Indução e Manutenção da Anestesia

Fonte: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Universidade de Notre Dame, IN

O Guia de Cuidado e Uso de Animais de Laboratório ("Guia") afirma que a avaliação da dor e o alívio são componentes integrais do cuidado veterinário de animais de laboratório. ¹ A definição de anestesia é a perda de sentimento ou sensação. É um evento dinâmico que envolve mudanças na profundidade anestésico em relação ao metabolismo de um animal, estimulação cirúrgica ou variações no ambiente externo.

O monitoramento preciso e constante da anestesia é necessário para manter com segurança a profundidade necessária para um procedimento. Os parâmetros a serem monitorados incluem frequência cardíaca, frequência respiratória, temperatura corporal e níveis de oxigênio no sangue. Para camundongos e ratos, nenhum desses parâmetros é facilmente monitorado devido ao pequeno tamanho do corpo desses animais. Como a frequência cardíaca em roedores é tão rápida, o estetoscópio normalmente usado para auscultação é inadequado para capturar uma frequência cardíaca precisa. O estetoscópio só pode ser usado para detectar a presença ou ausência de batimentos cardíacos. A frequência cardíaca normal para um rato é de 328-780 batidas por minuto, enquanto a taxa regular para um rato é de 250-600 batidas por minuto. As taxas respiratórias em roedores também são elevadas acima do que pode ser contado com precisão usando métodos visuais ou durante a auscultação. A taxa respiratória normal para um rato é de 90-220 respirações por minuto, e para o rato este valor é de 66-144 respira por minuto. Para verificar com precisão a frequência cardíaca e a frequência respiratória, é necessário equipamento de monitoramento eletrônico especializado. Os sensores são implantados cirurgicamente no animal, ou colocados externamente e interagem com a plataforma de monitoramento na qual o animal é colocado. ^3,4

A causa mais comum de mortes relacionadas à anestesia em roedores é devido à hipotermia. Roedores têm uma alta proporção de superfície para massa corporal. Além disso, um animal anestesiado perde a capacidade de tremer para manter a temperatura corporal. Assim, o monitoramento da temperatura corporal e o calor suplementado, como uma almofada de aquecimento, são essenciais durante os procedimentos cirúrgicos de sobrevivência. A temperatura corporal normal para um rato é de 96,6-99,7°F (35,8-37,4°C)⁵ e para um rato é de 96,6-99,5°F (35,9-37,5°C). ⁵ A maioria dos termômetros foi projetada para animais maiores e modelada após as usadas para humanos. Os termômetros de mercúrio foram largamente substituídos por versões digitais e eletrônicas. Embora os termômetros digitais e eletrônicos tenham sido documentados como precisos quando usados retaridamente, oralmente e no ouvido, seu tamanho é inadequado para pequenos roedores. Sondas retais projetadas especificamente para ratos e ratos estão disponíveis comercialmente, e seu uso é incentivado.

Os níveis de oxigenação sanguínea são usados para avaliar a absorção adequada de oxigênio dos pulmões, resultando na concentração apropriada de oxigênio no sangue arterial de um roedor. O monitoramento da captação de oxigênio também monitora indiretamente a respiração e a ventilação, pois revela se há inspiração adequada de oxigênio e expiração de gases residuais. A frequência cardíaca também está implicada na oxigenação do sangue, pois uma diminuição na frequência cardíaca resultará em uma redução nos níveis de oxigênio, o que poderia causar perfusão inadequada do sangue. ⁶

O objetivo do anestesista é imobilizar e aliviar adequadamente todas as sensações de dor para um animal com a menor dose ou concentração de anestesia. Avaliar adequadamente a profundidade da anestesia é necessário para alcançar esse objetivo. Há quatro estágios de anestesia e quatro planos dentro do estágio cirúrgico da anestesia. Durante a primeira etapa, o animal fica desorientado. Na segunda fase, há uma fase de excitação com uma taxa de respiração irregular, incluindo a respiração segurando algumas cepas de camundongos e ratos. O reflexo de direita - que é a capacidade de reverter quando colocado em uma posição dorsal - também é perdido.

O estágio três é o estágio cirúrgico da anestesia. No Plano I, os reflexos palpebral e engolidor estão ausentes. Reflexos laríngeos e corneais são perdidos no Plano II. Com os planos I e II, não há amnésia ou efeitos analgésicos; assim, o animal deve chegar ao Plano III antes do início de um procedimento cirúrgico. O plano III cria paralisia dos músculos intercostais que resulta em respiração diafragmática. Embora inicialmente no Plano III haja apenas analgesia parcial, ela progride para completar amnésia e analgesia à medida que o nível de anestesia se aprofunda. É neste nível que o animal é totalmente anestesiado para um procedimento cirúrgico. No Plano IV, o animal foi overdose e pode seguir rapidamente para o Estágio IV.

À medida que o nível de anestesia se aprofunda ainda mais, há complicações que podem resultar na morte do animal. No Estágio IV há paralisia completa tanto dos músculos intercostal quanto do diafragma, que causa apneia grave. Isso resulta em parada respiratória, paralisia medular, colapso vasomotor e, finalmente, morte. As pupilas dilatam, permanecendo fixas em dilatação enquanto os músculos relaxam.

A escolha adequada dos anestésicos para cirurgia e outros procedimentos potencialmente dolorosos deve ser determinada por um veterinário. Isso se baseia em inúmeros aspectos, incluindo a extensão e duração do procedimento, a espécie e a cepa, a idade e o estado fisiológico do animal.

Anestésicos estão disponíveis como inalantes ou injetáveis. A anestesia cirúrgica pode ser realizada usando uma combinação de anestésicos injetáveis e inaulantes. ²

1. Indução da anestesia ininhada

A anestesia ininhada inclui isoflurano, sevoflurano e desflurano, com isoflurano sendo usado mais comumente. Esses anestésicos são usados com mais frequência porque, com eles, é mais fácil controlar a profundidade da anestesia. A indução da anestesia usando anestésicos de inalação pode ser realizada com um frasco de sino ou uma câmara de indução que é instalada em um vaporizador de precisão.

1. Jarra de sino
   1. Equipamento: Um pote de sino ou frasco de profanação com uma plataforma perfurada de cerâmica ou plástico, uma bola de algodão, um anestésico líquido (isoflurane, sevoflurano ou desflurano), e um capuz de fumaça ventilado ao ar livre.
   2. Preparação
      1. Use o frasco de sino sob um capô, e não no banco, para evitar a exposição de pessoal a gases anestésicos.
      2. Monte o pote de sino com a plataforma na parte inferior, criando um espaço entre a parte inferior do frasco e a plataforma. Isso é necessário para evitar que o animal entre em contato com anestésico líquido.
      3. Usando luvas de nitrito ou outras luvas impermeáveis, saturar a bola de algodão com anestésico.
      4. Coloque a bola de algodão sob a plataforma no pote do sino.
      5. Fixar a tampa no pote do sino para evitar a fuga do vapor anestésico.
   3. Indução
      1. Coloque o animal no pote do sino deslizando a tampa para um lado.
      2. Uma vez que o animal esteja no frasco, será necessário observar sua atividade e respiração para determinar a profundidade da anestesia.
      3. O animal está exposto ao anestésico, para efeito.
      4. Uma vez que o animal esteja totalmente anestesiado, deslize a tampa para um lado, deixando um espaço suficiente para permitir a introdução de uma mão. Segure a cauda, o escroto ou o corpo do animal anestesiado, e remova-o suavemente do frasco do sino.
2. Vaporizadores de precisão
   Vaporizadores de precisão podem ser usados com uma câmara de indução ou uma máscara facial. A máquina anestésico deve ser inspecionada antes de cada procedimento. O anestésico adequado deve ser adicionado se os níveis estiverem baixos. O sistema de limpeza deve ser verificado para garantir que os gases de resíduo sejam totalmente removidos. Para sistemas passivos de anestesia de gás residuais, o recipiente de limpeza deve ser pesado para determinar se ainda é eficaz. Geralmente, um aumento de peso de 50 gramas acima do peso inicial é o ponto em que o recipiente é gasto.
   1. Equipamento
      1. Uma câmara de indução, um vaporizador de precisão, uma unidade de coleta de gás residuais (passiva ou ativa), e um anestésico líquido (isoflurane, sevoflurano ou desflurano, conforme determinado pelo tipo de vaporizador em uso).
   2. Preparação
      1. Monte a câmara de indução de tal forma que a entrada seja do vaporizador e a saída seja para o sistema de limpeza de gás residuais.
   3. Indução
      1. Coloque o animal na câmara de indução. Algumas câmaras têm uma tampa deslizante, e outras têm uma tampa articulada que trava.
      2. Uma vez que o animal está na câmara, o fluxo de oxigênio é iniciado e o vaporizador de precisão é ligado a um nível de indução de 3-4 para isoflurane. Níveis mais baixos de entrega de anestésicos resultarão em um tempo de indução mais longo.
      3. O animal está exposto ao anestésico, para efeito.
      4. Uma vez que o animal esteja totalmente anestesiado, lave a câmara com oxigênio antes de remover o animal para evitar a exposição do pessoal a gases anestésicos. Se a câmara de indução for colocada em um capô de fumaça, não é necessário lavar com oxigênio para limpar o anestésico da câmara antes da abertura.
      5. Segure a cauda, o escroto ou o corpo do animal anestesiado, e remova-o suavemente da câmara.
3. Máscara facial
   1. O equipamento inclui um cone ou máscara de nariz de roedor, um vaporizador de precisão, uma unidade de limpeza de gás residuais (passiva ou ativa), e um anestésico líquido (isoflurano, sevoflurano ou desflurano, conforme determinado pelo tipo de vaporizador em uso).
   2. Preparação
      1. Monte o cone do nariz ou máscara de tal forma que a entrada seja do vaporizador, e a saída é para o sistema de limpeza de gás de resíduo.
      2. As máquinas anestésicos de roedores geralmente têm um alternador para mudar a entrega de vapor anestésico da câmara de indução para o cone ou máscara do nariz do roedor. Certifique-se de que está devidamente configurado para a entrega anestésico do cone do nariz.
   3. Indução
      1. Como os gases anestésicos têm um cheiro desagradável, muitos animais se oporão a serem mascarados por indução. O método preferido é usar a caixa de indução seguida de manutenção com o cone do nariz. Uma vez que o nariz ou rosto do animal esteja firmemente na máscara, o fluxo de oxigênio é iniciado e o vaporizador de precisão é ligado a um nível de indução de 5 para isoflurane. Níveis mais baixos de entrega de anestésicos resultarão em um tempo de indução mais longo e um aumento na luta do animal.
      2. É imprescindível que o animal seja monitorado para respiração, pois uma compreensão muito firme durante a indução pode resultar em asfixia.
      3. Assim que o animal começa a relaxar, o nariz ou a face podem ser ajustados no cone ou máscara do nariz, e a entrega anestésico é reduzida a um nível de manutenção de 1,5-0,5 para isoflurano uma vez que o relaxamento completo é alcançado.

2. Indução de anestesia usando anestésicos injetáveis

Anestésicos injetáveis são principalmente uma mistura de cetamina e sedativos ou relaxantes musculares.

As combinações comuns são: 1) Coquetel de roedores, que consiste em cetamina (100 mg/ml), xilazina (20 mg/ml), acepromazina (10 mg/ml) e soro fisiológico estéril (0,9% NaCl); 2) cetamina/xilazina 2:1, que consiste em cetamina (100 mg/ml), xilazina (20 mg/ml) e soro fisiológico estéril (0,9% NaCl); e 3) ketamina/xilazina Mouse Mix, que consiste em cetamina (100 mg/ml), xilazina (20 mg/ml) e soro fisiológico estéril (0,9% NaCl). Ao usar o combo cetamina/xilazina, o reforço só deve ser feito com cetamina, não xilazina, devido à meia-vida dessas drogas.

A combinação de cetamina com sedativos e/ou relaxantes musculares precisa ser preparada como uma solução de estoque a partir da qual doses individuais podem ser extraídas. Os agentes devem ser precisamente medidos e diluídos com soro fisiológico estéril para garantir que as doses adequadas sejam administradas aos animais. Como a cetamina é uma substância controlada, a quantidade usada das garrafas deve ser notada em um "Registro controlado de drogas", e as misturas devem ter "Troncos de Substâncias Controladas" individuais. Ao preparar misturas, adicione a cetamina lentamente à garrafa, pois tende a espumar se injetada com força. Uma garrafa estéril de 20 ml é usada para a mistura. As garrafas devem ser devidamente rotuladas com o nome dos compostos, a data mista, a data de validade, o número do lote de cetamina (por ser uma substância controlada) e a dosagem sugerida. A data de validade pode ser determinada até a data do que o ingrediente expira (depende das regras/diretrizes da instalação/estado). Para um registro preciso de cetamina, tanto a garrafa vazia quanto a garrafa cheia devem ser pesadas. Em seguida, os pesos devem ser registrados no rótulo da mistura e na folha de registro de substâncias controladas individual que é preparada para cada garrafa. Armazene misturas de cetamina em uma área escura e controlada pela temperatura para manter a potência.

1. Preparação do Coquetel de Roedores
   1. O equipamento para preparação da solução anestésico inclui seringas de 3 cc, uma seringa de 12 cc, Agulhas de 22 g x 1", 1,8 cc de cetamina injetável 100 mg/ml, 1,8 cc de xylazina injetável 20 mg/ml, 0,6 cc de acepromazina injetável 10 mg/ml, 15,8 cc de soro fisiológico estéril para injeção e um rótulo anestésico.
   2. Elas desenhe 15,8 cc de soro fisiológico e injete na garrafa. Use a seringa de 12 cc e uma seringa de 3 cc e elimine bolhas de ar para medições precisas.
   3. Adicione a cetamina, xilazina e acepromazina à garrafa.
2. Indução do Coquetel de Roedores
   1. Em geral, o Coquetel de Roedores é usado para anestesia de rato. Devido à variação em resposta ao Coquetel de Roedores em ratos adultos, é melhor usado em ratos com menos de 5 semanas de idade. O Coquetel de Roedores pode ser usado em conjunto com anestesia de inalação, especialmente em ratos.
   2. O Coquetel de Roedores é geralmente dado aos camundongos de acordo com o peso, usando o seguinte cálculo: (BW x 10) - 50 = microliters Rodent Cocktail a ser dado. Isso vai variar de acordo com a tensão, idade e estado de saúde.
   3. Esta solução só é dada intraperitonealmente. Se injetado intramuscularmente, pode haver uma reação severa no tecido.
3. Preparação de cetamina/xilazina 2:1
   1. O equipamento para a preparação da solução anestésico inclui seringas de 3 cc, agulhas de 22 g x 1", 10 cc de ketamina injetável 100 mg/ml, 5 cc de xylazina injetável 20 mg/ml, uma garrafa de 20 ml estéril e um rótulo anestésico.
   2. Adicione a cetamina e xilazina à garrafa.
4. Indução
   1. A cetamina/xilazina 2:1 é usada para anestesia para ratos, podendo ser usada em conjunto com anestesia por inalação.
   2. A cetamina/xilazina 2:1 é geralmente dada a partir de uma dose de 0,3 cc e aumentada em 0,02 cc com eventos anestésicos subsequentes. Isso vai variar de acordo com a tensão, idade e estado de saúde.
   3. A cetamina/xilazina 2:1 só é dada intramuscularmente.
5. Preparação de ketamina/mistura de rato de xilazina
   1. O equipamento Ketamine/xilazine Mouse Mix necessário para a preparação da solução anestéstica inclui seringas de 3 cc, Agulhas de 22 g x 1", 3,6 cc de cetamina injetável 100 mg/ml, 0,4 cc de xylazina injetável 20 mg/ml, salina estéril de 16 cc (0,9% NaCl), uma garrafa estéril de 20 ml e um rótulo anestésico.
   2. Adicione a cetamina e xilazina à garrafa, fazendo uma solução 9:1 de cetamina à xilazina.
   3. Adicione o soro fisiológico à garrafa, resultando em uma mistura de 1:4 de cetamina/xilazina 9:1 à solução salina.
6. Indução de cetamina/mistura de rato de xilazina
   1. O ketamina/xilazina mouse Mix também pode ser usado em conjunto com anestesia de inalação.
   2. A mistura de rato de cetamina/xilazina é geralmente dada aos camundongos de acordo com o peso, usando o seguinte cálculo: (BW x 10) - 50 = microliters ketamina/xilazine Mouse Mix a ser dado. Isso vai variar de acordo com a tensão, idade e estado de saúde.
   3. A mistura de rato de cetamina/xilazina pode ser dada intraperitoneally.

3. Avaliação da anestesia

A profundidade anestésico pode ser avaliada testando a resposta a vários estímulos. O movimento voluntário resultará de estímulos físicos do corpo. Consulte a Tabela 1 para obter uma lista de métodos físicos utilizados para avaliação de profundidade anestésica.

Mesa 1. Métodos de estímulo físico para avaliar a profundidade anestésico. ²

Também devem ser utilizados indicadores fisiológicos como frequência cardíaca, frequência respiratória, pressão arterial, cor da membrana mucosa e tempo de recarga capilar. Embora observações gerais possam ser úteis para detectar alterações na taxa respiratória dos animais, para utilizar a frequência cardíaca ou pressão arterial para avaliação de profundidade, é necessário equipamento especializado. Se um eletrocardiograma estiver disponível, a taxa e a força dos batimentos cardíacos podem ser medidas. Para medir a pressão arterial, há uma variedade de dispositivos que são instalados sobre a cauda ou mesmo sobre todo o corpo. Os estímulos físicos descritos na Tabela 1 causarão um aumento em todos esses três parâmetros.

A cor das membranas mucosas, olhos, orelhas, boca, nariz, ânus e, em menor grau, as patas e cauda são observadas para mudanças. As áreas devem ser rosadas, indicando respiração adequada e função cardíaca. Quando o animal se move para a anestesia estágio IV, as respirações cessam, resultando em cianose indicada por uma cor azul ou cinza para as membranas mucosas e pele circundante.

O tempo de recarga capilar é definido como a quantidade de tempo necessário para a cor retornar a uma cama capilar externa depois de ter sido branqueada pela aplicação da pressão sobre a área. Um pau aplicador ou um dedo é pressionado sobre as gengivas, pinna ou camas de unha dos animais anestesiados. O número de segundos que leva para a área branca voltar a uma cor rosa não deve ser superior a 1-2 segundos. Um tempo de recarga prolongado sugere uma redução na frequência cardíaca ou força das contrações cardíacas, indicando que o animal pode ser muito profundamente anestesiado e perto da morte.

É importante utilizar vários parâmetros diferentes para avaliar a profundidade anestésica. Usar o mesmo dedo do dedo ou ouvido para pitadas repetidas irá dessensibilizar a área, e a resposta será reprimida e não dará uma avaliação precisa da profundidade anestésico. Use locais alternativos para avaliações de pinça dos dedos e ouvidos. A profundidade anestésico deve ser reavaliada a cada 10-30 minutos durante a cirurgia. ²

Estudos têm demonstrado que há alterações cardiorrespiratórias em um animal anestesiado. Enquanto anestesiados com drogas injetáveis, os animais experimentam uma taxa respiratória estável; no entanto, demonstram variabilidade na produção cardíaca. A resposta aos anestésicos injetáveis tem sido relatada variando muito entre diferentes cepas, portanto é difícil padronizar a dosagem. ⁷ Agentes ininhalantes tendem a diminuir a taxa respiratória, mas têm um impacto menor no sistema cardiovascular. Como a dosagem da anestesia ininhada é facilmente ajustada ao longo da duração do procedimento, muitas vezes é o método preferido.

O uso adequado de anestésicos para cirurgia, ou outros procedimentos potencialmente dolorosos, é crucial não apenas para o bem-estar do animal, mas também para a integridade dos dados científicos coletados durante o procedimento. Existem muitas variáveis que contribuem para a escolha do regimento anestésico apropriado. A profundidade da anestesia deve ser monitorada de perto, pois cada animal individual pode responder de forma diferente à droga. Com o uso do anestésico adequado e monitoramento cuidadoso, procedimentos dolorosos podem ser realizados sem dor e mínimas alterações fisiológicas no animal.