentes de mão para medir desenvolvimento de uma fase para a próxima e para identificar as causas específicas do estágio da morte associada com mortalidade natural e introduziu as forças. Análises explicam como medida corretamente mortalidade várias forças que atuam simultaneamente dentro de cada fase e como usar esses dados para fornecer métricas dinâmicas de população significativa. O método não conta diretamente para adulta sobrevivência e reprodução, o que limita a inferência a dinâmica dos estágios imaturos. Um exemplo é apresentado que focado em medir o impacto das (planta qualidade) de baixo para cima e de cima para baixo (inimigos naturais) efeitos sobre a dinâmica da mortalidade de b. tabaci no sistema de algodão.

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Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Tabelas de vida permitem a quantificação das fontes e as taxas de mortalidade nas populações de insetos e contribuam para a compreensão, previsão e manipulação dinâmica populacional em agroecossistemas. São apresentados métodos para realização e análise de tabelas de vida baseada em coorte no campo para um inseto com estágios de vida imatura séssil.

Metodologia para desenvolvimento de tabelas de vida para insetos sésseis no campo utilizando a mosca branca, Bemisia tabaci, em algodão como um modelo de sistema

Life tables provide a means of measuring the schedules of birth and death from populations over time. They also can be used to quantify the sources and ...

methodology-for-developing-life-tables-for-sessile-insects-field

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Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Survival Analysis

SCIENTISTS IN ACTION

11.8K visualizações.  USDA-ARS, Arid-Land Agricultural Research Center. Tabelas de vida permitem a quantificação das fontes e as taxas de mortalidade nas populações de insetos e contribuam para a compreensão, previsão e manipulação dinâmica populacional em agroecossistemas. São apresentados métodos para realização e análise de tabelas de vida baseada em coorte no campo para um inseto com estágios de vida imatura séssil.

Vídeo: Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Remote Sensing Evaluation of Two-spotted Spider Mite Damage on Greenhouse Cotton

The objective of this study was to evaluate a ground-based multispectral optical sensor as a remote sensing tool to assess foliar damage caused by the two-spotted spider mite (TSSM), Tetranychus urticae Koch, on greenhouse grown cotton. TSSM is a polyphagous pest which occurs on a variety of field and horticultural crops. It often becomes an early season pest of cotton in damaging proportions as opposed to being a late season innocuous pest in the mid-southern United States. Evaluation of acaricides is important for maintaining the efficacy of and preventing resistance to the currently available arsenal of chemicals and newly developed control agents. Enumeration of spider mites for efficacy evaluations is laborious and time consuming. Therefore, subjective visual damage rating is commonly used to assess density of spider mites. The NDVI (Normalized Difference Vegetation Index) is the most widely used statistic to describe the spectral reflectance characteristics of vegetation canopy to assess plant stress and health consequent to spider mite infestations. Results demonstrated that a multispectral optical sensor is an effective tool in distinguishing varying levels of infestation caused by T. urticae on early season cotton. This remote sensing technique may be used in lieu of a visual rating to evaluate insecticide treatments.

This manuscript describes a multispectral optical sensor that effectively detected damage to early season cotton artificially infested with varying densities of the two-spotted spider mite populations.

Avaliação de Sensoriamento Remoto do Dois-manchada danos Aranha Mite em Cotton Greenhouse

The objective of this study was to evaluate a ground-based multispectral optical sensor as a remote sensing tool to assess foliar damage caused by the ...

Ambiente

A Method for Evaluating Insecticide Efficacy against Bed Bug, Cimex lectularius, Eggs and First Instars

Standard toxicity evaluations of insecticides against insect pests are primarily conducted on adult insects. Evaluations are based on a dose-response or concentration-response curve, where mortality increases as the dose or concentration of an insecticide is increased. Standard lethal concentration (LC50) and lethal dose (LD50) tests that result in 50% mortality of a test population can be challenging for evaluating toxicity of insecticides against non-adult insect life stages, such as eggs and early instar or nymphal stages. However, this information is essential for understanding insecticide efficacy in all bed bug life stages, which affects control and treatment efforts. This protocol uses a standard dipping bioassay modified for bed bug eggs and a contact insecticidal assay for treating nymphal first instars. These assays produce a concentration-response curve to further quantify LC50 values for insecticide evaluations.

A Method for Evaluating Insecticide Efficacy against Bed Bug,  Cimex lectularius, Eggs and First Instars

Insecticide evaluations are often targeted against adult insects, rather than immature stages. Here, we present a protocol for evaluating insecticides against bed bug eggs with a comparison to the first nymphal bed bug stage. These protocols could be adjusted for other insects to evaluate insecticide efficacy in non-adult life stages.

Um método para avaliar Inseticida Eficácia contra Bed Bug,<em&gt; Cimex lectularius</em&gt;, Ovos e primeiros estádios

Standard toxicity evaluations of insecticides against insect pests are primarily conducted on adult insects. Evaluations are based on a dose-response or ...

Determining the Egg Fertilization Rate of Bemisia tabaci Using a Cytogenetic Technique

A few species of sap-sucking whiteflies are some of the most damaging terrestrial pests worldwide because of the crop damage they inflict and plant viruses they vector. Despite numerous studies of the biology of these species in different environments, a key life history parameter, offspring sex ratios, has received little attention, yet is important for predicting population dynamics. The primary sex ratio (sex ratio at oviposition) of Bemisia tabaci has never been reported but can be found by determining the egg fertilization rate of this haplodiploid insect. The technique involves the dechorionation of eggs with bleach, a series of fixation steps, and the application of the general DNA fluorescent stain, DAPI (4&#8242;,6-diamidino-2-phenylindole, a DNA-binding fluorescent dye), to bind to female and male pronuclei. Here, we present the technique, and an example of its application, to test whether an endosymbiotic bacterium, Rickettsia sp. nr. bellii, influenced the primary sex ratio of B. tabaci. This method may assist in population studies of whiteflies, or in determining if sex allocation exists with certain environmental stimuli.

Determining the Egg Fertilization Rate of Bemisia tabaci Using a Cytogenetic Technique

We present a simple cytogenetic technique using 4&#8242;,6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) to determine the fertilization rate and primary sex ratio of the haplodiploid invasive pest Bemisia tabaci.

Determinação da taxa de fertilização do ovo de Bemisia tabaci usando uma técnica citogenética

A few species of sap-sucking whiteflies are some of the most damaging terrestrial pests worldwide because of the crop damage they inflict and plant ...

Genética

A Loop-mediated Isothermal Amplification (LAMP) Assay for Rapid Identification of Bemisia tabaci

The whitefly Bemisia tabaci (Gennadius) is an invasive pest of considerable importance, affecting the production of vegetable and ornamental crops in many countries around the world. Severe yield losses are caused by direct feeding, and even more importantly, also by the transmission of more than 100 harmful plant pathogenic viruses. As for other invasive pests, increased international trade facilitates the dispersal of B. tabaci to areas beyond its native range. Inspections of plant import products at points of entry such as seaports and airports are, therefore, seen as an important prevention measure. However, this last line of defense against pest invasions is only effective if rapid identification methods for suspicious insect specimens are readily available. Because the morphological differentiation between the regulated B. tabaci and close relatives without quarantine status is difficult for non-taxonomists, a rapid molecular identification assay based on the loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technology has been developed. This publication reports the detailed protocol of the novel assay describing rapid DNA extraction, set-up of the LAMP reaction, as well as interpretation of its read-out, which allows identifying B. tabaci specimens within one hour. Compared to existing protocols for the detection of specific B. tabaci biotypes, the developed method targets the whole B. tabaci species complex in one assay. Moreover the assay is designed to be applied on-site by plant health inspectors with minimal laboratory training directly at points of entry. Thorough validation performed under laboratory and on-site conditions demonstrates that the reported LAMP assay is a rapid and reliable identification tool, improving the management of B. tabaci.

A Loop-mediated Isothermal Amplification LAMP Assay for Rapid Identification of Bemisia tabaci

This paper reports the protocol for a rapid identification assay for Bemisia tabaci based on loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technology. The protocol requires minimal laboratory training and can, therefore, be implemented on-site at points of entry for plant imports such as seaports and airports.

Um ensaio de amplificação isotérmica (lâmpada) mediada por Loop para identificação rápida de Bemisia tabaci

The whitefly Bemisia tabaci (Gennadius) is an invasive pest of considerable importance, affecting the production of vegetable and ornamental crops in many ...

Methodology to Test Control Agents and Insecticides Against the Coffee Berry Borer Hypothenemus hampei

Prior to recommending insecticides to treat the coffee berry borer (CBB) Hypothenemus hampei, it is valuable to know the mortality and repellency of these insecticides against adult insects or their impact on reproductive output. However, currently available methods assess adult mortality only, limiting the selection of novel insecticides with a different mode of action. In this work, different experimental methods were examined to identify the diverse effects on the CBB under laboratory conditions. For this, green coffee fruits (GFs) were collected and disinfected by immersion in sodium hypochlorite solution followed by UV light irradiation. In parallel, CBB adults from a colony were disinfected by immersion in sodium hypochlorite solution. To assess fruit protection (preinfestation), the fruits were placed in plastic boxes, and the insecticides were applied. Then, the CBB adults were released at a rate of two CBBs per GF. The GFs were left under controlled conditions to evaluate CBB infestation and survival after 1, 7, 15, and 21 days. To evaluate insecticide efficacy after CBB infestation (postinfestation), CBB adults were released to the GFs in a 2:1 ratio for 3 h at 21 &#176;C. Infested fruits showing CBB adults with their abdomens partially exposed were selected and placed in 96-well racks, and the CBBs boring into the fruits were treated directly. After 20 days, the fruits were dissected, and the CBB biological stages inside each fruit were recorded. The GFs served as substrates that mimic natural conditions to evaluate toxic, chemical, and biological insecticides against the CBB.

Methodology to Test Control Agents and Insecticides Against the Coffee Berry Borer Hypothenemus hampei

A method using green coffee fruits (GFs) was developed to test the toxicity of insecticides against the coffee berry borer (CBB). Insecticides or toxic substances were applied to disinfected GFs before or after CBB infestation. Insect mortality, repellency, and reproductive capacity, in addition to other parameters, were evaluated.

Metodologia para testar agentes de controle e inseticidas contra o café Berry Borer Hypothenemus hampei

Prior to recommending insecticides to treat the coffee berry borer (CBB) Hypothenemus hampei, it is valuable to know the mortality and repellency of these ...

Evaluating the Effect of Pesticides on the Larvae of the Solitary Bees

Current ecological risk assessments of pesticides on pollinators have primarily considered only laboratory conditions. For the larvae of solitary bees, ingestion of provisions contaminated with pesticides may increase the mortality rate of the larvae, decrease the collection rate and the population of adult solitary bees in the next year from a demographic perspective. But there are limited studies on the effects of pesticides on the larvae of solitary bees. Therefore, understanding how pesticides influence the larvae of solitary bees should be considered an integral part of pesticide ecological risk assessment. This study presents a method to expose the larvae of solitary bee, Osmia excavata, to lethal or sublethal doses of pesticide, tracking larval weight gain, developmental duration, eclosion ability, and food consumption efficiency conversion of ingested food. To demonstrate the effectiveness of this method, the larvae of O. excavata were fed with provisions containing acute lethal and sublethal doses of chlorpyrifos. Then, the above indexes of the treated larvae were investigated. This technique helps to predict and mitigate the risk of pesticides to pollinators.

The present protocol explains a method to feed pesticide-contaminated provisions to the larvae of the solitary bees, Osmia excavata. The procedure examines the ecotoxicity of the pesticide to the larvae of the solitary bees.

Avaliando o efeito dos pesticidas nas larvas das abelhas solitárias

Current ecological risk assessments of pesticides on pollinators have primarily considered only laboratory conditions. For the larvae of solitary bees, ...

Bioquímica

Bioassays for Monitoring Insecticide Resistance

Pest resistance to pesticides is an increasing problem because pesticides are an integral part of high-yielding production agriculture. When few products are labeled for an individual pest within a particular crop system, chemical control options are limited. Therefore, the same product(s) are used repeatedly and continual selection pressure is placed on the target pest. There are both financial and environmental costs associated with the development of resistant populations. The cost of pesticide resistance has been estimated at approximately $ 1.5 billion annually in the United States. This paper will describe protocols, currently used to monitor arthropod (specifically insects) populations for the development of resistance. The adult vial test is used to measure the toxicity to contact insecticides and a modification of this test is used for plant-systemic insecticides. In these bioassays, insects are exposed to technical grade insecticide and responses (mortality) recorded at a specific post-exposure interval. The mortality data are subjected to Log Dose probit analysis to generate estimates of a lethal concentration that provides mortality to 50% (LC50) of the target populations and a series of confidence limits (CL's) as estimates of data variability. When these data are collected for a range of insecticide-susceptible populations, the LC50 can be used as baseline data for future monitoring purposes. After populations have been exposed to products, the results can be compared to a previously determined LC50 using the same methodology.

This manuscript demonstrates and discusses techniques used to survey pesticide susceptibility and detect resistance to contact and systemic pesticides in arthropod pests.

Bioensaios de Resistência a Inseticidas Monitoramento

Pest resistance to pesticides is an increasing problem because pesticides are an integral part of high-yielding production agriculture. When few products ...

Biologia

Protocols for Investigating the Host-tissue Distribution, Transmission-mode, and Effect on the Host Fitness of a Densovirus in the Cotton Bollworm

Many novel viruses have been discovered in animal hosts using next-generation sequencing technologies. Previously, we reported a mutualistic virus, Helicoverpa armigera densovirus (HaDV2), in a lepidopteran species, the cotton bollworm, Helicoverpa armigera (Hubner). Here, we describe the protocols that are currently used to study the effect of HaDV2 on its host. First, we establish a HaDV2-free cotton bollworm colony from a single breeding pair. Then, we orally inoculate some neonate larval offspring with HaDV2-containing filtered liquid to produce two colonies with the same genetic background: one HaDV2-infected, the other uninfected. A protocol to compare life table parameters (e.g., larval, pupal, and adult periods and fecundity) between the HaDV2-infected and -uninfected individuals is also presented, as are the protocols for determining the host-tissue distribution and transmission efficiency of HaDV2. These protocols would also be suitable for investigating the effects of other orally transmitted viruses on their insect hosts, lepidopteran hosts in particular.

Here, we present a protocol to investigate the host-tissue distribution, transmission mode, and effect on the host fitness of a densovirus within a lepidopteran species, the cotton bollworm. This protocol can also be used for studying the interaction between other orally-transmitted viruses and their insect hosts.

Protocolos para investigar a distribuição no tecido hospedeiro, o modo de transmissão e o efeito na aptidão do hospedeiro de um Densovírus na lagarta do algodoeiro

Many novel viruses have been discovered in animal hosts using next-generation sequencing technologies. Previously, we reported a mutualistic virus, ...

Imunologia e Infecção

Methods for the Extraction of Endosymbionts from the Whitefly Bemisia tabaci

Bacterial symbionts form an intimate relationship with their hosts and confer advantages to the hosts in most cases. Genomic information is critical to study the functions and evolution of bacterial symbionts in their host. As most symbionts cannot be cultured in vitro, methods to isolate an adequate quantity of bacteria for genome sequencing are very important. In the whitefly Bemisia tabaci, a number of endosymbionts have been identified and are predicted to be of importance in the development and reproduction of the pests through multiple approaches. However, the mechanism underpinning the associations remains largely unknown. The obstacle partially comes from the fact that the endosymbionts in whitefly, mostly restrained in bacteriocytes, are hard to separate from the host cells. Here we report a step-by-step protocol for the identification, extraction and purification of endosymbionts from the whitefly B. tabaci mainly by dissection and filtration. Endosymbiont samples prepared by this method, although still a mixture of different endosymbiont species, are suitable for subsequent genome sequencing and analysis of the possible roles of endosymbionts in B. tabaci. This method may also be used to isolate endosymbionts from other insects.

Methods for the Extraction of Endosymbionts from the Whitefly Bemisia tabaci

Here, we present a protocol to isolate endosymbionts from the whitefly Bemisia tabaci through dissection and filtration. After amplification, the DNA samples are suitable for subsequent sequencing and study of the mutualism between endosymbionts and whitefly.

Métodos para a extração de endossimbiontes da mosca branca<em&gt; Bemisia tabaci</em

Bacterial symbionts form an intimate relationship with their hosts and confer advantages to the hosts in most cases. Genomic information is critical to ...

Topical Application Bioassay to Quantify Insecticide Toxicity for Mosquitoes and Fruit Flies

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. Insecticide resistance surveillance of mosquito populations is typically done through Centers for Disease Control and Prevention (CDC) bottle bioassays or World Health Organization (WHO) tube tests. However, these methods can result in a high degree of variability in mortality data due to variable insecticide contact with&#160;the insect, the relatively small numbers of organisms tested, extensive variation in mass between populations, and constantly changing environmental conditions, leading to variable outcomes. This paper presents the topical application bioassay, adapted as a high-throughput phenotypic bioassay for both mosquitoes and fruit flies, to test large numbers of insects along&#160;a range of insecticide concentrations.
This assay 1) ensures consistent treatment and insecticide contact with every organism, 2) produces highly specific dose-response curves that account for differences in average mass between strains and sexes (which is particularly important for field-collected organisms), and 3) allows for the calculation of statistically rigorous median lethal doses (LD50), which are necessary for resistance ratio comparisons-an alternative surveillance approach from diagnostic dose mortality, which is also used for larvicide resistance surveillance. This assay will be a complementary tool for accurately phenotyping mosquito populations and, as illustrated using fruit flies, is easily adaptable for use with other insects. We argue that this assay will help fill the gap between genotypic and phenotypic insecticide resistance in multiple insect species.

We describe the methodology and importance of the topical application bioassay to measure insecticide susceptibility in mosquitoes and fruit flies. The presented assay is high-throughput, utilizes insect mass-thus allowing for calculating a mass-relativized lethal dose instead of concentration-and likely has lower variability than other similar methods.

Metodologia para desenvolvimento de tabelas de vida para insetos sésseis no campo utilizando a mosca branca, Bemisia tabaci, em algodão como um modelo de sistema

Resumo

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