본 연구는 약물 남용에있는 국립 연구소에 의해 지원되었다 DA 006886 (MOW) 및 DA 032270 (DJB)가 부여합니다.

을 준비하고 다음 절차를 수행하는 동안 (9 실험 동물의 관리 및 사용에 대한 안내서에 설명 된대로) 정성은 무균 상태를 유지하기 위해주의해야합니다. 다음 프로토콜은 실험 동물의 관리 및 사용에 대한 가이드를 준수하고 기관 동물 케어 및 사용위원회, Rutgers 대학에 의해 승인되었습니다. 그것은 이후의 절차를 완료하는 데 3-6 시간이 필요합니다 것으로 추정된다. 마이크로 와이어 어레이를 주입 : <ol><li> 장소 마취하에 동물을 50 ㎎ / ㎏ 펜 토바 비탈 나트륨 (IP)을 사용하고 아트로핀 메틸 니트 레이트 10 ㎎ / ㎏을 관리 (IP; 글리코로 대체 될 수 있음) 및 0.25 mg의 페니실린 (30 U / ㎖ 임) 호흡 기능을 유지하고 감염을 방지하기 위해 였다. 참고 :이 비용 효과적이고 인체 노출을 제한하기 때문에이 이식 수술의 3-6 시간의 길이, 펜 토바 비탈 나트륨이 사용됩니다마취 (가스 마취제의 장기간 사용으로 발생할 수로) 여전히 오래 지속 마취를 제공하면서. 다른 마취제의 대체가 허용됩니다. </li><li> 마취하기 전에 꼬리 핀치 테스트를 사용하여 효과를 적용되었는지 확인합니다. </li><li> 필요에 따라, 수술 내내 마취를 유지하기 위해 케타민 히드로 클로라이드 (60 ㎎ / kg IP) 및 소듐 펜 토바 비탈 (5 ~ 10 ㎎ / kg IP)의 주사를 교대로 준다. </li><li> # 22 메스 블레이드를 사용하여 두피를 면도. </li><li> 포비돈 요오드 면도 두피를 소독. </li><li> 부피 바카 인의 피하 주사를 줘 (~ 4 주사 부위에 1 ㎎ / ㎏ SC 확산)에 로컬로 두피를 마취. 을 적용하는 국소 마취제에 대한 5 ~ 10 분을 허용합니다. </li><li> 마취 중에 수분을 유지하기 위해 눈에 안과 용 윤활제를 놓습니다. </li><li> 귀 바, 정위 장치의 코를 집게로 동물을 고정합니다. </li><li> 아이돌 마스터에 시각적 인 랜드 마크를 사용하여 (예를 들어, 수평 막대약 동물의 머리를 수준 eotaxic 프레임). 이 단계는 약 수준의 두개골을 의미한다. </li><li> 메스 홀더에 장착 된 # 11 메스 블레이드를 사용하여 두피의 중간 선을 따라 절개를합니다. 절개는 코 뼈의 뒤 부분에 그냥 귀 뒤에서 확장해야합니다. </li><li> 측면 두개골 능선과 후방 두개골 능선 모두에 도달 할 때까지 해부 주걱을 사용하여 남아있는 모든 조직의 두개골을 취소합니다. </li><li> 지혈의 수 (6 배)를 사용하여 절개 주위의 피부를 뒤로 당겨. </li><li> 모든 혈액의 두개골을 청소하고 건조 할 수 있습니다. 남은 출혈이 발생하면, 작은 소작 도구 잔류 출혈을 종료. 두개골이 깨끗하고 건조한 상태를 유지하는 것이 보장하는 것은 다음 단계에서 사용되는 치과 아크릴 영구적으로 두개골에 바인딩 할 수 있습니다. </li><li> 마크 브레 그마와 두개골 봉합의 교차점을 보간하여 람다 (그림 2D). 해부 마이크roscope 정확하게 이러한 위치를 표시 할 필요가있다. </li><li> 정위 팔에 작은 지적 항목 (예를 들어, 핀 또는 치과 드릴 비트)를 부착하고 지느러미 / 복부 (DV)를 결정하기 위해 내려 브레 그마 및 람다의 좌표입니다. </li><li> DV가 서로의 100 μM (0.1 mm) 이내 브레 그마 및 람다 좌표까지 코 클램프를 조정합니다. </li><li> 일단 수평, 전방 / 후방 (AP)을 기록 횡 / 내측 (ML) 및 DV는 노즈 클램프의 위치에 따라 브레 그마의 좌표. 수술의 나머지는이 좌표의 정밀도에 따라 달라집니다로, 정확성에 대한 좌표를 재확인. </li><li> ML과 AP는 브레 그마에 &quot;두개골 창&quot;상대 (; 그림 1 즉, 개두술)의 네 모서리 좌표를 계산하기 위해 측정 된 좌표를 사용합니다. 두개골 창은 마이크로 와이어의 배열이 전달되는을 통해 정확하게 위치 사각형입니다. </li><li> 표시하기 위해 계산 된 좌표를 사용하여두개골 창이 날카로운 정위 부속 및 만년필 용 잉크를 이용하여 두개골에 위치. 정확한 표시를 얻기 위해서는면 어플리케이터를 사용하여 마킹 공구의 선단에 잉크의 단지 소량을 적용한다. </li><li> 작은 일련의 층에서 뼈를 제거하여 두개골 창 밖으로 드릴. <ol><li> 마크가 배치 된 윈도우의 표시 모서리를 시추하여 시작합니다. </li><li> 다음에, 모서리를 연결하고, 창을 설명합니다. </li><li> 마지막으로, 명확한 뇌경막의 깊이 아래로 윤곽 내의 영역 중. 구멍이 창 위쪽에서 아래쪽으로 적절한 폭을 유지하도록 두개골의 표면 층 아래 (즉 경) 넓은해야합니다. </li></ol></li><li> 조심스럽게 두개골 창 내부에 남아있는 뼈 칩, 파편, 또는 경막을 제거하는 microforceps를 사용합니다. 재료의 이러한 비트가 저하하는 동안 배열의 무결성을 손상 수있는이 단계는 매우 중요합니다. 한 번 클리어 한 일을 계속해야합니다수술의 나머지 세균 식염수 촉촉한 전자 창. </li><li> 5 두개골 나사와 1 접지선의 두개골 (그림 1)에 표시를 놓습니다. 이 위치는 대상 뇌 영역에 따라 달라집니다. 하나의 나사가 5 두개골 뼈의 각에 배치되는 경우 headstage은 가장 안전합니다. 마이크로 와이어 어레이의 배치를 방해하지 않을 위치에 두개골 나사와 접지선을 모두 놓습니다. </li><li> 두개골의 나사 구멍을 뚫고 그 자리에 나사를 고정합니다. 나사는 3 ~ 4 스레드 (피질에 손상을 너무 깊은 있도록하거나, 이외는 나사를 사용하는 경우, 충분히 깊은 배열의 안정성을 촉진하기 위해 두개골의 두께를 통과 할 수 있지만) 표시 될 때까지 낮출 수 있어야합니다. 배치 후 나사의 스레드를 청소합니다. </li><li> 접지선의 구멍을 뚫습니다. 대상 DV 조정하고 치과 아크릴을 사용하여 장소에 와이어를 고정으로 (1 ~ 2 분 이상) 천천히 선을 낮 춥니 다. </li><li> 스레드 주위에 아크릴 추가두개골 나사. 아크릴 마르기 전에 멀리 접지선 또는 두개골 나사에서 유입 초과 시멘트를 제거합니다. / 경화 건조하는 치과 아크릴을위한 15 분을 허용합니다. </li><li> 정위 팔에 배열을 연결합니다. 배열 및이를 당당 두개골 윈도우의 경계를 통과 할 수 있도록 방향을 맞 춥니 다. </li><li> 그것은 두개골과 수준이되도록 두개골 창에 식염수를 놓습니다. 그것은 식염수에 보조개를 생성 할 때까지 배열을 낮 춥니 다. 이것은 좌표가 배열의 두개골 레벨로도 사용됩니다. 최종 DV 배열의 좌표를 계산하기 위해이 값을 사용합니다. </li><li> 그것의 최종 DV 좌표에 도달 할 때까지 천천히 배열을 낮 춥니 다. 낮추는마다 1mm를 중지하고 뇌 조직 (PEG가이면서 당분간 형태에서 와이어를 유지하는 데 사용된다 잔물결 같은 복구하고 어레이에 폴리에틸렌 글리콜 (PEG)의 저부를 용해 할 수 있도록하기 위해 몇 분 동안 기다린 등) 식염수에 녹여 천천히. </li><li> 배열은 1mm 경우최종 목표에 도달 할 때까지 멀리 대상에서, 더 천천히 내립니다. 조직을 5 분 동안 휴식을 허용하기 전에시 0.1-0.2 mm로 저하는 목표 부위뿐만 아니라 근위 시냅스 연결에서 조직을 보존하기위한 것이다. 기기를 사용할 수있는 경우, 배열의 저하 정밀도 동력 조절기를 사용하여 지원 될 수있다. </li><li> 나머지 PEG를 용해 그 자리에 microwires을 시멘트 치과 아크릴을 사용합니다. 와이어가 안전한지 확인한 다음 계속 진행하기 전에 강화하는 시멘트 15 ~ 20 분을 허용하는 시멘트의 여러 레이어를 추가합니다. 이 전선이 최종 위치에서 떠 밀어 맞지 않는다든지하는 일이 없습니다. </li><li> 치과 아크릴을 사용하여 동물의 headstage의 나머지 부분을 구축 할 수 있습니다. microwires의 두개골 나사, 접지​​ 와이어 및 커넥터를 싸는 아크릴을 사용합니다. 아크릴 모자를 진행하기 전에 충분히 강화 할 수 있습니다. </li><li> 흡수성 봉합사를 사용하여 두피 절개를 봉합하고 관리 2 ㎖ OF 수술에서 수화를 복원하는 세균 식염수 (SC). </li><li> 귀 바에서 동물을 제거하고 깨끗한 지역에 피사체를 배치합니다. 체온 조절과 운동이 회복 될 때까지 수술 후 복구하는 동안 자주 동물을 관찰한다. 마취에서 회복 후, 수술 후 회복의 나머지 부분에 대한 단일 하우징에 동물 이동합니다. </li><li> 동물에게 매일 수술 후 모니터링을 제공하고 절차에 따라 일에 관심. 7 개 더 많은 일을 허용 할 경우이 절차에서의 복구는 최적입니다. </li><li> 동물에게 Carprofen (5mg/kg)와 Enrofloxacin 담당 수의사가 권장하는 일정 기준 복구하는 동안 (5 ~ 10 ㎎ / ㎏) 또는 동등의 주사를 제공합니다. </li></ol>

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저자는 공개 할 경쟁 금전적 이해 관계가 없습니다.

세포 외 기록은 신경 과학의 거의 모든 실험 준비에 통합 할 수있는 강력한 실험 기술을 나타냅니다. 자신의 샤프트는 (그림 5A) 뇌를 통해 자신의 목표 지역으로 통과하는 조직 배열에 이식 된 와이어를 추적 할 수 있습니다. 작은, 후 실험 병변은 스테인리스 와이어에서 작은 철의 예금을 만들 수의 noninsulated 마이크로 와이어의 끝 부분에 생성 될 때, 하나는 정확하게 솔루션을 사용 (단일 유닛이 기록 된) 비 절연 마이크로 와이어 팁의 위치를​​ 표시 할 수 있습니다 5 % 페로 시안화 칼륨 10 % 염산 (; 파란색 점도 5a 및도 5b)의. 따라서, 하나는 쉽게 뇌 내에서 전체 배열의 위치를​​ 다시 이후의 뇌 조각의 시리즈를 사용할 수 있습니다. 마지막으로, 상기 기술들은 좀처럼 위하여, 녹화 공간 특이성을 증가시키기 위해 면역 조직과 결합 될 수있다타겟 게재 위치를 확인하고도 단일 대상 핵 3 (그림 5B) 내에서 소 지역의 차이를 연구하기 위해합니다. 원하는 공간적 특이성을 달성하기 위해, 마이크로 와이어 어레이 설계 및 관리와 함께 주입 될 필요가있다. 먼저, 배열 내의 행과 열 간격은 관심 영역을 위해 특별히 설계되어야한다. 원하는 목표 너무 길거나 넓은 배열의 정확도를 감소 또는 두 인접한 핵 사이의 경계에가 와이어의 다수를 생산할 수있다. 동시에, 너무 가깝게 해 microwires 각 전극의 별도의 구분을 금지 할 수 있습니다. 둘째, 마이크로 와이어 어레이는 어레이의 무결성을 유지하기 위해 조심스럽게 취급되어야한다. 단일 전극 배열은 접촉 할 때 쉽게 손상 또는 구성에서 부딪 칠 수있는 얇은 털 같은 선을 사용하여 생산됩니다. 이러한 와이어의 품질은 손상 t을 줄이기위한 이상적입니다O 또한 하나의 대상에 대한 접근 방식의 경로에 대한 조직 및 배선이 뇌의 작은 움직임과 함께 콘서트를에 이동 할 수 있습니다. 따라서, 안전한 장소에 배열을 저장하고 바로 이식하기 전에 때까지 보호 케이스에서 배열을 제거하는 방지하기 위해 일반적으로 권장합니다. 마이크로 와이어 어레이를 살균 할 때 또한주의가 필요하다. 어떤 경우에는, 전극의 고압 증기 멸균은 허용 될 수있다. 그러나, 에틸렌 옥사이드 또는 UV 제균 깨지기 어레이를 보호하는 것이 바람직 할 수있다. 마지막으로, 전극 금속과 절연체, 각각의 직경은 신중하게 고려되어야한다. 예를 들어, 철 (예를 들면 스텐레스)가 포함에만 전극이 배열의 각 마이크로 와이어의 개별 경계에 대한 감청 반응을 생산할 수있을 것이다. 경우에 따라 배열의 microwires 인해 주목 장애물을 낮추는 동안 자신의 구성에서 이탈합니다 (예 : 두개골 두개골 창에서 조각) 또는 가난 하ndling. 이러한 경우, 이러한 마이크로 와이어는 종종 여전히 (이 가능성이 대상 영역의 외부에있을 것입니다하지만) 그 끝을 추적 할 수 있습니다. 배열에있는 번호 마이크로 와이어가 검증 할 수없는 곳 인스턴스가 발생한다,이 동물이 데이터 집합에서 제거 실험의 무결성에 중요합니다. 개별 마이크로 와이어의 위치를​​ 잘못 해석은 복잡하거나 데이터의 손상 해석하기 위해 신경 신호를 활성화 할 수 있습니다. 주입하는 동안, 두개골 창과 어레이 정렬의 정밀도도 정확도를 대상으로하는 것이 중요하다. 두개골 창은 충분히 넓은 배열을 구부리거나 손상을 무선으로 전달할 수 있도록 만들어 져야한다. 한편, 창은 또한 정확하게 원하는 위치에 배열을 안내하는 데 사용되며, 따라서 각 차원의 정밀도로 천공되어야한다. 때 주입을위한 준비, 하나는 배열이 모든 차원에서 두개골 창 수직 것을 확신 할 수 있어야합니다. 즉,모든 차원의 배열에 약간의 경사가 부분적으로 또는 완전히 대상 핵을 놓치지 배열의 원인이 될 수 있습니다. 첫 번째 1~3밀리미터을 내릴 때 마지막으로, 특별한주의가 요구됩니다. 그것은 두개골 창에 알려지지 않은 파편 조각 배열의 무결성을 손상시키고 microwires의 경로를 화나게 할 수있는 낮추는 초기 중입니다. 그들은 천천히 하강하는 동안 microwires의 경로를 방해하는 경우, 하나는 microwires 벤드를 볼 수 있습니다 또는 배열 (돋보기를 사용 예) 손상을 초래하기 전에 약간의 확대에 따라 활. 이 시점에서, microwires은 철회 될 수 있으며, 파편 주입을 계속하기 전에 창에서 취소 할 수 있습니다. 마지막으로 적어도, 마이크로 와이어 어레이의 성공적인 이식은 무균 수술실을 유지하고 철저한 수술 치료를 제공하기 위해 특별한주의가 필요합니다. 상기 사항과 결합 할 때, 가능한 레코딩부터 얻을 수있다1 개월 위쪽에 대한 관심 영역, 우리는 수술 6 다음 40까지 일까지의 기록을 확인했습니다. 아마도 가장 중요한 것은,이 음반의 수명은 전기, 화학, 호르몬 영향의 복잡한 환경에서 별도의 기능 회로를 연구하고 학습과 동기 부여에있는 이들 회로의 역할에 대한 중요한 질문에 대답 할 수있는 기회를 제공합니다.

전기 생리학 기록은 과학자가 생물 세포의 전기적 특성을 검사 할 수 있습니다. 전기 신호가 신호 전달 메커니즘 역할 중추 신경계에서, 이들 기록은 신경 기능 1-2을 이해하는데 특히 중요하다. 동물 행동의 단일 유닛 녹음하는 동안 뇌에 삽입 된 미세 전극은 시간에 활동 전위의 신경 세포의 생성에 변경 사항을 기록 할 수 있습니다. 많은 기술이 하나가 뇌의 활동을 기록 할 수 있지만, 하나의 단위 전기 생리학은 단일 신경 세포 수준에서 해상도를 허용하여 가장 정확한 방법 중 하나입니다. 공간적 특이성 높은 수준이 요구 될 때, microwires 이산 서브 핵 또는 brain3 내의 셀들의 앙상블을 대상으로 사용될 수있다. 녹음이 마이크로 수준에서 정확한으로 단일 유닛 녹음도 높은 시간 해상도에서 혜택을 누릴 수 있습니다. 그리고, 생체항적 기록은 구 심성 및 원심성 돌기, 전신 화학, 호르몬의 영향, 그리고 생리 학적 매개 변수의 자연 환경에 그대로 회로의 상호 작용을 할 수 있습니다. 신경 신호는 감각 입력, 운동 행동,인지 처리, 신경 화학 / 약학, 또는 조합에서 파생됩니다. 따라서, 감각, 모터,인지 적, 화학적 영향의 분리는 상기 영향 각각의 평가를 허용 할 수 있습니다 효과적인 우발 채무와 컨트롤을 잘 생각 실험을 필요로한다. 모두 모두, 동물 행동의 기록은 실험자가 작동 회로 내에서 여러 정보 소스의 통합을 관찰하고 회로 기능의보다 포괄적 인 모델을 도출 할 수 있습니다. 단일 유닛 녹음은 모든 실험이 알고 있어야하는 단점의 숫자에서 고통. 먼저, 기록은 수행하기 어려울 수 있습니다. 사실, 일의 특성전자 headstage 앰프와이 음반에서 공간과 시간의 특이성을 허용 이식 microwires 또한 외부 전기 신호 (즉, 전기적 &quot;노이즈&quot;)의 영향으로 기록이 취약합니다. 따라서, 전기 생리학 시스템의 문제를 해결하는 능력은 전기 생리학 원리와 장치의 잘 발달 된 기술의 이해를 필요로한다. 그것은 특정 상황에서, 세포 외 녹음에 기록 된 전기 신호가 여러 신경 신호의 합을 나타낼 수 있음을주의하는 것도 중요하다. 또한, 타겟 영역 내의 인구 액티비티 단일 유닛 활동의 일반화는 종종 타깃 영역 내의 세포 이질성의 정도에 의해 제한 (그러나 카르 4 참조) 할 수있다. 예를 들어, 전극은 다른 세포 대신에 높은 진폭 출력 뉴런을 기록 편중 될 수 있습니다. 단일 단위 기록의 해석 능력은 증가등 다른 기술과 레코딩을 결합, 이에 국한하지 않음으로써, 전기 (orthodromic 또는 antidromic), 화학 물질 (예를 들면 이온 도입 또는 디자이너 수용체) 또는 optogenetic 자극 4, 임시 신경 inactivations, 감각 검사 5, 분리 절차, 또는 면역 조직 화학 3. (프로토콜이 다른 종에 사용하기 위해 적용 할 수 있지만) 우리는 쥐의 조직 마이크로 와이어 어레이를 이식하는 데 필요한 자료와 단계를 열거 할 다음 프로토콜. 우리 실험실에서 사용되는 고정 배열의 순서와 스타일은 길이 레코딩을위한 신뢰할 수있는 입증 된 1 개월의 시간이 6 ~ 8에 대해 동일한 신경 세포의 기록을 유지 할 수 있습니다. 이 실험 자극, 신경 반응에있는 플라스틱의 변화, 또는 학습과 동기 부여의 메커니즘 phasic 반응을 조사하기위한 절차에 이상적이다.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Table 1. List of Surgical Materials.&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gauze</td><td>Fisher (MooreBrand)</td><td>19-898-144</td><td></td></tr><tr><td>Cotton Swabs</td><td>Fisher (Puritan)</td><td>S304659</td><td></td></tr><tr><td>Nembutal (Pentobarbital)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3761</td><td></td></tr><tr><td>Atropine Methyl Nitrate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A0382</td><td></td></tr><tr><td>Baytril (Enrofloxacin)</td><td>Butler Shein (Bayer)</td><td>1040007</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine Hydrochloride</td><td>Butler Shein</td><td>SKU# 023061</td><td></td></tr><tr><td>Betadine (Povidone-Iodine)</td><td>Fisher (Perdue)</td><td>19-066452</td><td></td></tr><tr><td>Stereotax</td><td>Kopf</td><td>Model 900</td><td></td></tr><tr><td>Cauterizing Tool</td><td>Stoelting</td><td>59017</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting Microscope</td><td>Nikon</td><td>SMZ445</td><td></td></tr><tr><td>Dental Drill</td><td>Buffalo</td><td>37800</td><td></td></tr><tr><td>Bacteriostatic Saline</td><td>Bulter Schein</td><td>8973</td><td></td></tr><tr><td>Jewlers Screws</td><td>Stoelting</td><td>51457</td><td></td></tr><tr><td>Microwire Array</td><td>Microprobes</td><td>Custom (Flexible)</td><td></td></tr><tr><td>Ground Wire</td><td>Omnetics</td><td>Custom Plug</td><td></td></tr><tr><td>Dental Acrylic</td><td>Fisher (BAS)</td><td>50-854-402</td><td></td></tr><tr><td>Absorbable Sutures</td><td>Fisher (Ethicon)</td><td>NC0258473</td><td></td></tr><tr><td>Puralube (Opthalamic Ointment/Lubricant)</td><td>Fisher (Henry Schein)</td><td>008897</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Table 2. List of Surgical Instruments.&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>2x Microforceps</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#160-57</td><td>Multi-use (e.g. clearing debris in skull window)</td></tr><tr><td>2x Forceps</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#160-93</td><td>Multi-use (e.g. tying sutures)</td></tr><tr><td>6x Hemostats</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-1125</td><td>Clamp and open incision</td></tr><tr><td>1x Small scissors</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-411</td><td>Cut sutures after tying</td></tr><tr><td>1x Tissue forceps</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-222</td><td>Holding tissue while suturing</td></tr><tr><td>1x Needle holder</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-1259</td><td>Holding suture needle</td></tr><tr><td>1x Scalpel holder (with #11 blade)</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#105-80 (w/ #105-71 blade)</td><td>Making skull incision</td></tr><tr><td>1x #22 Scalpel blade</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#160-381</td><td>Shaving scalp</td></tr><tr><td>1x Surgical Spatula</td><td>George Tiemann Co.</td><td>#160-718</td><td>Scraping skull to clear tissue on skull</td></tr><tr><td>Machine/Jewelers Screws</td><td>Various</td><td>N/A</td><td>0/80 x 1/8&amp;rdquo;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Table 3. List of Equipment for Recording Electrophysiological Signals.&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microwire Array &amp;amp; Connector</td><td>Micro Probe, Inc. (Gaithersburg, MD)</td><td>N/A (Part No. based on array characteristics)</td><td>Cranially implanted in target recording region. Arrays are customized based on desired wire spacing, length, &lt;em&gt;etc&lt;/em&gt;.</td></tr><tr><td>Unity-Gain Harness/Headstage</td><td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td><td>Proj 1200</td><td>Initial amplification of neural signal; allows for propagation of small neural signals.</td></tr><tr><td>Commutator (and Optional Fluid Swivel)</td><td>Plastics One, Inc. (Roanoke, VA)</td><td>SL18C</td><td>Allows animals to freely rotate while propagating electrical signal to preamp</td></tr><tr><td>Pre-amplifier</td><td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td><td>Proj 1198</td><td>Differentially amplifies neural signals against a reference electrode.</td></tr><tr><td>Filter and Amplifier</td><td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td><td>Proj 1199</td><td>Band-pass filters and further amplifies the differentially amplified signal.</td></tr><tr><td>Acquisition Computer</td><td>EnGen (Phoenix, AZ)</td><td>N/A (Custom Build)</td><td>Runs software and hardware for behavioral and neural data acquisition.</td></tr><tr><td>A/D Card&amp;nbsp;</td><td>Data Translation (Marlboro, MA)</td><td>DT-3010</td><td>Digitizes neural signals for computer sampling.</td></tr><tr><td>Digital I/O Card</td><td>Measurement Computing (Norton, MA)</td><td>PCI CTR-05</td><td>Acquires behavioral inputs and outputs</td></tr></tbody></table>

a procedure for implanting organized arrays of microwires for single-unit recordings in awake, behaving animals

웨이크 생체 전기 생리 레코딩에서, 행동 동물은 단일 세포 수준에서 신경 신호 전달을 이해하기위한 강력한 방법을 제공한다. 이 기술은 실험자 지속적인 행동으로 기록 된 활동 전위의 상관 관계를하기 위해 시간적 지역적으로 특정 발화 패턴을 검사 할 수 있습니다. 또한, 단일 유닛 녹음은 신경 기능의 포괄적 인 설명을 생산하기 위해 다른 기술의 과다와 결합 될 수있다. 이 문서에서는, 우리는 마이크로 와이어 주입 마취 및 준비에 대해 설명합니다. 다음으로, 우리는 필요한 장비와 정확하게 표적 구조로 마이크로 와이어 어레이를 삽입하는 수술 단계를 열거. 마지막으로, 우리는 간단하게 배열의 각 전극에서 기록하는 데 사용되는 장비에 대해 설명합니다. 설명 고정 마이크로 와이어 어레이는 만성 이식에 적합하고 거의 모든 행동 preparati에 신경 데이터의 길이 녹음을 허용하는에. 우리는 마이크로 와이어의 위치뿐만 아니라 기록 된 결과의 해부학 적 특이성을 높이기 위해 면역 조직 화학 기술과 마이크로 와이어 주입을 결합하는 방법을 삼각 측량 전극 트랙을 추적에 대해 설명합니다.

전기 생리 신호를 기록이 실험에서 사용되는 장비의 목록은 표 3에서 찾을 수있다. 수술에서 회복에 따라, 단일 단위 이식 커넥터에 단위 이득 headstage를 연결하여 기록됩니다. 이 headstage은 전기 슬립 링의 사용을 통해 전기 생리학 기록의 구분없이 자유롭게 회전 할 수있는 정류자에 케이블을 통해 연결된다. 정류자이 준비의 원칙 장점 중 하나입니다 행동하는 동안 녹음하는 동안 주제를 자유롭게 이동할 수 있습니다. 신호들은 그것이 부 신호가 발생하지 않기 때문에 차동 선택된 전극의 주변 소음에 대하여 각 전극에 신호를 증폭하는 데 사용되는 프리 앰프 (10 배 증가)를 통해 공급된다. 차동 기록은 두 전압의 순간적인 차이를 증폭하는 데 사용됩니다. 두 전선은 약 동등하게 자신의 opposi을 주변 소음을 기록하고 있기 때문에테 극성 효과적으로 신경 녹음에서 주변 소음 감산 (그림 2) 수 있습니다. 마지막으로, 신호는 대역 통과 필터링합니다 (450 Hz에서 10 kHz 범위를, 1 kHz와 -6 dB / 옥타브 11 kHz에서에서 -1.5 dB / 옥타브 롤 오프) A / D 카드와 함께 컴퓨터를 사용하여 디지털화하기 전에 증폭 700X (50 kHz 샘플링 주파수 / 와이어) 및 오프라인 분석을 위해 저장됩니다. 소프트웨어에서, 파형은 종종 임계 검출 방법을 이용하여 샘​​플링된다. 따라서, 소정의 전압 임계 값을 전달하는 신호는 디지털화 및 저장된다. 아직도, 전기 아티팩트 임계치, 필터링 및 차동 증폭 통과하고 샘플링 된 가양 고유 레이트가있다. 이러한 비 신경 파형 (. 등 예를 들어, 진폭, 피크 및 밸리 전압) 샘플링 방전이 자신의 매개 변수를 기준으로 정렬 할 수 있습니다 스파이크 정렬 소프트웨어를 사용하여 사후 뺀 이후 엘의 제거를 허용하는ectrical &quot;소음&quot;및 신경 신호의 선택 (그림 3). 파형 분석에 포함 된 경우 명확하게 정의 된 활동 전위와 과분극 후 (그림 3을 포함하여 신경 활동의 표준 패턴과 현재 1) 파형, 오른쪽 패널), 적어도 2:1 신호 추정 신경 파형 전시 2) 진폭 : 잡음 비율 (즉, 명확하게 채널의 노이즈 밴드에서 분리이며, 잡음 대역의 진폭은 = 약 .. 50 μV) 막대 그래프가 더 방전이 발생하지 않았는지 보여줍니다 3) 매개 변수는 전체 세션에 걸쳐 안정적으로 유지, 4) interspike 간격 (ISI) 신경 세포의 자연적인 내화 기간 동안 (예 : 1 ~ 2 밀리 초, 그림 3은 왼쪽 패널). 신경 방전은 디지털 입력 - 출력 (I / O) 카드의 사용을 통해 타임 스탬프로서 기록되는 이벤트의 행동 (예를 들면 레버 응답)과 상관 될 수있다. 이 시간특정 행동 이벤트 주위에 지정된 시간 범위에서 발생하는 신경 세포의 방전을 표시하는 데 사용되며, 스탬프는 요정 이벤트 시간 히스토그램 (그림 4A PETHs)를 만드는 데 사용할 수 있습니다. 우리의 실험실은 일반적으로 시간 (토닉 10), 분 (느린 Phasic 11)의 순서에 신경 발사를 검토, 초 / 밀리 초 (급속 Phasic 12)했다. 토닉 소성은 일반적으로 세션에서 가장 글로벌 이벤트를 검사하는 데 사용된다. 동물이 자기 관리 약물, 즉 predrug 대에 마약 발사 속도 때 예를 들어, 우리는 종종 뉴런의 발사 속도를 비교하기 위해 사용합니다. 느린 phasic 분석은 종종 분 동안 약물의 약리학 적 붕괴와 같은 느린 변경 이벤트 기간 동안 소성을 검사하는 데 사용됩니다. 마지막으로, 빠른 phasic 분석은 조작 적 반응 또는 실험적인 큐의 발병 같은 더 많은 순간 이벤트에 사용됩니다. 그림 4는 토닉 발사의 히스토그램을 보여줍니다코카인 자기 관리 중 전체 레코딩 세션에 걸쳐 30초 쓰레기통에 방전의 카운트. 표시된 예제 셀은 코카인의 몸 수준의 변화에 민감하고 코카인 증가 (그림 4B)의 동물의 몸 수준으로 (그림 4A)이 억제되어 있습니다 만, 코카인의 수준으로 원래의 발사 속도에 반환 후 떨어지는 자기 관리 사태가 종료되었습니다. 대상 지역에 따라, 신경 약리학 적 효과 또는 보상 관련 단서 6, 감각 입력 (13), 또는 동기 부여 방법 3 등의 행동 이벤트의 수에 민감 할 수있다. 올바른 조건 하에서, 많은 세션 동일한 뉴런을 기록 할 수있다. 선조체에서 뉴런 균일 분산 (와이어의 80 %가 단일 유닛을 수득하고 세포가 계층화 또는 밀접 그룹화되지 않는)하고 빠르게 붕괴 비켜에게 상대적으로 작은 신호들을 생성된다R 거리. 이러한 조건에서, 우리 연구소는 여러 주 동안 선조체 (striatum)에서 동일한 신경 세포를 기록 할 수 있었다. 중요한 것은, 모든 신경은 세션에서 확인 할 수 있고, 모든 신경 세포는 시간이 지남에 유지됩니다. 종 레코딩 이러한 유형 구하는 하나의 능력을 결정하는 전기 생리학 시스템의 신중한 테스트를 필요로한다. 예를 들어, 구동 가능한 전극을 사용하여 microwires의 기록 거리를 추정 할 수있다. 전선, 지역 해부학, 그리고 세션에서 신경 세포의 파형 매개 변수의 물리적 특성을 함께 고려하면, 하나는 파형이 세션 7,8,13에 걸쳐 유지 된 합리적인 확신을 가지고 결정할 수 있습니다. <img alt="그림 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51004/51004fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51004/51004fig1.jpg" /> 그림 1. Representat&quot;두개골 창&quot;(즉, 개두술), 두개골, 나사 및 접지 와이어에 대한 배치를 필자. A) 두개골 (적색), 두개골 창 (사각형) 및 접지선 (녹색)에 대한 반대측 구멍의 각 접시에 두개골 나사의 위치를 표시하는 두개골의 지느러미보기. 두개골 창을 계획 할 때, 좌표) B를 결정함으로써 정의 전방 및 C) 후방 내측 및 대상 영역의 측 방향 좌표 (예 dorsolateral striatum에). D)이 좌표는 윈도우의 배치를 결정하는 데 사용될 수되어야 두개골의 등의 표면에. 두개골 창 B와 C에서 확인 된 내측 및 외측 대상에 해당하고 또한 B와 C 사이의 전후면에 지정된 범위에 걸쳐 있습니다. 이 좌표는 각 대상 지역에 해당 될 것입니다. 대표 로카2 × 8 배열의 microwires의 tions은 D에 도시 된 두개골 창에 작은 점을 사용하여 표시됩니다. 최종 dorsoventral 전선의 좌표는이 하강하는 깊이에 따라 달라집니다. 팍시 &amp; 왓슨 14에서 수정 된 수치. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51004/51004fig1highres.jpg" target="_blank">더 큰 이미지를 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51004/51004fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51004/51004fig2.jpg" /> 그림 2. 차동 증폭 과정의 그림입니다. 맨 위 패널은 증폭 차동 전에 신경 신호 (신호 + 노이즈)을 나타냅니다. 다음과 같은 차동 증폭, 모든 채널에서 찾을 수있는 불필요한 전기 신호 (노이즈, 가운데 패널)을 효율적으로 기록 위스콘신에서 제외 할 수있다신경 파형 (; 하단 패널 신호)의 분리를 향상시키기 위하여 지정된 차동 전극의 사용을 통해 입술. <img alt="그림 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51004/51004fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51004/51004fig3.jpg" /> 그림 3. 마이크로 와이어 어레이의 하나의 선에서 기록 된 예를 신경 파형 (오른쪽). 히스토그램 (왼쪽) 각 세션에 신경 방전을 관찰 이전의 밀리 초 단위 활동 전위의 수를 보여줍니다. 각 빈은 1 밀리 초 간격을 나타냅니다. 히스토그램은 활동 전위가 신경 세포의 자연적인 내화 기간 (2 밀리 초)에 발생하지 않았는지 보여줍니다. <img alt="그림 4" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51004/51004fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51004/51004fig4.jpg" /> 그림4. tonically 코카인 자기 관리 동안 억제된다. 신경 세포의 예 A) 30초 쓰레기통에서 오랜 액세스 코카인 자기 관리 세션에 걸쳐 신경 세포의 발사 속도 (Spikes/30 초). B)는 해당 같은 세션에서 계산 된 약물 수준. 조합, 약물 수준의 증가는 신경 발사에 우울증과 상관된다. 세션 ~ 425 분에 종료 될 때 따라서, 신경 발사는 코카인 가을의 신체 수준으로 복구합니다. <img alt="그림 5" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51004/51004fig5highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51004/51004fig5.jpg" /> 그림 5. 마이크로 와이어 임플란트 두 동물의 조직 학적 조각. A) 병변을 마이크로 와이어 팁 (파란색) 공개 페로 시안화 칼륨 카운터 얼룩과 함께 중성 빨간색을 사용 Nissl 스테인드 섹션.마이크로 와이어는 조직에 와이어 트랙을 따라 와이어 팁 (파란색)까지 피질에서 추적 할 수 있습니다. 트랙은 하나의 슬라이스 또는 인접하는 일련의 슬라이스. B) 페로 시안화 칼륨 카운터 얼룩과 함께 복부 pallidum에 계시 물질 P 스테인드 섹션에서 추적 할 수있다. 면역 조직 기술을 사용하여, 각각의 마이크로 와이어는 특정 뇌 영역 내에서, 또는 특정 핵의 특정 하위 영역 내에서 지역화 할 수 있습니다. 그림은 물질 P의 얼룩을 사용하여 복부 pallidum에 내 지역화 마이크로 와이어 팁 (파란색)를 보여줍니다.

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A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

하나의 단위 전기 생리학 녹음에 사용하기 위해 microwires의 조직 배열을 주입하는 기술 문제를 안겨준다. 이 기술과 필요한 장비를 수행하는 방법이 설명되어 있습니다. 또한, 높은 공간 선택과 별개의 신경 하위 영역에서 기록하는 조직 마이크로 와이어 어레이의 유익한 사용을 설명합니다.

동물 행동하자, 깨어있는 단일 단위 레코딩을위한 Microwires의 조직 된 배열을 주입하기위한 절차

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.2K 조회수.  Rutgers, the State University of New Jersey.  하나의 단위 전기 생리학 녹음에 사용하기 위해 microwires의 조직 배열을 주입하는 기술 문제를 안겨준다. 이 기술과 필요한 장비를 수행하는 방법이 설명되어 있습니다. 또한, 높은 공간 선택과 별개의 신경 하위 영역에서 기록하는 조직 마이크로 와이어 어레이의 유익한 사용을 설명합니다. 

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Construction of Microdrive Arrays for Chronic Neural Recordings in Awake Behaving Mice

State-of-the-art electrophysiological recordings from the brains of freely behaving animals allow researchers to simultaneously examine local field potentials (LFPs) from populations of neurons and action potentials from individual cells, as the animal engages in experimentally relevant tasks. Chronically implanted microdrives allow for brain recordings to last over periods of several weeks. Miniaturized drives and lightweight components allow for these long-term recordings to occur in small mammals, such as mice. By using tetrodes, which consist of tightly braided bundles of four electrodes in which each wire has a diameter of 12.5 &mu;m, it is possible to isolate physiologically active neurons in superficial brain regions such as the cerebral cortex, dorsal hippocampus, and subiculum, as well as deeper regions such as the striatum and the amygdala. Moreover, this technique insures stable, high-fidelity neural recordings as the animal is challenged with a variety of behavioral tasks. This manuscript describes several techniques that have been optimized to record from the mouse brain. First, we show how to fabricate tetrodes, load them into driveable tubes, and gold-plate their tips in order to reduce their impedance from M&Omega; to K&Omega; range. Second, we show how to construct a custom microdrive assembly for carrying and moving the tetrodes vertically, with the use of inexpensive materials. Third, we show the steps for assembling a commercially available microdrive (Neuralynx VersaDrive) that is designed to carry independently movable tetrodes. Finally, we present representative results of local field potentials and single-unit signals obtained in the dorsal subiculum of mice. These techniques can be easily modified to accommodate different types of electrode arrays and recording schemes in the mouse brain.

The design and assembly of microdrives for in vivo electrophysiological recordings of brain signals from the mouse is described. By attaching microelectrode bundles to sturdy driveable carriers, these techniques allow for long-term and stable neural recordings. The lightweight design allows for unrestricted behavioral performance by the animal following drive implantation.

깨어있는 행동을 한 쥐의 만성 신경 녹음을위한 마이크로 드라이브 배열의 건설

State-of-the-art electrophysiological recordings from the brains of freely behaving animals allow researchers to simultaneously examine local field ...

연구

행동분석학

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer scale. However, current methods mostly rely on tethered cable recordings or only use unidirectional systems, allowing either recording or stimulation of neural activity, but not at the same time or same target. Here, a new wireless, bidirectional device for simultaneous multichannel recording and stimulation of neural activity in freely behaving rats is described. The system operates through a single portable head stage that both transmits recorded activity and can be targeted in real-time for brain stimulation using a telemetry-based multichannel software. The head stage is equipped with a preamplifier and a rechargeable battery, allowing stable long-term recordings or stimulation for up to 1 h. Importantly, the head stage is compact, weighs 12 g (including battery) and thus has minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire, making the method applicable to a broad set of behavioral tasks. Moreover, the method has the major advantage that the effect of brain stimulation on neural activity and behavior can be measured simultaneously, providing a tool to assess the causal relationships between specific brain activation patterns and behavior. This feature makes the method particularly valuable for the field of deep brain stimulation, allowing precise assessment, monitoring, and adjustment of stimulation parameters during long-term behavioral experiments. The applicability of the system has been validated using the inferior colliculus as a model structure.

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

A wireless, bidirectional system for multi-channel neural recordings and stimulation in freely behaving rats is introduced. The system is light and compact, thus having minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire. Moreover, this bidirectional system provides a sophisticated tool to assess causal relationships between brain activation patterns and behavior.

무선, Vivo에서 녹음 하 고 자유롭게 행동 하는 쥐에서 신경 활동의 자극에 대 한 양방향 인터페이스

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer ...

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

설치류를 행동에 이동 가능한 실리콘 프로브에 의한 뉴런의 대규모 녹화

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

신경과학

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the pathophysiological basis of these diseases, it is necessary to precisely characterize in which way the processing of information is disturbed between the different neuronal parts of the circuit. Using extracellular in vivo electrophysiological recordings, it is possible to accurately delineate neuronal activity within a neuronal network. The application of this method has several advantages over alternative techniques, e.g., functional magnetic resonance imaging and calcium imaging, as it allows a unique temporal and spatial resolution and does not rely on genetically engineered organisms. However, the use of extracellular in vivo recordings is limited since it is an invasive technique that cannot be universally applied. In this article, a simple and easy to use method is presented with which it is possible to simultaneously record extracellular potentials such as local field potentials and multiunit activity at multiple sites of a network. It is detailed how a precise targeting of subcortical nuclei can be achieved using a combination of stereotactic surgery and online analysis of multi-unit recordings. Thus, it is demonstrated, how a complete network such as the hyperdirect cortico-basal ganglia loop can be studied in anesthetized animals in vivo.

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

In this study, the methodology is presented on how to perform multi-site in vivo electrophysiological recordings from the hyperdirect pathway under urethane anesthesia.

심각한<em&gt; In Vivo</em&gt; 마취 된 래트에서의 Hyperdirect 경로로부터의 국소 장 전위 및 다중 단위 활성의 전기 생리 학적 기록

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

Fabrication of Ti3C2 MXene Microelectrode Arrays for In Vivo Neural Recording

Implantable microelectrode technologies have been widely used to elucidate neural dynamics at the microscale to gain a deeper understanding of the neural underpinnings of brain disease and injury. As electrodes are miniaturized to the scale of individual cells, a corresponding rise in the interface impedance limits the quality of recorded signals. Additionally, conventional electrode materials are stiff, resulting in a significant mechanical mismatch between the electrode and the surrounding brain tissue, which elicits an inflammatory response that eventually leads to a degradation of the device performance. To address these challenges, we have developed a process to fabricate flexible microelectrodes based on Ti3C2 MXene, a recently discovered nanomaterial that possesses remarkably high volumetric capacitance, electrical conductivity, surface functionality, and processability in aqueous dispersions. Flexible arrays of Ti3C2 MXene microelectrodes have remarkably low impedance due to the high conductivity and high specific surface area of the Ti3C2 MXene films, and they have proven to be exquisitely sensitive for recording neuronal activity. In this protocol, we describe a novel method for micropatterning Ti3C2 MXene into microelectrode arrays on flexible polymeric substrates and outline their use for in vivo micro-electrocorticography recording. This method can easily be extended to create MXene electrode arrays of arbitrary size or geometry for a range of other applications in bioelectronics and it can also be adapted for use with other conductive inks besides Ti3C2 MXene. This protocol enables simple and scalable fabrication of microelectrodes from solution-based conductive inks, and specifically allows harnessing the unique properties of hydrophilic Ti3C2 MXene to overcome many of the barriers that have long hindered the widespread adoption of carbon-based nanomaterials for high-fidelity neural microelectrodes.

Fabrication of Ti3C2 MXene Microelectrode Arrays for In Vivo Neural Recording

We describe here a method for fabricating Ti3C2 MXene microelectrode arrays and utilizing them for in vivo neural recording.

생체 내 신경 녹음을 위한 Ti3C2 MXene 마이크로 전극 어레이 의 제조

Implantable microelectrode technologies have been widely used to elucidate neural dynamics at the microscale to gain a deeper understanding of the neural ...

생체공학

Stereotaxic Surgery for Implantation of Microelectrode Arrays in the Common Marmoset (Callithrix jacchus)

Marmosets (Callithrix jacchus) are small non-human primates that are gaining popularity in biomedical and preclinical research, including the neurosciences. Phylogenetically, these animals are much closer to humans than rodents. They also display complex behaviors, including a wide range of vocalizations and social interactions. Here, an effective stereotaxic neurosurgical procedure for implantation of recording electrode arrays in the common marmoset is described. This protocol also details the pre- and postoperative steps of animal care that are required to successfully perform such a surgery. Finally, this protocol shows an example of local field potential and spike activity recordings in a freely behaving marmoset 1 week after the surgical procedure. Overall, this method provides an opportunity to study the brain function in awake and freely behaving marmosets. The same protocol can be readily used by researchers working with other small primates. In addition, it can be easily modified to allow other studies requiring implants, such as stimulating electrodes, microinjections, implantation of optrodes or guide cannulas, or ablation of discrete tissue regions.

Stereotaxic Surgery for Implantation of Microelectrode Arrays in the Common Marmoset Callithrix jacchus

This work presents a protocol to perform a stereotaxic, neurosurgical implantation of&#160;microelectrode arrays in the common marmoset. This method specifically enables electrophysiological recordings in freely behaving animals but can be easily adapted to any other similar neurosurgical intervention in this species (e.g., cannula for drug administration or electrodes for brain stimulation).

일반적인 마모셋에 있는 마이크로 전극 배열의 이식을 위한 입체 외과(칼리트릭스 jacchus)

Marmosets (Callithrix jacchus) are small non-human primates that are gaining popularity in biomedical and preclinical research, including the ...

In Vivo Electrophysiological Recordings of Brain Activities from Multiple Sites in Rats

Source: Haumesser, J. K., et al. <a href="https://app-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/55940">Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats.</a> J. Vis. Exp.(2017).
This video demonstrates the detailed procedure for preparing an anesthetized rat for electrophysiological recordings of brain activity from multiple sites. The scalp is dissected to access the skull, and holes are drilled at precise locations to install and secure electrodes. Tungsten microwire electrodes are then inserted into the targeted location to record the data.

쥐의 여러 부위에서 뇌 활동에 대한 생체 내 전기생리학적 기록

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neurophysiology

Electrophysiology Techniques

Implanting a Wireless Bidirectional Microelectrode System in a Rat Brain

Source: Melo-Thomas, L., et al., <a href="https://app-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/56299">A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats.</a> J. Vis. Exp. (2017)
The video demonstrates a procedure for implanting a wireless bidirectional multichannel electrode unit into a rat brain to record and stimulate multichannel neural networks.

쥐의 뇌에 무선 양방향 미세전극 시스템 이식

A Micro-drive Array Method for Electrophysiological Recording from Multiple Brain Regions

Source: Shikano, Y., et al. <a href="https://app-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/56980">Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat.</a> J. Vis. Exp. (2018).
The video demonstrates simultaneous electrophysiological recording from multiple brain regions in a rat using an integrative micro-drive array. Recording electrodes are placed in the olfactory bulb, reference electrodes in the frontal cortex, and micro-drive array electrodes in the hippocampus. The rat is allowed to forage freely, and simultaneous recording from all the implanted electrodes is recorded using the array.

여러 뇌 영역의 전기생리학적 기록을 위한 마이크로 드라이브 어레이 방법

Implantation of an Electrode Assembly in a Mouse Brain for Electrophysiological Recording

Source: Straub, J., et al. <a href="https://app-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/v/62929">Preparation and Implantation of Electrodes for Electrically Kindling VGAT-Cre Mice to Generate a Model for Temporal Lobe Epilepsy.</a> J. Vis. Exp. (2021).
This video demonstrates a technique for implanting an electrode assembly into a mouse brain. The assembly contains bipolar electrodes to record activity from the hippocampus and a reference electrode to obtain baseline activity from the cerebellum. An anesthetized mouse is placed on a stereotaxic frame, and the electrode assembly is implanted in the target brain region. The animal is then allowed to recover before performing electrophysiological recording.

전기생리학적 기록을 위해 마우스 뇌에 전극 어셈블리를 이식합니다.

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. Making ...