Gostaríamos de agradecer ao Dr. Iain Drummond e ao Dr. Vladimir Korzh por compartilhar linhas transgênicas de GFP renal. Também gostaríamos de agradecer a NYITCOM por fornecer os recursos necessários para realizar este trabalho. Este estudo foi parcialmente apoiado por subvenções: K08DK082782, R03DK097443 (NIH) e HSCI Pilot Grant (AV).

Este estudo foi realizado de acordo com as recomendações do Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório dos Institutos Nacionais de Saúde. O protocolo foi aprovado pelo Comitê de Uso e Cuidados de Animais Institucionais da Universidade de NYIT College of Osteopathic Medicine (NYITCOM IACUC). Toda a cirurgia e experimentação in vivo foi realizada sob anestesia tricaína, e todos os esforços foram feitos para minimizar o sofrimento. 1. Obtendo e mantendo embriões <ol><li> Obter embriões atravessando o peixe zebra fluorescente GFP renal. NOTA: Exemplos de linhas transgênicas de peixe zebra com marcação fluorescente estão listadas na Tabela 1 . </li><li> Mantenha os embriões a 28,5 ° C na solução de E3 durante as 24 h após a fertilização. </li><li> Após 24 h, substitua o meio por uma solução E3 que contém 0,003% de 1-fenil-2-tioureia (PTU). NOTA: PTU é usado porque bloqueia os passos dependentes da tirosinase na melanogêneseE, portanto, evita a pigmentação. Aqui, esta solução é conhecida como E3-PTU. </li><li> Aumentar os embriões fertilizados a 28,5 ° C até atingir 6 dpf, altura em que os rins amadureceram. NOTA: É melhor usar larvas na janela 7-9 dpf. </li><li> Usando um microscópio de dissecação fluorescente com ampliação de 40X e filtros de emissão de fluorescência verde, selecione as larvas com fluorescência GFP renal brilhante. </li></ol> 2. Montagem do Zebrafish para imagens ao vivo <ol><li> Se fotografar os embriões antes de 3 dpf, remova o corion de qualquer peixe zebra desabotoado antes de montar o peixe zebra para imagens. <ol><li> Descarte manualmente com pinça (preferida) ou use um tratamento químico com uma mistura de protease. NOTA: Dechorinação permite os melhores resultados de imagem. </li></ol></li><li> Enxágüe os restos corais na placa Petri usando a solução E3-PTU e recarregue o prato com E3-PTU. </li><li> PrepaRe 1-2% de agarose de ponto baixo de fusão (LMP) com 0,2 mg / mL de solução de tricaína para montar o peixe zebra para fotoablação renal e imagens ao vivo. <ol><li> Se LMP agarose já estava preparado de antemão, reaqueie-o no microondas para derreter. </li></ol></li><li> Uma vez preparada a agarose LMP, coloque uma placa de petri de plástico de 35 mm num microscópio de dissecação. Coloque uma sonda de vidro puxada próxima para orientar adequadamente as larvas anestesiadas. NOTA: É importante fazer este passo em tempo hábil e ter tudo no lugar, porque os embriões devem ser orientados antes da agarose solidificar em cerca de 1-3 min. </li><li> Antes de transferir o embrião para a agarose, certifique-se de que a agarose esteja fresca ( ou seja , a temperatura corporal). Use uma pipeta de transferência de plástico ou vidro para colocar o embrião na solução de agarose-tricaína derretida arrefecida. NOTA: Isto é feito porque a agarose que é muito quente pode prejudicar o embrião, levando a parada cardíacaOu morte </li><li> Usando uma pipeta de transferência, redesenhe o embrião na solução de agarose e posicione o embrião / larva no meio de um prato de 35 mm. </li><li> Distribua rapidamente a agarose contendo o embrião / larva para cobrir uniformemente o fundo do prato de 35 mm; O melhor volume de agarose a utilizar é ~ 1-1,1 mL. </li><li> Use a sonda de vidro para orientar o embrião na melhor posição possível para fotoablação e imagem. NOTA: O filme 1 mostra a melhor orientação do embrião / larva para a fotoablação unilateral. Este passo é o mais sensível ao tempo e deve ser realizado rapidamente antes que a agarose comece a gelar, uma vez que qualquer tentativa de reorientar o peixe após o início da gelificação é prejudicial. <ol><li> Oriente a larva de modo que o segmento de interesse renal seja perpendicular ao caminho do feixe enquanto o segmento contralateral está longe do raio laser (veja o filme 1 ). NOTA: Isto pode ser conseguido girando a larva como mostrado no filme 1 . </lI&gt; </ol></li><li> Permitir cerca de 15 min para a agarose para solidificar. Cubra a placa de Petri para minimizar a evaporação. Uma vez que a agarose se solidificou, o embrião ou larva está pronto para a fotoablation. </li></ol> 3. Ablação a laser <ol><li> Operar o sistema de imagem confocal. NOTA: Ao usar a plataforma de imagem referenciada (veja a tabela de materiais), as configurações recomendadas incluem ampliação de 40X, uma lente de imersão de água de 0,8 NA e o primeiro espelho dicróico para permitir a iluminação de 488 e 405 nm da amostra. A detecção deve ser realizada no canal verde. </li><li> Posicione o prato contendo o peixe zebra imobilizado em uma fase confocal. NOTA: Este procedimento é otimizado para a configuração vertical usando uma lente de imersão de água de 40-60X. No entanto, deve ser possível modificar o procedimento para um microscópio invertido. </li><li> Na configuração vertical, posicione a placa de Petri contendo o embrião em cima de um microscDeslize e mantenha-o no lugar usando argila de modelagem ( por exemplo, plastilina). Posicione a lâmina de vidro com a placa de Petri no palco do microscópio confocal. </li><li> Adicione 3 mL da solução de imagem E3-PTU (ver passo 1.3) com 0,2 mg / mL de tricaína. NOTA: A solução de imagem também pode ser adicionada imediatamente antes de colocar o slide no palco. A adição de solução de imagem deve ser feita com muito cuidado para evitar que a agarose flute no fundo do prato. </li><li> Mude para a lente de imersão de água (40 ou 60X). Levante lentamente o palco, certificando-se de que a lente está ligeiramente inclinada para evitar que o ar fique preso no caminho do feixe. Uma vez que a lente toca a solução em um ângulo, centre-a para que ela esteja no campo de visão dos embriões. </li><li> Encontre o segmento de interesse usando a fonte de luz de fluorescência. Posicione superficialmente o ramo alvo de lesões para minimizar a dispersão da luz (veja o filme 1 ). NOTA: A subsequênciaT etapas fazem uso do software referenciado (veja a Tabela de Materiais), mas o procedimento pode ser facilmente adaptado a outras plataformas. </li><li> Abra o software. Navegue até &quot;Exibir&quot; | &quot;Controle de Aquisição&quot; | &quot;C2plus Compact GUI&quot; e defina &quot;pixel dwell time&quot; para &quot;1.9 μs&quot;, &quot;frame size&quot; para &quot;512 x 512 pixels&quot; e &quot;tamanho pinhole&quot; para &quot;90 μm&quot;. Ajuste &quot;405 nm (ou 408 nm em alguns sistemas) intensidade do laser&quot; para zero e &quot;488 intensidade do laser&quot; para &quot;baixo&quot; (de preferência &lt;1%). Ajuste o &quot;ganho&quot; para obter um bom alcance dinâmico, mas não para saturar o sinal. NOTA: Estes valores não são críticos e são usados ​​para consistência. Quando um laser de 405 nm é usado, isso resultará em aumentos na fluorescência de GFP. Para evitar a saturação do sinal durante o fotobloco (etapa 3.11), o valor do ganho do sinal deve ser reduzido no canal verde. O ganho do canal azul pode ser deixado em zero, pois não é usado para saMpling. </li><li> Clique em &quot;Digitalizar&quot; na interface do software para verificar o rim usando um laser de 488 nm. Encontre o segmento de interesse que é perpendicular ao caminho do feixe e que está bem visualizado, com boa fluorescência GFP. Uma vez que essa região foi identificada, desenhe uma região de interesse usando uma região de interesse elíptica (ROI). <ol><li> Navegue até &quot;ROI&quot; | &quot;Desenhe o ROI elíptico&quot;. NOTA: Isto será usado para medir continuamente a intensidade média de GFP enquanto ocorre o fotobloco, permitindo a administração de uma dose precisa de tratamento a laser. </li></ol></li><li> Navegue até &quot;Exibir&quot; | &quot;Controles de aquisição&quot; | &quot;Área de digitalização C2plus&quot; e escolha &quot;Área de digitalização de bandas&quot;. A máscara retangular aparecerá dentro dessa interface. Defina manualmente uma janela de varredura retangular usando o cursor ( ou seja , arraste, redimensione e gire a máscara) para cobrir o segmento segmentado para ablação a laser. Clique com o botão direito do mouse noÁrea de máscara para aceitar a seleção. NOTA: Somente a região selecionada será digitalizada. </li><li> Comece a medição do tempo enquanto monitoriza o canal verde usando apenas o laser de 488 nm para ativar o GFP. Certifique-se de que a intensidade do laser 488 seja relativamente baixa (~ 1%). Mude a intensidade média do GFP na região de interesse selecionando &quot;Medir&quot; | &quot;Medição de tempo&quot;. Use as abas &quot;Gráfico&quot; ou &quot;Dados&quot; para monitorar os valores médios de intensidade dentro do ROI. NOTA: A taxa de aquisição é definida pelo tempo de permanência de pixels e o tamanho da janela retangular configurada na etapa 3.9, mas, em geral, permite a monitoração rápida do sinal (~ 2-10 quadros / s). </li><li> Induzir danos nas células do rim com o laser violeta (405 nm), aumentando a intensidade para 100%, deslizando o controle de &quot;potência do laser&quot; todo o caminho para a direita. O laser de 488 nm pode permanecer ativo se a intensidade for baixa. <ol><li> Observe uma linha gUsando a guia &quot;Gráfico&quot; ou os valores numéricos da intensidade GFP usando a guia &quot;Dados&quot; e aguarde até que ele caia para um nível desejado, por exemplo, 50% da linha de base (como mostrado na Figura 1 ). NOTA: Um laser de 20 mW foi usado como parte da unidade laser referenciada (veja a Tabela de Materiais ); A intensidade máxima pode variar entre os sistemas. A intensidade mais baixa pode ser compensada por uma exposição mais longa ( ou seja, usando porcentagem de branqueamento de GFP como medida da exposição total). </li></ol></li><li> Uma vez que a intensidade GFP dentro do ROI elíptico (passo 3.8) caiu para um nível desejado, diminua imediatamente a intensidade do laser violeta (405 nm) para &quot;0&quot;, movendo o controle deslizante &quot;laser power&quot; todo o caminho para a esquerda em O painel de controle do software. <ol><li> Obter uma nova linha de base de fluorescência GFP. Confirme a ablação obtendo uma proporção de X / Y. NOTA: veja a figura1B; Y = intensidade média antes da ablação e X = intensidade média após a ablação, utilizando uma média de 4 amostras consecutivas dentro do ROI. A relação alvo exata (50%, 60%, etc. ) depende da quantidade de lesão desejada para uma determinada experiência. </li></ol></li></ol> 4. Microscopia de lapso de tempo com coloração com iodeto de propídio <ol><li> Aplicar considerações de lapso de tempo geral (delineado em um estudo anterior 15 ) para visualizar manchas de iodeto de propídio como correlação de lesão de células renais após a fotoablation. </li><li> Pré-incubar as larvas em 30 μM de solução de iodeto de propídio (1% de DMSO em E3-PTU) durante 3 h antes da incorporação e fotoablação, como descrito nos passos 2 e 3.7, respectivamente. NOTA: Não é necessário iodeto de propídio adicional na agarose ou na solução de imagem. </li><li> Induzir injúria renal segmentar, conforme descrito nas etapas 3.1-3.12. </li><li> Obter pilhas de tempo lapso de imagem, como descriCama em um estudo anterior 14 , usando um laser de 488 nm (GFP) e um laser de 461 nm (Iodeto de propídio, PI). NOTA: As duas cores são sobrepostas em pilhas confocais para correlacionar o desaparecimento da GFP e a aparência da coloração com iodeto de propídio. </li><li> Defina os parâmetros para a obtenção das pilhas de imagem de lapso de tempo da seguinte forma: espessura da fatia virtual = 4 μm, intervalo de pilha z = 2 μm, tempo de espera de pixels = 1,9 μs, dimensões da imagem = 512 x 512 e média = 2. NOTA: Estes parâmetros permitem gravação contínua de intervalos de até 10 a 15 minutos de até 4 larvas e garantem que haja uma fotovelavel mínima da amostra. </li><li> Use software de imagem compatível com o formato do arquivo de gravação para visualizar e analisar os dados. </li></ol>

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Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Deve-se notar que a potência total do laser varia entre os sistemas. No entanto, o uso de porcentagem de fotoblocos GFP permite uma leitura da energia total entregue ao rim fluorescente, independente da variação na potência do laser e compensada pelo período de exposição. Tenha em mente, no entanto, que a resposta de diferentes tecidos a este método de fotoablação varia. Mesmo durante a maturação do rim, é significativamente mais difícil obter uma redução de 50% na fluorescência de GFP em embriões mais jovens do que em larvas maduras. Essas diferenças na capacidade de resposta do tecido à fotoablação devem ser levadas em consideração ao modificar e adaptar esse protocolo a diferentes aplicativos. Assim, é fundamental monitorar a redução percentual na fluorescência GFP para medir adequadamente a quantidade de lesão e a resposta prevista do epitélio renal lesionado. As principais vantagens deste método quando comparados outros métodos de lesão renal emO peixe-zebra é que isso permite o controle preciso da localização espaciotemporal da lesão. Além disso, permite aos pesquisadores marcar o nível de lesão para cima e para baixo. Esta capacidade de controlar a quantidade de lesão deve permitir o exame das respostas das células epiteliais e deve auxiliar na tomada de decisão em termos de recuperação versus apoptose versus necrose. Por exemplo, é possível mostrar que a migração celular é uma resposta inicial do epitélio sobrevivente à ablação segmentar e que a proliferação celular é um processo secundário, provavelmente conduzido por forças mecânicas geradas pela migração celular 14 . Além da capacidade de estudar o processo de reparo a nível celular, existem outras vantagens para essa metodologia. Em primeiro lugar, as técnicas de fotoablação anteriores tinham controle limitado sobre a quantidade de fotodamagem 9 . No entanto, este modelo permite um controle graduado sobre a quantidade de lesão, tornando mais fácilRealizar estudos futuros. Além disso, nesta abordagem, é possível alvejar grupos arbitrários de células fluorescentes GFP, permitindo assim a fácil ablação de segmentos inteiros. Embora isso possa ser alcançado com a técnica do laser pulsado, é mais laborioso, limitando o potencial para o projeto experimental. O uso de GFP para alvejar e potencializar a lesão epitelial é uma vantagem adicional, porque há tantos peixes zebra transgênicos GFP disponíveis (a Tabela 1 é apenas uma lista parcial). Outras proteínas fluorescentes expressas por espécies transgênicas também foram estudadas, como a proteína vermelha Killer, mas esses transgênicos de peixes não estão amplamente disponíveis 16 . Uma vantagem adicional de usar o GFP é que, com diferentes comprimentos de onda do laser, a expressão GFP pode ser usada tanto para fotoablação (405 nm) quanto para imagem (488 nm). No entanto, deve notar-se que o método publicado por Johnson et al. 9 pode ser aplicado a não fluorescentePeixe-zebra e, portanto, pode ser usado mais amplamente do que essa abordagem. Outra limitação deste modelo de ablação a laser é que não pode levar em consideração todos os diferentes fatores que podem levar à IRA humana. Pode haver uma cadeia de eventos que levam à necrose celular no corpo humano, bem como a apoptose celular que é induzida durante lesão renal. Não está claro se o ambiente diferente produzido durante a ablação a laser pode imitar todos os aspectos da fisiopatologia da IRA em seres humanos 10 . No entanto, este modelo de ablação a laser tem muitas vantagens em relação aos modelos alternativos. Ao permitir o estudo da morte e reparação de células renais em alta resolução em tempo real, este método deve levar a uma melhor compreensão dos mecanismos de reparação renal e estabelecer as bases para novas abordagens para o tratamento com IRA.

Lesão renal aguda (LRA) 1 , 2 , que também pode ser referida como insuficiência renal aguda, é amplamente definida como uma deficiência súbita na função renal 3 . Embora o nível de compreensão desta condição tenha sido melhorado notavelmente ao longo dos anos, as taxas de morbidade e mortalidade permaneceram altas 1 , 2 . O tratamento atual para esta condição é principalmente solidário, já que os resultados de vários ensaios clínicos de terapia medicamentosa foram negativos 4 , 5 . O rim é único, pois tem a capacidade de se reparar. Portanto, a terapia de suporte após um diagnóstico precoce da IRA é a melhor maneira de limitar a morbidade 6 . No entanto, é difícil detectar a IRA precoce e a taxa de mortalidade é um escalonamento de 50-80% para aqueles que necessitam de diálise 5. Com a capacidade dos rins para reparar e a falta de opções de tratamento para esta condição, é importante desenvolver métodos para melhorar este processo de regeneração de néphron. Houve muitos modelos diferentes utilizados para pesquisa de AKI que inclui diferentes agentes de lesões e modelos de animais. Em termos de agentes de danos nos rins, o antibiótico gentamicina aminoglicosídeo tem sido utilizado como agente nefrotóxico que leva a AKI 7 , 8 . No entanto, vários grupos descobriram que o tratamento com gentamicina é letal para o embrião de peixe-zebra 9 . Causa dano tubular muito grave para a recuperação do embrião, dificultando o estudo da regeneração sem algum tipo de intervenção. Os modelos de mamíferos, como o rato e o rato, também são considerados valiosos, mas enfrentam muitas limitações durante o estudo da IRA. Talvez a principal desvantagem dos modelos de roedores seja a dificuldade em visuaLizing o rim dos roedores e, assim, determinando os processos espaciotemporais precisos que levam à morte epitelial e ao reparo. Johnson et al. Relataram uma técnica baseada em ablação a laser para induzir lesão renal aguda em peixe zebra embrionário e larval 9 . Eles usaram ablação a laser pulsada para danificar o rim após uma injeção intramuscular com conjugados de dextrano. A fluorescência dos conjugados de dextrano permite a visualização de dano e regeneração no epitélio tubular 9 . Este modelo supera as duas limitações mencionadas acima, mas não permite níveis graduados de lesão e é difícil de realizar em grandes grupos de células arbitrárias. O novo modelo de AKI, descrito em ablação a laser, descrito aqui aborda todas as limitações acima. O rim pronefrico no peixe zebra larval é um órgão maduro e funcional que contém segmentos similares à nebulosa de mamíferoPhron, incluindo um glomérulo, túbulos proximais e distal, e um ducto colector 10 . As larvas de zebrafish também são opticamente transparentes, tornando possível observar o rim através de técnicas de fluorescência. Assim, o peixe-zebra é um valioso modelo in vivo de IRA, e o rim pronefrico larval (5-12 dias após a fertilização (dpf)) pode ser usado para estudar os processos celulares e moleculares envolvidos em lesão renal e reparação. Este artigo apresenta um método através do qual os segmentos de Nephron específicos de proteína fluorescente verde (GFP) podem ser fotoablados usando uma luz laser violeta de baixa energia (em comparação com um sistema de laser pulsado) (405 nm). A fluorescência GFP permite a segmentação de um grupo de células, tornando as mudanças que se tornam visíveis através da observação do fotobloco GFP. Além disso, o GFP (absorvendo a luz violeta) serve como um coletor de energia para potencializar a lesão em células renais que expressam GFP. Microfones de lapso de tempoA cópia pode então ser usada para estudar o processo de reparo. Estudos têm encontrado proliferação celular, migração celular e metaplasia celular 11 , 12 , 13 para todos ser processos potenciais que podem desempenhar um papel importante na reparação renal. No entanto, a importância relativa desses processos e os detalhes de sua interação foram difíceis de descobrir devido às limitações dos modelos existentes de AKI. Usando essa abordagem inovadora, foi possível mostrar que a migração celular desempenha um papel central no reparo renal após lesão aguda 14 .

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Petri Dishes, 35 x 10mm</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>32-103</td>
			<td>Procedural Usage: Step 2.4,2.7</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri Dishes, 100 x 15mm</td>
			<td>Midwest Scientific</td>
			<td>910</td>
			<td>Procedural Usage: Step 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>De-chorination forceps- Electron Microscopy Sciences Dumont Tweezers 5 Dumostar</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>50-241-57</td>
			<td>Procedural Usage: Step 2.1.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic Transfer Pipet</td>
			<td>Globe Scientific</td>
			<td>135030</td>
			<td>Procedural Usage: Step 2.5, 3.6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tricaine</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>A5040-25G</td>
			<td>Procedural Usage: Step 2.3, 3.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>BP165-25</td>
			<td>Procedural Usage: Step 2.3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pulled glass probe (manufactured manually from glass capillary tubes)</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>21-1640-2C</td>
			<td>Procedural Usage: Step 2.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereomicroscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ1270</td>
			<td>Procedural Usage: Step 1.5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SOLA Light Engine</td>
			<td>Lumencor</td>
			<td>SOLA SM-5-LCR-SB</td>
			<td>Procedural Usage: Step 1.5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eclipse C2 Plus Confocal Microscope System</td>
			<td>Nikon</td>
			<td></td>
			<td>Procedural Usage: Step 3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x E3 Solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Recipe used to generate: 5 mM NaCl, 0.17 mM KCl, 0.33 mM CaCl 2 , 0.33 mM MgSO 4 Procedural Step Usage: 1.2, 1.3, 2.2, 2.3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PTU</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P7629-10G</td>
			<td>Procedural Step Usage: 1.3, 2.2, 3.4, and 4.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NIS Elements Software</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>C2+</td>
			<td>Procedural Usage: Step 3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laser Unit</td>
			<td>Agilent</td>
			<td>MLC 400</td>
			<td>Procedural Step 3.11</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propidium Iodide</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P4170-100MG</td>
			<td>Procedural Step Usage: 4.2</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

precise cellular ablation approach for modeling acute kidney injury in developing zebrafish

Lesão renal aguda (LRA) é uma condição médica comum com alta taxa de mortalidade. Com as habilidades de reparo do rim, é possível restaurar a função renal adequada após o tratamento de suporte. No entanto, é necessária uma melhor compreensão de como ocorre morte e reparação de células nefronas no nível celular para minimizar a morte celular e melhorar o processo regenerativo. O pronephros do peixe-zebra é um bom sistema modelo para atingir esse objetivo, pois contém segmentos anatômicos que são semelhantes à nefrona dos mamíferos. Anteriormente, o modelo mais comum usado para estudar lesão renal em peixes era o modelo farmacológico de gentamicina. No entanto, este modelo não permite um controle espaciotemporal preciso da lesão e, portanto, é difícil estudar os processos celulares e moleculares envolvidos no reparo renal. Para superar esta limitação, este trabalho apresenta um método através do qual, em contraste com a abordagem gentamicina, uma Proteína Fuorescente Verde específica (GFP) -exPressionar o segmento nephron pode ser fotoablado usando uma luz laser violeta (405 nm). Este novo modelo de AKI oferece muitas vantagens que outros métodos de lesão epitelial não possuem. Suas principais vantagens são a capacidade de &quot;marcar&quot; o nível de lesão e o controle espaciotemporal preciso no modelo robusto animal in vivo . Este novo método tem potencial para avançar significativamente o nível de compreensão dos mecanismos de lesão renal e reparação.

Observe que este protocolo foi usado com sucesso com várias linhas transgênicas de GFP renal, incluindo ET (krt8: EGFP) sqet11-9, ET (krt8: EGFP) sqet33-d10 e Tg (atp1a1a.4: GFP). Os exemplos de resultados apresentados aqui foram obtidos usando a linha ET (krt8: EGFP) sqet11-9. A Figura 1 mostra o exemplo de protocolo de fotoablação. A intensidade média de GFP é monitorada dentro da região de interesse ( Figura 1A e Filme 1 ). Um exemplo de traço de intensidade média é mostrado na Figura 1B . Conforme mostrado na Figura 2 , após exposição a luz laser de 405 nm, a fluorescência GFP continua a desaparecer uma célula por vez até que, a 220 min, todo o segmento ablado perca 100% de sua positividade GFP. Esta perda de GFP fA luorescência é, de fato, devido à morte celular e não, por exemplo, a downregulation da expressão GFP. Isto é evidenciado pelo aparecimento de núcleos positivos de iodeto de propídio fluorescente vermelho nas células que perdem positividade de GFP. A extensão da morte celular pode ser avaliada medindo a fluorescência GFP média no segmento ablado e comparando-a com a intensidade GFP média imediatamente anterior e posterior ao segmento ablado. A Figura 3 mostra a relação entre a extensão da exposição ao laser (medida pela quantidade inicial de fotobloco) e a extensão da morte celular no segmento exposto. Isso mostra que, ao variar a exposição inicial, é possível &quot;marcar&quot; a lesão e a resposta do epitélio lesionado. Com 10-20% do fotobloco GFP inicial, praticamente nenhuma redução da positividade GFP é observada às 5 h pós-lesão. 50 e 60% de fotobleaching conduzem a uma desaprovação completaArgil de GFP às 5 h, enquanto 30 e 40% de branqueamento conduz a resultados intermediários, com 50% de morte estimada observada em cerca de 35% de fotoblanquecimento. Esses resultados são suportados pela coloração PI ( Figura 3B ). 20% de foto-branqueamento resulta em uma coloração praticamente não PI a 100 min após a ablação. 50% de foto-branqueamento conduz a positividade PI contínua no epitélio ablado após 60 minutos, enquanto que 30 e 40% de foto-branqueamento conduzem à incorporação PI intermediária. Como pode ser visto a partir desses dados, esta metodologia permite a indução de quantidades graduadas de lesão epitelial e para o estudo da resposta epitelial ao dano epitelial letal e sub-letal. <img alt="figura 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55606/55606fig1.jpg" /> Figura 1: Procedimento de conversão de foto. ( A ) Esquema que mostra a orientação do embrião / larva, exposição ao laser e a região de interesse (elipse) measRedução da fluorescência média para monitorar a quantidade de fotobloco GFP; Veja Filme 1. A caixa retangular indica a janela de digitalização. ( B ) Um exemplo de um traço de intensidade de GFP médio de região de interesse real antes, durante e após a exposição a laser de 405 nm. As intensidades médias de GFP em quatro medidas consecutivas (mostradas dentro de caixas verdes) são mostradas antes (Y) e após (X) a fotoablation. A razão X / Y é utilizada como medida da exposição total à luz e é plotada no eixo X na Figura 3 . <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55606/55606fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55606/55606fig2.jpg" /> Figura 2: morte celular epitelial após exposição laser de 405 nm. Exemplo de quadros seqüenciais que mostram o desaparecimento do GFP eD a aparência da coloração com iodeto de propídio após a fotoablação (40% de fotobloco inicial). Os quadros são a 0, 130, 170 e 220 min após a exposição à luz violeta (405 nm). O desaparecimento da GFP coincide com a aparência da positividade nuclear PI fluorescente vermelha. Observe que a fluorescência PrI é detectada usando o canal vermelho. A fluorescência vermelha vista fora do rim é devida a cromóforos e a presença de PI no lúmen intestinal. Barra de escala = 100 μm. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55606/55606fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55606/55606fig3.jpg" /> Figura 3: Resposta por Dose da Lesão Epitelial à Quantidade de Estratificação. ( A ) A mensalidade é medida pela porcentagem de redução inicial na fluorescência GFP nas exposiçõesSegmento ed. Isso é comparado ao declínio na fluorescência média de GFP no segmento lesado às 5 h após a lesão. Esta medida é normalizada para a quantidade média de fluorescência a montante e a jusante do segmento lesionado. As doses alvo foram 10, 20, 30, 40, 50 e 60% do fotoblanqueamento inicial. Os valores reais são ligeiramente maiores, representando 14,8, 24,4, 33,8, 45,4, 56,5 e 62,1% em fotoblocos, o que resulta em 85,2, 75,6, 66,2, 54,6, 43,5 e 37,9% de fluorescência restante, n = 2 - 6 / alvo grupo. As barras de erro representam o desvio padrão ao longo dos eixos X (percentagem de fluorescência restante imediatamente após a foto) e Y (porcentagem de fluorescência restante 5 h após a fotoablação). ( BE ) A coloração PI é paralela ao desaparecimento geral da positividade GFP. Praticamente nenhuma coloração PI é observada em 20% (80% de fluorescência restante) em 100% pós-laser ( B , painel direito). ( C e <stronG&gt; D) 30 e 40% de foto-branqueamento (70 e 60% de fluorescência restante) mostram números crescentes de células PrI-positivas (painéis direitos) e ( E ) a 50% de foto-branqueamento, praticamente 100% positividade PI é observada em 60 minutos pós - injúria (painel direito). Os painéis esquerdos em ( BE ) mostram a quantidade inicial de foto-branqueamento. Barra de escala = 100 μm. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55606/55606fig3large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> Transgênico </td><td> Padrão de expressão </td><td> Referências </td></tr><tr><td> Tg (wt1b: GFP) </td><td> Glomerulus, algum PT </td><td> [11] </td></tr><tr><td> Tg (atp1a1a.4: GFP) </td><td> Distal ao glomérulo </td><td> [12]<html></td></tr><tr><td> Tg (cdh17: GFP) </td><td> Distal ao glomérulo </td><td> [9,10] </td></tr><tr><td> Tg (ret1: GFP) </td><td> Late DT, PD </td><td> [13] </td></tr><tr><td> Tg (enpep: GFP) </td><td> Distal ao glomérulo </td><td> [14] </td></tr><tr><td> Tg (cd41: GFP) </td><td> Células multiciliadas </td><td> [15] </td></tr><tr><td> ET (krt8: EGFP) sqet11-9 </td><td> Straight PT, Early DT </td><td> [16,17] </td></tr><tr><td> ET (krt8: EGFP) sqet33-d10 </td><td> PT convolucionado </td><td> [16,17] </td></tr><tr><td> PT = Tubo proximal </td><td></td><td></td></tr><tr><td> DT = Tubo Distal </td><td></td><td></td></tr><tr><td> PD - Pronephric Duct </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>Jove_content &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; 1 &quot;&gt; Tabela 1: Exemplos de linhas de zebrafish de rim GFP. Algumas linhas representativas de peixe zebra estão listadas aqui, indicando qual segmento do rim pronefric é rotulado em uma determinada linha transgênica. <img alt="Filme 1" src="/files/ftp_upload/55606/55606vid1.jpg" /> Filme 1: Resumo de animação do procedimento de fotoablação. Na primeira parte do filme, demonstra-se a orientação adequada do embrião / larva. Os dois ramos do rim são mostrados em verde. Uma sonda de vidro é usada para orientar o peixe em agarose. Isso é feito se um controle, ramo não ferido é desejado. A pesca do peixe permite a exposição ao laser em apenas um ramo do rim pronefrico. Na segunda parte do filme, descreve-se o procedimento de ablação a laser. A elipse indica a região de interesse dentro do segmento submetido a ablação usada para monitorar a quantidade de fotovela inicialHing. A janela retangular permite o ajuste preciso do tamanho e posição do segmento ablado. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55606/Vasilyev_Photoablation_animation.mp4" target="_blank">Clique aqui para ver este vídeo. (Clique com o botão direito do mouse para baixar.)</a>

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Precise Cellular Ablation Approach for Modeling Acute Kidney Injury in Developing Zebrafish

Este trabalho apresenta um novo modelo in vivo de lesão renal segmentar usando peixe zebra transgênico GFP renal. O modelo permite a indução da ablação direcionada de células epiteliais renais para mostrar os mecanismos celulares de lesão e reparação de néphron.

Abordagem precisa de ablação celular para modelagem de lesão renal aguda no desenvolvimento de peixe-zebra

Acute Kidney Injury (AKI) is a common medical condition with a high mortality rate. With the repair abilities of the kidney, it is possible to restore ...

precise-cellular-ablation-approach-for-modeling-acute-kidney-injury

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

6.6K visualizações.  NYITCOM.  Este trabalho apresenta um novo modelo in vivo de lesão renal segmentar usando peixe zebra transgênico GFP renal. O modelo permite a indução da ablação direcionada de células epiteliais renais para mostrar os mecanismos celulares de lesão e reparação de néphron. 

Vídeo: Precise Cellular Ablation Approach for Modeling Acute Kidney Injury in Developing Zebrafish

Kidney Regeneration in Adult Zebrafish by Gentamicin Induced Injury

The kidney is essential for fluid homeostasis, blood pressure regulation and filtration of waste from the body. The fundamental unit of kidney function is the nephron. Mammals are able to repair existing nephrons after injury, but lose the ability to form new nephrons soon after birth. In contrast to mammals, adult fish produce new nephrons (neonephrogenesis) throughout their lives in response to growth requirements or injury. Recently, lhx1a has been shown to mark nephron progenitor cells in the adult zebrafish kidney, however mechanisms controlling the formation of new nephrons after injury remain unknown. Here we show our method for robust and reproducible injury in the adult zebrafish kidney by intraperitoneal (i.p.) injection of gentamicin, which uses a noninvasive visual screening process to select for fish with strong but nonlethal injury. Using this method, we can determine optimal gentamicin dosages for injury and go on to demonstrate the effect of higher temperatures on kidney regeneration in zebrafish.

Here we present a reliable method to study adult kidney regeneration by inducing acute kidney injury by gentamicin injection. We show that injury is dependent on gentamicin dosage and environmental temperature using in situ hybridization to label lhx1a+ developing new nephrons.

A regeneração renal em Zebrafish Adulto por lesão induzida pela gentamicina

The kidney is essential for fluid homeostasis, blood pressure regulation and filtration of waste from the body. The fundamental unit of kidney function is ...

Biologia do Desenvolvimento

Mechanical Vessel Injury in Zebrafish Embryos

Zebrafish (Danio rerio) embryos have proven to be a powerful model for studying a variety of developmental and disease processes. External development and optical transparency make these embryos especially amenable to microscopy, and numerous transgenic lines that label specific cell types with fluorescent proteins are available, making the zebrafish embryo an ideal system for visualizing the interaction of vascular, hematopoietic, and other cell types during injury and repair in vivo. Forward and reverse genetics in zebrafish are well developed, and pharmacological manipulation is possible. We describe a mechanical vascular injury model using micromanipulation techniques that exploits several of these features to study responses to vascular injury including hemostasis and blood vessel repair. Using a combination of video and timelapse microscopy, we demonstrate that this method of vascular injury results in measurable and reproducible responses during hemostasis and wound repair. This method provides a system for studying vascular injury and repair in detail in a whole animal model.

This article describes a method for creating a mechanical vessel injury in zebrafish embryos. This injury model provides a platform for studying hemostasis, injury-related inflammation, and wound healing in an organism ideally suited for real-time microscopy.

Lesão Vessel Mecânica em embriões Zebrafish

Zebrafish (Danio rerio) embryos have proven to be a powerful model for studying a variety of developmental and disease processes.  External development ...

Hepatocyte-specific Ablation in Zebrafish to Study Biliary-driven Liver Regeneration

The liver has a great capacity to regenerate. Hepatocytes, the parenchymal cells of the liver, can regenerate in one of two ways: hepatocyte- or biliary-driven liver regeneration. In hepatocyte-driven liver regeneration, regenerating hepatocytes are derived from preexisting hepatocytes, whereas, in biliary-driven regeneration, regenerating hepatocytes are derived from biliary epithelial cells (BECs). For hepatocyte-driven liver regeneration, there are excellent rodent models that have significantly contributed to the current understanding of liver regeneration. However, no such rodent model exists for biliary-driven liver regeneration. We recently reported on a zebrafish liver injury model in which BECs extensively give rise to hepatocytes upon severe hepatocyte loss. In this model, hepatocytes are specifically ablated by a pharmacogenetic means. Here we present in detail the methods to ablate hepatocytes and to analyze the BEC-driven liver regeneration process. This hepatocyte-specific ablation model can be further used to discover the underlying molecular and cellular mechanisms of biliary-driven liver regeneration. Moreover, these methods can be applied to chemical screens to identify small molecules that augment or suppress liver regeneration.

To help assess the molecular mechanisms underlying zebrafish biliary-driven liver regeneration, we established a liver injury model in which the nitroreductase-expressing hepatocytes are genetically ablated upon metronidazole treatment. In this protocol, we describe how to adeptly manipulate, monitor and analyze hepatocyte ablation and biliary-driven liver regeneration.

Ablação específicas do hepatócito em Zebrafish para estudar a regeneração do fígado-driven biliar

The liver has a great capacity to regenerate. Hepatocytes, the parenchymal cells of the liver, can regenerate in one of two ways: hepatocyte- or ...

Technique to Target Microinjection to the Developing Xenopus Kidney

The embryonic kidney of Xenopus&#160;laevis (frog), the pronephros, consists of a single nephron, and can be used as a model for kidney disease. Xenopus embryos are large, develop externally, and can be easily manipulated by microinjection or surgical procedures. In addition, fate maps have been established for early Xenopus embryos. Targeted microinjection into the individual blastomere that will eventually give rise to an organ or tissue of interest can be used to selectively overexpress or knock down gene expression within this restricted region, decreasing secondary effects in the rest of the developing embryo. In this protocol, we describe how to utilize established Xenopus fate maps to target the developing Xenopus kidney (the pronephros), through microinjection into specific blastomere of 4- and 8-cell embryos. Injection of lineage tracers allows verification of the specific targeting of the injection. After embryos have developed to stage 38 - 40, whole-mount immunostaining is used to visualize pronephric development, and the contribution by targeted cells to the pronephros can be assessed. The same technique can be adapted to target other tissue types in addition to the pronephros.

Technique to Target Microinjection to the Developing Xenopus Kidney

Here, we present a protocol to use fate maps and lineage tracers to target injections into individual blastomeres that give rise to the kidney of Xenopus laevis embryos.

Técnica ao Target microinjeção para o desenvolvimento<em&gt; Xenopus</em&gt; Kidney

The embryonic kidney of Xenopus&#160;laevis (frog), the pronephros, consists of a single nephron, and can be used as a model for kidney disease. Xenopus ...

Surgical Ablation Assay for Studying Eye Regeneration in Planarians

In the study of adult stem cells and regenerative mechanisms, planarian flatworms are a staple in vivo model system. This is due in large part to their abundant pluripotent stem cell population and ability to regenerate all cell and tissue types after injuries that would be catastrophic for most animals. Recently, planarians have gained popularity as a model for eye regeneration. Their ability to regenerate the entire eye (comprised of two tissue types: pigment cells and photoreceptors) allows for the dissection of the mechanisms regulating visual system regeneration. Eye ablation has several advantages over other techniques (such as decapitation or hole punch) for examining eye-specific pathways and mechanisms, the most important of which is that regeneration is largely restricted to eye tissues alone. The purpose of this video article is to demonstrate how to reliably remove the planarian optic cup without disturbing the brain or surrounding tissues. The handling of worms and maintenance of an established colony is also described. This technique uses a 31 G, 5/16-inch insulin needle to surgically scoop out the optic cup of planarians immobilized on a cold plate. This method encompasses both single and double eye ablation, with eyes regenerating within 1-2 weeks, allowing for a wide range of applications. In particular, this ablation technique can be easily combined with pharmacological and genetic (RNA interference) screens for a better understanding of regenerative mechanisms and their evolution, eye stem cells and their maintenance, and phototaxic behavioral responses and their neurological basis.

This protocol shows how to consistently excise planarian eyes (optic cups) without disturbing surrounding tissues. Using an insulin needle and syringe, either one or both eyes can be ablated to facilitate investigations into the mechanisms regulating eye regeneration, the evolution of visual regeneration, and the neural basis of light-induced behavior.

Surgical Ablation Ensaio para Estudar Eye Regeneração em Planárias

In the study of adult stem cells and regenerative mechanisms, planarian flatworms are a staple in vivo model system. This is due in large part to their ...

Histological Analyses of Acute Alcoholic Liver Injury in Zebrafish

Alcoholic Liver Disease (ALD) refers to damage to the liver due to acute or chronic alcohol abuse. It is among the leading causes of alcohol-related morbidity and mortality and affects more than 2 million people in the United States. A better understanding of the cellular and molecular mechanisms underlying alcohol-induced liver injury is crucial for developing effective treatment for ALD. Zebrafish larvae exhibit hepatic steatosis and fibrogenesis after just 24 h of exposure to 2% ethanol, making them useful for the study of acute alcoholic liver injury. This work describes the procedure for acute ethanol treatment in zebrafish larvae and shows that it causes steatosis and swelling of the hepatic blood vessels. A detailed protocol for Hematoxylin and Eosin (H&#38;E) staining that is optimized for the histological analysis of the zebrafish larval liver, is also described. H&#38;E staining has several unique advantages over immunofluorescence, as it marks all liver cells and extracellular components simultaneously and can readily detect hepatic injury, such as steatosis and fibrosis. Given the increasing usage of zebrafish in modeling toxin and virus-induced liver injury, as well as inherited liver diseases, this protocol serves as a reference for the histological analyses performed in all these studies.

This protocol describes histological analyses of the livers from zebrafish larvae that have been treated with 2% ethanol for 24 h. Such acute ethanol treatment results in hepatic steatosis and swelling of the hepatic vasculature.

Análises histológicas de lesão hepática alcoólica aguda em peixe-zebra

Alcoholic Liver Disease (ALD) refers to damage to the liver due to acute or chronic alcohol abuse. It is among the leading causes of alcohol-related ...

Evaluation of Injury-induced Senescence and In Vivo Reprogramming in the Skeletal Muscle

Cellular senescence is a stress response that is characterized by a stable cellular growth arrest, which is important for many physiological and pathological processes, such as cancer and ageing. Recently, senescence has also been implicated in tissue repair and regeneration. Therefore, it has become increasingly critical to identify senescent cells in vivo. Senescence-associated &#946;-galactosidase (SA-&#946;-Gal) assay is the most widely used assay to detect senescent cells both in culture and in vivo. This assay is based on the increased lysosomal contents in the senescent cells, which allows the histochemical detection of lysosomal &#946;-galactosidase activity at suboptimum pH (6 or 5.5). In comparison with other assays, such as flow cytometry, this allows the identification of senescent cells in their resident environment, which offers valuable information such as the location relating to the tissue architecture, the morphology, and the possibility of coupling with other markers via immunohistochemistry&#160;(IHC). The major limitation of the SA-&#946;-Gal assay is the requirement of fresh or frozen samples.
Here, we present a detailed protocol to understand how cellular senescence promotes cellular plasticity and tissue regeneration in vivo. We use SA-&#946;-Gal to detect senescent cells in the skeletal muscle upon injury, which is a well-established system to study tissue regeneration. Moreover, we use&#160;IHC to detect Nanog, a marker of pluripotent stem cells, in a transgenic mouse model. This protocol enables us to examine and quantify cellular senescence in the context of induced cellular plasticity and in vivo reprogramming.

Evaluation of Injury-induced Senescence and In Vivo Reprogramming in the Skeletal Muscle

Here we present a detailed protocol to detect both senescent and pluripotent stem cells in the skeletal muscle upon injury while inducing in vivo reprogramming. This method is suitable for evaluating the role of cellular senescence during tissue regeneration and reprogramming in vivo.

Avaliação da senescência induzida por lesão e na Vivo reprogramação no músculo esquelético

Cellular senescence is a stress response that is characterized by a stable cellular growth arrest, which is important for many physiological and ...

Visualization of Cellular Electrical Activity in Zebrafish Early Embryos and Tumors

Bioelectricity, endogenous electrical signaling mediated by ion channels and pumps located on the cell membrane, plays important roles in signaling processes of excitable neuronal and muscular cells and many other biological processes, such as embryonic developmental patterning. However, there is a need for in vivo electrical activity monitoring in vertebrate embryogenesis. The advances of genetically encoded fluorescent voltage indicators (GEVIs) have made it possible to provide a solution for this challenge. Here, we describe how to create a transgenic voltage indicator zebrafish using the established voltage indicator, ASAP1 (Accelerated Sensor of Action Potentials 1), as an example. The Tol2 kit and a ubiquitous zebrafish promoter, ubi, were chosen in this study. We also explain&#160;the processes of Gateway site-specific cloning, Tol2 transposon-based zebrafish transgenesis, and the imaging process for early-stage fish embryos and fish tumors using regular epifluorescent microscopes. Using this fish line, we found that there are cellular electric voltage changes during zebrafish embryogenesis, and fish larval movement. Furthermore, it was observed that in a few zebrafish malignant peripheral nerve sheath tumors, the tumor cells were generally polarized compared to the surrounding normal tissues.

Here, we show the process of creating a cellular electric voltage reporter zebrafish line to visualize embryonic development, movement, and fish tumor cells in vivo.

Visualização da atividade elétrica celular no Zebrafish embriões adiantados e tumores

Bioelectricity, endogenous electrical signaling mediated by ion channels and pumps located on the cell membrane, plays important roles in signaling ...

Adult Zebrafish Injury Models to Study the Effects of Prednisolone in Regenerating Bone Tissue

Zebrafish are able to regenerate various organs, including appendages (fins) after amputation. This involves the regeneration of bone, which regrows within roughly two weeks after injury. Furthermore, zebrafish are able to heal bone rapidly after trepanation of the skull, and repair fractures that can be easily introduced into zebrafish bony fin rays. These injury assays represent feasible experimental paradigms to test the effect of administered drugs on rapidly forming bone. Here, we describe the use of these 3 injury models and their combined use with systemic glucocorticoid treatment, which exerts bone inhibitory and immunosuppressive effects. We provide a workflow on how to prepare for immunosuppressive treatment in adult zebrafish, illustrate how to perform fin amputation, trepanation of calvarial bones, and fin fractures, and describe how the use of glucocorticoids affects both bone forming osteoblasts and cells of the monocyte/macrophage lineage as part of innate immunity in bone tissue.

Here, we describe 3 adult zebrafish injury models and their combined use with immunosuppressive drug treatment. We provide guidance on imaging of regenerating tissues and on detecting bone mineralization therein.

Modelos de lesão adulto Zebrafish para estudar os efeitos de prednisolona na regeneração de tecido ósseo

Zebrafish are able to regenerate various organs, including appendages (fins) after amputation. This involves the regeneration of bone, which regrows ...

Confocal Microscope-Based Laser Ablation and Regeneration Assay in Zebrafish Interneuromast Cells

Hair cells are mechanosensory cells that mediate the sense of hearing. These cells do not regenerate after damage in humans, but they are naturally replenished in non-mammalian vertebrates such as zebrafish. The zebrafish lateral line system is a useful model for characterizing sensory hair cell regeneration. The lateral line is comprised of hair cell-containing organs called neuromasts, which are linked together by a string of interneuromast cells (INMCs). INMCs act as progenitor cells that give rise to new neuromasts during development. INMCs can repair gaps in the lateral line system created by&#160;cell death. A method is described here for selective INMC ablation using a conventional laser-scanning confocal microscope and transgenic fish that express green fluorescent protein in INMCs. Time-lapse microscopy is then used to monitor INMC regeneration and determine the rate of gap closure. This represents an accessible protocol for cell ablation that does not require specialized equipment, such as a high-powered pulsed ultraviolet laser. The ablation protocol may serve broader interests, as it could be useful for the ablation of additional cell types, employing a tool set that is already available to many users. This technique will further enable the characterization of INMC regeneration under different conditions and from different genetic backgrounds, which will advance the understanding of sensory progenitor cell regeneration.

Laser ablation is a widely applicable technology for studying regeneration in biological systems. The presented protocol describes use of a standard laser-scanning confocal microscope for laser ablation and subsequent time-lapse imaging of regenerating interneuromast cells in the zebrafish lateral line.

Ablação e Regeneração a laser baseada em microscópio confocal em células interneuromast baseadas em zebrafish

Hair cells are mechanosensory cells that mediate the sense of hearing. These cells do not regenerate after damage in humans, but they are naturally ...