Este trabalho foi financiado pelo Escritório do Programa de Pesquisa Naval Young Investigator Award N000141110914, o Office of Naval Research Grant N000141010827, NSF Prémio Carreira CCF1054898, do NIH Director New Innovator Award 1DP2OD007292 e um Instituto Wyss para Biologicamente Inspirada Fundo Startup Faculdade de Engenharia (para PY) e Centro de Ciências da Vida Fundo de inicialização (para PC) Tsinghua-Pequim.

1. DNA Sequence projeto <ol><li> Use software UNIQUIMER 27 para projetar uma estrutura SST-finito, especificando o número de hélices duplas, comprimentos de hélice superior e inferior para cada dupla hélice, eo padrão cruzado para criar um 24H × lona 28T. Depois de definir estes parâmetros, a arquitetura geral (vertente composição eo arranjo complementaridade) é ilustrado graficamente no programa. </li><li> Gerar sequências para os fios da estrutura especificada para atender o arranjo complementaridade e requisitos adicionais (se houver). Conceber sequências de ADN, minimizando a sequência de simetria 28 (para a maioria das estruturas). <ol><li> Gerar nucleótidos (A, C, G e T) aleatoriamente um por um. </li><li> Nucleotídeos Igualar complementares aos gerados seguindo a regra de emparelhamento de bases de A a T e vice-versa; C a G e vice-versa. </li><li> Não use segmentos de repetição além oito ou nove nucleotídeos. Quando tal repcomer segmentos surgir durante o projeto, mutar os nucleotídeos gerados mais recentemente até que a exigência de repetição do segmento está satisfeito. </li><li> Não utilizar quatro bases A, C, G ou T consecutivos. </li><li> Use nucleótidos pré-especificados nos pontos de ligação de cadeia simples (por exemplo T e G como o vigésimo primeiro e vigésimo segundo nucleótidos, respectivamente, para a maioria dos fios) para evitar o deslizamento bases em torno dos pontos de ligação (por exemplo, se ambos vigésimo primeiro e vigésimo segundo nucleotídeos foram T, foi possível para o vigésimo primeiro nucleótido que se ligam ao nucleótido que o vigésimo segundo nucleótido é suposto vincular a). </li></ol></li><li> Modificar as sequências de ADN manualmente para rotulagem de estreptavidina, a transformação de rectângulos dentro de tubos, a formação de diferentes rectângulos e tubos em diferentes escalas, e para evitar a agregação causada pelos domínios expostas sobre SST. <ol><li> Substitua os domínios expostos no limite da tela molecular com tra poli-Tcts. </li><li> Para a marcação de estreptavidina, desenhar os segmentos de pega (o segmento adicional acrescentada ao componente de fio que se pode ligar a um homólogo complementar, como uma cadeia anti-handle) tais que pode acomodar uma cadeia anti-pega com 3 &#39;modificação biotina. </li><li> Para a conversão de um rectângulo em um tubo, remover as linhas superior e inferior do rectângulo e inserir uma nova linha cuja TSMs tem complementaridade específicas para as peças correspondentes no segundo a linha superior e a segunda a linha inferior. </li><li> Para um domínio único exposta cadeia de diferentes formas, substituir com segmentos poli-T de 10-11 nucleótidos de comprimento, ou cobrir por protetores de borda que são complementares ao domínio expostos e terminam com um 10-11 nucleotídeos longos segmentos de poli-T. </li></ol></li></ol> 2. Preparação dos Canvas Molecular <ol><li> Obter fios de componentes de ADN de sequências especificadas dissolvidos em água isenta de ARNase de uma oligonucleotide fabricante em V fundo placas de 96 poços com oligonucleotídeos sintetizados em uma escala de 10 nmol com dessalinização padrão. Centrífuga as placas de 96 poços com as fitas de DNA para cerca de 10 s a 600 x g. <ol><li> Pipetar 1 mL de cada uma das cavidades 362 com as cadeias de ADN para a 24H × 28T rectângulo (Figura 3A), a 100 uM por cordão (especificação do fabricante) para um tubo de ensaio de 2 ml. Adicionar 138 uL de água destilada desionizada H 2 O para o tubo 2 ml de ensaio para fazer uma solução estoque da mistura Strand a uma concentração de 200 nM por cordão. </li></ol></li><li> Adicionar 50 ul da solução estoque 200 nM de mistura vertente, 10 ul de tampão 10X de recozimento A (50 mM de Tris, pH 7,9, EDTA 10 mM, 250 mM MgCl2), e 40 ul de água destilada desionizada H 2 O para uma solução a 0,2 ml tubo de PCR. Isto faz com que uma amostra de 100 ul da tela molecular em 1X tampão de emparelhamento A (5 mM de Tris, pH 7,9, 1 mM de EDTA, 25 mM de MgCl2). </li><li> Emparelhar o sample durante 17 horas num aparelho de ciclos térmicos de arrefecimento de 90 ° C a 25 ° C. Programa do termociclador como se segue: a rampa para baixo a partir de 90 ° C a 61 ° C a uma velocidade constante de 5 ° C por min; rampa para baixo a partir de 60 ° C a 25 ° C a uma velocidade constante de 20 min por ° C; e incubar a 4 ° C até que a amostra pode ser retirado do termociclador. </li><li> Preparar um 2% de gel de agarose nativa. <ol><li> Medir 2,4 g de agarose em um copo de 600 ml. Adicionar 120 ml de tampão TBE 0,5x (44,5 mM Tris-borato, pH 8,3, EDTA 1 mM) e 30 ml de água desionizada destilada no copo. </li><li> Microondas durante 3 minutos (ou 40 - 60 segundos mais depois da fervura). Repor a água perdida durante a evaporação através da adição de 30 ml de água, o que ajuda a manter a concentração de agarose, o gel a 2%. </li><li> Agitar o conteúdo do copo durante 1 min num banho de água fria. Adicionar 1 ml de 1,2 M de MgCl2 (para fazer uma de 10 mM de MgCl 2 concentração no gel) e pré-manchar o engenho gelh 6 ul de corante SYBR Seguro (1: 20.000). </li><li> Despeje a solução de gel em uma caixa de gel seco e inserir um 1,5 mm de espessura de 12 poços pente eletroforese em gel. Deixar a solução solidificar para 15 - 30 min em uma plataforma ainda. </li><li> Pour tampão de gel de corrida (44,5 mM Tris-borato, pH 8,3, EDTA 1 mM e MgCl2 10 mM) na caixa de gel. Carga 2 - 3 mL de 1 kb escada de DNA em um poço de gel de agarose. Misturar 4 ul de corante azul de bromofenol a 6X (0,25% azul de bromofenol, Tris 5 mM, EDTA 1 mM, MgCl2 10 mM e glicerol a 30%) com 20 ul da amostra da tela molecular e carregar a solução em outro poço do em gel de agarose. </li></ol></li><li> Execute o nativo 2% de agarose durante 2 horas a 100 V num banho de água gelada (azul de bromofenol, mostrado em azul, corre mais rápido do que fios de componentes para que ele possa servir como um indicador de que se o tempo de 2 horas de corrida é o caso). </li><li> Imagem do gel utilizando um scanner de gel com um filtro adequado para o SYBR mancha segura (Figura 2B </strong&gt;). </li><li> Em uma luz azul transilluminator, extirpar a banda dominante com mobilidade similar à faixa de 1.500 pares de bases do DNA escada 1 kb usando uma lâmina de barbear limpa afiada. Coloque a peça de gel desejada (s) em uma coluna de rotação e, em seguida, triturar o gel em pedaços finos utilizando um pilão microtubo. Centrifuga-se a 438 xg durante 3 min a 4 ° C. </li><li> Medir a concentração do ADN utilizando um espectrofotómetro de ultra-violeta a 260 nm. <ol><li> Utilizar 2 ul de ADNase ultrapura / água destilada-RNase livre como o branco para calibrar a máquina. </li><li> Utilizar um volume equivalente de a amostra recolhida a partir da coluna de centrifugação para obter uma estimativa da concentração de ADN. O valor medido de concentração (&quot;um&quot; = ng / ul) obtida a uma absorção de UV de 260 nm vai ajudar a determinar o factor de diluição para a AFM e de imagem TEM. </li><li> Converter a concentração medida a partir de &quot;um&quot; (ng / mL) com &quot;b&quot; (nM) seguinte b = a x 10 6 / (330 &amp;# 215; número de nucleótidos). NOTA: O peso molecular de um nucleótido é de 330 g / mol. O valor da concentração molar calculada irá determinar o fator de diluição para a AFM e TEM de imagem. Como para o caso de um 24H × 28T rectângulo, a medição comum para a amostra purificada é de cerca de 10-60 ng / mL. À medida que o número de nucleótidos de uma tal estrutura é 14,616 Da, a concentração molar é de cerca de 2-12 nM. A concentração final é determinada pela recolha de rendimento (cerca de 20 - 50%) a partir da centrifugação e o volume da banda de gel excisada para fora (quanto maior o volume, o mais diluir a amostra purificada). </li></ol></li></ol> 3. Microscopia de Força Atômica Imagem <ol><li> Descasca mica ligado a um disco de amostra metálica usando fita adesiva para obter uma superfície plana e coloque o disco de amostra para o palco de imagem. </li><li> Adicionar 40 ul de tampão de emparelhamento 1X A seguido por 5 ul (2-5 nM) da amostra purificada do 24H × 28Tretângulo para a superfície recém-mica clivada. Deixe a mistura de se contentar com cerca de 2 min. </li><li> Instale AFM chip de cantilever nitreto de silício em um suporte cantilever. Use uma ponta triangular C (freqüência de ressonância, f 0 = 40-75 kHz; mola constante, k = 0,24 Nm -1) para a imagem latente. </li><li> Uma imagem de amostra no modo de tocar fluido. Utilize os seguintes parâmetros de imagem para digitalização: digitalização tamanho de 2 mm, 1.024 linhas de resolução e velocidade de varredura de 0,5-1 Hz (Figura 2C). </li><li> Se necessário, adicionam-se 10 ul ou mais de 10 mM de NiCl2 solução para aumentar a resistência de ligação de ADN 29-mica. </li></ol> 4. Preparação de Amostras para Streptavidin Labeling <ol><li> Criar manualmente o rectângulo 24H × 28T tal que fios de pega em locais específicos são incorporados para serem complementares às cadeias anti-pega com modificação biotina, que por sua vez são capazes de se ligar a streptavidem especificamente. <ol><li> Modificar a tela molecular, anexando um &#39;segmento de 3 17 nucleótidos, que consiste de uma sequência de duas sequências de nucleótidos (TT) como um espaçador e um identificador de 15 nucleótidos (GGAAGGGATGGAGGA) para os azulejos 14 na fila superior 14 e na parte inferior telhas linha do rectângulo (Figura 3A) para rotular o limite. Esta sequência é complementar de uma 3 &#39;biotina modificada cadeia anti-pega (TCCTCCATCCCTTCC-biotina). </li></ol></li><li> Para a rotulagem interna, anexar o segmento 3 &#39;17 nucleotídeos para 8 azulejos internos e 6 azulejos de contorno do retângulo (Figura 4A). <ol><li> Misturar os fios 28 com alças (rotulagem limite) com o resto dos fios que compõem o rectângulo 24H × 28T (334 fios) para fazer uma solução estoque 200 nM. Misturar os fios 14 com alças (rotulagem interno) com o resto dos fios que compõem o rectângulo 24H × 28T (348 fios) para se obter uma solução estoque 200 nM. </li></ol></li><li> Para borotulagem undary, adicionar 50 ul da solução estoque 200 nM dos fios, 6 uL de 100 uM de biotina os fios modificado anti-pega, 10 ul de 10X o recozimento tampão A, e 34 ul de água destilada desionizada para um 0,1-0,2 tubo de ensaio ml PCR. A concentração final da cadeia componente é de 100 nM e a concentração final do fio modificado anti-biotina pega é de 6000 Nm. Note-se que 28 moléculas do anti-lidar com biotina modificada cadeia se ligam a um 24H × 28T retângulo para a cadeia anti-lidar com biotina modificada é superior a 100% para fazer a ligação favorável. </li><li> Para a marcação interna, adicionar 50 ul da solução estoque 200 nM dos fios, 3 ul de anti-lidar com o fio interno biotina modificada a 100 uM, 10 ul de tampão de emparelhamento 10X a A, 37 ul de água destilada desionizada para um 0,1 - 0,2 ml de tubo de ensaio de PCR. A concentração final da cadeia componente é de 100 nM e a concentração final de biotina de anti-modifi punho<html> ed vertente é de 3000 nM. Note-se que 14 moléculas do anti-handle biotina modificada cadeia se ligam a um 24H × 28T retângulo para lidar com anti-cadeia modificada biotina é superior a 100% para fazer a ligação favorável. </li><li> Recozer ambas as amostras em um termociclador durante 17 horas utilizando os passos descritos em 2.3. </li><li> Preparar um 2% de gel de agarose nativa como descrito nas etapas 2.4. </li><li> Purifica-se ambas as amostras, tal como descrito nas etapas 2.5. </li><li> Medem-se as concentrações das estruturas de ADN desejadas conforme descrito nas etapas 2.6. </li></ol> 5. Microscopia de Força Atômica para a rotulagem Streptavidin <ol><li> Imagem cada amostra utilizando um AFM tal como descrito no passo 3 (Figuras 3B e 4B). </li><li> Depois da primeira ronda de imagem latente, adicionar 40 ul de tampão de emparelhamento 1X A seguido por 1 ul de estreptavidina a 10 mg / ml para a amostra. Deixe a mistura de se contentar com cerca de 2 min antes recriação de imagens (Figuras 3C e 4C). </li></ol>_title &quot;&gt; 6. conversão de um retângulo em um tubo <ol><li> A fim de projetar um tubo com base no retângulo, manter todos os componentes em SSTs lugar, exceto as linhas superior e inferior. Introduzir uma nova linha cujo SSTs são projetados concatenando os superiores e inferiores meias-telhas de suas respectivas colunas para ciclizar o retângulo original em um tubo de conformação (Figura 5A). </li><li> Misture a nova linha de fios (fios 14) com os fios que compõem o 24H × 28T rectângulo excluindo as linhas superior e inferior (336 cadeias) para se obter uma solução estoque 200 nM. </li><li> Seguir a purificação em gel de passos 2,2 - 2,7 (Figura 5B). </li></ol> 7. Microscópio Eletrônico de Transmissão de imagem <ol><li> Pesar 0,06 g de formiato de uranilo em 3 ml de água destilada para preparar uma solução de formato de mancha de uranilo aquoso a 2%. Filtra-se a solução de formato de mancha de uranilo aquoso a 2%, utilizando um filtro de 0,2 um ligado a uma seringa. <ol><li> Adicionam-se 5 ul deNaOH 5 N para 1 mL de solução de coloração foi filtrada. Resumidamente vortex a solução e centrifugar a 20000 x g. </li></ol></li><li> Fulgor descarregar as grades revestidas de carbono (lado revestido virado para cima) com as seguintes configurações: 25 mA, 45 s, 0,1 mbar e polaridade Alta Tensão negativa. </li><li> Use uma pinça de fecho automático para agarrar uma grade tratados brilho descarregador da borda. </li><li> Pipetar 3,5 mL de amostra para a grade para 4 min. Utilizar um pedaço de papel de filtro para pavio fora da amostra, levando o papel de filtro em contacto com a rede, a partir do lado. </li><li> Imediatamente adicionar 3,5 ml da solução de coloração sobre a grelha durante 1 min. </li><li> Pavio fora a mancha como em 7.4 e mantenha o papel de filtro contra a grade para 1 - 2 min. </li><li> Transfira a grade para um suporte de amostra TEM e imagem usando um JEOL JEM-1400 operado a 80 kV com ampliação variando de 10 K para 80 K (Figura 5C). </li></ol> 8. A construção de formas arbitrárias usando a Molecular Canvas <ol><li> Identificar uma forma e seleccionar os fios que correspondem à forma sobre a tela molecular. Para uma forma de triângulo por exemplo, selecionar 206 362 fios para fora da tela molecular. </li><li> Substituir o domínio expostos (isto é, ao longo da hipotenusa do triângulo) com um segmento de poli-T 10-11 nucleótidos de comprimento (desenho 1 na Figura 6A), ou adicionar um protector de arestas que é complementar ao domínio exposta e terminá-la com um 10-11 nucleótidos de comprimento do segmento de poli-T (desenho 2 na Figura 6A) para evitar a agregação. NOTA: Simplesmente recozimento das TSM que correspondem aos pixels do triângulo (sem usar fios protector) vai levar a agregação e nenhuma formação de banda do produto distinto num gel. Use o projeto protetor de borda de várias formas, pois é mais eficiente dos recursos; ele requer apenas quatro conjuntos de fios adicionais (Figura 6c), em comparação com 14 conjuntos adicionais na concepção de substituição (Figure 6B). </li><li> Criar uma biblioteca de cadeia para a tela molecular 310-pixel que inclui o núcleo set (a tela 362 SST), grupo 1 (* protetores de borda que se ligam a um domínio de um SST), jogo 2 * (protetores de borda que se ligam ao domínio 2 de um SST), 3 Set * (protetores de borda que se ligam ao domínio 3 de um SST) e conjunto de 4 * (protetores de borda que se ligam ao domínio 4 de SST) para dar um total de 1.344 protetores de borda. </li><li> Centrifugar as placas de 96 poços para os diferentes conjuntos de cerca de 10 s. Pipetar para fora os fios desejados a partir das placas, a fim de produzir uma solução stock de uma certa forma. <ol><li> Para a forma de um triângulo com protetores de borda, pipeta 1 ml de 206 fios do conjunto de núcleo, 0 conjunto de 1 *, 0 conjunto de 2 *, 0 conjunto de 3 * e 24 cordões de conjunto de 4 * em um 2 ml de centrífuga tubo. Adicionar 20 ul de água desionizada destilada ao tubo para fazer uma solução estoque 400 nM das cadeias de ADN. </li></ol></li><li> Adicionar 50 ul da solução estoque 400 nM de ADN stra<html> nds, 10 ul de tampão de emparelhamento 10X a B (mM de Tris, pH 7,9, 10 mM de EDTA, 125 mM de MgCl 2 50) solução de estoque e 40 ul destilada H2O desionizada para um tubo de PCR de 0,2 ml. Isto faz com que uma amostra de 100 ul do triângulo em 1X tampão de emparelhamento B (5 mM de Tris, pH 7,9, EDTA 1 mM, MgCl2 12,5 mM) com fios a uma concentração de cerca de 200 nM por cordão. </li><li> Recozer a mistura em um termociclador durante 17 horas como descrito no passo 2.3. </li><li> Preparar um 2% de gel de agarose nativo tal como descrito no passo 2.4. </li><li> Purifica-se a amostra, tal como descrito na etapa 2.5. </li><li> Medir a concentração de ADN como descrito no passo 2.6. </li><li> Imagem da amostra sob AFM tal como descrito no passo 3 (Figura 7C e 7D). </li><li> Escolher e misturar fios para diferentes formas usando a mesma biblioteca vertente. Emparelhar as diferentes soluções e combinar amostras purificadas de diferentes formas para economizar tempo durante AFM imagem. </li></ol>jove_title &quot;&gt; 9 Opcional:. Robot Automation da forma do projeto e Líquido Misturar <ol><li> Use um programa MATLAB personalizado para auxiliar no projeto de formas complexas. </li><li> Usar o software para entregar instruções sob a forma de uma sequência de pipetagem a um manipulador de robô líquido. Use o manipulador de líquidos robô para selecionar e misturar os fios que constituem a forma de destino. NOTA: Projeto Forma e vertente mistura foi automatizado para reduzir o erro humano e fazer a construção menos trabalho intensivo. </li></ol> 10. retângulos e tubos em diferentes escalas <ol><li> Construir diferentes rectângulos de tamanho (Figura 10), simplesmente alterando o número de hélices paralelas (H) e o número de voltas helicoidais (T). </li><li> Siga o passo 3 para um retângulo de tamanho específico. </li><li> Siga o passo 6 para um tubo de tamanho específico. </li></ol>

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Y., Winfree, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enzyme-free+nucleic+acid+logic+circuits.">Enzyme-free nucleic acid logic circuits.</a> Science. 314 (5805), 1585-1588 (2006).</li><li>Yin, P., Choi, H. M. T., Calvert, C. R., Pierce, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Programming+biomolecular+self-assembly+pathways.">Programming biomolecular self-assembly pathways.</a> Nature. 451 (7176), 318-322 (2008).</li></ol>

The authors declare competing financial interests.

No passo de formação da estrutura, é importante manter uma concentração de catiões de magnésio apropriado (por exemplo., 15 mM) na mistura cadeia de ADN para nanoestruturas de DNA auto-montar. Do mesmo modo, no passo de caracterização em gel de agarose / purificação, é importante manter uma concentração de catiões de magnésio apropriado (por exemplo., 10 mM) em gel e o tampão de gel de corrida para reter as nanoestruturas de ADN durante a electroforese. Para a estrutura 24H × 28T rectângulo, testou-se o recozimento em diferentes concentrações de Mg ++ e descobriram que a estrutura formada tipicamente na gama de 10 - 30 mM de Mg ++ (com o melhor rendimento de formação com cerca de 20 mM de Mg ++). Ao contrário da estrutura origami scaffolded, a estrutura SST tem uma arquitetura modular. As formas diferentes podem ser projetados a partir da mesma tela, selecionando o subconjunto adequado de telhas de TSM. Além disso, a estrutura é montada SST from cadeias de ADN sintéticas única curta e não envolve uma longa estrutura de suporte que é utilizado na abordagem origami. Por conseguinte, o tamanho da estrutura SST não é restrito pelo comprimento do andaime disponíveis. No entanto, enquanto a abordagem origami de DNA pode muitas vezes ser optimizados para produzir tanto estruturas dobradas ou não dobradas monómeros, SST pode resultar em estruturas parcialmente formados e, assim, podem necessitar de purificação em gel para utilização subsequente. Além disso, devido à falta de uma cadeia de andaime, uma estrutura SST pode ser mais &quot;frágil&quot; do que a sua contraparte origami de DNA. Tanto a abordagem SST ea abordagem origami de DNA estão evoluindo rápido, e um usuário é aconselhado a escolher uma abordagem que melhor se adapte às suas necessidades funcionais específicas. É surpreendente que centenas de pequenas monómeros mediados apenas por interacções de ligação locais pode auto-montar em uma forma global, prescrita, tal como demonstrado pela abordagem SST. Os princípios fundamentais mostrados na abordagem sho SSTuld ser generalizados para materiais ao lado das cadeias de ADN e o método básico descrito neste artigo, após a modificação for caso disso, deve permitir a construção de estruturas complexas de auto-montadas a partir de materiais diversos.

Anterior ácido nucleico de auto-montagem 1-25 trabalho levou à bem sucedida da construção de uma variedade de estruturas complexas, incluindo ADN 2 - 5,8,10 - 13,17,23 ou RNA 7,22 3,4,7 periódica, 22 e algorítmica 5 bidimensionais treliças, fitas 10,12 e tubos de 4,12,13, cristais 3D 17, poliedros 11 e finitos, 2D formas 7,8. Um método particularmente eficaz é o scaffold origami de DNA, em que uma cadeia simples de andaime é dobrado por muitos fios auxiliares curtas descontínuas, para formar uma forma complexa 9,14 - 16,18 - 21,25. Recentemente, relatou um método para a construção de nanoestruturas discretos com formas 2D prescritas utilizando azulejos de cadeia simples (SST), e demonstraram as estruturas com complexidade comparável à origami de ADN 26. Este article é uma adaptação do nosso trabalho anterior 26 e descreve os protocolos detalhados para organizar SSTs individualmente endereçáveis ​​em formas 2D finitos sofisticados, com dimensões precisamente prescritos (larguras e comprimentos) e morfologias. Uma das principais vantagens do método de SST é a sua modularidade. Cada componente SST de uma estrutura serve como uma unidade de construção modular na assembléia, e diferentes subconjuntos destes SSTs produzir formas distintas. Assim, estabelecemos uma plataforma geral para construir nanoestruturas com tamanhos e formas prescritas, de filamentos de DNA sintéticas curtas. TSMs conter quatro domínios, cada um de 10 ou 11 nucleótidos de comprimento (Figura 1A). As SSTs vincular tal que as suas hélices paralelas criar uma estrutura de DNA realizada em conjunto por ligações de crossover. Cada passagem é o fosfato entre os domínios 2 e 3. O fosfato é esticado artificialmente nos diagramas para claridade visual. Os crossovers são espaçados duas voltas helicoidais (21 bases) de distância (&lt;forte&gt; Figura 1B). Os retângulos compostos são referidos por suas dimensões do número de hélices e voltas helicoidais. Por exemplo, um rectângulo que é de seis hélices de largura e oito helicoidal gira tempo é referida como um 6H × T8 rectângulo. SSTs pode ser deixado de fora, adicionado, ou de outra forma reorganizados para criar estruturas de formas e tamanhos (Figura 1C) arbitrárias. Por exemplo, um formato rectangular pode ser enrolada em forma de tubo com um comprimento desejado e um raio (Figura 1D). Alternativamente, a estrutura rectangular SST pode ser visto como uma tela molecular constituído por SST pixels, cada um de 3 nm de 7 nm. Neste estudo, utilizamos uma lona molecular de 310 full-length SSTs internos, 24 SSTs-metragens que compõem os limites esquerdo e direito, e 28 SSTs metade do comprimento, formando os limites superior e inferior. A tela tem 24 hélices duplas ligações por cruzamentos e cada hélice contém 28 voltas helicoidais (294 bases) e, por conseguinte, é designado porum 24H × 28T lona retangular. O 24H × tela 28T tem um peso molecular semelhante ao de uma estrutura origami de DNA criado a partir de um fago M13 andaime.

<table><tbody><tr><td>DNA Strands&amp;nbsp;</td><td>Integrated DNA Technology</td><td></td><td>Section 3.1</td></tr><tr><td>SYBR Safe DNA gel stain</td><td>Invitrogen</td><td>S33102</td><td>Section 3.4.2</td></tr><tr><td>Freeze&#039;N Squeeze DNA Gel Extraction Spin Columns</td><td>BIO-RAD</td><td>731-6166</td><td>Section 3.6</td></tr><tr><td>Bruker&#039;s Sharp Nitride Lever Probes</td><td>Bruker AFM Probes</td><td>SNL10</td><td>Section 4.3</td></tr><tr><td>Safe Imager 2.0 Blue Light Transilluminator</td><td>Invitrogen</td><td>G6600</td><td>Section 3.6</td></tr><tr><td>Centrifuge 5430R</td><td>Eppendorf</td><td>5428 000.414</td><td>Section 3.6</td></tr><tr><td>Transmission Electron Microscope&amp;nbsp;</td><td>Jeol</td><td>Jem 1400</td><td>Section 7.4</td></tr><tr><td>Multimode 8</td><td>Veeco</td><td></td><td>Section 4</td></tr><tr><td>Typhoon FLA 9000 Laser Scanner</td><td>GE Heathcare Life Sciences</td><td>28-9558-08</td><td>Section 3.5</td></tr><tr><td>Ultrapure Distilled water</td><td>Invitrogen</td><td>10977-023</td><td>Section 3.7.1</td></tr><tr><td>Mica disk</td><td>SPI Supplies</td><td>12001-26-2</td><td>Section 4.1</td></tr><tr><td>Steel mounting disk</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>16218</td><td>Section 4.1</td></tr><tr><td>carbon coated copper grid for TEM</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>FCF400-Cu</td><td>Section 7.2</td></tr><tr><td>tweezers</td><td>Dumont</td><td>0203-N5AC-PO</td><td>Section 7.31</td></tr><tr><td>glow discharge system</td><td>Quorum Technologies</td><td>K100X</td><td>Section 7.2</td></tr><tr><td>DNA Engine Tetrad 2 Peltier Thermal Cycler</td><td>BIO-RAD</td><td>PTC&amp;ndash;0240G</td><td>Section 3.3</td></tr><tr><td>Owl Easycast B2 Mini Gel Electrophoresis Systems</td><td>ThermoScientific</td><td>B2</td><td>Section 3.4.3</td></tr><tr><td>Seekam LE Agarose 500G</td><td>Lonza</td><td>50004</td><td>Section 3.4.1</td></tr><tr><td>GeneRuler 1kb Plus DNA Ladder, Ready-To-Use 75-20000bp</td><td>ThermoScientific</td><td>SM1333</td><td>Section 3.4.4</td></tr><tr><td>Nanodrop 2000c UV-vis Spectrophotometer</td><td>ThermoScientific</td><td></td><td>Section 3.7</td></tr><tr><td>0.2 um filter</td><td>Corning Inc.</td><td>431219</td><td>Section 7.1.2</td></tr></tbody></table>

self-assembly of complex two-dimensional shapes from single-stranded dna tiles

Current methods in DNA nano-architecture have successfully engineered a variety of 2D and 3D structures using principles of self-assembly. In this article, we describe detailed protocols on how to fabricate sophisticated 2D shapes through the self-assembly of uniquely addressable single-stranded DNA tiles which act as molecular pixels on a molecular canvas. Each single-stranded tile (SST) is a 42-nucleotide DNA strand composed of four concatenated modular domains which bind to four neighbors during self-assembly. The molecular canvas is a rectangle structure self-assembled from SSTs. A prescribed complex 2D shape is formed by selecting the constituent molecular pixels (SSTs) from a 310-pixel molecular canvas and then subjecting the corresponding strands to one-pot annealing. Due to the modular nature of the SST approach we demonstrate the scalability, versatility and robustness of this method. Compared with alternative methods, the SST method enables a wider selection of information polymers and sequences through the use of de novo designed and synthesized short DNA strands.

A auto-montagem de SST (Figura 1) vai produzir uma 24H × 28T rectângulo, conforme ilustrado na Figura 2. As sequências de ADN para as diferentes SST pode ser modificada / optimizado para permitir rotulagem estreptavidina (Figura 3 e 4), a transformação de um retângulo para dentro de um tubo (Figura 5), a auto-montagem de SST programável para formar tubos e rectângulos de diversos tamanhos (Figura 10), e a construção de formatos arbitrários 2D utilizando a tela molecular (Figura 8). Dois projetos (projeto de substituição de domínio e design de protetor de borda) foram testados como soluções para agregação ao longo domínios expostas de formas arbitrárias (Figura 7). Ambos os projetos têm um rendimento comparável gel e integridade estrutural, mas o projeto protetor de borda é mais rentável, uma vez que requer menos espécies auxiliares (Figura 6).Strand e colheita de mistura pode ser automatizado, como mostrado nas Figuras 9 a reduzir o erro humano e economizar tempo. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52486/52486fig1.jpg" /> Figura 1. A auto-montagem de formas moleculares usando telhas de cadeia simples. (A) O motivo SST canônica, adaptado a partir de 12 (B) Esquerda e meio:. Duas representações de SSTs montados. SSTs interiores tem um comprimento total de 42 bases e são rotulados de &quot;U&quot;, enquanto SSTs de fronteira têm 21 bases e são rotulados como &quot;L&quot;. No diagrama da esquerda, cores distinguir diferentes domínios. No diagrama do meio, cores distinguir diferentes vertentes. Direita: Um diagrama esquemático da vista da parede de tijolo de estruturas de TSM. Tijolos grossos são SSTs completos e tijolos finos são SSTs de fronteira. Bordas arredondadas não indicam emparelhamento complementar. Como na figura do meio, cores distinguir azulejos individuais. Em todos diagcarneiros, cada telha tem uma sequência única. (C) A omissão de uma selecção adequada dos fios da colecção SST que compõem o desenho rectângulo na figura b, resulta na formação de uma forma desejada diferente, tal como um triângulo (esquerda) ou um anel rectangular (à direita). (D) A concepção de um tubo com uma largura e comprimento predeterminado. (E) Dada uma piscina pré-sintetizado de sequências de TSM (parte superior), formas arbitrárias (inferior) pode ser projetado pela escolha de um subconjunto de fios de utilizar na mistura de vertente (escuros pixels azuis) e eliminar o resto (luz pixels azuis). Esta figura foi modificada a partir de um valor publicado anteriormente 26. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52486/52486fig1highres.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52486/52486fig2.jpg" /> <strong&gt; Figura 2. Concepção e AFM Imagem do 24H × 28T Retângulo. (A) Desenho esquemático do 24H × 28T retângulo. Uma vista zoom-in também é mostrado para a estrutura local detalhado. O arranjo segmento de SST indivíduo é ou 10 nt - 11 nt - 11 nt - 10 nt (por exemplo, a2.13-b2.13-a1.13 * -b1.12 *) ou 11 nt - 10 nt- 10 nt - 11 nt (por exemplo, a3.12-b3.12-a2.13 -b2.12 * *). Triângulos do lado esquerdo do retângulo indicam linhas com um arranjo 10nt-11nt-11nt-10nt SST; os outros SSTs internos têm 11 nt - 10 nt -10 nt- 11 nt em vez (nt é um acrônimo para nucleotídeo). Desde o 24H × 28T SST retângulo tem dimensões semelhantes às de uma estrutura origami de DNA, o critério introduzido no trabalho origami de DNA e considerar um retângulo SST &quot;bem formado&quot; se não tem nenhum defeito no esboço espera superior a 15 nm de diâmetro foi adotada. Além disso, um &quot;bem formado&quot; retângulo estrutura has não há furos no seu interior maior do que 10 nm de diâmetro foi necessária. Seguindo os critérios acima, uma relação &quot;bem-formação&quot; de 55% (N = 163) foi obtido. Um asterisco vermelho (*) indica o canto inferior esquerdo do retângulo aqui. (B) eletroforese em gel de agarose nativo 2%. L, não purificada; P, purificado (por extracção a partir de gel de pista L) (C) AFM imagem da estrutura de rede. (Tamanho de varrimento: 2 um × 2 mm). Esta figura foi modificada a partir de um valor publicado anteriormente 26. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52486/52486fig2highres.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52486/52486fig3.jpg" /> Figura 3. Limite Rotulagem de 24H × 28T Retângulo. (A) Desenho esquemático do bi específica24H × 28T-Otin rectângulo etiquetado. As vertentes destacadas em azul são as vertentes do punho. Os fios destacados em vermelho são os fios anti-pega marcadas com 3 &#39;biotina (pontos pretos). Streptavidin é retratado como uma bola laranja imagem (B) antes de adicionar AFM (tamanho de digitalização: 1 mm × 1 mm) estreptavidina.. (C) AFM imagem após a adição de estreptavidina (tamanho de digitalização: 1 mm × 1 mm). Inset, uma visão ampliada em mostrar rotulagem bem sucedido. Note que estreptavidina apareceu tanto como pontos ou listras brancas devido às suas alturas elevadas. Esta figura foi modificada a partir de um valor publicado anteriormente 26. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52486/52486fig3highres.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52486/52486fig4.jpg" /> Figura 4. Emternal Rotulagem de 24H × 28T Retângulo. (A) Desenho esquemático da biotina 24H específico marcado × 28T retângulo. As vertentes destacadas em azul são as vertentes do punho. Os fios destacados em vermelho são os fios anti-pega marcadas com 3 &#39;biotina (pontos pretos). Streptavidin é retratado como uma bola laranja imagem (B) antes de adicionar AFM (tamanho de digitalização: 1 mm × 1 mm) estreptavidina.. (C) AFM imagem após a adição de estreptavidina (tamanho de digitalização: 1 mm × 1 mm). Inset, uma visão ampliada em mostrar rotulagem bem sucedido. Note que estreptavidina apareceu quer como pontos brancos ou listras devido às alturas elevadas. Esta figura foi modificada a partir de um valor publicado anteriormente 26. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52486/52486fig4highres.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> dentro-page = &quot;always&quot;&gt; <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52486/52486fig5.jpg" /> Figura 5. Projeto e TEM Imagem do 24H × 28T Tube. (A) Desenho esquemático do barril 24H × 28T. Duas visões zoom-in na parte superior e as identidades segmento detalhados mostram inferior. Note-se que os segmentos a24.x * (por exemplo, a24.13 *) e b24.x * (por exemplo, b24.12 *) da linha superior são complementares a segmentos a24.x (por exemplo, a24.13) e b24.x (por exemplo, b24.12) da linha de fundo; tal complementaridade se espera que resulte na formação da estrutura tubular. (B) electroforese em gel de agarose a 2% nativa. L, não purificada; Imagem TEM da estrutura do tambor P, purificado (por extracção a partir de gel de pista L) (C) (barra de escala: 100 nm).. Esta figura foi modificada a partir de um valor publicado anteriormente 26.&quot;target =&quot; _ blank ighres.jpg &quot;&gt; Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/52486/52486fig6.jpg" /> Figura 6. Dois projetos para prevenir a agregação Causados ​​por Exposta Pegajoso domínios. (A) Uma demonstração lado-a-lado dos dois métodos para cobrir os domínios expostas. O domínio pegajosa não pareado (domínio 4) é indicado com uma caixa vermelha, frustradas. Desenho 1 é o desenho de domínio de substituição, em que o domínio desemparelhado está substituído por um domínio poli-T (mostrada em vermelho e rotulado como &quot;T&quot;). Projeto 2 é o projeto protetor de borda, que envolve cobrindo o domínio não pareado com um cordão protetor de borda (mostrada em vermelho e rotulados &quot;T-4 *&quot;). A cadeia protector de arestas é composto por uma secção de poli-T e um complemento para o domínio exposta. (B) Os diferentes configurações de contorno possíveis associados com a substituição de domínio (desenho 1).Há 14 maneiras diferentes um SST interno (mostrado em azul) podem deixar um domínio ou domínios expostos. As substituições filamentos apropriados são mostrados em vermelho para cada situação. (C) O projeto protetor de borda (projeto 2). Uma SST interna (azul) requer apenas quatro vertentes protetor de borda (vermelhos) para cobrir domínios expostos usando este projeto. Esta figura foi modificada a partir de um valor publicado anteriormente 26. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52486/52486fig6highres.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/52486/52486fig7.jpg" /> Figura 7. Dois projetos para o Triângulo SST. (A) e (B) mostram esquemas baseados no design 1 (substituição de domínio) e design 2 (protector de arestas) da Figura 8, respectivamente. Uma região de poli-T (T10 ou T11 na figura) é descrito comoum canto arredondado no diagrama de blocos. A inserção mostra uma vista ampliada da estrutura indicada com a caixa a tracejado. As barras de escala, 100 nm. (C) e (D) são as imagens AFM. Esta figura foi modificada a partir de um valor publicado anteriormente 26. <img alt="Figura 8" src="/files/ftp_upload/52486/52486fig8.jpg" /> Figura 8. Diagramas e AFM Imagens de 100 formas diferentes. Estrutura projetos são exibidos nos painéis superiores. Luz coloração azul indica os fios de lona deixados de fora da mistura, enquanto escuro coloração azul indica os fios incluído. Para maior clareza, fios protetor de borda são omitidos. Uma imagem AFM correspondente de cada estrutura é mostrada a seguir a sua concepção. Cada imagem é de 150 nm x 150 nm na área. Há 100 formas originais. Incluem-se 10 números arábicos, as 26 letras do alfabeto latino capital, 23 sinais de pontuação e keyboasímbolos rd, 10 emoticons, 9 símbolos astrológicos, 6 caracteres chineses, e vários símbolos diversos. Esta figura foi modificada a partir de um valor publicado anteriormente 26. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52486/52486fig8large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 9" src="/files/ftp_upload/52486/52486fig9.jpg" /> Figura 9. Robot Automation Diagrama de Fluxo. Este diagrama mostra o fluxo de trabalho usado para automatizar o processo de mistura. Em primeiro lugar, um programa personalizado MATLAB é utilizado para desenhar a forma desejada. Mais uma vez, rectângulos azuis escuras indicam os fios para ser incluído na mistura. Depois de o desenho é completado, o programa gera um conjunto de instruções de pipetagem para o manipulador de líquidos robótico. O robô pipetas as concentrações corretas dos fios apropriados para uma forma particular em um platum e bem. A mistura é então submetida a um recozimento pote, seguido por AFM de imagem das formas resultantes. (Esta figura foi modificada a partir de um valor publicado anteriormente 26). <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52486/52486fig9large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 10" src="/files/ftp_upload/52486/52486fig10.jpg" /> Figura 10. Auto-Assembléia de retângulos e tubos em diferentes escalas. (A) imagens de AFM de retângulos SST com as seguintes dimensões projetado (da esquerda para a direita):. 4H × 4T, 6H × 7T, 10H × 10T, 12H × 14T, 18H × 20T, 24H × 28T e 34T (36H × B) Os pesos moleculares das estruturas são numa escala logarítmica. O asterisco indica o peso de uma estrutura de ADN de M13 origami típica como referência. (C) imagens de TEMde tubos de SST com as seguintes dimensões projetadas (da esquerda para a direita): 8H × 28T, 8H × 55T, 8H × 84T, 24H × 28T, e 12H × 177T. Todas as barras de escala mostrar 100 nm. Esta figura foi modificada a partir de um valor publicado anteriormente 26. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52486/52486fig10highres.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Self-assembly of Complex Two-dimensional Shapes from Single-stranded DNA Tiles

DNA tiling is an effective approach to make programmable nanostructures. We describe the protocols to construct complex two-dimensional shapes by the self-assembly of single-stranded DNA tiles.

A auto-montagem de formas bidimensionais complexos de ADN de cadeia simples Azulejos

Current methods in DNA nano-architecture have successfully engineered a variety of 2D and 3D structures using principles of self-assembly. In this ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Chemistry

11.6K visualizações.  Tsinghua University. DNA tiling is an effective approach to make programmable nanostructures. We describe the protocols to construct complex two-dimensional shapes by the self-assembly of single-stranded DNA tiles.

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Origami Inspired Self-assembly of Patterned and Reconfigurable Particles

There are numerous techniques such as photolithography, electron-beam lithography and soft-lithography that can be used to precisely pattern two dimensional (2D) structures. These technologies are mature, offer high precision and many of them can be implemented in a high-throughput manner. We leverage the advantages of planar lithography and combine them with self-folding methods1-20 wherein physical forces derived from surface tension or residual stress, are used to curve or fold planar structures into three dimensional (3D) structures. In doing so, we make it possible to mass produce precisely patterned static and reconfigurable particles that are challenging to synthesize.
In this paper, we detail visualized experimental protocols to create patterned particles, notably, (a) permanently bonded, hollow, polyhedra that self-assemble and self-seal due to the minimization of surface energy of liquefied hinges21-23 and (b) grippers that self-fold due to residual stress powered hinges24,25. The specific protocol described can be used to create particles with overall sizes ranging from the micrometer to the centimeter length scales. Further, arbitrary patterns can be defined on the surfaces of the particles of importance in colloidal science, electronics, optics and medicine. More generally, the concept of self-assembling mechanically rigid particles with self-sealing hinges is applicable, with some process modifications, to the creation of particles at even smaller, 100 nm length scales22, 26 and with a range of materials including metals21, semiconductors9 and polymers27. With respect to residual stress powered actuation of reconfigurable grasping devices, our specific protocol utilizes chromium hinges of relevance to devices with sizes ranging from 100 &mu;m to 2.5 mm. However, more generally, the concept of such tether-free residual stress powered actuation can be used with alternate high-stress materials such as heteroepitaxially deposited semiconductor films5,7 to possibly create even smaller nanoscale grasping devices.

We describe experimental details of the synthesis of patterned and reconfigurable particles from two dimensional (2D) precursors. This methodology can be used to create particles in a variety of shapes including polyhedra and grasping devices at length scales ranging from the micro to centimeter scale.

Origami Inspirado Auto-montagem de Partículas estampados e Reconfigurável

There are numerous techniques such as photolithography, electron-beam lithography and soft-lithography that can be used to precisely pattern two ...

Química

Folding and Characterization of a Bio-responsive Robot from DNA Origami

The DNA nanorobot is a hollow hexagonal nanometric device, designed to open in response to specific stimuli and present cargo sequestered inside. Both stimuli and cargo can be tailored according to specific needs. Here we describe the DNA nanorobot fabrication protocol, with the use of the DNA origami technique. The procedure initiates by mixing short single-strand DNA staples into a stock mixture which is then added to a long, circular, single-strand DNA scaffold in presence of a folding buffer. A standard thermo cycler is programmed to gradually lower the mixing reaction temperature to facilitate the staples-to-scaffold annealing, which is the guiding force behind the folding of the nanorobot. Once the 60 hr folding reaction is complete, excess staples are discarded using a centrifugal filter, followed by visualization via agarose-gel electrophoresis (AGE). Finally, successful fabrication of the nanorobot is verified by transmission electron microscopy (TEM), with the use of uranyl-formate as negative stain.

DNA origami is a powerful method for fabricating precise nanoscale objects by programming the self-assembly of DNA molecules. Here we describe a protocol for the folding of a bio-responsive robot from DNA origami, its purification and negative staining for transmission electron microscopic imaging (TEM).

Dobragem e Caracterização de um robô Bio-responsivo a partir de ADN de Origami

The DNA nanorobot is a hollow hexagonal nanometric device, designed to open in response to specific stimuli and present cargo sequestered inside. Both ...

Preparation of Mica and Silicon Substrates for DNA Origami Analysis and Experimentation

The designed nature and controlled, one-pot synthesis of DNA origami provides exciting opportunities in many fields, particularly nanoelectronics. Many of these applications require interaction with and adhesion of DNA nanostructures to a substrate. Due to its atomically flat and easily cleaned nature, mica has been the substrate of choice for DNA origami experiments. However, the practical applications of mica are relatively limited compared to those of semiconductor substrates. For this reason, a straightforward, stable, and repeatable process for DNA origami adhesion on derivatized silicon oxide is presented here. To promote the adhesion of DNA nanostructures to silicon oxide surface, a self-assembled monolayer of 3-aminopropyltriethoxysilane (APTES) is deposited from an aqueous solution that is compatible with many photoresists. The substrate must be cleaned of all organic and metal contaminants using Radio Corporation of America (RCA) cleaning processes and the native oxide layer must be etched to ensure a flat, functionalizable surface. Cleanrooms are equipped with facilities for silicon cleaning, however many components of DNA origami buffers and solutions are often not allowed in them due to contamination concerns. This manuscript describes the set-up and protocol for in-lab, small-scale silicon cleaning for researchers who do not have access to a cleanroom or would like to incorporate processes that could cause contamination of a cleanroom CMOS clean bench. Additionally, variables for regulating coverage are discussed and how to recognize and avoid common sample preparation problems is described.

Reproducible cleaning processes for substrates used in DNA origami research are described, including bench-top RCA cleaning and derivatization of silicon oxide. Protocols for surface preparation, DNA origami deposition, drying parameters, and simple experimental set-ups are illustrated.

Preparação de Mica e silício substratos para análise do DNA Origami e Experimentação

The designed nature and controlled, one-pot synthesis of DNA origami provides exciting opportunities in many fields, particularly nanoelectronics. Many of ...

Designing a Bio-responsive Robot from DNA Origami

Nucleic acids are astonishingly versatile. In addition to their natural role as storage medium for biological information1, they can be utilized in parallel computing2,3 , recognize and bind molecular or cellular targets4,5 , catalyze chemical reactions6,7 , and generate calculated responses in a biological system8,9. Importantly, nucleic acids can be programmed to self-assemble into 2D and 3D structures10-12, enabling the integration of all these remarkable features in a single robot linking the sensing of biological cues to a preset response in order to exert a desired effect.
Creating shapes from nucleic acids was first proposed by Seeman13, and several variations on this theme have since been realized using various techniques11,12,14,15 . However, the most significant is perhaps the one proposed by Rothemund, termed scaffolded DNA origami16. In this technique, the folding of a long (&gt;7,000 bases) single-stranded DNA 'scaffold' is directed to a desired shape by hundreds of short complementary strands termed 'staples'. Folding is carried out by temperature annealing ramp. This technique was successfully demonstrated in the creation of a diverse array of 2D shapes with remarkable precision and robustness. DNA origami was later extended to 3D as well17,18 .
 
The current paper will focus on the caDNAno 2.0 software19 developed by Douglas and colleagues. caDNAno is a robust, user-friendly CAD tool enabling the design of 2D and 3D DNA origami shapes with versatile features. The design process relies on a systematic and accurate abstraction scheme for DNA structures, making it relatively straightforward and efficient.
In this paper we demonstrate the design of a DNA origami nanorobot that has been recently described20. This robot is 'robotic' in the sense that it links sensing to actuation, in order to perform a task. We explain how various sensing schemes can be integrated into the structure, and how this can be relayed to a desired effect. Finally we use Cando21 to simulate the mechanical properties of the designed shape. The concept we discuss can be adapted to multiple tasks and settings.

DNA origami is a powerful method for fabricating precise nanoscale objects by programming the self-assembly of DNA molecules. Here, we describe how DNA origami can be utilized to design a robotic robot capable of sensing biological cues and responding by shape shifting, subsequently relayed to a desired effect.

Projetando um robô Bio-responsivo de DNA Origami

Nucleic acids are astonishingly versatile. In addition to their natural role as storage medium for biological information1, they can be utilized in ...

Bioengenharia

Stable DNA Motifs, 1D and 2D Nanostructures Constructed from Small Circular DNA Molecules

This article presents a detailed protocol for synthesis of small circular DNA molecules, annealing of circular DNA motifs, and construction of 1D and 2D DNA nanostructures. Over decades, the rapid development of DNA nanotechnology is attributed to the use of linear DNAs as the source materials. For example, the DAO (double crossover, antiparallel, odd half-turns) tile is well-known as a building block for construction of 2D DNA lattices; the core structure of DAO is made from two linear single-stranded (ss) oligonucleotides, like two ropes making a right hand granny&#160;knot. Herein, a new type of DNA tiles called cDAO (coupled DAO) are built using a small circular ss-DNA of c64nt or c84nt (circular 64 or 84 nucleotides) as the scaffold strand and several linear ss-DNAs as the staple strands. Perfect 1D and 2D nanostructures are assembled from cDAO tiles: infinite nanowires, nanospirals, nanotubes, nanoribbons; and finite nano-rectangles. Detailed protocols are described: 1) preparation by T4 ligase and purification by denaturing PAGE (polyacrylamide gel electrophoresis) of small circular oligonucleotides, 2) annealing of stable circular tiles, followed by native PAGE analysis, 3) assembling of infinite 1D nanowires, nanorings, nanospirals, infinite 2D lattices of nanotubes and nanoribbons, and finite 2D nano-rectangles, followed by AFM (Atomic Force Microscopy) imaging. The method is simple, robust, and affordable for most labs.

This article presents a detailed protocol for T4 ligation and denaturing PAGE purification of small circular DNA molecules, annealing and native PAGE analysis of circular tiles, assembling and AFM imaging of 1D and 2D DNA nanostructures, as well as agarose gel electrophoresis and centrifugation purification of finite DNA nanostructures.

Motivos de DNA estável, 1D e 2D nanoestruturas construídas a partir de moléculas de DNA Circular pequeno

This article presents a detailed protocol for synthesis of small circular DNA molecules, annealing of circular DNA motifs, and construction of 1D and 2D ...

DNA Origami-Mediated Substrate Nanopatterning of Inorganic Structures for Sensing Applications

Structural DNA nanotechnology provides a viable route for building from the bottom-up using DNA as construction material. The most common DNA nanofabrication technique is called DNA origami, and it allows high-throughput synthesis of accurate and highly versatile structures with nanometer-level precision. Here, it is shown how the spatial information of DNA origami can be transferred to metallic nanostructures by combining the bottom-up DNA origami with the conventionally used top-down lithography approaches. This allows fabrication of billions of tiny nanostructures in one step onto selected substrates. The method is demonstrated using bowtie DNA origami to create metallic bowtie-shaped antenna structures on silicon nitride or sapphire substrates. The method relies on the selective growth of a silicon oxide layer on top of the origami deposition substrate, thus resulting in a patterning mask for following lithographic steps. These nanostructure-equipped surfaces can be further used as molecular sensors (e.g., surface-enhanced Raman spectroscopy (SERS)) and in various other optical applications at the visible wavelength range owing to the small feature sizes (sub-10 nm). The technique can be extended to other materials through methodological modifications; therefore, the resulting optically active surfaces may find use in development of metamaterials and metasurfaces.

Here, we describe a protocol to create discrete and accurate inorganic nanostructures on substrates using DNA origami shapes as guiding templates. The method is demonstrated by creating plasmonic gold bowtie-shaped antennas on a transparent substrate (sapphire).

DNA origami-mediada substrato Nanopatterning de estruturas inorgânicas para aplicações de sensoriamento

Structural DNA nanotechnology provides a viable route for building from the bottom-up using DNA as construction material. The most common DNA ...

Synthesis of Information-bearing Peptoids and their Sequence-directed Dynamic Covalent Self-assembly

This protocol presents the use of Lewis acidic multi-role reagents to circumvent kinetic trapping observed during the self-assembly of information-encoded oligomeric strands mediated by paired dynamic covalent interactions in a manner mimicking the thermal cycling commonly employed for the self-assembly of complementary nucleic acid sequences. Primary amine monomers bearing aldehyde and amine pendant moieties are functionalized with orthogonal protecting groups for use as dynamic covalent reactant pairs. Using a modified automated peptide synthesizer, the primary amine monomers are encoded into oligo(peptoid) strands through solid-phase submonomer synthesis. Upon purification by high-performance liquid chromatography (HPLC) and characterization by electrospray ionization mass spectrometry (ESI-MS), sequence-specific oligomers are subjected to high-loading of a Lewis acidic rare-earth metal triflate which both deprotects the aldehyde moieties and affects the reactant pair equilibrium such that strands completely dissociate. Subsequently, a fraction of the Lewis acid is extracted, enabling annealing of complementary sequence-specific strands to form information-encoded molecular ladders characterized by matrix assisted laser desorption/ionization mass spectrometry (MALDI-MS). The simple procedure outlined in this report circumvents kinetic traps commonly experienced in the field of dynamic covalent assembly and serves as a platform for the future design of robust, complex architectures.

A protocol is presented for the synthesis of information-encoded peptoid oligomers and for the sequence-directed self-assembly of these peptoids into molecular ladders using amines and aldehydes as dynamic covalent reactant pairs and Lewis acidic rare-earth metal triflates as multi-role reagents.

Síntese de Peptoides portadores de informações e sua Auto-montagem Dinâmica Covalent e dirigida por sequência

This protocol presents the use of Lewis acidic multi-role reagents to circumvent kinetic trapping observed during the self-assembly of information-encoded ...

Design and Synthesis of a Reconfigurable DNA Accordion Rack

DNA nanostructure-based mechanical systems or DNA nanomachines, which produce complex nanoscale motion in 2D and 3D in the nanometer to &#229;ngstr&#246;m resolution, show great potential in various fields of nanotechnology such as the molecular reactors, drug delivery, and nanoplasmonic systems. The reconfigurable DNA accordion rack, which can collectively manipulate a 2D or 3D nanoscale network of elements, in multiple stages in response to the DNA inputs, is described. The platform has potential to increase the number of elements that DNA nanomachines can control from a few elements to a network scale with multiple stages of reconfiguration.
In this protocol, we describe the entire experimental process of the reconfigurable DNA accordion rack of 6 by 6 meshes. The protocol includes a design rule and simulation procedure of the structures and a wet-lab experiment for synthesis and reconfiguration. In addition, analysis of the structure using TEM (transmission electron microscopy) and FRET (fluorescence resonance energy transfer) is included in the protocol. The novel design and simulation methods covered in this protocol will assist researchers to use the DNA accordion rack for further applications.

We describe the detailed protocol for design, simulation, wet-lab experiments, and analysis for a reconfigurable DNA accordion rack of 6 by 6 meshes.

Design e síntese de um Rack de acordeão de DNA reconfigurável

DNA nanostructure-based mechanical systems or DNA nanomachines, which produce complex nanoscale motion in 2D and 3D in the nanometer to &#229;ngstr&#246;m ...

Self-Assembly of Gamma-Modified Peptide Nucleic Acids into Complex Nanostructures in Organic Solvent Mixtures

Current strategies in DNA and RNA nanotechnology enable the self-assembly of a variety of nucleic acid nanostructures in aqueous or substantially hydrated media. In this article, we describe detailed protocols that enable the construction of nanofiber architectures in organic solvent mixtures through the self-assembly of uniquely addressable, single-stranded, gamma-modified peptide nucleic acid (&#947;PNA) tiles. Each single-stranded tile (SST) is a 12-base &#947;PNA oligomer composed of two concatenated modular domains of 6 bases each. Each domain can bind to a mutually complimentary domain present on neighboring strands using programmed complementarity to form nanofibers that can grow to microns in length. The SST motif is made of 9 total oligomers to enable the formation of 3-helix nanofibers. In contrast with analogous DNA nanostructures, which form diameter-monodisperse structures, these &#947;PNA systems form nanofibers that bundle along their widths during self-assembly in organic solvent mixtures. Self-assembly protocols described here therefore also include a conventional surfactant, Sodium Dodecyl Sulfate (SDS), to reduce bundling effects.

This article provides protocols for the design and self-assembly of nanostructures from gamma-modified peptide nucleic acid oligomers in organic solvent mixtures.

Auto-montagem de ácidos nucleicos de peptídeos modificados gama em nanoestruturas complexas em misturas de solventes orgânicos

Current strategies in DNA and RNA nanotechnology enable the self-assembly of a variety of nucleic acid nanostructures in aqueous or substantially hydrated ...

Simple, Affordable, and Modular Patterning of Cells using DNA

The relative positioning of cells is a key feature of the microenvironment that organizes cell-cell interactions. To study the interactions between cells of the same or different type, micropatterning techniques have proved useful. DNA Programmed Assembly of Cells (DPAC) is a micropatterning technique that targets the adhesion of cells to a substrate or other cells using DNA hybridization. The most basic operations in DPAC begin with decorating cell membranes with lipid-modified oligonucleotides, then flowing them over a substrate that has been patterned with complementary DNA sequences. Cells adhere selectively to the substrate only where they find a complementary DNA sequence. Non-adherent cells are washed away, revealing a pattern of adherent cells. Additional operations include further rounds of cell-substrate or cell-cell adhesion, as well as transferring the patterns formed by DPAC to an embedding hydrogel for long-term culture. Previously, methods for patterning oligonucleotides on surfaces and decorating cells with DNA sequences required specialized equipment and custom DNA synthesis, respectively. We report an updated version of the protocol, utilizing an inexpensive benchtop photolithography setup and commercially available cholesterol modified oligonucleotides (CMOs) deployed using a modular format. CMO-labeled cells adhere with high efficiency to DNA-patterned substrates. This approach can be used to pattern multiple cell types at once with high precision and to create arrays of microtissues embedded within an extracellular matrix. Advantages of this method include its high resolution, ability to embed cells into a three-dimensional microenvironment without disrupting the micropattern, and flexibility in patterning any cell type.

Here we present a protocol to micropattern cells at single-cell resolution using DNA-programmed adhesion. This protocol uses a benchtop photolithography platform to create patterns of DNA oligonucleotides on a glass slide and then labels cell membranes with commercially available complementary oligonucleotides. Hybridization of the oligos results in programmed cell adhesion.

Padronização simples, acessível e modular de células usando DNA

The relative positioning of cells is a key feature of the microenvironment that organizes cell-cell interactions. To study the interactions between cells ...