This work was supported by the American Heart Association Scientist Development Grant and the Foundation for Anesthesia Education and Research (MLJ). We would like to thank Talaignair N. Venkatraman PhD for his assistance with magnetic resonance imaging.

윤리 성명 :이 프로토콜은 듀크 대학 기관 애니멀 케어 및 사용위원회에 의해 승인과 동물의 윤리적 사용에 대한 모든 지침을 다음되었습니다. 장비 1. 준비 <ol><li> 수술 전에 수술 도구를 압력솥. </li><li> 70 % 에탄올로 소독 정위 장치. </li><li> 물 목욕을 켜고 42 ℃에서 물 온도를 유지 </li><li> 0.4 ㎕의 당 0.075 U의 농도로 생리 식염수를 입력 IV-S의 클로스 트리 디움 콜라게나 제를 녹여. </li></ol> 이. 콜라게나 사출 모델 <ol><li> 마우스의 무게를. </li><li> 30 % O 70분의 2 % 해당 2에서 5 % 이소 플루 란과 유도 챔버에 마우스를 마취. 적절한 마취 마우스 호흡 초당 1로 둔화 약 2 분 후 신호를. </li><li> 30mm 20 G 정맥 내 카테터를 가진 기관을 삽관. </li><li> 에 카테터를 연결쥐 인공 호흡기와 기계적으로 30 %에서 1.6 % 이소 플루 란과 폐 환기 O 칠십분의이 825 ㎖를 전달 호흡량 분당 105 호흡의 속도 %의 N 2 .. </li><li> 전자 면도기로 두피를 면도. 마우스를 마취하고 삽관되면 면도 다른 작업 스테이션으로 이동하고 수술 벤치로 돌려 보냈다. </li><li> 정위 프레임에 머리를 고정하고, 기준점으로 관상 및 시상 모두 봉합 머리를 수준. </li><li> 눈에 안과 연고를 적용합니다. </li><li> 직장 온도 프로브를 삽입합니다. 물침대 순환 언더 바디를 사용하여 37.0 ± 0.2 ° C에서 직장 온도를 유지합니다. </li><li> 닦아 베타 딘과 수술 영역은 70 % 에탄올에 이어 3 번 반복합니다. </li><li> 1cm의 중간 선 두피 절개를하고 브레 그마를 노출 멸균 면봉으로 옆으로 골막을 닦으십시오. </li><li> 드릴 직경 1mm 버 구멍 2.2 mm는 위도 남아수냉식 드릴 브레 그마하는 ERAL. </li><li> 콜라 유리 병 5 배 회전, 0.5 ㎕의 콜라게나 솔루션 (정위 프레임에 부착) 25 G 바늘로 5 회 (마지막 세척 후 주사기에 콜라게나 솔루션의 0.5 μl를 남겨주세요) 0.5 μL 주사기를 씻어. </li><li> 버 구멍으로 바늘 끝을 정렬 한 후 주사기에서 0.1 μl를 추방하고 폐기 면도칼과 바늘 베벨을 닦으십시오. </li><li> 미세 조작기를 사용하여 피질에 깊은 바늘 3mm를 진행하고 30 초 동안 움직 둡니다. </li><li> 90 초에 0.4 μl를 주입한다. </li><li> 1 % 이소 플루 란을 줄이고 5 분 동안 바늘의 움직임을 둡니다. </li><li> 천천히 바늘을 철회. </li><li> 0.25 %의 부피 바카 인의 피하에 2 방울과 피부를 봉합 - 1을 적용합니다. </li><li> 이소 플루 란 기화기를 끄고 정위 프레임에서 마우스를 제거합니다. </li><li> 마우스는 이후 기관의 발관과 자연 환기를 복구 할 수 있습니다. </li><li> 깨끗한 케이지에 마우스를 반환하고 무료로 액세스 할 수 있도록음식과 물. </li></ol> 3.자가 혈액 주입 모델 <ol><li> 콜라게나 주입 모델의 2.11 - 2.1 단계를 따릅니다. </li><li> 30 G 50 μL 주사기에 멸균 생리 식염수 50 μl를 그립니다. </li><li> 70cm의 PE10 튜브 마이크로 리터 주사기를 연결합니다. </li><li> PE10 튜브에 완전히 해제 공기 튜브에 마이크로 리터 주사기에서 모든 생리 식염수를 추방. </li><li> 저장 과정 중에 염수 및 혈액의 혼합을 방지하기 위해 PE10 튜브 마이크로 리터 주사기 장치의 선단 개구에서 기포를 만들기 위해 아웃 1mm를 마이크로 리터 주사기의 피스톤을 당기. </li><li> 70 % 에탄올로 마우스의 말초 중앙 꼬리 동맥 영역을 닦아, 꼬리 끝 1 cm에 0.5 면도칼로 동맥을 잘라. </li><li> PE10 튜브 마이크로 리터 주사기 장치로 절단 꼬리에서 혈액의 40 μl를 수집합니다. 참고 : 헤파린 바늘, 튜브, 또는 마우스에 사용되지 않았는지 확인합니다. </li><li> 인제에 마이크로 리터 주사기를 부착ction의 펌프. </li><li> PE10 튜브의 단부에 27 G 바늘 캐 뉼러의 금속 부분을 연결하고, 정위 프레임에 미세 조작기에 바늘을 확보. </li><li> 27 G 바늘 밖으로 혈액의 2 μl를 추방하고 폐기 면도칼과 바늘 베벨을 닦으십시오. </li><li> 버 구멍으로 바늘 끝을 맞추고 피질에 깊은 바늘 3mm를 삽입합니다. </li><li> 분 당 2 μL의 비율로자가 혈액의 35 μl를 주입한다. </li><li> 1 % 이소 플루 란을 낮추고 10 분 동안 바늘의 움직임을 둡니다. </li><li> 30 초 이상 바늘을 철회. </li><li> 0.25 %의 부피 바카 인의 피하에 2 방울과 피부를 봉합 - 1을 적용합니다. </li><li> 이소 플루 란 기화기를 끄고 정위 프레임에서 마우스를 제거합니다. </li><li> 마우스 후속 발관과 자연 환기를 복구 할 수 있습니다. </li><li> 깨끗한 케이지에 마우스를 반환하고 음식과 물에 자유롭게 접근 할 수 있습니다. </li></ol> 4. 샴 운영 <ol><li> 콜라게나 사출 성형 및 직접 성형에 대해 동일한 절차를 따르바늘 삽입 후 주입하지 않고 제외 N 모델. </li></ol> 5. 수술 후 케어 <ol><li> 동물의 목 뒤쪽에서 수술의 저녁에 생리 식염수를 피하 0.5 ㎖를 주입한다. </li><li> 케이지의 바닥에 배치 된 작은 플라스틱 컵에 물과 젤 음식을 부드럽게 음식을 제공합니다. 을 7 일 동안 매일 음식을 교체합니다. </li><li> 을 7 일 동안 매일 체중 감소, 상처 치유 및 불편의 흔적을 확인합니다. </li><li> 보다 칠일 회복 간격이 요구되는 경우, 필요한 경우, 봉합사 제거는, (30 % O 70분의 2 % 년 N이 약 1 % 이소 플루 란) 광 흡입 마취 하에서 수행 될 수있다. </li></ol>

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Lei, Sheng, Wang, Lascola, Warner, and Laskowitz have no conflicts of interest to declare. James received grant funding by American Heart Association, National Institutes of Health, and Cephalogics.

치료에게 15-18을 약속을위한 전임상 연구 결과 큰 임상 시험을 부상에도 불구하고,이 무형 문화 유산의 결과를 개선하기 위해 입증 어떤 약물의 개입은없고, 치료는 크게지지가 남아있다. 수 치료의 목록은 transcriptomic 및 단백체 작품으로 높은 처리 기술에 의해 생성 될 수있다. 이 기술은 앞으로 잠재적 인 치료 목표에 대한 우리의 지식을 지속적으로 발전 유망한 표적의 뒤로 번역은 최고의 임상 관련 전임상 모델 19 ~ 22의 사용을 통해 조사 할 수도있다. 그들은 빠른 선택한 후보자의 처리, 생체 내에서 기계 장치의 검사, 투약의 저렴한 조사, 치료 창 및 임상 시험에게 23 ~ 25의 개발에 밀접한 관계가있는 다른 매개 변수를 허용하기 때문에 이러한 모델은 유용하다. 분명한 장점은 전임상 모델을 사용하여 존재하지만, 모델링은 가장 임상 적으로 관련성이 B에서 발생한다유타 물류 가능한 시스템을 사용할 수 있습니다. 모델 같은 영장류와 같은 &#39;높은&#39;주문 동물 존재하지만, 인간의 질병을 모델로 마우스의 사용은 병리학 적 메커니즘과 치료 효과를 조사에 저렴, 높은 처리량 및 강력한 기술을 제공합니다. 형질 전환 시스템을 통합하면 관련된 기계적인 경로와 세포 인구의 더 강력한 평가를 할 수 있습니다. 현재 두 쥐 모델은 일반적으로 사용됩니다 : 줄무늬 체자가 혈액 또는 콜라게나 주입. 두 모델은 다양하고 사용하기 쉬운, 다른 뇌졸중 모델을 기준으로합니다. 두 모델 모두 지역 대응의 평가를 허용하는 다른 뇌 영역 (26)에 무형 문화 유산을 유도 할 수있다; 혈종의 양을 제어하고, 중등도, 중증 손상의 평가를 위해 수 있도록 변경 될 수 있습니다; 및 관련 임상 생리학 (예., 혈압, 온도 등)을 제어 할 수있다. 마지막으로, 각 모델은 원래 개발 된 반면래트는 둘시기 형질 21,24,25,27 시스템의 사용을 허용하는 생쥐로 번역되었다. 각각의 무형 문화 유산의 완전히 다른 구성 요소를 나타냅니다 그러나, 각각의 모델은, 무형 문화 유산의 다양한 측면의 연구에 빌려 준다. 자가 혈액 주입은 뇌실질 내 혈액 노출에 대한 뇌의 반응을 다시 할 수 있습니다. 따라서, 초기 질량에 영향을 전단력, 가벼운 염증 변화, 세포 사멸, 혈액 흡수가 모두 10,28을 연구 할 수있다. 또한,이 모델에 최근 수정 혈종 확장 (29, 30)을 모방 할 수있는 능력에 성공. 그러나이 모델은 인간의 질병에있는 혈관 손상 및 / 또는 혈종의 확장 구성 요소를 호출하지 않습니다. 대조적으로, 콜라게나 제 주입은 혈관 파열의 요소, 초기 혈종 확장, 강화 된 신경 염증성 효과를 추가합니다. 분명 문제는이 염증 효과에 콜라게나 제의 인공적인 기여에 대한 존재하지만, 하드 E의 부족이있다이 31 vidence, 우리 자신 (출판되지 않은) 데이터를 분리해서 콜라게나 제는 세포 배양에 표시된 염증 반응을 유도하지 않는 것이 좋습니다. 절차 적 관점에서, 두 모델은 재현 효과를 얻을 수 있도록, 따라서 쉽게 알게되어, 미세 제한된 능력을 요구하고. 피해야 할 함정은 다음을 포함한다 : 1) 경질의 침입 또는 드릴 때 열 뇌 손상을 작성, 2) 또는 바늘 삽입과 심실 시스템의 침투를. 경막 손상이 주입 물 환류를 허용하고, 더 뇌실질 내 혈종 형성에 약간의 뇌 실내 주입의 결과. 또한, 치료는 새로 형성된 / 혈종 형성을 방해하지 않도록 바늘의 철수에주의해야합니다. 사망 생쥐의 특정 비율에 예상 할 수 있지만, 직접 혈종 크기 및 원하는 부상의 정도와 관련된다; 따라서,이 결과는 주입 물 부피 / 농도로 적정 될 수있다. 모든 모델과 마찬가지로, 프로tocols 특정 사업자에 의해 사용을 위해 최적화됩니다. 때문에 모든 생체 시스템에 내재 된 변동성에, 성공을위한 핵심 요소로 특정 모델의 경험은 아무리 강조해도 지나치지 않을 것입니다. 최적의 실험 모델을 선택하면 모델의 독특한 특성, 주어진 모델, 그 결과 통계 및 물류 요인 운영자의 경험은 모두 고려되어야한다.

뇌내 출혈 (ICH)는 고통받는 환자의 약 40~50% 30 일 1 ~ 죽어과 뇌 혈관 질환의 비교적 흔한 형태입니다. 불행하게도, 약간의 개선은 지난 20 년 2 이상 사망률을했다. 국민 건강 3의 연구소와 미국 심장 협회 (American Heart Association) 4에서 지침의 보고서는 병태 생리에 대한 이해를 확장하고 새로운 치료 방법의 대상을 개발하는 무형 문화 유산의 임상 적 모델을 개발의 중요성을 강조했다. 몇몇 모델은 인간의 ICH 5을 모방하기 위해 존재합니다. ICH의 병태 생리의 성숙 해지면 이해로서, 다양한 모델이 질환의 다양한 측면을 검사하는 데 사용될 수 있다는 것을 분명하게 하였다. 이전에 사용 된 모델은 쥐의 아밀로이드 혈관 병증 6, 뇌실질 microballoon 삽입과 인플레이션 7, 직접 동맥혈을 포함침투 8,9. 아밀로이드 혈관 병증에서 엽성 출혈은 형질 전환 마우스의 사용과 모델과 별개의 무형 문화 유산의 하위 유형을 대표하고있다. Microballoon 모델은 혈종 형성에서 급성 질량 효과를 모방하여 혈액의 존재로 두뇌의 세포 반응을 포착하는 데 실패. 마지막으로, 직접 동맥혈 침투는 대퇴 동맥에서 동맥 압력에 뇌 과목. 따라서,이 모델을 모방 동맥 압력과 혈액의 존재하지만, 작은 혈관의 파열에서 미세 혈관 부상으로 뇌를주지 않습니다. 또한,이 모델은 본질적으로 높은 변동성을 가지고 있습니다. 그들은 나이가 흥미롭게, 자발적으로 고혈압 쥐 (10)는 자연 무형 문화 유산을 개발한다. ICH 개발 후이 동물의 연구는 ICH에 인간을 걸리기 주요 동반 질환 중 하나의 존재에 질병을 모방 할 수 있습니다. 클로스 트리 디움 콜라게나 제 (11) 또는의 instrastiatal 주입의 다른 모델이 존재하지만, 줄무늬 체 주입utologous 전혈 (12)는 현재 가장 일반적인 두 가지 모델은 전임상 무형 문화 유산의 연구에 사용됩니다. ICH 모델 선택은 종의 선택 및 혈종 형성을 유도하는 방법을 포함 실험 질문의 목적에 기초하여야한다. 예를 들어, 돼지는 쥐에 비해 상대적으로 큰 백질 뇌의 볼륨이 큰 동물입니다. 따라서, 돼지 모델은 ICH 다음과 백질의 병태 생리를 연구하기에 적합합니다. 반면, 설치류의 뇌는 주로 회색 물질이지만, 형질 전환 시스템은 ICH 후 부상과 회복의 분자 메커니즘을 평가하기 위해 설치류 유용합니다. 각 모델에 앞서 실험에 고려되어야하는, 그 고유의 강점과 약점 (표 1)가 있습니다. 다음 프로토콜은 생쥐에서자가 혈액 및 콜라게나 제 주입 모델을 보여줍니다. 이러한 모델은 각각의 원래 쥐에서 개발 된 모델에서 번역에 의한 것13, 14 및 ICH 후 세포의 죽음과 관련된 분자 메커니즘을 탐구하기 위해 널리 사용되는 유전자 변형 기술의 사용을 허용한다. 두 사람의 ICH에서 분명히 다른 부상 메커니즘을 나타내고, 모두 행동 및 조직 학적 측정의 측면에서 완전히 다른 예상 결과가있다. 따라서, 특정 가설은 다른 통해 하나의 모델로 자신을 빌려 수 있지만, 많은 아이디어는 두 모델의 유효성 검사를 필요로 할 수있다. 콜라게나 제 및자가 혈액 주입 뇌출혈 모델의 특성을 표 1. 비교. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td style="width:197px;"></td><td style="width:80px;"> 콜라게나 제 주입 </td><td style="width:66px;"> 혈액 주입 </td></tr><tr><td style="width:197px;"> 사용의 용이성 </td><td style="width:80px;"> + + + </td><td style="width:66px;"> + + </td></tr><tr&gt; <td style="width:197px;"> 재현성 </td><td style="width:80px;"> + + </td><td style="width:66px;"> + + </td></tr><tr><td style="width:197px;"> 출혈의 크기 제어 </td><td style="width:80px;"> + + </td><td style="width:66px;"> + + + </td></tr><tr><td style="width:197px;"> 혈액의 역류 </td><td style="width:80px;"> + </td><td style="width:66px;"> + + </td></tr><tr><td style="width:197px;"> 인간의 질병을 시뮬레이션 </td><td style="width:80px;"> + </td><td style="width:66px;"> - </td></tr><tr><td style="width:197px;"> 간단 </td><td style="width:80px;"> + + </td><td style="width:66px;"> + + </td></tr><tr><td style="width:197px;"> 여러 종의 사용 </td><td style="width:80px;"> + + </td><td style="width:66px;"> + + </td></tr></tbody></table>

<table><tbody><tr><td>Stereotactic frame</td><td>Stoelting Co.</td><td>51603</td><td></td></tr><tr><td>Probe holder with corner clamp</td><td>Stoelting Co.</td><td>51631</td><td></td></tr><tr><td>Mini grinder</td><td>Power Glide</td><td>Model 60100002</td><td></td></tr><tr><td>0.5 &amp;mu;l syringe</td><td>Microliter</td><td>86259</td><td>25 G needle</td></tr><tr><td>5 &amp;mu;l syringe</td><td>Microliter</td><td>7637-01</td><td></td></tr><tr><td>30 G microliter syringe</td><td>Microliter</td><td>7762-03</td><td></td></tr><tr><td>Syringe pump</td><td>KD Scientific</td><td>Model 100</td><td></td></tr><tr><td>Heat therapy water pump</td><td>Gaymar Industries, Inc.</td><td>Model# TP650</td><td></td></tr><tr><td>Circulating waterbed</td><td>CMS Tool &amp;amp; Die, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rodent ventilator</td><td>Harvard Apparatus</td><td>Model 683</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane vaporizer</td><td>Drager</td><td>Vapor 19.1</td><td></td></tr><tr><td>Air flowmeter</td><td>Cole Parmer</td><td>Model PMR1-010295</td><td></td></tr><tr><td>Induction chamber</td><td></td><td></td><td>Self made</td></tr><tr><td>Otoscope</td><td>Welch Allyn</td><td>22820</td><td></td></tr><tr><td>Intravenous catheter</td><td>Becton-Dickinson</td><td>381534</td><td>20 G, 1.16 inch Insyte-W</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Baxter Healthcare Corporation</td><td>NDC10019-360-69</td><td></td></tr><tr><td>Collagenase Type IV-S</td><td>Sigma</td><td>C1889</td><td></td></tr><tr><td>Polyethylene tubing PE10</td><td>Becton-Dickinson</td><td>427401</td><td></td></tr><tr><td>27 G 1 1/4 inch needle</td><td>Becton-Dickinson</td><td>305136</td><td></td></tr><tr><td>Surgical scissors</td><td>Miltex</td><td>21-539</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Miltex</td><td>17-307</td><td></td></tr><tr><td>Needle holder</td><td>Boboz</td><td>RS-7840</td><td></td></tr><tr><td>Monofilament suture</td><td>Ethicon</td><td>8698</td><td>Size 5-0</td></tr><tr><td>Indicating controller</td><td>YSI</td><td>73ATD</td><td></td></tr></tbody></table>

intrastriatal injection of autologous blood or clostridial collagenase as murine models of intracerebral hemorrhage

뇌내 출혈 (ICH)은 뇌 혈관 질환의 일반적인 형태이며 중요한 병적 상태와 사망률과 관련이 있습니다. 지혈 및 혈전 제거하기위한 대규모 임상 시험의 효과적인 치료 실패의 부족은 ICH의 추가 메커니즘을 기반 조사의 필요성을 보여줍니다. 이 연구는 전임상 모델에서 제공하는 프레임 워크를 통해 수행 될 수있다. 대중적인 사용에서 두 쥐 모델은자가 전체 혈액이나 클로스 트리 디움 콜라게나 하나의 줄무늬 체 (기저핵) 주입이 (가) 있습니다. 이후, 각 모델은 ICH 관련된 명백하게 다른 병태 생리 학적 특징을 나타내는, 특정 모델의 사용은 연구 될 질병의 형태 정보에 기초하여 선택 될 수있다. 예를 들어,자가 혈액 주입은 가장 정확하게 뇌실질 내 혈액의 존재에 대한 뇌의 반응을 나타내며, 가장 밀접하게 엽성 출혈을 복제 할 수 있습니다. 클로스 트리 디움 콜라게나 제 주입은 가장 정확하게의를 나타냅니다쇼핑몰 용기 파열과 깊은 출혈의 혈종의 진화 특성. 따라서, 다른 혈종 형성, 신경 염증성 반응, 뇌부종 개발 및 신경 행동 결과의 각 모델 결과. 사칭 치료 적 개입의 견고성이 가장 두 모델을 사용하여 평가 될 수있다. 이 프로토콜에서 두 모델 모두,​​ 부상의 즉각적인 수술 시연, 조기 수술 후 관리 기술을 사용하여 무형 문화 유산의 유도가 입증된다. 두 모델 모두 재현 부상, 혈종의 볼륨 및 신경 행동 적자의 원인. 때문에 인간의 무형 문화 유산의 이질성으로, 다수의 전임상 모델은 철저하게 병태 생리 학적 메커니즘을 탐구하고 잠재적 인 치료 전략을 테스트하기 위해 필요합니다.

혈종의 확장 (그림 2) 발생으로, 콜라게나 제 주입 후 4 시간 -으로 인해 혈종 형성 (그림 1)의 차이로, 동측 회전이 즉시자가 혈액 주입 된 쥐에 대한 웨이크 업 후 (2) 내에 표시됩니다. 동측 회전의 부재는 큰 부상의 부재에 대한 문제를 제기한다. 첫 번째 게시물 부상 날, 두 모델의 마우스는 중요한 신경 학적 결손 (그림 3) 입증해야한다. 주사 후 24 시간에서 동측 반구 안정 혈종 볼륨 (그림 4) 표시; 또한, 주사​​ 후 24 시간에서 뇌 수분 함량은 콜라게나 제를 주입 마우스에서 79.8 + 0.34 % 및자가 혈액 주입 된 마우스에서 79.3 + 0.23 %가 될 것으로 예상한다. 콜라게나 주입 된 마우스의 25 %와자가 혈액 주입 된 마우스의 10 % 미만 - 치사율 (10) 사이에 발생할 것으로 예상한다. 때문에 혈종의 양, 대뇌 부종 및 increa에 피할 수없는 죽음줄무늬 체 주사 후 48 시간 - SED 두개 내 압력은 일반적으로 첫 24 시간 이내에 발생합니다. 72 시간 이후에 발생한 죽음은 종종 적절한 사후 상해 보험 (연화 된 음식과 물에 예. 준비 접속)와 피할 수있다. 기능 회복은 일반적으로자가 혈액 주입 마우스는 콜라게나 주입 된 쥐보다 훨씬 빠른 회복과 부상 2 일 우편으로 시작됩니다. <img alt="그림 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51439/51439fig1highres.jpg" width="500" /> 그림 1..자가 혈액 및 콜라게나 뇌출혈의 주입 모델을 비교하는 마우스 두뇌의 직렬 자기 공명 영상 35 μL의 왼쪽 줄무늬 체 주입자가 혈액 (A) 또는 0.075 U 유형 IV-S 클로스 트리 디움 콜라게나 제 (B)의를 통해 뇌출혈 유도 후 10~12주 이전 C57/BL6 남성 마우스, 시리얼 자기 공명 임노화는자가 혈액 주입 생쥐의 안정 혈종 형성에 비해 콜라게나 주입 생쥐의 혈종의 확장을 보여줍니다. 혈종의 양이 29.9 mm 1에서 3, 6, 및 12 시간 콜라게나 제 주입 후, 각각 7.0, 5.8, 1에서 3.2 mm 3, 6, 전체 혈액 주입 후 24 시간, 10.1, 23.1이며, 각각. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51439/51439fig1highres.jpg" target="_blank">를 보시려면 여기를 클릭하세요 이 그림의 더 큰 버전을 볼 수 있습니다.</a> <img alt="그림 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51439/51439fig2highres.jpg" width="500" /> . 마우스 그림 2 코너 회전 테스트 24 시간 후 뇌출혈 좌측 기저핵, 10 예상 동측 회전 반응의 존재에 줄무늬 체 콜라게나 제 주입 후 즉시 촬영 -. 이전 C57/BL6 수컷 마우스는 충분한 부상을 나타낸다 12 주. 이 회전콜라게나 주입 된 생쥐에 4 시간 -자가 혈액 주입 한 쥐에 상당한 손상 후 2 내에서 즉시 발생한다. 두 모델의 마우스는 더 왼쪽 보였다 손상되지 않은 쥐에 비해 부상 후집니다 (* P &lt;0.01, 사후은 Scheffe의 테스트로 일원 분산 분석, N = 10/group). <img alt="그림 3" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51439/51439fig3highres.jpg" width="500" /> . 그림 3 로타로드 성능이 생쥐의 뇌내 출혈 후 초기 10의 포스트 부상 로토 대기 -. 일 주일간 12 주 이전 C57/BL6 수컷 마우스 왼쪽 줄무늬 체 35 ㎕의자가 혈액, 0.075 U 유형 IV-S의 클로스 트리 디움 콜라게나 제 주입 후 또는 가짜 운전 (* P = 0.022, 사후은 Scheffe의 시험과 측정 ANOVA를 반복, F-값 = 12.726, N = 10/group). 마우스는 중요한 교육의 편견을 피하기 위해 부상 후 매일 테스트 로토을 통해 평가된다. &lt;/ P&gt; <img alt="그림 4" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51439/51439fig4highres.jpg" width="500" /> . 그림 4은 Hematoxylin 뇌출혈 (10)의 현미경 사진 후 마우스 뇌의 에오신 얼룩 -. 24 시간에서 12 주 이전 C57/BL6 남성 마우스의 뇌 35 μL자가 혈액 (오른쪽) 또는 0.075 U 유형 IV-S 클로스 트리 디움의 왼쪽 줄무늬 체 주사 후 콜라게나 제 (왼쪽). 혈종 볼륨은 20.2 콜라게나 제 주입 후 3 mm와 6.4 mm 3 전혈 주사 후.있다 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51439/51439fig4highres.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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Intrastriatal Injection of Autologous Blood or Clostridial Collagenase as Murine Models of Intracerebral Hemorrhage

Preclinical models of intracerebral hemorrhage are utilized to mimic certain aspects of clinical disease. Thus, mechanisms of injury and potential therapeutic strategies may be explored. In this protocol, two models of intracerebral hemorrhage are described, intrastriatal (basal ganglia) injections of autologous blood or collagenase.

뇌출혈의 쥐과 모델로자가 혈액이나 클로스 트리 디움 콜라게나 제의 줄무늬 체 주입

Intracerebral hemorrhage (ICH) is a common form of cerebrovascular disease and is associated with significant morbidity and mortality. Lack of effective ...

intrastriatal-injection-autologous-blood-or-clostridial-collagenase

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

14.7K 조회수.  Duke University. Preclinical models of intracerebral hemorrhage are utilized to mimic certain aspects of clinical disease. Thus, mechanisms of injury and potential therapeutic strategies may be explored. In this protocol, two models of intracerebral hemorrhage are described, intrastriatal (basal ganglia) injections of autologous blood or collagenase. 

비디오: Intrastriatal Injection of Autologous Blood or Clostridial Collagenase as Murine Models of Intracerebral Hemorrhage

Autologous Blood Injection to Model Spontaneous Intracerebral Hemorrhage in Mice

Investigation of the pathophysiology of injury after intracerebral
hemorrhage (ICH) requires a reproducible animal model. While ICH
accounts for 10-15% of all strokes, there remains no specific
effective therapy. The autologous blood injection model in mice
involves the stereotaxic injection of arterial blood into the basal
ganglia mimicking a spontaneous hypertensive hemorrhage in man. The
response to hemorrhage can then be studied in vivo and the
neurobehavioral deficits quantified, allowing for description of the
ensuing pathology and the testing of potential therapeutic agents. The
procedure described in this protocol uses the double injection
technique to minimize risk of blood reflux up the needle track, no
anticoagulants in the pumping system, and eliminates all dead space
and expandable tubing in the system.

The autologous blood injection model of intracerebral hemorrhage in mice described in this protocol uses the double injection technique to minimize risk of blood reflux up the needle track, no anticoagulants in the pumping system, and eliminates all dead space and expandable tubing in the system.

마우스에서 자연 했습니다만 출혈을 모델로 Autologous 혈액 주입

Investigation of the pathophysiology of injury after intracerebral
hemorrhage (ICH) requires a reproducible animal model.  While ICH
accounts for 10-15% ...

연구

신경과학

Modeling Intracerebral Hemorrhage in Mice: Injection of Autologous Blood or Bacterial Collagenase 

Spontaneous intracerebral hemorrhage (ICH) defines a potentially life-threatening neurological malady that accounts for 10-15% of all stroke-related hospitalizations and for which no effective treatments are available to date1,2. Because of the heterogeneity of ICH in humans, various preclinical models are needed to thoroughly explore prospective therapeutic strategies3. Experimental ICH is commonly induced in rodents by intraparenchymal injection of either autologous blood or bacterial collagenase4. The appropriate model is selected based on the pathophysiology of hemorrhage induction and injury progression. The blood injection model mimics a rapidly progressing hemorrhage. Alternatively, bacterial collagenase enzymatically disrupts the basal lamina of brain capillaries, causing an active bleed that generally evolves over several hours5. Resultant perihematomal edema and neurofunctional deficits can be quantified from both models. In this study, we described and evaluated a modified double injection model of autologous whole blood6 as well as an ICH injection model of bacterial collagenase7, both of which target the basal ganglia (corpus striatum) of male CD-1 mice. We assessed neurofunctional deficits and brain edema at 24 and 72 hr after ICH induction. Intrastriatal injection of autologous blood (30 &mu;l) or bacterial collagenase (0.075U) caused reproducible neurofunctional deficits in mice and significantly increased brain edema at 24 and 72 hr after surgery (p&lt;0.05). In conclusion, both models yield consistent hemorrhagic infarcts and represent basic methods for preclinical ICH research.

Modeling Intracerebral Hemorrhage in Mice: Injection of Autologous Blood or Bacterial Collagenase

Clinically relevant animal models of intracerebral hemorrhage (ICH) are needed to extend our knowledge of hemorrhagic stroke and to examine novel therapeutic strategies. In this study, we describe and evaluate two ICH models that implement unilateral injections of either autologous whole blood or bacterial collagenase into the basal ganglia (corpus striatum) of mice.

마우스의 모델링 Intracerebral 출혈 : Autologous 혈액이나 세균 Collagenase의 주입

Spontaneous intracerebral hemorrhage (ICH) defines a potentially life-threatening neurological malady that accounts for 10-15% of all stroke-related ...

의학

A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of Willis perforation (CWp) and proven by intracranial pressure (ICP) monitoring. Thereby a homogenous blood distribution in subarachnoid spaces surrounding the arterial circulation and cerebellar fissures is achieved. Animal physiology is maintained by intubation, mechanical ventilation, and continuous on-line monitoring of various physiological and cardiovascular parameters: body temperature, systemic blood pressure, heart rate, and hemoglobin saturation. Thereby the cerebral perfusion pressure can be tightly monitored resulting in a less variable volume of extravasated blood. This allows a better standardization of endovascular filament perforation in mice and makes the whole model highly reproducible. Thus it is readily available for pharmacological and pathophysiological studies in wild type and genetically altered mice.

A standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage by intraluminal Circle of Willis perforation is described. Vessel perforation and subarachnoid bleeding are monitored by intracranial pressure monitoring. In addition various vital parameters are recorded and controlled to maintain physiologic conditions.

지주막 하 출혈의 생쥐 모델

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid  hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of  Willis ...

A Versatile Murine Model of Subcortical White Matter Stroke for the Study of Axonal Degeneration and White Matter Neurobiology

Stroke affecting white matter accounts for up to 25% of clinical stroke presentations, occurs silently at rates that may be 5-10 fold greater, and contributes significantly to the development of vascular dementia. Few models of focal white matter stroke exist and this lack of appropriate models has hampered understanding of the neurobiologic mechanisms involved in injury response and repair after this type of stroke. The main limitation of other subcortical stroke models is that they do not focally restrict the infarct to the white matter or have primarily been validated in non-murine species. This limits the ability to apply the wide variety of murine research tools to study the neurobiology of white matter stroke. Here we present a methodology for the reliable production of a focal stroke in murine white matter using a local injection of an irreversible eNOS inhibitor. We also present several variations on the general protocol including two unique stereotactic variations, retrograde neuronal tracing, as well as fresh tissue labeling and dissection that greatly expand the potential applications of this technique. These variations allow for multiple approaches to analyze the neurobiologic effects of this common and understudied form of stroke.

Here we present methodology for the production of a focal stroke in murine white matter by local injection of an irreversible endothelial nitric oxide synthase (eNOS) inhibitor (L-Nio). Presented are two stereotactic variations, retrograde neuronal tracing, and fresh tissue labeling and dissection that expand the potential applications of this technique.

축삭 변성과 백질 신경 생물학의 연구를위한 다목적 쥐 모델 피질의 흰색 물질 스트로크

Stroke affecting white matter accounts for up to 25% of clinical stroke presentations, occurs silently at rates that may be 5-10 fold greater, and ...

Intra-Arterial Delivery of Neural Stem Cells to the Rat and Mouse Brain: Application to Cerebral Ischemia

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to intracranial delivery, intra-arterial administration of NSCs is less invasive and produces a more diffuse distribution of NSCs within the brain parenchyma. Further, intra-arterial delivery allows the first-pass effect in the brain circulation, lessening the potential for trapping of cells in peripheral organs, such as liver and spleen, a complication associated with peripheral injections. Here, we detail the methodology, in both mice and rats, for delivery of NSCs through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) to the ipsilateral hemisphere after an ischemic stroke. Using GFP-labeled NSCs, we illustrate the widespread distribution achieved throughout the rodent ipsilateral hemisphere at 1 d, 1 week and 4 weeks after postischemic delivery, with a higher density in or near the ischemic injury site. In addition to long-term survival, we show evidence of differentiation of GFP-labeled cells at 4 weeks. The intra-arterial delivery approach described here for NSCs can also be used for administration of therapeutic compounds, and thus has broad applicability to varied CNS injury and disease models across multiple species.

A method for delivering neural stem cells, adaptable for injecting solutions or suspensions, through the common carotid artery (mouse) or external carotid artery (rat) after ischemic stroke is reported. Injected cells are distributed broadly throughout the brain parenchyma and can be detected up to 30 d after delivery.

쥐와 마우스 두뇌에 신경 줄기 세포의 동맥 내 납품: 대뇌 허혈에 응용 프로그램

Neural stem cell (NSC) therapy is an emerging innovative treatment for stroke, traumatic brain injury and neurodegenerative disorders. As compared to ...

Double Direct Injection of Blood into the Cisterna Magna as a Model of Subarachnoid Hemorrhage

Among strokes, subarachnoid hemorrhage (SAH) consecutive to the rupture of a cerebral arterial aneurysm represents 5-9% but is responsible for about 30% of the total stroke-related mortality with an important morbidity in terms of neurological outcome. A delayed cerebral vasospasm (CVS) may occur most often in association with a delayed cerebral ischemia. Different animal models of SAH are now being used including endovascular perforation and direct injection of blood into the cisterna magna or even the prechiasmatic cistern, each exhibiting distinct advantages and disadvantages. In this article, a standardized mouse model of SAH by double direct injection of determined volumes of autologous whole blood into the cisterna magna is presented. Briefly, mice were weighed and then anesthetized by isoflurane inhalation. Then, the animal was placed in a reclining position on a heated blanket maintaining a rectal temperature of 37 &#176;C and positioned in a stereotactic frame with a cervical bend of about 30&#176;. Once in place, the tip of an elongated glass micropipette filled with the homologous arterial blood taken from carotid artery of another mouse of the same age and gender (C57Bl/6J) was positioned at a right angle in contact with the atlanto-occipital membrane by means of a micromanipulator. Then 60 &#181;L of blood was injected in the cisterna magna followed by a 30&#176; downward tilt of the animal for 2 minutes. The second infusion of 30 &#181;L of blood into the cisterna magna was performed 24 h after the first one. The individual follow-up of each animal is carried out daily (careful evaluation of weight and well-being). This procedure allows a predictable and highly reproducible distribution of blood, likely accompanied by intracranial pressure elevation that can be mimicked by an equivalent injection of an artificial cerebral spinal fluid (CSF), and represents an acute to mild-model of SAH inducing low mortality.

We described in this protocol a standardized subarachnoid hemorrhage (SAH) mouse model by a double injection of autologous whole-blood into the cisterna magna. The high degree of standardization of the double-injection procedure represents a middle-to-acute model of SAH with relative safety regarding mortality.

수브라크누드 출혈의 모델로 시스테나 마그나에 혈액을 이중 직접 주입

Among strokes, subarachnoid hemorrhage (SAH) consecutive to the rupture of a cerebral arterial aneurysm represents 5-9% but is responsible for about 30% ...

Massive Pontine Hemorrhage by Dual Injection of Autologous Blood

We provide a protocol to establish a massive pontine hemorrhage model in a rat. Rats weighing about 250 grams were used in this study. One hundred microliters of autologous blood was taken from the tail vein and stereotaxically injected into the pons. The injection process was divided into 2 steps: First, 10 &#181;L of blood was injected into a specific location, anteroposterior position (AP) -9.0 mm; lateral (Lat) 0 mm; vertical (Vert) -9.2 mm, followed by a second injection of the residual blood located at AP -9.0 mm; Lat 0 mm; Vert -9.0 mm with a 20-minute interval. The balance beam test, limb placement test, and the modified Voestch neuroscore were used to evaluate neurological function. Magnetic Resonance Imaging (MRI) was used to assess the volume of hemorrhage in vivo. The symptoms of this model were in line with patients with massive pontine hemorrhage.

We present a protocol to establish a massive pontine hemorrhage model in a rat via dual injection of autologous blood.

자동 혈액의 이중 주입에 의한 대규모 폰틴 출혈

We provide a protocol to establish a massive pontine hemorrhage model in a rat. Rats weighing about 250 grams were used in this study. One hundred ...

Pre-Chiasmatic, Single Injection of Autologous Blood to Induce Experimental Subarachnoid Hemorrhage in a Rat Model

Despite advances in treatment over the last decades, subarachnoid hemorrhage (SAH) continues to carry a high burden of morbidity and mortality, largely afflicting a fairly young population. Several animal models of SAH have been developed to investigate the pathophysiological mechanisms behind SAH and to test pharmacological interventions. The pre-chiasmatic, single injection model in the rat presented in this article is an experimental model of SAH with a predetermined blood volume. Briefly, the animal is anesthetized, intubated, and kept under mechanical ventilation. Temperature is regulated with a heating pad. A catheter is placed in the tail artery, enabling continuous blood pressure measurement as well as blood sampling. The atlantooccipital membrane is incised and a catheter for pressure recording is placed in the cisterna magna to enable intracerebral pressure measurement. This catheter can also be used for intrathecal therapeutic interventions. The rat is placed in a stereotaxic frame, a burr hole is drilled anteriorly to the bregma, and a catheter is inserted through the burr hole and placed just anterior to the optic chiasm. Autologous blood (0.3 mL) is withdrawn from the tail catheter and manually injected. This results in a rise of intracerebral pressure and a decrease of cerebral blood flow. The animal is kept sedated for 30 min and given subcutaneous saline and analgesics. The animal is extubated and returned to its cage. The pre-chiasmatic model has a high reproducibility rate and limited variation between animals due to the pre-determined blood volume. It mimics SAH in humans making it a relevant model for SAH research.

Subarachnoid hemorrhage continues to carry a high burden of mortality and morbidity in man. To facilitate further research into the condition and its pathophysiology, a pre-chiasmatic, single injection model is presented.

쥐 모델에서 실험적 지주막하 출혈을 유도하기 위한 자가 혈액의 Pre-chiasmatic, 단일 주사

Despite advances in treatment over the last decades, subarachnoid hemorrhage (SAH) continues to carry a high burden of morbidity and mortality, largely ...

Inducing Massive Pontine Hemorrhage in a Rat Model by Autologous Blood Injection

<a href='https://app-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/62089/massive-pontine-hemorrhage-by-dual-injection-of-autologous-blood'>Source: Tang, X. et. al., Massive Pontine Hemorrhage by Dual Injection of Autologous Blood. J. Vis. Exp. (2021)</a>This protocol describes the controlled infusion of autologous blood into the pontine region of a rat's brain to model massive pontine hemorrhage. The purpose is to simulate a localized brain bleed by increasing localized pressure.

Source: Tang, X. et. al., Massive Pontine Hemorrhage by Dual Injection of Autologous Blood. J. Vis. Exp. (2021)This protocol describes the controlled ...

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Establishing a Subarachnoid Hemorrhage Rat Model Induced by Autologous Blood Injection

To place the laser Doppler probe, make a 15-millimeter incision caudally in the midline, starting just anterior to the eyes. After removing the connective tissue and the muscles with forceps, use the end of a sterile cotton swab as a regime to identify the bregma and the coronal sutures.
After placing the armed retractor, place a 25-gauge spinal needle in the stereotaxic frame exactly on the bregma and note the position. Next, remove the needle from the bregma. Move the frame anteriorly by 6.5 millimeters, then replace the needle in the midline to mark the side of drilling.
Drill until the dura mater is identified below the bone. Using straight forceps, gently remove the bone fragments, then fill the cavity with bone wax. Next, 3 to 4 millimeters lateral to the right of the bregma and just anterior to the coronal suture for the laser Doppler, drill another hole taking care not to penetrate the dura mater.
Look for the vessels where the laser Doppler can measure the blood flow. Place the laser Doppler and check the values. A minimum value of 100 flux units is required. If the values remain acceptable after removing the microscope, add 1 drop of glue to fix the probe. Recheck to confirm whether the value is above 80 flux units.
To induce subarachnoid hemorrhage, insert the needle gently through the skull in the midline between the hemispheres until resistance is felt due to the base of the skull. Retract the needle by 1 millimeter to ensure correct placement just anteriorly to the optic chiasm. To ensure the most homogeneous result when injecting the blood, turn the needle clockwise by 90 degrees such that the needle tip points to the right. Then, remove the stiletto.
After a 15-minute equilibration, adjust the level of anesthesia to obtain a mean arterial blood pressure in the range 80 to 100 millimeters of mercury. Then, perform a blood gas analysis to confirm that the pH, partial pressure of carbon dioxide and partial pressure of oxygen are within physiological parameters.
Next, using a 1-milliliter syringe with a blunt 23-gauge needle, withdraw 500 microliters of blood from the tail catheter. To avoid injection of air, fill the dead space of the spinal needle chamber with blood. After adjusting the volume of the blood in the syringe to 300 microliters, connect the syringe to the spinal needle. Then, grasping firmly around the syringe, inject the blood manually to surpass mean arterial pressure. Observe a steep rise in the intracerebral pressure and a concurrent steep fall in the cerebral blood flow.