The work was supported by EU through project FP7-PEOPLE-212-ITN 316832-OLIMPIA, 
Telethon - Italy (grants GGP12033 and GGP14022), Fondazione Cariplo (grant ID 2013-0738).

광활성 기판 1. 준비 <ol><li> P3HT 준비 : PCBM 솔루션 : 클로로 벤젠 (1 W / W 1) 20g / L의 P3HT 농도. 60 ℃에서 적어도 4 시간 동안 자석 교반기와 용액을 혼합한다. 각각의 기판이 제조 될 때까지 용액을 150 μL의 부피를 고려한다. </li><li> 청소 ITO 코팅 유리 슬라이드 초음파기에 탈 물, 아세톤 및 이소프로판올의 연속 욕조 (R S = 10 Ω / 평방, 18 × 18 mm 2, 두께 170 μm의) (각 단계에 대한 10 분). 질소 총을 커버 슬립을 건조. 10 분 동안 100 W의 전력으로 플라즈마 클리너의 샘플을 넣습니다. </li><li> 스핀 코팅을 통해 기판에 세정 활성층의 박막을 증착. <ol><li> 다이아몬드 팁, ITO 코팅 된 기판의 동일한 측 방향 치수 현미경 유리 슬라이드 (≈ 두께 1mm)를 자른다. 핫 플레이트에서 PCBM 솔루션을하고 주위 온도로 냉각 보자 P3HT를 제거합니다. </li><li> 두 번째 설정EPS 스핀 코터 프로그램 : I) 800 rpm에서 30 초; ⅱ) 1,600 rpm에서 30 초. 스핀 코터의 척에 슬라이드를 삽입하고 그것을 해결하기 위해 진공을 시작합니다. ITO 코팅 된면이 위쪽을 향하게하여 슬라이드에 아세톤 드롭 한 후 청소 기판을 넣습니다. 과량의 아세톤을 제거하는 스핀 코터의 회전을 시작합니다. </li><li> 기판 상 PCBM 용액을 다시 스핀 코터 (1.3.2에 설명 된 것과 동일한 프로토콜을 사용하여) 시작 : P3HT 150 μL 넣어. </li><li> 스핀 코터를 완료 한 후, 샘플을주의 깊게 제거하고 유리 슬라이드에서 코팅 된 기판을 분리. 아세톤에 담근 클린 룸 면봉 기판의 뒷면을 청소합니다. 주 : 사용까지 광활성 기판은 어두운 박스에서 몇 일 동안 저장 될 수있다. 오랜 기간 동안, 불활성 가스와 글러브 박스에 보관하십시오. </li></ol></li></ol> 세포 배양 매체 및 전기 생리학 솔루션 2. 준비 <ol><li> 전체 성장 매체 (CGM)에 대한 준비HEK-293 세포 : 둘 베코 이글의 중간 열 불 활성화되지 10 % 소 태아 혈청 (FBS), 100 U / ㎖ 페니실린 및 100 μg의가 / ml의 스트렙토 마이신이 보충 된 (DMEM)을 수정. 4 ℃에서 0.2 ㎛의 여과 시스템 및 저장 매체와 살균. </li><li> (135)의 NaCl, 5.4의 KCl, 5 HEPES, 10 포도당, 1.8 염화칼슘 2, 1의 MgCl 2 : 초순수 (MM의 농도)의 세포 외 솔루션을 준비합니다. NaOH로 7.4으로 산도를 조정합니다. 4 ° C에서 0.2 μm의 여과 시스템 및 저장소와 솔루션을 소독. </li><li> (MM의 농도) 세포 내 초순수 용액 준비 : (12)의 KCl, 125 K 글루코 네이트를, 1의 MgCl 2, 0.1 염화칼슘 2, 10 EGTA, 10 HEPES, 10 ATP-나 2. ATP-나 2 열 구분합니다 마지막에 추가합니다. NaOH로 7.4으로 산도를 조정합니다. -20 ℃에서 0.2 ㎛의 여과 시스템을 가진 용액, 1 mL의 분취 액 튜브 저장 살균. </li></ol> 3. 도금 HEK-293 세포활성 기판에 <ol><li> 유리 비커 알루미늄 또는 밀폐 된 배양 접시로 덮고 멸균 2 시간 동안 120 ℃의 오븐에 넣어의 광활성 기판을 놓습니다. 이후이 순간부터, 멸균 조건에서 모든 작업을 수행 할 수 있습니다. 멸균 후드에 샘플을 넣고 그들이 진정하자. </li><li> 코트 접착층과 광활성 기판 표면의 소수성을 감소 및 세포 부착을 촉진하기 위해. <ol><li> P35 페트리 접시에서 활성 기판 또는 6 멀티 웰 플레이트를 놓습니다. 공액 고분자 층의 소수성을 감안할 때, 폴리 디메틸 실록산 (PDMS)을 잘 샘플을 수정하고 솔루션을 제한 할 수 있습니다. <ol><li> 점성 슬러리를 얻었다 유리막 1 비율 : 10 PDMS와 촉매를 혼합한다. </li><li> 각 웰의 절반을 커버하기에 충분한 양의 분배, 멀티 웰 플레이트 (6)에 슬러리를 붓는다. </li><li> 실온에서 PDMS 중합 기다립니다. </li><li> obta에 대한 중간에 경화 된 PDMS를 잘라중합체 샘플의 동일한 크기의 사각형 모양 ining. </li><li> 적어도 30 분 동안 70 %의 에탄올 - 물 혼합물에 침지하여 PDMS 웰 멸균. </li></ol></li><li> 잘 PDMS를 사용하는 경우, 웰 세포 배양 한 후 PDMS를 제거 할 때, 전체 층의 박리를 방지하기 위해, 뾰족한 핀셋 웰의 전체 국경 광활성 층을 긁어. </li><li> 피브로넥틴 용액 (PBS에 2 ㎎ / ℓ)을 각각의 샘플의 전체 표면을 커버. PDMS 잘 (:의 15x15 mm 2 잘 명확면)을 사용하는 경우 샘플 당 500-750 μL 사이의 볼륨은 충분합니다. 잘 PDMS없이 피브로넥틴 용액을 약 2 ㎖의 샘플을 완전히 젖어 필요한; 솔루션을 추가하는 동안 기판이 부유하지 않음을주의하십시오. 적어도 1 시간 동안 37 ℃에서 샘플을 배양한다. </li><li> 유리 피펫 피브로넥틴 용액을 제거하고 PBS 용액으로 2 회 세척 하였다. </li></ol></li><li> 경기 수15,000 세포 / 완전 성장 배지에서 2 cm의 밀도 피브로넥틴 처리 된 샘플들에 HEK-293 세포를 먹었다. 사용 잘 PDMS, 그렇지 않으면 2 ~ 3 ml의 CGM의 필요, 각 샘플에 대해 CGM의 750-1,000 μL의 볼륨을 사용합니다. 24-48 시간 동안 CO 2, 37 ℃에서 세포를 배양한다 5 %. </li></ol> 4. 광 자극 프로토콜 및 전기 생리 측정 <ol><li> thermalize 37 ℃의 물을 욕조에 세포 외 용액을 넣어; 세포 내 솔루션을 해동 34 게이지 바늘로 1 ML의 주사기에 넣어와 ATP의 저하를 방지하기 위해 얼음과 접촉을 유지. </li><li> 조심스럽게 PDMS를 제거 잘 존재하는 경우, 인큐베이터에서 세포 코팅 된 기판을 가져 가라. 유리 피펫으로 성장 배지를 제거하고 세포 외 용액과 샘플을 헹군다. 세포 분리를 피하기 위해 천천히 진행. </li><li> 세포 외 solutio와 전기 생리학 단말기의 샘플 홀더에 넣어 장치n 및 기준 전극. 풀러와 패치 클램프 신선한 유리 마이크로 피펫을 준비합니다 (이상적인 저항하는 범위 2-4 MΩ이다). 세포 내 용액을 피펫의 절반을 작성하고이를 미세 조작기에 탑재합니다. </li><li> 장치에 패치를 건강한 세포를 찾습니다. 광활성 기판의 불필요한 자극을 피하기 위해, 현미경 일루미네이터 앞에 장파장 통과 필터 (예를 들어, 절단 파장 λ = 750 nm의 가시광 흡수 중합체를 사용할 수있다)를 배치하는, 이미징 IR 조명을 사용한다. </li><li> 선택된 셀을 패치 현미경 (도 1)의 형광의 여기 경로를 통해 샘플에 빛을 제공하여 광 자극에 대한 바람직한 프로토콜을 적용한다. 패치 - 클램프 프로토콜의 상세한 설명은 레퍼런스 20에서 찾을 수있다. <ol><li> 마이크로 미터 매니퓰레이터와 세포막에 근접 패치 피펫을 위치. 위치 동안 overpressur 적용순서대로 피펫에 E는 팁에 먼지 부착을 방지 할 수 있습니다. 피펫은 셀 위의 몇 미크론해야한다. </li><li> 패치 제어 소프트웨어에 피펫 저항을 제어하면서 세포막 피펫을 향해 하강 시작. 피펫 저항은 대략 1 MΩ 증가되면 피펫 및 세포막 사이에 기가 시일을 형성하기 위해, 부드러운 흡입을인가하면서, 피펫에서 과압을 제거 (즉, 측정 된 저항이 1 GΩ보다 큰 값으로 증가한다) . </li><li> 봉인을 안정화하기 위해 전위 (HEK293 -40의 잠재력을 셀 MV를 사용할 수 있습니다) 휴식 예상 세포에 가까운 피펫에 부정적인 잠재력을 적용합니다. 인해 패치 증폭기 및 / 또는 패치 제어 소프트웨어에 대하여 명령 피펫 커패시턴스 용량 과도를 보상한다. </li><li> 짧고 강렬한 흡입 펄스를인가함으로써 세포질에 전기적 접속을 허용하는 멤브레인을 깰피펫에. 세포막 전위를 추적 (세포 내로 주입없이 전류, 즉 I = 0) 전류 클램프 모드 패치 증폭기를 설정한다. 셀 가능성이 안정되어 있는지 확인하기 위해 몇 분 정도 기다립니다. </li><li> 셀에 원하는 조명 프로토콜을 적용하고, 막 전위에 대한 영향을 기록한다. 주 : 조명 현미경 구조에 따라, 하부 또는 상부로부터 하나의 샘플로 전달 될 수있다. <ol><li> 물론 활성 물질에 의해 흡수되어 여기 파장을 선택; P3HT의 경우 : PCBM 블렌드 4백50에서 6백까지 nm의 범위에서 파장이 사용될 수있다. 적합한 광 여기 밀도는 10 ~ 100 mW의 범위 / mm 2이다. 참고 : 결과 (10 ~ 20 밀리 초 이하) 빛의 짧은 펄스를 셀의 일시적인 탈분극에 장시간 조명하면서 빛이 꺼질 때까지 지속 과분극이 관찰된다 (밀리 초 이상 펄스 수백). </li></ol></li&gt; </ol></li></ol>

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P., Bezanilla, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Infrared+light+excites+cells+by+changing+their+electrical+capacitance.">Infrared light excites cells by changing their electrical capacitance.</a> Nat. Commun. 3 (736), 1-10 (2012).</li><li>Duke, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transient+and+selective+suppression+of+neural+activity+with+infrared+light.">Transient and selective suppression of neural activity with infrared light.</a> Sci. Rep. 3 (2600), 1-8 (2013).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

셀의 광 자극이 주로 감광성 중합체의 선택, 열 살균 파라미터, 광 강도와 자극 시간 염려 체외 대한보고 프로토콜의 중요한 단계. P3HT : 그것은 좋은 시간과 전기 화학적 안정성을 보장하기 때문에 PCBM 박막, 여기에 선정되었다. 그러나, 하나는 모든 감광성 중합체는 조명에보다 구체적으로, (22)를 아날로그 성능을 제공 할 수 있음을 주목해야한다. 또한,이 때의 파라미터는 중합체 광전자 상당한 기능 저하로 연결되지 않는 열 살균을 선택; 그러나주의 경우 살균 법 또는 열처리 매개 변수 변경, 즉, 중합체 특성에 대한 가능한 효과를주의 깊게 평가되어야한다. 또, 공지 된 예를 들면, UV 노광이 빠르게 인해 접합 손실 비가역 중합체 표백 열화로 연결된다. 또한, 다른 어닐링온도 및 시간은, 전하 수송 특성에 부정적인 영향으로, 중합체 표면의 서로 다른 형태 적 순서로 이어질 수있다. 광 여기 프로토콜의 매개 변수는주의 깊게뿐만 아니라 평가되어야한다 : 100 mW의 / ㎠, 및 / 또는 장기간 자극 위의 여기 밀도가 쉽게 폴리머 저하 및 photostimulation 프로토콜의 실패로 이어질 수 있습니다. 표면 PCBM : 프로토콜의 또 다른 중요한 단계 인해 P3HT의 높은 소수성 정도, 단백질 접착층의 사용에있다. 더 접착층 생체 고분자 계면 세포 시딩 증식의 실현에 이용되지 않는 경우에 심각한 손상 될 수도있다. 전술 한 바와 같이 중요하고 제약 조건 내에서, 그러나,보고 된 프로토콜은 직설적 실험 특정 요구 및 목적에 따라, 수정 될 수있다. 기타 안정, 빛에 민감한 폴리머는 여러 COM에서, 7 찾을 수 있습니다상용 공급 업체 또는 적절하게 새로운 화합물을 합성. 이것은 적색 및 NIR 영역에 걸쳐 청색으로부터, 상이한 여기 파장의 사용을 허용한다. 또한, 상기 중합체 증착 기술은 스핀 코팅 용도에 한정되지 않는다. 실제로, 양호한 균일 성 및 적합한 막 두께를 확보하는 다른 방법은 이러한 잉크젯 인쇄, 스프레이 코팅, 또는 세포 성장 미디어와 살균 방법의 장기간 접촉의 효과를 블레이 딩 같이 고찰 할 수있는 각각의 새로운 재료로서 평가되어야 고려. 단백질 접착층의 사용은 여기에보고 된, 고분자 표면, 피브로넥틴 용도 위에 좋은 세포 배양 물을 수득 할 필요가 있더라도, 강제적이 아니다. 다른 접착 단백질 층은 또한 성장 세포주에 따라 사용될 수있다 (21) 예를 들면, 신경 세포는 일반적으로 폴리 -L- 라이신 층에서 배양된다. 마지막으로, 조명 프로토콜은 SP 변경하도록 구성 될 수있다ecific 요구 파장, 스폿 크기, 전력 여진 밀도, 자극 지속 시간 및 주파수, 광 입사 방향의 관점에서 (또는 기판으로부터 전해조에서). 간략하게 전술 한 바와 같이, 그러나, 프로토콜 파라미터의 정의로부터 고려 경우 케이스에 많이 다를 수 중합체 광 흡수 범위 가능한 열화 효과를 고려해야한다. 약간의 빛에 민감한 폴리머의 제한된 시간과 전기 화학적 안정성은 실제로 기술의 주요 한계를 나타냅니다. 또한, 임의의 추가적인 정제없이 상업적 중합체의 사용으로 인해 상이한 순도 정도로 다른 물질의 배치, 중 결과의 반복성에 한정되는 경우에 발생할 수있다. 우리는 또한 CSPP 프로토콜의 phototransduction 효과의 기지에서 정확한 메커니즘은 아직 더 밝혀과 특징으로 할 필요가 있음을 알 수 있습니다. 열, 전기 및 화학 산도아마도 다른 생물학적 모델에서 다른 범위에서, 참여 enomena 있습니다. 완전한 이해는 완전히 기술을 악용하는 열쇠가 될 것입니다. 생체 내 응용 프로그램의 경우에 특히이 거의 제어되지 될 수 있기 때문에, 특히, 열 - 중재 현상의 발생은, 기술의 제한으로 검토되어야하며, 로컬 과열 영향들을 초래할 수있다. 열 전도성 경로의 적절한 기술에 의해 세포 외 환경에서의 열 확산을 제어하는​​ 목적으로 디바이스의 특정 구현은 기술의 전체 착취 다음 미래에 필요한 계시 것이다. 문헌에서, 세포 및 조직의 온도 매개 된 자극을위한 광 펄스를 사용하는 다른 기술은, 시험관 내 및 생체 내 모두를 찾을 수있다. 이러한 연구들에있어서, 물에 의한 IR 레이저 빔의 흡수는 일반적으로 전달기구로서 사용된다. 23-25을 적외선에 대해서는신경 자극, CSPP기구는 특히 체외 실험을 위해, 별개의 이점을 갖는다. 그 자극은 표준 형광 현미경의 여진 경로에 의해 제공 될 수 있도록 CSPP가 가시 범위 및 중등도의 빛에 기초한다. 반대로, 흡수율은, 제제에 근접 micromanipulated 광파이버 같은 외부 소스를 통해 샘플로 전달되어야한다 (주로 약 1.45 ㎛ 내지 1.93 ㎛의) IR에서의 파장을 필요로하는 표준의 광 트레인 보낸 현미경은 이러한 파장에서 사용될 수 없다. CSPP의 경우, 레이저 스캐닝 시스템뿐만 아니라, 공간 광 변조기로 얻어진 광 패턴이 가장 직접적 현미경의 광학 트레인에 연결될 수있다. 이러한 방식으로, 유기 반도체를 기반으로 기판 photostimulation 것이 가능 모두 높은 시간적으로 독립적으로 시야에서 여러 세포 자극을 수득 할 수있다<html> 차 공간 해상도. 광 자극에 대한 또 다른 가치가 높은 대안은 세포에서 유전자 광활성 프로브의 타겟팅 표현을 기반으로, 유전 적 방법에 의해 제공됩니다. Optogenetics은 모두 자극과 전기적 활동을 억제하고, 유전자 관심의 특정 뇌 영역의 특정 하위 집단을 대상으로 할 수 있습니다, mW / mm 2의 수십의 범위에서 일반 조명의 강도로, 현재 전례없는 시간과 공간 해상도를 제공합니다. 그러나, 여전히 해결해야 할 몇 가지 문제점을 제시한다. 특히, 안전 유전자 발현을위한 바이러스의 사용과 관련된 문제, 특히 인간에서, 안정되고 통제 장기 이종 단백질 발현의 업적은 여전히​​ 큰 문제를 나타낸다. CSPP 기술은 유전자 전달에 대한 필요성, 및 생체 응용에 특히 적합하다 모든 관련된 안전성 문제를 회피 할 수있다. jove_content &quot;&gt; 전부, CSPP 방법은 침습적 아니므하지만, 쉽게 기존의 전기 생리 작업 스테이션에 결합 될 수 있고, 그것은 단지 레이저 소스 또는 유전 형질을 필요로하지 않는다. 내인성 photostimulation 기술에 대하여 여러 가지 장점을 제공한다 높은 공간 및 시간 선택도를 유지. 이러한 이유로, CSPP는 약속을 보유하는 것은 체외 조사 신경 과학의 상호 보완적인 도구가 될, 그리고 생체 응용 프로그램에 새로운 관점을 엽니 다. 그러나, 재료 과학, 물리학, 공학에서 큰 노력 지역 사회는, 수정 최적화하고 완벽하게 기술을 악용하는 데 필요한 다가오는 년에 예상된다.

정확한 공간 및 시간 해상도를 갖는 세포 활성을 조작 할 가능성이 신경 과학 연구 및 신경 및 정신 장애의 치료에있어서 중요한 방법을 나타낸다. (1) 전통적인 방법은 근접 또는 접촉 위치 된 전극을 이용하여 세포의 전기 자극에 기초 (생체 내 뇌 조직, 단일 셀, 셀룰러 네트워크, 뇌 조각) 다른 복잡성이 될 수있는 대상 시스템, 2. 과거 세기 동안에는, 패치 클램프, 금속 기판 전극 일체형의 사용은 생리학 및 단일 뉴런 및 신경 네트워크의 작동 메커니즘의 병태 생리의 상세한 그림을 제공했다. 그러나, 전기 자극은 중요한 제한에서 겪고있다. 첫번째 인해 쉽게 적응 될 수없는 고정 된 전극 및 그들의 형상의 물리적 치수에 일반적으로 열악한 공간 분해능에 관한 것이다생체 조직 같은 복잡한 조직 시스템. 또한, 전극 임피던스 자극 및 기록 시스템 사이의 크로스 토크 (cross-talk)의 관련 문제는 측정의 최종 신호 대 잡음비를 저하 할 수있다. (3) 한편, 자극 광의 사용은 많은 한계를 극복하는 데 도움이 될 전기 접근. 우선, 그것이 가능한 특정 세포 유형 또는 서브 셀 구획을 대상으로 만들고, 전례없는 공간 (&lt;1 ㎛) 및 시간 해상도 (&lt;1 밀리 초)를 제공한다. 그것은 관심의 조직과 물리적 접촉을 방지하고 녹화에서 자극을 disentangles 때문에 또한 그것은 매우 비 침습적이다. 또한, 광 강도와 파장 모두 정확하게 조절 될 수 있고, 따라서 다양한 자극 프로토콜을 적용 할 수있다. 3,4 그러나 동물 세포의 대부분은 광에 특정 감도를 제시하지 않는다. 광학 stimulatio을위한 몇 가지 전략N 따라서, 어느 근처 또는 셀들 내에 감광 분자 매개체를 이용하거나, 상기 셀에 가까운 외부에 배치 된 광활성 소자를 이용하는 제안되어있다. 전 카테고리가 표시 또는 적외선 (IR​​) 등을 통해 자극뿐만 아니라, 광분해 / 광 이성화 화합물 또는 감광성 고분자 액추에이터 (optogenetics)의 유전 적 표현 중 하나를 사용하는 등의 내생 적 메커니즘을 의미한다. 후자의 클래스는 무기 나노 / 마이크로 입자 또는 감광 실리콘 기판의 사용에 의해 달성 외인성 자극하기위한 기술을 포함한다. 5 역시, 이러한 모든 시스템들은 밝은 측면과 단점이있다. 특히, 가시 범위에서 세포의 내인성 흡수 약하고을 안정적이며, 반응성 산소 종의 발생을 수반하는 세포에 유해 할 수있다. 일반적으로, IR은 흡습에 의한 로컬 열 유도 가열을 위해 사용되지만, 물 흡광 계수는 따라서 성을 필요로하는 작고표준 현미경 광학을 통해 제공 할 및 생체 응용 프로그램에 대한 안전 문제를 일으킬 수 어렵다 (수십에서 W / mm 2의 수백) 룽 적외선. 한편, 광 스위칭 caging 화합물은 시간 제한 동작을 종종 인해 제한된 조직 침투를 제공하기 어렵다 UV 광을 필요로한다. 또한 그들은 조명 영역 외부 광분해에 따라 활성화 된 화합물의 확산 문제를 겪고 있습니다. 마지막으로, optogenetic 도구는 특정 세포 모집단 및 하위 구획을 대상으로 과학자를 허용하고 신속하게 신경 과학적 연구의 핵심 기술 중 하나로 부상하고있다. 그러나, 바이러스 성 벡터를 통해 외래 DNA 세그먼트를 삽입하는 것은 특히 인간 환자에 채택의 관점에서, 중요한 안전 문제를 제기한다. 이러한 이유로 5, 6, 세포 광학 조작 할 수있는 새로운 재료와 장치에 대한 연구는 매우 뜨거운 주제입니다. 최근, 새로운효율적으로 세포의 전기적 활성도 조절에 광 자극 형질 도입 할 감광 공액 폴리머의 사용에 기초한 접근법이 제안되었다. 7 그들은, 생체 적합성 부드럽고 컨 포멀하고 기계적 유연성은 조직과 친밀한 인터페이스를 할 수 있습니다, 그들은 가시 광선 영역에서 빛을 본질적으로 구분 : 폴리머 광 여기에 의한 세포 자극 (CSPP는) 기술은 전형적인 유기 반도체의 많은 주요-수 있도록 기능을 이용 시험관 내 및 생체 8-10 둘. 그 외에도, 그들은 쉽게 더 나은 프로빙과 능력을 감지, 특정 여기 수 있도록 살아있는 세포와 인터페이스에 적응하고 작용 될 수있다. (11, 12)는 또한, 그들은 조합에 이상적, 이온 수송뿐만 아니라 전자 지원 전자 광고 생물학. 흥미롭게 13,14, 이들은 외부 바이어스 F를 적용 할 필요가 없도록, 광전지 모드에서 작업 할또는 효율적인 세포 광 자극. (15) CSPP 기술의 신뢰도는 이전 차 뉴런 15,16 아스트로 17 이차 전지 라인 (18) 및 이식 된 망막 조직을 포함하여, 몇몇 시스템에서 입증되었다.이 연구에서 16 필요한 단계는 감광 바이오 폴리머를 제조하는데 시험관 시스템의 광 자극에 대한 인터페이스 (19)가 상세하게 설명된다. 역할을 전자 공여체로서 기능 연구의 경우, 지역과 일반 폴리 (3- 헥 실티 오펜)의 전형적인 유기 PV 블렌드 (RR-P3HT), 및 페닐 C61 - 뷰티 산 메틸 에스테르 (PCBM)뿐만 전자 수용체가 사용된다. 생물학적 시스템으로, 인간 배아 신장 (HEK-293) 세포를 사용한다. 전기 생리 학적 측정을 통해 세포 활동의 상대적으로 기록 photostimulation 프로토콜의 예를 제공한다. 기술 플랫폼그러나 일반적으로 유효하며, 용이하게 적절히 세포 배양 프로토콜 변경 요청 절차와 시간을 도금함으로써, 서로 다른 세포 유형 ((제대로 용액 제조 방법 및 증착 변수를 조정함으로써) 다른 공액 중합체의 용도로 확장 될 수있다 세포 파종 및 확산) 및 다른 자극 프로토콜 (빛의 파장, 자극 빈도 및 기간, 광 여기 밀도)를 참조하십시오.

<table><tbody><tr><td>rr-P3HT</td><td>Sigma Aldrich</td><td>698989-5G</td><td></td></tr><tr><td>ITO-coated substrates</td><td>Nano-CS</td><td>IT10300100</td><td></td></tr><tr><td>Fibronectin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>F1141</td><td></td></tr><tr><td>chlorobenzene</td><td>Sigma Aldrich</td><td>319996</td><td></td></tr><tr><td>PCBM</td><td>Nano-C</td><td>Nano-CPCBM-BF</td><td></td></tr><tr><td>acetone&amp;nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>270725</td><td></td></tr><tr><td>isopropyl alcohol</td><td>Sigma Aldrich</td><td>563935</td><td></td></tr><tr><td>HEK cells</td><td>LGC standards srl</td><td>ATCC-CRL-1573</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H0887</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P5244</td><td></td></tr><tr><td>E-MEM</td><td>LGC standards srl</td><td>ATCC-30-2003</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E8008-</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>LGC standards srl</td><td>ATCC-30-2020</td><td></td></tr></tbody></table>

optical control of living cells electrical activity by conjugated polymers

Hybrid interfaces between organic semiconductors and living tissues represent a new tool for in-vitro and in-vivo applications. In particular, conjugated polymers display several optimal properties as substrates for biological systems, such as good biocompatibility, excellent mechanical properties, cheap and easy processing technology, and possibility of deposition on light, thin and flexible substrates. These materials have been employed for cellular interfaces like neural probes, transistors for excitation and recording of neural activity, biosensors and actuators for drug release. Recent experiments have also demonstrated the possibility to use conjugated polymers for all-optical modulation of the electrical activity of cells. Several in-vitro study cases have been reported, including primary neuronal networks, astrocytes and secondary line cells. Moreover, signal photo-transduction mediated by organic polymers has been shown to restore light sensitivity in degenerated retinas, suggesting that these devices may be used for artificial retinal prosthesis in the future. All in all, light sensitive conjugated polymers represent a new approach for optical modulation of cellular activity.
In this work, all the steps required to fabricate a bio-polymer interface for optical excitation of living cells are described. The function of the active interface is to transduce the light stimulus into a modulation of the cell membrane potential. As a study case, useful for in-vitro studies, a polythiophene thin film is used as the functional, light absorbing layer, and Human Embryonic Kidney (HEK-293) cells are employed as the biological component of the interface. Practical examples of successful control of the cell membrane potential upon stimulation with light pulses of different duration are provided. In particular, it is shown that both depolarizing and hyperpolarizing effects on the cell membrane can be achieved depending on the duration of the light stimulus. The reported protocol is of general validity and can be straightforwardly extended to other biological preparations.

세포는 P3HT에 쉽게 배양 할 수 있습니다 : PCBM 기판 (설명 프로토콜의 단계 3.2에서 사용되는 피브로넥틴 같은) 적절한 접착 층이 증착되는 것을 제공했다. P3HT : 가시 스펙트럼의 녹색 부분 PCBM 광 흡수 피크; 그러나 다른 감광 공액 중합체는 바람직한 photostimulation 파장 범위 (도 2)에 따라, 선택 될 수있다. . PCBM 막이 도시되어 이들 기판의 생체 적합성은 단지 세포주 뉴런 (15) 및 성상 세포의 일차 배양 물과 같은 HEK-293과 같은 18,21하지만 17 P3HT 배양 건강 HEK-293 세포의 전형적인 현미경으로 입증되었다 도 3. 광활성 기판에 의해 매개되는 세포의 광 자극은 빛 자극 지속 기간에 따라 세포막에 다른 효과가 발생할 수있다. (18)를 광 펄스의 개시시에,(3 MV의 강도 및 약 1 밀리 초 지속 기간의) 고속 스파이크 세포막 전위 기록 (도 4)에서 관찰 될 수있다. 이 신호는 활성 물질에 전하를 발생시켜 중합체 / 전해질 계면의 충전 용량에 기인한다. 이러한 초기 빠른 급상승 후 (약 1 MV의 강도와 수십 밀리 정도의 지속 시간)이 과도 탈분극 셀 (도 4)에서 관찰된다. 빛이 꺼져로 빛의 짧은 펄스를 들어, 반대 행동이 관찰된다. 이 신호는 다음의 광 흡수로 인해 로컬 가열 막의 커패시턴스의 변화에​​ 기인하고있다. 장시간 조명 그러나 광 펄스 동안 초기 탈분극 세포 과분극 (도 5)로 변한다. 이 현상이있다열적 기원을 획득하지만,이 경우 그것은 의한 온도 상승에 의해 유도 된 이온 채널 전도도 변화에 막 평형 전위의 변화에​​ 관한 것이다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/53494/53494fig1.jpg" /> 광활성 기판의도 1의 스케치. 셀룰러 광 자극에 사용되는 광활성 인터페이스는 ITO 코팅 된 유리 기판 상에 증착 된 유기 반도체 박막으로 이루어진다. 그것은 적절한 접착층 (예를 들어, 피브로넥틴)로 처리 한 후 세포는 장치 표면에 직접 성장시킬 수있다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53494/53494fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/53494/53494fig2.jpg" /> 그림 2. Absorp<html> 기판의 일부 투명성을 유지하면서 상이한 중합체의 공액 기 스펙트럼. 유기 반도체 박막의 사용은 여기 파장에서 큰 가변성을 허용 할 수있다. 예를 들어, 일반적으로 태양 전지에 사용되는 다른 공액 고분자의 흡수 스펙트럼은보고있다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53494/53494fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/53494/53494fig3.jpg" /> 도 광활성 기판 3. HEK-293 세포를 배양 하였다. 24 시간 인큐베이션 후 광활성 기판의 표면 상에 배양 된 HEK-293 세포의 현미경 사진 전형적인. 스케일 바, 20 μm의. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53494/53494fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> 1 &quot;&gt; :&quot;유지 - together.within 페이지 = FO &quot;e_content <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/53494/53494fig4.jpg" /> 20 밀리 광 펄스와 HEK-293 세포의 자극도 4 광학. 광의 20 밀리 초 펄스에 의해 유발되는 HEK-293 세포의 막 전위의 변동. 빛의 개시시의 초기 빠른 스파이크는 펄스 동안 셀의 탈분극 따른다. 빛이 꺼져으로 반대 행동이 관찰된다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53494/53494fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 5" src="/files/ftp_upload/53494/53494fig5.jpg" /> 200 밀리 광 펄스와 HEK-293 세포의 자극도 5 광학. 변형 광의 200 밀리 초 펄스에 의해 유발되는 HEK-293 세포의 막전위. 짧은 ILLUM 관찰 초기 탈분극ination은 장시간 조명의 밀리 초 수십 후 세포의 과분극로 변신 일시적인 현상입니다. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53494/53494fig5large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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Optical Control of Living Cells Electrical Activity by Conjugated Polymers

공액 고분자에 의해 세포를 전기적 활동을 생활의 광 제어

A method for stimulation of in-vitro cell cultures electrical activity with visible light, based on the use of organic semiconducting polymers is described.

Hybrid interfaces between organic semiconductors and living tissues represent a new tool for in-vitro and in-vivo applications. In particular, conjugated ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Bioengineering

7.5K 조회수.  Istituto Italiano di Tecnologia. A method for stimulation of in-vitro cell cultures electrical activity with visible light, based on the use of organic semiconducting polymers is described.

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An Optogenetic Method to Control and Analyze Gene Expression Patterns in Cell-to-cell Interactions

Cells should respond properly to temporally changing environments, which are influenced by various factors from surrounding cells. The Notch signaling pathway is one of such essential molecular machinery for cell-to-cell communications, which plays key roles in normal development of embryos. This pathway involves a cell-to-cell transfer of oscillatory information with ultradian rhythms, but despite the progress in molecular biology techniques, it has been challenging to elucidate the impact of multicellular interactions on oscillatory gene dynamics. Here, we present a protocol that permits optogenetic control and live monitoring of gene expression patterns in a precise temporal manner. This method successfully revealed that intracellular and intercellular periodic inputs of Notch signaling entrain intrinsic oscillations by frequency tuning and phase shifting at the single-cell resolution. This approach is applicable to the analysis of the dynamic features of various signaling pathways, providing a unique platform to test a functional significance of dynamic gene expression programs in multicellular systems.

Here, we present a protocol to analyze cell-to-cell transfer of oscillatory information by optogenetic control and live monitoring of gene expression. This approach provides a unique platform to test a functional significance of dynamic gene expression programs in multicellular systems.

제어 하 고 셀 상호 작용에서 유전자 표현 패턴을 분석 하는 Optogenetic 메서드

Cells should respond properly to temporally changing environments, which are influenced by various factors from surrounding cells. The Notch signaling ...

연구

유전학

Monitoring the Effects of Illumination on the Structure of Conjugated Polymer Gels Using Neutron Scattering

We demonstrate a protocol to effectively monitor the gelation process of a high concentration solution of conjugated polymer both in the presence and absence of white light exposure. By instituting a controlled temperature ramp, the gelation of these materials can be precisely monitored as they proceed through this structural evolution, which effectively mirrors the conditions experienced during the solution deposition phase of organic electronic device fabrication. Using small angle neutron scattering (SANS) and ultra-small angle neutron scattering (USANS) along with appropriate fitting protocols we quantify the evolution of select structural parameters throughout this process. Thorough analysis indicates that continued light exposure throughout the gelation process significantly alters the structure of the ultimately formed gel. Specifically, the aggregation process of poly(3-hexylthiophene-2,5-diyl) (P3HT) nano-scale aggregates is negatively affected by the presence of illumination, ultimately resulting in the retardation of growth in conjugated polymer microstructures and the formation of smaller scale macro-aggregate clusters.

A protocol for the analysis of gels formed from the optoelectronic conjugated polymer poly(3-hexylthiophene-2,5-diyl) (P3HT) using small and ultra-small angle neutron scattering in both the presence and absence of illumination is presented.

중성자 산란을 사용 하 여 활용 된 중합체 젤의 구조에 조명 효과 모니터링

We demonstrate a protocol to effectively monitor the gelation process of a high concentration solution of conjugated polymer both in the presence and ...

화학

Fabrication of Polymer Microspheres for Optical Resonator and Laser Applications

This paper describes three methods of preparing fluorescent microspheres comprising &#960;-conjugated or non-conjugated polymers: vapor diffusion, interface precipitation, and mini-emulsion. In all methods, well-defined, micrometer-sized spheres are obtained from a self-assembling process in solution. The vapor diffusion method can result in spheres with the highest sphericity and surface smoothness, yet the types of the polymers able to form these spheres are limited. On the other hand, in the mini-emulsion method, microspheres can be made from various types of polymers, even from highly crystalline polymers with coplanar, &#960;-conjugated backbones. The photoluminescent (PL) properties from single isolated microspheres are unusual: the PL is confined inside the spheres, propagates at the circumference of the spheres via the total internal reflection at the polymer/air interface, and self-interferes to show sharp and periodic resonant PL lines. These resonating modes are so-called "whispering gallery modes" (WGMs). This work demonstrates how to measure WGM PL from single isolated spheres using the micro-photoluminescence (&#181;-PL) technique. In this technique, a focused laser beam irradiates a single microsphere, and the luminescence is detected by a spectrometer. A micromanipulation technique is then used to connect the microspheres one by one and to demonstrate the intersphere PL propagation and color conversion from coupled microspheres upon excitation at the perimeter of one sphere and detection of PL from the other microsphere. These techniques, &#181;-PL and micromanipulation, are useful for experiments on micro-optic application using polymer materials.

Protocols for the synthesis of microspheres from polymers, the manipulation of microspheres, and micro-photoluminescence measurements are presented.

광 공진기 및 레이저 응용을위한 고분자 미소 구의 제조

This paper describes three methods of preparing fluorescent microspheres comprising &#960;-conjugated or non-conjugated polymers: vapor diffusion, ...

공학

Preparation of Liquid Crystal Networks for Macroscopic Oscillatory Motion Induced by Light

A strategy based on doped liquid crystalline networks is described to create mechanical self-sustained oscillations of plastic films under continuous light irradiation. The photo-excitation of dopants that can quickly dissipate light into heat, coupled with anisotropic thermal expansion and self-shadowing of the film, gives rise to the self-sustained deformation. The oscillations observed are influenced by the dimensions and the modulus of the film, and by the directionality and intensity of the light. The system developed offers applications in energy conversion and harvesting for soft-robotics and automated systems.
The general method described here consists of creating free-standing liquid crystalline films and characterizing the mechanical and thermal effects observed. The molecular alignment is achieved using alignment layers (rubbed polyimide), commonly used in the display manufacturing industry. To obtain actuators with large deformation, the mesogens are aligned and polymerized in a splay/bend configuration, i.e., with the director of the liquid crystals (LCs) going gradually from planar to homeotropic through the film thickness. Upon irradiation, the mechanical and thermal oscillations obtained are monitored with a high-speed camera. The results are further quantified by image analysis using an image processing program.

The goal of the protocol is to create liquid crystalline polymer films that can mechanically oscillate under continuous light irradiation. We describe in great detail the conception of free-standing films, from the liquid crystal alignment method to the photo-actuation. The experimental protocol applied to prepare this material is broadly applicable.

빛에 의해 유도 된 거시적인 진동 모션 액정 네트워크의 준비

A strategy based on doped liquid crystalline networks is described to create mechanical self-sustained oscillations of plastic films under continuous ...

Conventional BODIPY Conjugates for Live-Cell Super-Resolution Microscopy and Single-Molecule Tracking

Single molecule localization microscopy (SMLM) techniques overcome the optical diffraction limit of conventional fluorescence microscopy and can resolve intracellular structures and the dynamics of biomolecules with ~20 nm precision. A prerequisite for SMLM are fluorophores that transition from a dark to a fluorescent state in order to avoid spatio-temporal overlap of their point spread functions in each of the thousands of data acquisition frames. BODIPYs are well-established dyes with numerous conjugates used in conventional microscopy. The transient formation of red-shifted BODIPY ground-state dimers (DII) results in bright single molecule emission enabling single molecule localization microscopy (SMLM). Here we present a simple but versatile protocol for SMLM with conventional BODIPY conjugates in living yeast and mammalian cells. This procedure can be used to acquire super-resolution images and to track single BODIPY-DII states to extract spatio-temporal information of BODIPY conjugates. We apply this procedure to resolve lipid droplets (LDs), fatty acids, and lysosomes in living yeast and mammalian cells at the nanoscopic length scale. Furthermore, we demonstrate the multi-color imaging capability with BODIPY dyes when used in conjunction with other fluorescent&#160;probes. Our representative results show the differential spatial distribution and mobility of BODIPY-fatty acids and neutral lipids in yeast under fed and fasted conditions. This optimized protocol for SMLM can be used with hundreds of commercially available BODIPY conjugates and is a useful resource to study biological processes at the nanoscale far beyond the applications of this work.&#160;

Conventional BODIPY conjugates can be used for live-cell single-molecule localization microscopy (SMLM) through exploitation of their transiently forming, red-shifted ground state dimers. We present an optimized SMLM protocol to track and resolve subcellular neutral lipids and fatty acids in living mammalian and yeast cells at the nanoscopic length scale.

라이브 셀 슈퍼 분해능 현미경 및 단일 분자 추적을 위한 기존의 BODIPY 접합체

Single molecule localization microscopy (SMLM) techniques overcome the optical diffraction limit of conventional fluorescence microscopy and can resolve ...

생화학

Design and Implementation of an Automated Illuminating, Culturing, and Sampling System for Microbial Optogenetic Applications

Optogenetic systems utilize genetically-encoded proteins that change conformation in response to specific wavelengths of light to alter cellular processes. There is a need for culturing and measuring systems that incorporate programmed illumination and stimulation of optogenetic systems. We present a protocol for building and using a continuous culturing apparatus to illuminate microbial cells with programmed doses of light, and automatically acquire and analyze images of cells in the effluent. The operation of this apparatus as a chemostat allows the growth rate and the cellular environment to be tightly controlled. The effluent of the continuous cell culture is regularly sampled and the cells are imaged by multi-channel microscopy. The culturing, sampling, imaging, and image analysis are fully automated so that dynamic responses in the fluorescence intensity and cellular morphology of cells sampled from the culture effluent are measured over multiple days without user input. We demonstrate the utility of this culturing apparatus by dynamically inducing protein production in a strain of Saccharomyces cerevisiae engineered with an optogenetic system that activates transcription.

We designed a continuous culturing apparatus for use with optogenetic systems to illuminate cultures of microbes and regularly image cells in the effluent with an inverted microscope. The culturing, sampling, imaging, and image analysis are fully automated so that dynamic responses to illumination can be measured over several days.

미생물 Optogenetic 애플리케이션을위한 설계 및 자동화 일루미, 배양 및 샘플링 시스템의 구현

Optogenetic systems utilize genetically-encoded proteins that change conformation in response to specific wavelengths of light to alter cellular ...

생체공학

Optical Control of a Neuronal Protein Using a Genetically Encoded Unnatural Amino Acid in Neurons

Photostimulation is a noninvasive way to control biological events with excellent spatial and temporal resolution. New methods are desired to photo-regulate endogenous proteins expressed in their native environment. Here, we present an approach to optically control the function of a neuronal protein directly in neurons using a genetically encoded unnatural amino acid (Uaa). By using an orthogonal tRNA/aminoacyl-tRNA synthetase pair to suppress the amber codon, a photo-reactive Uaa 4,5-dimethoxy-2-nitrobenzyl-cysteine (Cmn) is site-specifically incorporated in the pore of a neuronal protein Kir2.1, an inwardly rectifying potassium channel. The bulky Cmn physically blocks the channel pore, rendering Kir2.1 non-conducting. Light illumination instantaneously converts Cmn into a smaller natural amino acid Cys, activating Kir2.1 channel function. We express these photo-inducible inwardly rectifying potassium (PIRK) channels in rat hippocampal primary neurons, and demonstrate that light-activation of PIRK ceases the neuronal firing due to the outflux of K+ current through the activated Kir2.1 channels. Using in utero electroporation, we also express PIRK in the embryonic mouse neocortex in vivo, showing the light-activation of PIRK in neocortical neurons. Genetically encoding Uaa imposes no restrictions on target protein type or cellular location, and a family of photoreactive Uaas is available for modulating different natural amino acid residues. This technique thus has the potential to be generally applied to many neuronal proteins to achieve optical regulation of different processes in brains. The current protocol presents an accessible procedure for intricate Uaa incorporation in neurons in vitro and in vivo to achieve photo control of neuronal protein activity on the molecular level.

Here, a procedure to selectively activate a neuronal protein with a short pulse of light by genetically encoding a photo-reactive unnatural amino acid into a target neuronal protein expressed in neurons in culture or in vivo is presented.

뉴런의 유전자 인코딩 된 부 자연스러운 아미노산을 사용하여 신경 세포 단백질의 광 제어

Photostimulation is a noninvasive way to control biological events with excellent spatial and temporal resolution. New methods are desired to ...

신경과학

Single-Cell Optical Action Potential Measurement in Human Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Cardiomyocytes

Conventional intracellular microelectrode techniques to quantify cardiomyocyte electrophysiology are extremely complex, labor intensive, and typically carried out in low throughput. Rapid and ongoing expansion of induced pluripotent stem cell (iPSC) technology presents a new standard in cardiovascular research and alternate methods are now necessary to increase throughput of electrophysiological data at a single cell level. VF2.1Cl is a recently derived voltage sensitive dye which provides a rapid single channel, high magnitude response to fluctuations in membrane potential. It possesses kinetics superior to those of other existing voltage indicators and makes available functional data equivalent to that of traditional microelectrode techniques. Here, we demonstrate simplified, non-invasive action potential characterization in externally paced human iPSC derived cardiomyocytes using a modular and highly affordable photometry system.

Here we describe optical acquisition and characterization of action potentials from induced pluripotent stem cell derived cardiomyocytes using a high-speed modular photometry system.

인간 유도 만능 줄기 세포 유래 심근 세포에서 단세포 광학 작용 잠재적 측정

Conventional intracellular microelectrode techniques to quantify cardiomyocyte electrophysiology are extremely complex, labor intensive, and typically ...

Reliably Engineering and Controlling Stable Optogenetic Gene Circuits in Mammalian Cells

Reliable gene expression control in mammalian cells requires tools with high fold change, low noise, and determined input-to-output transfer functions, regardless of the method used. Toward this goal, optogenetic gene expression systems have gained much attention over the past decade for spatiotemporal control of protein levels in mammalian cells. However, most existing circuits controlling light-induced gene expression vary in architecture, are expressed from plasmids, and utilize variable optogenetic equipment, creating a need to explore characterization and standardization of optogenetic components in stable cell lines. Here, the study provides an experimental pipeline of reliable gene circuit construction, integration, and characterization for controlling light-inducible gene expression in mammalian cells, using a negative feedback optogenetic circuit as a case example. The protocols also illustrate how standardizing optogenetic equipment and light regimes can reliably reveal gene circuit features such as gene expression noise and protein expression magnitude. Lastly, this paper may be of use for laboratories unfamiliar with optogenetics who wish to adopt such technology. The pipeline described here should apply for other optogenetic circuits in mammalian cells, allowing for more reliable, detailed characterization and control of gene expression at the transcriptional, proteomic, and ultimately phenotypic level in mammalian cells.

Reliably controlling light-responsive mammalian cells requires the standardization of optogenetic methods. Toward this goal, this study outlines a pipeline of gene circuit construction, cell engineering, optogenetic equipment operation, and verification assays to standardize the study of light-induced gene expression using a negative-feedback optogenetic gene circuit as a case study.

포유류 세포에서 안정적인 광유전학적 유전자 회로를 안정적으로 엔지니어링하고 제어합니다.

Reliable gene expression control in mammalian cells requires tools with high fold change, low noise, and determined input-to-output transfer functions, ...

Control of Cell Geometry through Infrared Laser Assisted Micropatterning

Micropatterning is an established technique in the cell biology community used to study connections between the morphology and function of cellular compartments while circumventing complications arising from natural cell-to-cell variations. To standardize cell shape, cells are either confined in 3D molds or controlled for adhesive geometry through adhesive islands. However, traditional micropatterning techniques based on photolithography and deep UV etching heavily depend on clean rooms or specialized equipment. Here we present an infrared laser assisted micropatterning technique (microphotopatterning) modified from Doyle et al. that can be conveniently set up with commercially available imaging systems. In this protocol, we use a Nikon A1R MP+ imaging system to generate micropatterns with micron precision through an infrared (IR) laser that ablates preset regions on poly-vinyl alcohol coated coverslips. We employ a custom script to enable automated pattern fabrication with high efficiency and accuracy in systems not equipped with a hardware autofocus. We show that this IR laser assisted micropatterning (microphotopatterning) protocol results in defined patterns to which cells attach exclusively and take on the desired shape. Furthermore, data from a large number of cells can be averaged due to the standardization of cell shape. Patterns generated with this protocol, combined with high resolution imaging and quantitative analysis, can be used for relatively high throughput screens to identify molecular players mediating the link between form and function.

The protocol presented here enables automated fabrication of micropatterns that standardizes cell shape to study cytoskeletal structures within mammalian cells. This user-friendly technique can be set up with commercially available imaging systems and does not require specialized equipment inaccessible to standard cell biology laboratories.

적외선 레이저 보조 마이크로패터닝을 통한 세포 지오메트리 제어

Micropatterning is an established technique in the cell biology community used to study connections between the morphology and function of cellular ...