저자는 조직 학적 및 세포 문화의 일부와 그 종류 도움을 우리의 동료 램 실험실 동료 아마르 Chishti 및 Bijal 파텔에게 감사의 말씀을 전합니다. 자금은 웨인 주립 대학의 나노 의학 원정대 (CBP)에 의해 제공되었다, - 시작 업 자금 및 심장 혈관 연구소 씨 그랜트 (MTL).

1. 세포 배양 준비 <ol><li> 시중에서 구입 한 인간의 대동맥 평활근 세포를 활용합니다. </li><li> 88.6 %로 이루어지는 평활근 세포 증식 배지에서 세포를 유지 231 미디어 0.1 % 재조합 인간 인슐린 (RH 인슐린), 재조합 인간 섬유 아세포 성장 인자 (RH-FGF), 재조합 인간 상피 성장 인자 (RH-FGF)의 각 아스코르브 산; 5 % 소 태아 혈청 (FBS) 및 L- 글루타민 각각; 1 % 항생제 / 항진균제. 참고 : 각 성장 인자, FBS와 L 글루타민은 혈관 미디어의 성장 키트로 구입하고 있습니다. </li><li> 변경 미디어가 셀 때까지 48 시간마다 약 90 %의 합류 및 조직 시딩에 대한 준비가되어 있습니다. </li><li> 확장을위한 미디어의 변화 사이에 인큐베이터에 보관 세포. </li></ol> 2. 3D 프린터로 삽입 및 사용자 정의 실리콘의 제조 성형 판 <ol><li> (예를 들어, 플리 미니) 3D에이 판 인서트를 인쇄 상업용 3D 프린터를 사용합니다. <ol><li> 연산을 사용하여소스 3D 설계 소프트웨어 욕실 등 블렌더로 인쇄 된 외부 쉘과 게시물의 3D 모델을 만들 수 있습니다. </li><li> 3 차원 프린터의 소프트웨어의 이식성을 위해 허용하는 .STL 형식을 통해 모델의 드라이버 파일을 내 보냅니다. </li><li> 3 차원 프린터에 넣은 폴리를 사용하여 인쇄 게시물과 외부 쉘 (젖산) 필라멘트 (PLA) 생성합니다. </li><li> 인쇄 후, 30 분마다 삽입 살균하는 70 % -100 %의 에탄올 용액에 담근 수행한다. </li></ol></li><li> 폴리 (디메틸 실록산) 중합체의 혼합물 (PDMS) 실리콘 중합체를 기반으로 10 분 동안 실온에서 탈기 혼합물 있도록 1:10 경화제를 준비한다. <ol><li> 페트리 접시 소형 (35mm)로 사용 크기 (60mm) 중간 및 대형 (100mm)를 정의합니다. </li><li> 이 용액 4 mL를 각각 각 작은 중간 큰 접시에 경화 실리콘의 6 mL를 넣어 페트리 접시의 전체 바닥에서 얇은 층을 만들 수 있습니다. </li><li> 에 PDMS를 부어 작은 판에 대한 게시물을 작성7mm의 높이 100mm 기판과는 2 ~ 3 시간 동안 60 ℃에서 핫 플레이트 경화 할 수있다. 그런 다음 원통형 게시물을 펀치하기 위해 5mm 생검 펀치를 사용합니다. 각 실린더 PDMS 각각 작은 접시의 중앙에 고정 경화 PDMS의 작은 금액을 사용합니다. </li><li> 중간과 큰 판의 경우, 사전은 판의 하단에있는 PDMS의 경화를 완료 3D 인쇄 게시물을 각각 10mm와 중앙 각 중간과 큰 판에 직경 20mm를 배치합니다. 큰 판의 경우, 추가로 3D 인쇄 된 외부 쉘에게 포스트에서 직경 등거리 약 66.7 mm를 배치합니다. <ol><li> 각 접시 중합체의 탈 18 시간 허용, 2-3 시간 동안 60 ℃에서 핫 플레이트상에서 야외에서 경화 할 수있다. 그림 1에서 볼 수 있듯이 적절한 영역과 방향으로 판에 인쇄 된 구성 요소를 수정합니다. </li></ol></li><li> 모든 PLA의 내부에 30 분 동안 30 % 증류수 70 % 에탄올의 용액을 추가다음 멸균 TES 및 각 판 커버. </li><li> 조심스럽게 각 플레이트에서 에탄올을 기음과 공기 건조를 할 수 있습니다. </li><li> 뚜껑, 페이스 업 옆에 생물 안전 캐비닛 (BSC)의 각 판을 정렬합니다. 멸균을 완료하기 위해 30 분 동안 BSC하에 UV 광에 접시 뚜껑을 노출. 무균 기법은 UV 노광 후의 모든 단계를 수행한다. </li></ol></li></ol> 평활근 세포 및 플레이트의 유지 관리와 시드 섬유소 히드로 겔 3. 준비, <ol><li> 각각 작은 중간 큰 접시 크기 0.5 ㎖, 1.1 mL의 1.81 (M1)의 양으로 성장 배지 + 0.01 %의 TGF-β1을 포함 피브린 겔 용액을 혼합한다. <ol><li> 각각, 각 작은 중간 큰 판의 미디어에 100 U / mL로의 재고에서, 40 μL, 88.4 μL 및 트롬빈의 145 μL를 추가합니다. 조심스럽게 그 트롬빈 균등 미디어 내에서 혼합 보장하기 위해 손으로 각각의 판을 소용돌이 친다. </li><li> 다음에, (160)을 추가(1) 20 mg을 주식에서 L, 354 μL 580 μL 피브리노겐은 / mL의 드롭 현명한 원을 트롬빈 미디어 혼합물에 각각의 작은 중간 큰 판에 각각. 부드럽게 더 레이어로 혼합하여 하이드로 겔의 분포를 확인하기 위해 손으로 소용돌이 친다. </li><li> 하이드로 겔은 실온에서 10~15분에 대한 치료 할 수 있습니다. </li></ol></li><li> 를 Trypsinize 평활근 세포는 표준 프로토콜에 따른 150mm 세포 배양 접시와 원심 분리기에서 확장. 미디어 (231), 1 % FBS, 1 % 항생제 / 항진균제 - 생성 된 펠렛을 98 %로 구성된 분화 매체 3 ㎖에 재현 탁한다. <ol><li> 적극적으로 모든 세포 덩어리를 깨고 2 mL를 피펫와 적정에 의해 아래로 세포를 혼합한다. 혈구와 세포를 계산 및 / mL의 작은 중간 큰 판에 대한 각각 2 × 10 6 세포 / ㎖, 1.0 × 10 7 세포 / ㎖의 1.4 × 10 7 세포의 세포 현탁액을 만들 수 있습니다. </li><li> 각각의 세포 현탁액의 INT의 1 ML을 추가합니다OA 50 ML 원뿔을 대응하는 작은 중간 및 대형 레이블. 원하는 각 추가 조직 링이 방식으로 추가로 50 ML 원뿔을 설정합니다. </li><li> 각각, 각 작은 중간 및 대형 선박 2 mL를 4 mL의 5 ㎖의 최종 시드 볼륨을 얻기 위해 각 원추형으로 차별화 미디어를 추가합니다. 그런 다음, 조심스럽게 적가 각 해당 판에서 제조 된 하이드로 겔 위에 셀 솔루션을 피펫. </li><li> 37 ° C에서 인큐베이터 5 % CO 2에 장소 플레이트. </li></ol></li><li> 변경 차별화 미디어 각 판마다 48~72시간. 큰 플레이트의 경우에, 그 후, 처음 24 시간 후에 매체를 변경 대 세포 접종 밀도를 보상하도록마다 48-24시간 변경. <ol><li> 반지로 2-4일 완전히 포스트쪽으로의 계약을 체결 한 것입니다 후, 각각 각 작은 중간 및 대형 링에 10 μL, 20 μL 및 TGF-β1의 35 μL를 추가합니다. TGF-β에 노출 된 후1 최소 24 시간, 고리는 처리 할 준비가 된 것입니다. </li></ol></li></ol> 혈관 구축 및 유지 보수 4. 조립 <ol><li> 최종 혈관 구조의 제조하기 전에, 전문 용기는 완성 된 선박을 보유 만들어집니다. <ol><li> 작은 용기를 들어, 50 mL의 폴리 카보네이트 원뿔 관의 맨 오프 2 인치 부분을 절단하여 링 스태킹 키가 큰 판을 만든 다음 PDMS 35 밀리 판으로 절단 가장자리를 붙입니다. 판 덮개로 원추형 뚜껑을 사용하십시오. </li><li> 판을 적층 중간 및 대형 용기 키 링의 경우, 길이 키가 큰 판 벽 역할을하는 2.5 인치 섹션으로 1.75 인치 직경의 폴리 카보네이트 튜브를 잘라. 키가 큰 접시 바닥의 경우, 2 인치 직경의 원형 조각으로 0.125 인치 두께의 폴리 카보네이트 시트를 잘라. 아크릴계 시멘트 용매를 사용하여 원형 절단 부분에 폴리 카보네이트 튜브 섹션을 결합한다. 키가 큰 접시의 뚜껑으로 60mm 페트리 접시에서 뚜껑을 사용하십시오. </li><li> 3D 피RINT 포스트 (5)의 직경 (10)과 20 mm, 길이 50 ​​mm이다. </li><li> 각 컨테이너에 경화 실리콘의 10 ML을 추가합니다. 앞서 PDMS의 전체 경화, 중앙 각 작은 중간 및 대형 용기에 단계 4.1.3에서 만든 각 게시물을 배치합니다. </li><li> 2-3시간 60 ° C에 핫 플레이트 세트에 치료 할 수 있습니다. </li><li> 30 분 동안 30 %의 증류 물을 70 % 에탄올 용액으로 소독. </li><li> 조심스럽게 각 컨테이너에서 에탄올을 대기음 후, BSC 공기 건조를 할 수 있습니다. 다음, 뚜껑, 페이스 업 옆에 배치 각 플레이트와 후드의 컨테이너를 정렬합니다. 상기 멸균 추가 30 분 동안 BSC하에 UV 광에 노출 용기. 자외선 노출 후 모든 단계 멸균 기술을 사용합니다. </li></ol></li><li> 아주 좋은 집게를 사용하여 조심스럽게 게시물에서 각 단단히 압연 평활근 하이드로 겔 링을 제거하고 높은 게시물과 그에 대응하는 더 큰 용기에 전송할 수 있습니다. <ol><li> 한 쌍을 사용하여각 손에 집게와는 게시물에서 반지의 한쪽을 들어 올린 다음 다른. 보호하고 루멘 유지에주의해야합니다. </li><li> 키가 큰 포스트에 첫 번째 측면, 반지의 다음 다른 쪽을 슬라이딩,이 두 손 방법으로 전송을 수행합니다. 부드러운, 점진적으로 운동을 사용하여 원주 작업, 천천히 키가 큰 포스트에 내려 반지를 밀어 넣습니다. 원하는 선박 길이가 각 원형은 완성 된 구조체에 길이 약 1-2mm를 추가로 획득 할 때까지 계속해서 조직 고리를 스택. </li></ol></li><li> 포스트는 작업 표면과 평행이되도록 키가 큰 3D 인쇄 된 게시물에 위치 링 스택, 접시를 켭니다. <ol><li> 마이크로 피펫을 사용하여, 각각, 각 작은 중간 큰 용기의 외면에 부드럽게 100 U / ㎖의 농도로 트롬빈의 40, 80, 160 μL를 추가한다. 트롬빈을 추가하는 동안 천천히 구조의 모든 표면의 범위를도 보장하기 위해 판을 돌립니다.이 건설 후 초기 일 링 스택 구조를 확보하기 위해 사용되는 섬유소 접착제의 기본이 될 것입니다. </li><li> 다음으로, 빨리 구조체를 회전시키면서 마이크로 피펫을 사용하여 각각, 각 작은, 중간, 큰 구성하는 20 ㎎ / ㎖ 농도의 피브리노겐 40, 80, 160 μL를 추가한다. 트롬빈 및 섬유소원 빠르게 한 번 혼합 회사 겔로 설정합니다. 때문에 짧은 경화 시간에 가능한 한 신속하고 균일하게 피브리노겐을 적용합니다. </li></ol></li><li> 구조물을 들고 각 컨테이너에 분화 매체의 20 ML을 추가합니다. 37 ° C를 인큐베이터에 배치 용기가 필요할 때까지. 모든 3~5일 미디어를 변경합니다. </li></ol>

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저자는 공개 아무것도 없어.

반지 스태킹 방법은 현재의 혈관 조직 설계 구조 기술을 통해 여러 이점을 제공합니다. RSM은 단순히 포스트 및 외부 쉘 크기를 사용자 정의하여 모든 규모의 인간의 혈관을 생성하도록 할 수 있습니다. 우리의 방법은 인간 세포만을 급속 신체의 자연적인 상처 치유 과정에서 발견 된 지지체 물질을 분해 이루어지는 중합체 프리 설계된 선박 개발을 허용한다. 폴리머 이식은 병원에서 재 협착을 일으키는 것으로 알려져 있습니다 및 설계 이식에 포함 된 경우 문제가 될 수 있습니다. 셀 시드 번호는 각각 다른 크기의 조직 반지를 수정해야합니다. 시딩 표면적에 세포 수를 나타내는 그래프를도 5에 도시되어있는 시드 번호 근사 및 / 또는 외삽 할 수있다. 또한 여기에 사용되는 세포 유형이 인간 대동맥 평활근 세포임을 주목해야한다. 서로 다른 세포 유형에 RSM 적합하도록 셀 크기 및 증식 속도로 수행해야을 고려하여 최적의 파종 밀도가 결정된다. 예를 들어, 우리는 또한 RSM 인간 섬유 아세포를 사용하여 고리를 만들었으며, 적어도 세포의 수가 SMCs에 비해 2 배 필요한 것을 발견 하였다. 용기의 원하는 길이는 반지의 추가를 통해 구축 할 수 있습니다. 링 스택은 최대 2 개월 동안 배양하고 안정적으로 유지되고있다. 중간 및 큰 고리 모두가 각각 100mm 플레이트의 외각의 배치에 의해, 각각 60mm 및 100mm 플레이트로 구성되는 경우에도 해당 1500 μm의 두께로 유지된다. 이는 제어 및 소정의 용기에 해당하는 두께를 얻기위한 외피의 유용성을 보여준다. 이 콜라겐 생성 (19)을 자극하는 것으로 알려져와 반지를 체결 관찰 된 효과가 있기 때문에 단계 3.3.1에서 TGF-β1이 추가됩니다. 고리가 완전히 압연 한 후, TGF-β1의 일 투여 량은 최종 단계에서 추가되고, 링은 나중에 사용하기 1 일 동안 준비가되어 있습니다.<html> TGF-β1은 트리 크롬 이미지 (도 2)에 도시 된 바와 같이, 고리의 콜라겐 생성을 강화한다. 2 큰 크기의 외측 가장자리를 따라 세포가 조직의 에지와 정렬 다른 셀들과 함께 정렬의 정도를 표시하는 반면, 작은 링의 셀은보다 원형 컴팩트하다. 후자는 더 큰 반지에 더 높은 셀 내용에서 진화 세포 성숙의 나중 단계를 표시 할 수있다, 따라서 세포 간 신호 전달의 큰 정도 성숙을 유도 할 수 있습니다. 큰 반지의 섬유소 젤 interspersion 큰 세포 시트가 롤로 약간 접어 경향이 있음을 나타낼 수 있습니다. 이 현상을 보여주는 조직 학적 이미지 업하여 완전한 링 롤은 문화 저하 2 주 걸리는 피브린 겔, 여전히 존재하는 것으로 이해할 수있다 다음 일일를 촬영했다. 최소 2 주 동안 반지를 배양하는 것은 완전히 세포 구조 뒤에 남겨두고, 섬유소 젤을 저하한다. NT &quot;&gt; 알파 평활근 액틴 (SMA)은 수축과 트로포 미오신은 수축 단백질 촉진 얇은 필라멘트를 구성한다. 20, 21 SMA 및 트로포 미오신 모두 중간에 강한, 가장 고르게 분포 신호와, 모든 크기의 고리에 존재 링. 이러한 현상은 수축 식은 개발의 증가를 자극, 세포 밀도 및 조직의 높은 수준에 기인 할 수있다. 탄성률은 링의 탄성을 나타내며, 큰 고리 소형의 증가 E 콜라겐과 엘라스틴 생산의 증가를 의미한다. 궁극적 인 인장 강도는 파괴하지 않고 고리에 의해 영속 가장 높은 강도입니다. 파괴 강도는 티슈 오류 지점이다. 반지의 경우, UTS는 FS 같습니다. 선박의 경우, UTS는 용기의 최종 강도가 모든 링의 기계적 기여의 조합에 귀속되는 것으로 도시하고, FS보다 큰용기, 그리고 실패 포인트는 약한 링에 기인한다. 기본 인간의 혈관이 MPa의 범위 내에서 강점을 가지고있는 반면 우리의 설계 선박의 강도는 kPa의 범위에 누워. 네이티브 선박의 대한 우리의 혈관을 강화하기 위해, 우리는 세포 외 기질 생산, 즉 그 콜라겐과 엘라스틴의 증가 기술을 연구하고있다. 콜라겐과 엘라스틴 생성을 촉진 성장 인자는 현재 인장 특성은 증가 여부를 조사하기 위해 우리의 반지에 적용되고있다. 기계적 특성에 더하여, 근육 수축의 기능적 수단은 용기의 성능에 적합하다. 아세틸 콜린 및 에피네프린과 같은 요인에 의해 자극 된 근육 수축 근육 수축력을 테스트하는데 사용될 수있다. 이러한 실험은 우리의 미래 연구에 고려되고있다. 전반적으로, 우리의 결과는 링 스태킹 방법을 쉽게 확장 할 수 있음을 보여설계 혈관 조직 크기의 범위를 달성한다. 같은 직경의 대동맥 루멘 40mm로 가장 큰 인간의 혈관에 확장 가능성이 우리의 연구실은 현재 개발되어있는 바사 vasorum, 대형 선박 내에 자연적으로 존재하는 미세 혈관의 개발을 필요로한다. 또한, 미디어 층의 루멘은 용기 내의 적절한 혈역학의 확립에 중요한 전형적 라인 내피 세포층 (즉, 내막). 우리 연구소는 현재 인간의 혈관 내피 세포를 사용하여 우리의 SMC 링 스택 내막의 생성에 노력하고있다. 이러한 결합 기술, 설계 혈관 병원에 더 적용있을 것입니다.

관상 동맥 질환 (CAD)의 치료에있어서, 환자 자신의 혈관 우회로 수술 이식 재료로서 수거된다. 그러나, 자주, 병 환자는 자신에 기부 가능한 용기를 가지고 있지 않으며, 그들이 할 경우, 기증자 사이트는 상당한 추가 피해를 발생 및 감염에 대한 심각한 위험이있다. 1 엔지니어링 혈관 이식이 필요를 채울 수있다. 확장 성 환자의 혈관 크기 요구의 넓은 범위를 충족하기 위해 설계 선박 가장 중요하다. 그러나, 엔지니어링 선박에 대한 본 발명의 방법은 쉽게 확장하지 않고, 일반적으로 복잡한 금형 또는 고분자 지지체의 재생산을 필요로한다. 대부분의 이식 혈관 섬유 아세포, 평활근, 또는 내피 세포 시딩 중합체 관형 지지체를 이용하거나 설계; 또는 맨드릴 주위에 세포 시트를 압연 조직 튜브를 만들 수 있습니다. 임상 시험에서 두 설계 혈관 이식은 decellularize을 기반으로D 폴리머 ECM 플랫폼입니다. 혈관 복구에 사용 가능한 2, 3, 4 중합체 이식 이미 지속적인 중합체 존재감 그래프트 장기간 용도에 중요한 문제로 발생할 수있는 문제 개통을 갖는 것으로 알려져있다. 관형 주형 절차는 다양한 크기의 혈관을 생성하기 위해 사용자 정의 금형 추가적인 설계 및 공구 제조를 필요 13 된 완전 세포 선박, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12를 제조하는데 사용되어왔다 . 본원에 기재된 방법은 쉽게 확장 설계 혈관을 생성하기위한 신규 한 기술을 포함사용자 정의 3D 인쇄 인서트와 전통 문화 판을 사용하여 접목. 셀 (14)은 중앙 후와 외피의 인서트 플레이트에 시딩 하였다. 포스트 컨트롤은 직경 루멘과에 세포 단층 조직의 반지에 자기 조립 수 있습니다. 외측 링의 쉘 두께를 제어하고, 따라서 최종 용기의 벽 두께. 완성 된 티슈 링 후 관상 혈관 그래프트를 형성하기 위해 적층된다. 이 방법의 장점은 &quot;링 스태킹 방법&quot;를 지칭하는 부착 성 세포 유형 단순히 수정 가이드 삽입함으로써 생성 될 수있는 플레이트 셋업 및 조직 환 또는 원하는 응용에 필요한 크기의 튜브에 접종 될 수 있다는 것이다. 조직의 조직 공학 작성 반지의 비교 기술은 각각의 원하는 크기 금형의 재생산을 필요로하는 규모, 15, 16 어려운 남아있다. 또한, 혈관 이식이 생성 될 수있다이 방법을 사용하여 만든2-3 주 내에 D는 몇 주 빨리 다른 설계 선박에 비해. 도 6은 병원,이 시간 차이는 저하 환자의 치료에 유의 한 차이를 만들 수있다.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Human Aortic Smooth Muscle Cells&#160;</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>PCS-100-012</td>
			<td>vascular smooth muscle cells</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medium 231</td>
			<td>Gibco (Life Technologies&#160;</td>
			<td>M-231-500</td>
			<td>media specific to vascular smooth muscle cells</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human Aortic Smooth Muscle Cell Growth Kit&#160;</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>PSC-100-042</td>
			<td>growth factors for maintaining vascular smooth muscle cell viability</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Replicator Mini 3D printer&#160;</td>
			<td>MakerBot&#160;</td>
			<td>N/A</td>
			<td>3D printer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poly(lactic acid) 3D ink (PLA)</td>
			<td>MakerBot&#160;</td>
			<td>N/A</td>
			<td>3D printer filament</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poly(dimethlysiloxane) (PDMS)</td>
			<td>Ellworth Adhesives&#160;</td>
			<td>3097358-1004</td>
			<td>polymer for gluing plate parts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fibrinogen</td>
			<td>Hyclone Labratories, Inc.</td>
			<td>SH30256.01</td>
			<td>fibrin gel component</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thrombin&#160;</td>
			<td>Sigma Life Sciences</td>
			<td>F3879-5G</td>
			<td>fibrin gel component</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tranforming Growth Factor-Beta 1&#160;</td>
			<td>PeproTech</td>
			<td>100-21</td>
			<td>growth factor for stimulating collagen production</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemocytometer&#160;</td>
			<td>Hausser Scientific Co.</td>
			<td>3200</td>
			<td>for cell counting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polycarbonate tubing&#160;</td>
			<td>US Plastics&#160;</td>
			<td>PCTUB1.750X1.625</td>
			<td>material for making tall, ring stacking plates</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polycarbonate sheet&#160;</td>
			<td>Home Depot</td>
			<td>409497</td>
			<td>material for making tall, ring stacking plates</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adhesive polymer solvent&#160;</td>
			<td>SCIGRIP</td>
			<td>10799</td>
			<td>material for making tall, ring stacking plates</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Instron&#160; 5940</td>
			<td>Instron</td>
			<td>N/A</td>
			<td>tensile testing machine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>U-Stretch</td>
			<td>Cell Scale</td>
			<td>N/A</td>
			<td>tensile testing machine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Smooth Muscle Actin&#160;</td>
			<td>MA5-11547</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tropomyosin</td>
			<td>MA5-11783</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>antibody</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

scaling of engineered vascular grafts using 3d printed guides and the ring stacking method

관상 동맥 질환은 수백만의 미국인에 영향을 미치는 주요 사망 원인이 남아있다. 가능한자가 혈관 이식의 부족으로 설계 이식 환자의 치료에 큰 잠재력을 제공합니다. 그러나, 설계 혈관 이식은 일반적으로 쉽게 확장되지 않은 시간과 비용이 많이 드는 연습을 구성, 서로 다른 크기를 사용자 정의하기 위해 사용자 정의 형 또는 폴리머 튜브의 제조를 요구. 인간의 동맥은 약 2.0-38 mm에서 약 0.5-2.5 mm의 벽 두께 내강 직경에 이르기까지 다양합니다. 우리는 방법을 만들었습니다, 원하는 세포 유형의 조직 가변 크기 반지, 혈관 평활근 세포 여기 입증하는 &quot;반지 스태킹 방법&quot;(SMCs을)라고, 내강 직경을 제어하는 ​​중앙 포스트의 가이드를 사용하여 만들 수 있습니다 및 외부 쉘은 혈관 벽 두께를 지시합니다. 이러한 티슈 링 후 혈관의 자연적인 형태를 모방하는 관형 구조물을 만드는 적층된다. 혈관 길이는 수 b즉 단순히 필요한 길이를 구성하는 데 필요한 벨 횟수 적층 원단. 우리의 기술로, 혈관 유사 관 형태의 조직 용이 병원 및 환자의 요구에 맞는 치수 및 다양한 길이로 제조 될 수있다.

여기에 입증 된 것은 반지 스태킹 방법 (RSM)는 확장 성이 있음을 보여주는 3 가지 설계 혈관 이식 크기 (그림 1)의 제조입니다. 적용 가능성을 증명하기 위해, 3 개의 다른 용기 크기는 동맥 좌전 하행에 대한 실제 인간의 혈관 크기에 상관 관계를 선택 (작은 직경 루멘 = 4mm) 17 (중간 직경 루멘 = 10mm) 대동맥 내림차순과 상행 대동맥 (대형; 내강 직경 = 20mm) 18. 벽 두께는 약 500 μm의 작은 반지를위한, 모두 중간 및 대형 링에 대한 약 1,500 μm의입니다. 입증 각 용기는 작은 용기에 약 6mm와 중간 및 대형 선박 9 mm의 길이로 동일시, 6 반지를 적층하여 내장되어 있습니다. 길이는 각각의 고리의 두께에 기초한다. 공개 조직 학적 분석모든 링 크기에서 높은 세포 수 (그림 2). 레드 재료 피브린 겔을 구분한다. 작은 링에 잔존 피브린 겔 소량의 링의 외주에 볼 수있다. 큰 고리 일부 피브린 겔 셀룰러 콘텐츠 산재 하였다. 의 메이슨 트리 크롬 염색에서, (파란색으로 표시) 콜라겐 생성의 지시가 중간 및 큰 고리에서 볼 수있다. 항체 α-원활하게하는 근육의 액틴 (SMA) 및 트로포 미오신 (그림 3) 고리 형성 다음 세포 표현형을 확인하려면, 조직 링은 면역 형광을 이용하여 분석 하였다. 모든 고리 크기는 평활근 표현형 유지 한 검증 두 항체에 양성이었다. 인장 시험은 그 기계적 특성 (도 4)을 결정하기 위해 상이한 크기의 링을 수행 하였다. U 자 스트레칭하는 mechani인스 트론 인장 시험 큰 링과 용기로 사용하면서 학적 검사 장치는, 검사 작고 중간 링과 용기를 인장 하였다. 탄성률 (E), 최대 인장 강도 (UTS) 및 파괴 강도 (FS) 데이터를 수집 하였다. 일관된 경향은 증가 링과 용기의 크기에 상관 강도를 증가 관찰되었다. 가지가지 크기의 반지를 만들기 위해 필요한 숫자를 시드 셀은 파종 면적 (그림 5)와 대략 선형 적으로 증가 하였다. 큰 고리를 생성하기 위하여 적어도 1,400 만 세포를 복부 대동맥 크기의 고리를 만들 필요했다. 여섯 링 스택 또는 용기, 유동에 견딜 수있는 능력에 대해 시험 하였다. 구조는 맞춤형 관류 시스템 (그림 6)에로드 (100) 417 mL / 분의 유량에서 최대 5 분 동안 흐르게 하였다. 선박이었다유동에 견딜 수. 작은 누설이 관류 시스템 커넥터에서 혈관 말단에 존재 하였다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/55322/55322fig1.jpg" /> 그림 1 : 확장 설계 선박의 건설. , 설계 혈관을 확장 판 준비, 세포 파종 및 선박 건물로 시작하는 프로세스의 A) 다이어그램. 세 가지 다른 크기의 B) 반지 C) 선박 입증한다. D) 대표 대형 선박은 완전히 생물학적이고 자연 조직과 유사합니다. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55322/55322fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/55322/55322fig2.jpg" /> 그림 2 : 조직 학적 분석. </st<html> 룽&gt; H &amp; E와 메이슨의 트리 크롬 얼룩 모든 링 크기 링 두께에 걸쳐 생존 세포 수를 표시합니다. 트리 크롬 얼룩 블루 (파란색 화살표)로 표시 콜라겐 생성의 영역을 알 수있다. 큰 고리 피브린 겔 때문에 세포 시트의 상대적으로 큰 표면적의 접힘 가능성이 산재 보였다. 스케일 바 : 작은 반지 = 200 μm의; 중간 고리 = 200 μm의; 큰 고리 = 0.5 mm. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55322/55322fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/55322/55322fig3.jpg" /> 그림 3 : 부드러운 근육 마커에 대한 면역 형광 분석. 모든 링 크기는 평활근 수축 단백질 α-평활근 액틴 (SMA) 및 트로포 미오신 (TM)에 대한 긍정적이었다. 스케일 바는 200 μm의 =.로드 / 55322 / 55322fig3large.jpg &quot;대상 =&quot;_ 빈 &quot;&gt;이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오. <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/55322/55322fig4.jpg" /> 그림 4 : 인장 시험 분석. 링과 용기의 모든 크기 응력 - 변형 곡선은 링 / 용기 크기의 증가와 상관 강도 증가의 일반적인 경향을 나타내었다. 반지 선박은 원주 방향으로 뻗어 있었다. 그래프로부터 평가 파라미터 탄성률, 인장 강도 및 파괴 강도 (표 1에 나열)을 하였다. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55322/55322fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 5" src="/files/ftp_upload/55322/55322fig5.jpg" /> 그림 5 : 세포가 파종 서핑 번호의 상관 관계를 파종에이스 영역입니다. 인간 대동맥 평활근 세포에 근거. 표면적은 중앙 포스트 및 상기 플레이트 벽 또는 외피의 링 형성 플레이트의 영역으로 정의된다. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55322/55322fig5large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 6" src="/files/ftp_upload/55322/55322fig6.jpg" /> 그림 6 : 관류 분석을 여섯 링 용기. 흐름 시험에 대한 A) 사용자 정의 내장 관류 시스템. 관류 시스템에로드 B) 설계된 용기. 세 혈관 관류 흐름 조건에서 최대 5 분 동안 누출을 시험 하였다. 선박 시스템 튜브에 부착 된 용기의 최종 커넥터 부와 유출 흐름 하에서 안정적이었다. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55322/55322fig6large.jpg" target="_blank">보려면 여기를 클릭하십시오</a>이 그림의 더 큰 버전. <img alt="애니메이션 그림 1" src="/files/ftp_upload/55322/55322vid1.jpg" /> 애니메이션 그림 1 : 설계 혈관을 통해 혈류 흐름의 데모. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55322/55322RSM_Engineered_Vessel_Perfusion.mp4" target="_blank">이 동영상을 보려면 여기를 클릭하십시오. (다운로드 마우스 오른쪽 버튼으로 클릭합니다.)</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td></td><td></td><td colspan="2"> 작은 </td><td colspan="2"> 중간의 </td><td colspan="2"> 큰 </td></tr><tr><td rowspan="3"> 반지 </td><td> 탄성 계수 (kPa의) </td><td> 13.6 ± 2.25 </td><td rowspan="3"> (N = 6) </td><td> 14.5 ± 1.2 </td><td rowspan="3"> (N = 3) </td><td> 17.2 ± 2.2 </td><td rowspan="3"> (N = 4) </td></tr><tr><td> 최대 인장 강도 (K아빠) </td><td> 34.5 ± 10.2 </td><td> 39.6 ± 2.98 </td><td> 50.9 ± 10.6 </td></tr><tr><td> 실패 강도 (kPa의) </td><td> 34.5 ± 10.2 </td><td> 39.6 ± 2.98 </td><td> 50.9 ± 10.6 </td></tr><tr><td rowspan="3"> 선박 </td><td> 탄성 계수 (kPa의) </td><td> 49.7 ± 2.80 </td><td rowspan="3"> (N = 3) </td><td> 59.8 ± 3.90 </td><td rowspan="3"> (N = 2) </td><td> 79.8 ± 10.1 </td><td rowspan="3"> (N = 2) </td></tr><tr><td> 궁극적 인 인장 강도 (kPa의) </td><td> 115 ± 6.90 </td><td> 137 ± 12.0 </td><td> 192 ± 86.9 </td></tr><tr><td> 실패 강도 (kPa의) </td><td> 96.2 ± 12.2 </td><td> 60.7 ± 12.1 </td><td> 173 ± 92.2 </td></tr></tbody></table> 표 1 : 조정 링과 선박의 인장 특성.

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Scaling of Engineered Vascular Grafts Using 3D Printed Guides and the Ring Stacking Method

확장 가능한 설계 혈관 임상 적용 가능성을 향상시킬 것입니다. 쉽게 상당한 3D 인쇄 가이드 사용, 혈관 평활근의 고리가 생성되었고, 혈관 이식을 형성, 튜브형 형태로 쌓여있다. 이식 단순히 3D 인쇄 된 안내서의 크기를 변화시킴으로써 인간 동맥 치수의 범위를 만족하는 크기로 할 수있다.

3D 인쇄 가이드 및 반지 스태킹 방법을 사용하여 엔지니어링 혈관 이식의 크기 조정

Coronary artery disease remains a leading cause of death, affecting millions of Americans. With the lack of autologous vascular grafts available, ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Bioengineering

8.3K 조회수.  Wayne State University.  확장 가능한 설계 혈관 임상 적용 가능성을 향상시킬 것입니다. 쉽게 상당한 3D 인쇄 가이드 사용, 혈관 평활근의 고리가 생성되었고, 혈관 이식을 형성, 튜브형 형태로 쌓여있다. 이식 단순히 3D 인쇄 된 안내서의 크기를 변화시킴으로써 인간 동맥 치수의 범위를 만족하는 크기로 할 수있다. 

비디오: Scaling of Engineered Vascular Grafts Using 3D Printed Guides and the Ring Stacking Method

Engineering Biological-Based Vascular Grafts Using a Pulsatile Bioreactor

Much effort has been devoted to develop and advance the methodology to regenerate functional small-diameter arterial bypasses. In the physiological environment, both mechanical and chemical stimulation are required to maintain the proper development and functionality of arterial vessels1,2.
Bioreactor culture systems developed by our group are designed to support vessel regeneration within a precisely controlled chemo-mechanical environment mimicking that of native vessels. Our bioreactor assembly and maintenance procedures are fairly simple and highly repeatable3,4. Smooth muscle cells (SMCs) are seeded onto a tubular polyglycolic acid (PGA) mesh that is threaded over compliant silicone tubing and cultured in the bioreactor with or without pulsatile stimulation for up to 12 weeks. There are four main attributes that distinguish our bioreactor from some predecessors. 1) Unlike other culture systems that simulate only the biochemical surrounding of native blood vessels, our bioreactor also creates a physiological pulsatile environment by applying cyclic radial strain to the vessels in culture. 2) Multiple engineered vessels can be cultured simultaneously under different mechanical conditions within a controlled chemical environment. 3) The bioreactor allows a mono layer of endothelial cells (EC) to be easily coated onto the luminal side of engineered vessels for animal implantation models. 4) Our bioreactor can also culture engineered vessels with different diameter size ranged from 1 mm to 3 mm, saving the effort to tailor each individual bioreactor to fit a specific diameter size. 
The engineered vessels cultured in our bioreactor resemble native blood vessels histologically to some degree. Cells in the vessel walls express mature SMC contractile markers such as smooth muscle myosin heavy chain (SMMHC)3. A substantial amount of collagen is deposited within the extracellular matrix, which is responsible for ultimate mechanical strength of the engineered vessels5. Biochemical analysis also indicates that collagen content of engineered vessels is comparable to that of native arteries6. Importantly, the pulsatile bioreactor has consistently regenerated vessels that exhibit mechanical properties that permit successful implantation experiments in animal models3,7. Additionally, this bioreactor can be further modified to allow real-time assessment and tracking of collagen remodeling over time, non-invasively, using a non-linear optical microscopy (NLOM)8. To conclude, this bioreactor should serve as an excellent platform to study the fundamental mechanisms that regulate the regeneration of functional small-diameter vascular grafts.

Our group has developed a bioreactor culture system that mimics the physiological pulsatile stresses of the cardiovascular system to regenerate implantable small-diameter vascular grafts.

타악기 생물 반응기를 사용하여 생물 공학 기반 혈관의 이식

Much effort has been devoted to develop and advance the methodology to regenerate functional small-diameter arterial bypasses. In the physiological ...

연구

생체공학

Rapid and Low-cost Prototyping of Medical Devices Using 3D Printed Molds for Liquid Injection Molding

Biologically inert elastomers such as silicone are favorable materials for medical device fabrication, but forming and curing these elastomers using traditional liquid injection molding processes can be an expensive process due to tooling and equipment costs. As a result, it has traditionally been impractical to use liquid injection molding for low-cost, rapid prototyping applications. We have devised a method for rapid and low-cost production of liquid elastomer injection molded devices that utilizes fused deposition modeling 3D printers for mold design and a modified desiccator as an injection system. Low costs and rapid turnaround time in this technique lower the barrier to iteratively designing and prototyping complex elastomer devices. Furthermore, CAD models developed in this process can be later adapted for metal mold tooling design, enabling an easy transition to a traditional injection molding process. We have used this technique to manufacture intravaginal probes involving complex geometries, as well as overmolding over metal parts, using tools commonly available within an academic research laboratory. However, this technique can be easily adapted to create liquid injection molded devices for many other applications.

We have devised a method for low-cost and rapid prototyping of liquid elastomer rubber injection molded devices by using fused deposition modeling 3D printers for mold design and a modified desiccator as a liquid injection system.

액상 사출 성형을위한 3D 인쇄 금형을 사용하여 의료 기기의 신속하고 저렴한 프로토 타이핑

Biologically inert elastomers such as silicone are favorable materials for medical device fabrication, but forming and curing these elastomers using ...

Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring

The development of Tissue Engineered Vessels (TEVs) is advanced by the ability to routinely and effectively implant TEVs (4-5 mm in diameter) into a large animal model. A step by-step protocol for inter-positional placement of the TEV and real-time digital assessment of the TEV and native carotid arteries is described here. In vivo monitoring is made possible by the implantation of flow probes, catheters and ultrasonic crystals (capable of recording dynamic diameter changes of implanted TEVs and native carotid arteries) at the time of surgery. Once implanted, researchers can calculate arterial blood flow patterns, invasive blood pressure and artery diameter yielding parameters such as pulse wave velocity, augmentation index, pulse pressures and compliance. Data acquisition is accomplished using a single computer program for analysis throughout the duration of the experiment. Such invaluable data provides insight into TEV matrix remodeling, its resemblance to native/sham controls and overall TEV performance in vivo.

Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring

A step-by-step protocol for the inter-positional placement of Tissue Engineered Vessels (TEVs) into the carotid artery of a sheep using end-to-end anastomosis and real-time digital assessment in vivo until animal sacrifice.

티슈 엔지니어링 혈관 이식 및 이후의 이식을위한 수술 기법<em&gt; 생체</em&gt; 모니터링

The development of Tissue Engineered Vessels (TEVs) is advanced by the ability to routinely and effectively implant TEVs (4-5 mm in diameter) into a large ...

Athymic Rat Model for Evaluation of Engineered Anterior Cruciate Ligament Grafts

Anterior cruciate ligament (ACL) rupture is a common ligamentous injury that often requires surgery because the ACL does not heal well without intervention. Current treatment strategies include ligament reconstruction with either autograft or allograft, which each have their associated limitations. Thus, there is interest in designing a tissue-engineered graft for use in ACL reconstruction. We describe the fabrication of an electrospun polymer graft for use in ACL tissue engineering. This polycaprolactone graft is biocompatible, biodegradable, porous, and is comprised of aligned fibers. Because an animal model is necessary to evaluate such a graft, this paper describes an intra-articular athymic rat model of ACL reconstruction that can be used to evaluate engineered grafts, including those seeded with xenogeneic cells. Representative histology and biomechanical testing results at 16 weeks postoperatively are presented, with grafts tested immediately post-implantation and contralateral native ACLs serving as controls. The present study provides a reproducible animal model with which to evaluate tissue engineered ACL grafts, and demonstrates the potential of a regenerative medicine approach to treatment of ACL rupture.

Animal models are important tools for the evaluation of tissue-engineered grafts. This paper presents the protocol for preparing an electrospun biodegradable polymer graft for use in anterior cruciate ligament tissue engineering, as well as a surgical protocol for implantation in a rat model.

엔지니어링 전방 십자 인대 이식의 평가 흉선 쥐 모델

Anterior cruciate ligament (ACL) rupture is a common ligamentous injury that often requires surgery because the ACL does not heal well without ...

Engineering 3D Cellularized Collagen Gels for Vascular Tissue Regeneration

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. Collagen has been extensively used for a wide range of biomedical applications and is considered a valid alternative to synthetic materials due to its inherent biocompatibility (i.e., low antigenicity, inflammation, and cytotoxic responses). However, the limited mechanical properties and the related low hand-ability of collagen gels have hampered their use as scaffold materials for vascular tissue engineering. Therefore, the rationale behind this work was first to engineer cellularized collagen gels into a tubular-shaped geometry and second to enhance smooth muscle cells driven reorganization of collagen matrix to obtain tissues stiff enough to be handled.
The strategy described here is based on the direct assembling of collagen and smooth muscle cells (construct) in a 3D cylindrical geometry with the use of a molding technique. This process requires a maturation period, during which the constructs are cultured in a bioreactor under static conditions (without applied external dynamic mechanical constraints) for 1 or 2 weeks. The &#8220;static bioreactor&#8221; provides a monitored and controlled sterile environment (pH, temperature, gas exchange, nutrient supply and waste removal) to the constructs. During culture period, thickness measurements were performed to evaluate the cells-driven remodeling of the collagen matrix, and glucose consumption and lactate production rates were measured to monitor the cells metabolic activity. Finally, mechanical and viscoelastic properties were assessed for the resulting tubular constructs. To this end, specific protocols and a focused know-how (manipulation, gripping, working in hydrated environment, and so on) were developed to characterize the engineered tissues.

In this work, we present a technique for the rapid fabrication of living vascular tissues by direct culturing of collagen, smooth muscle cells and endothelial cells. In addition, a new protocol for the mechanical characterization of engineered vascular tissues is described.

혈관 조직 재생을위한 엔지니어링 3D Cellularized 콜라겐 젤

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. ...

Engineered 3D Silk-collagen-based Model of Polarized Neural Tissue

Despite huge efforts to decipher the anatomy, composition and function of the brain, it remains the least understood organ of the human body. To gain a deeper comprehension of the neural system scientists aim to simplistically reconstruct the tissue by assembling it in vitro from basic building blocks using a tissue engineering approach. Our group developed a tissue-engineered silk and collagen-based 3D brain-like model resembling the white and gray matter of the cortex. The model consists of silk porous sponge, which is pre-seeded with rat brain-derived neurons, immersed in soft collagen matrix. Polarized neuronal outgrowth and network formation is observed with separate axonal and cell body localization. This compartmental architecture allows for the unique development of niches mimicking native neural tissue, thus enabling research on neuronal network assembly, axonal guidance, cell-cell and cell-matrix interactions and electrical functions.

Insight into the complex actions of the brain requires advanced research tools. Here we demonstrate a novel silk-collagen-based 3D engineered model of neural tissue resembling brain-like architecture. The model can be used to study neuronal network assembly, axonal guidance, cell-cell interactions and electrical activity.

편광 신경 조직의 엔지니어링 3D 실크 콜라겐 기반 모델

Despite huge efforts to decipher the anatomy, composition and function of the brain, it remains the least understood organ of the human body. To gain a ...

Fabrication of Custom Agarose Wells for Cell Seeding and Tissue Ring Self-assembly Using 3D-Printed Molds

Engineered tissues are being used clinically for tissue repair and replacement, and are being developed as tools for drug screening and human disease modeling. Self-assembled tissues offer advantages over scaffold-based tissue engineering, such as enhanced matrix deposition, strength, and function. However, there are few available methods for fabricating 3D tissues without seeding cells on or within a supporting scaffold. Previously, we developed a system for fabricating self-assembled tissue rings by seeding cells into non-adhesive agarose wells. A polydimethylsiloxane (PDMS) negative was first cast in a machined polycarbonate mold, and then agarose was gelled in the PDMS negative to create ring-shaped cell seeding wells. However, the versatility of this approach was limited by the resolution of the tools available for machining the polycarbonate mold. Here, we demonstrate that 3D-printed plastic can be used as an alternative to machined polycarbonate for fabricating PDMS negatives. The 3D-printed mold and revised mold design is simpler to use, inexpensive to produce, and requires significantly less agarose and PDMS per cell seeding well. We have demonstrated that the resulting agarose wells can be used to create self-assembled tissue rings with customized diameters from a variety of different cell types. Rings can then be used for mechanical, functional, and histological analysis, or for fabricating larger and more complex tubular tissues.

This protocol describes a platform for fabricating self-assembled tissue rings in variable sizes using a customized 3D-printed plastic mold. PDMS negatives are cured in the 3D-printed mold; then agarose is cast in the cured PDMS negatives. Cells are seeded into the resulting agarose wells where they aggregate into tissue rings.

셀 시드를 위한 사용자 지정 Agarose 우물 및 자기 조립 금형 3D 인쇄를 사용 하 여 조직 반지 제작

Engineered tissues are being used clinically for tissue repair and replacement, and are being developed as tools for drug screening and human disease ...

3D Printed Porous Cellulose Nanocomposite Hydrogel Scaffolds

This work demonstrates the use of three-dimensional (3D) printing to produce porous cubic scaffolds using cellulose nanocomposite hydrogel ink, with controlled pore structure and mechanical properties. Cellulose nanocrystals (CNCs, 69.62 wt%) based hydrogel ink with matrix (sodium alginate and gelatin) was developed and 3D printed into scaffolds with uniform and gradient pore structure (110-1,100 &#181;m). The scaffolds showed compression modulus in the range of 0.20-0.45 MPa when tested in simulated in vivo conditions (in distilled water at 37 &#176;C). The pore sizes and the compression modulus of the 3D scaffolds matched with the requirements needed for cartilage regeneration applications. This work demonstrates that the consistency of the ink can be controlled by the concentration of the precursors and porosity can be controlled by the 3D printing process and both of these factors in return defines the mechanical properties of the 3D printed porous hydrogel scaffold. This process method can therefore be used to fabricate structurally and compositionally customized scaffolds according to the specific needs of patients.&#160;

The three critical steps of this protocol are i) developing the right composition and consistency of the cellulose hydrogel ink, ii) 3D printing of scaffolds into various pore structures with good shape fidelity and dimensions and iii) demonstration of the mechanical properties in simulated body conditions for cartilage regeneration.

3D 인쇄 다공성 셀 루 로스 나노 하이드로 겔 건설 기계

This work demonstrates the use of three-dimensional (3D) printing to produce porous cubic scaffolds using cellulose nanocomposite hydrogel ink, with ...

Simultaneous Quantification of Selected Kynurenines Analyzed by Liquid Chromatography-Mass Spectrometry in Medium Collected from Cancer Cell Cultures

The kynurenine pathway and the tryptophan catabolites called kynurenines have received increased attention for their involvement in immune regulation and cancer biology. An in vitro cell culture assay is often used to learn about the contribution of different tryptophan catabolites in a disease mechanism and for testing therapeutic strategies. Cell culture medium that is rich in secreted metabolites and signaling molecules reflects the status of tryptophan metabolism and other cellular events. New protocols for the reliable quantification of multiple kynurenines in the complex cell culture medium are desired to allow for a reliable and quick analysis of multiple samples. This can be accomplished with liquid chromatography coupled with mass spectrometry. This powerful technique is employed in many clinical and research laboratories for the quantification of metabolites and can be used for measuring kynurenines.
Presented here is the use of liquid chromatography coupled with single quadrupole mass spectrometry (LC-SQ) for the simultaneous determination of four kynurenines, i.e., kynurenine, 3-hydroxykynurenine, 3-hydroxyanthranilic, and xanthurenic acid in the medium collected from in vitro cultured cancer cells. SQ detector is simple to use and less expensive compared to other mass spectrometers. In the SQ-MS analysis, multiple ions from the sample are generated and separated according to their specific mass-to-charge ratio (m/z), followed by the detection using a Single Ion Monitoring (SIM) mode.
This paper draws the attention on the advantages of the reported method and indicates some weak points. It is focused on critical elements of LC-SQ analysis including sample preparation along with chromatography and mass spectrometry analysis. The quality control, method calibration conditions and matrix effect issues are also discussed. We described a simple application of 3-nitrotyrosine as one analog standard for all target analytes. As confirmed by experiments with human ovary and breast cancer cells, the proposed LC-SQ method&#160;generates reliable results and can be further applied to other in vitro cellular models.

Described here is a protocol for the determination of four different tryptophan metabolites generated in the kynurenine pathway (kynurenine, 3-hydroxykynurenine, xanthurenic acid, 3-hydroxyanthranilic acid) in the medium collected from cancer cell cultures analyzed by liquid chromatography coupled with a single quadrupole mass spectrometry.

암 세포 배양에서 수집된 매체에서 액체 크로마토그래피 질량 분광법에 의해 분석된 선택된 Kynurenines의 동시 정량화

The kynurenine pathway and the tryptophan catabolites called kynurenines have received increased attention for their involvement in immune regulation and ...

Evaluation of Left Ventricular Structure and Function using 3D Echocardiography

Three-dimensional (3D) quantification of the left ventricle (LV) provides significant added value in terms of diagnostic accuracy and precise risk stratification in various cardiac disorders. Recently, 3D echocardiography became available in routine cardiology practice; however, high-quality image acquisition and subsequent analysis have a steep learning curve. The present article aims to guide the reader through a detailed 3D protocol by presenting tips and tricks and also by highlighting the potential pitfalls to facilitate the widespread but technically sound use of this important technique concerning the LV. First and foremost, we show the acquisition of a high-quality 3D dataset with optimal spatial and temporal resolution. Then, we present the analytical steps toward a detailed quantification of the LV by using one of the most widely applied built-in software. We will quantify LV volumes, sphericity, mass and also systolic function by measuring ejection fraction and myocardial deformation (longitudinal and circumferential strain). We will discuss and provide clinical examples about the essential scenarios where the transition from a conventional echocardiographic approach to a 3D-based quantification is highly recommended.

In this article, we provide a step-by-step acquisition and analysis protocol for the volumetric assessment and speckle-tracking analysis of the left ventricle by 3D echocardiography, particularly focusing on practical aspects that maximize the feasibility of this technique.