このプロトコルは、(AY、HSG し)、免疫学者のアメリカの協会から免疫学フェローシップのキャリアおよび学者賞 (HSG) にボードの知事再生医学研究所からヒマラヤスギ シナイ医療センターで資金を使用して開発されました。(AY) に血液学のアメリカの社会。FACS の並べ替えと支援ありがとうヒマラヤスギ シナイ医療センターで流れ Cytometry コア。

ここで説明したすべてのメソッドは、機関動物ケアおよび使用委員会 (IACUC) ヒマラヤスギ シナイの医療センターによって承認されました。
1. 分離マウス骨髄と単一細胞懸濁液の調製
<ol><li>制度のガイドラインに従ってマウスを安楽死させます。</li>
	<li>その裏に euthanized マウスを置き、70% エタノール (エタノール) をスプレーします。鋭い、先の尖ったはさみ、足から取り外して、筋肉や骨を公開の体に向かって皮膚を引き上げて使用して足首レベルで各後肢での (3 ~ 5 mm) の小切開を行います。</li>
	<li>はさみ、次の骨の方向でそれらをトリミングすることによって、骨から筋肉 (大腿四頭筋、膝腱など) を削除します。骨を傷つけないように注意します。</li>
	<li>股関節から大腿骨を脱臼し、結合組織と骨を切らないように注意しながら、足を切断する筋肉を切り取る。</li>
	<li>脛骨から足首を脱臼して足を削除、管内滅菌 PBS またはメディアの骨を配置、組織培養室に氷の上にそれらを輸送します。 注: いくつかの他のアプリケーション (例えば、全骨髄細胞からマクロファージの派生) それはしばらくの間、氷の上の骨を残すが、前駆細胞の分離のためのダウンレギュレーションを避けるためにできるだけ早く進めることが重要です。重要な表面マーカー (特に CD115)。</li>
	<li>バイオ セーフティ キャビネット、ティッシュ ペーパーでこすって骨から任意の残りの軟部組織を削除します。 注: プロトコルは滅菌サンプルがセルの文化や生体内での試金 FACS を並べ替えた後のため必要な場合、バイオ セーフティ キャビネットで実行必要があります。無菌細胞が必要ない場合は、研究室のベンチに全体のプロセスを実行できます。</li>
	<li>簡単に 70% の骨を浸し、それら、それらを洗浄する滅菌 PBS での消毒にエタノール。</li>
	<li>膝を通って切断によって両脚の腓骨と脛骨、大腿骨を分離し、両脚の腓骨を破棄します。</li>
	<li>鋭いハサミで骨の両端をカットします。</li>
	<li>骨が白く表示されてまで冷滅菌 PBS で骨髄をとおり収穫します。<ol>
<li>各骨鉗子、グリップ、1 つの端の骨軸に冷滅菌 PBS を含む 10 mL の注射器に接続されている 26 G 針を挿入します。</li>
		<li>50 mL の遠心管の上の骨を押し、骨、骨髄を収穫する 2-5 mL PBS をフラッシュします。</li>
		<li>マウス (2 大腿骨と脛骨 2) あたりのすべての 4 の骨から骨髄を収穫します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>細胞懸濁液を形成する骨髄の分解および 1 mL ピペットでピペットの上下に優しく。</li>
	<li>骨の部分を排除し、セルの集計、単一細胞懸濁液を生成するために 30 μ m ナイロン メッシュの部分を介して骨髄懸濁液をフィルター処理します。</li>
	<li>5 分の滅菌染色バッファー (PBS 0.5 %fbs + 2 ミリメートルの EDTA)、細胞ペレットを再懸濁します 280 x g で単一細胞懸濁液を遠心分離機では、染色バッファー マウス (例えば、セルから大腿骨および脛骨 2 マウスのプールの 10 mL) あたり 5 mL を使用しています。</li>
	<li>10 μ L のサンプルの分注を取る、10 μ L を混ぜてトリパン ブルーと診断に結果トリパン ブルー ラベル サンプルのロード 10 μ L。光学顕微鏡を使用してセルをカウントします。 注: セルに信頼性の高いカウントのためあまりにも集中している場合は、トリパン ブルーを追加する前にサンプルを希釈します。</li>
</ol>2. 前駆濃縮磁気活性化細胞 (MAC) の並べ替えで
<ol><li>全体の単一細胞懸濁液を遠心分離 (または同数のセルとして、目的の収率を取得する必要) 40 細胞ペレットを再懸濁します、4 ° C で 5 分間 280 x g で μ 10 の7セルごとのバッファー (PBS + 0.5 %fbs + 2 ミリメートルの EDTA) を染色します。 注: それはまた血統の枯渇のキット メーカーから MAC バッファーを使用することが可能 (材料表参照) 染色バッファーの代わりに。</li>
	<li>血統の枯渇のキットに付属している指示に従って血統の枯渇を実行します。次の手順は、テーブルの材料で見られるキットです。別のキットを使用する場合、製造元の指示に従って、2.3 の手順に進みます。<ol>
<li>107細胞あたり 10 μ L ビオチン抗体カクテルを追加、ピペッティングで混ぜるし、4 ° C で 10 分間インキュベート</li>
		<li>30 μ L を追加染色バッファー/マック 10 の7セルごとのバッファーし、ミックスします。</li>
		<li>10 の7セルあたり 20 μ L 抗ビオチン マイクロ ビーズを追加します。よく混合し、4 ° C でさらに 15 分間インキュベート 注: 渦マイクロ ビーズのセルにそれらを追加する前に完全に分散配置されていることを確認します。</li>
		<li>280 x g は 5 分、再懸濁します 500 μ L 染色バッファー/MAC で細胞ペレットを最大 10 の8セルのバッファーで細胞を遠心分離機、染色バッファー/MAC バッファー 107セルあたり 1 mL を追加します。以上 10 の8セルのバッファー/MAC バッファーをそれに応じて染色のボリュームをスケール アップします。</li>
		<li>製造元の指示に従って自動磁選機を準備します。</li>
		<li>区切り文字にラベル付きセルを含むチューブを置き、負の選択プログラムを選択します。</li>
		<li>リネージュ陰性 (Lin-) の前駆濃縮細胞が含まれている負の分数を収集します。磁気標識リネージュ陽性細胞が含まれている正の分数を破棄します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>林- 280 x g で 5 分で細胞を遠心し、染色バッファー/MAC バッファー マウス (例えば骨髄を 2 マウスからプールされた場合 4 mL) あたり 2 mL で細胞ペレットを再懸濁します。 注: ペレットはず赤ではなく白、赤血球が減ったためです。</li>
	<li>林-細胞分注 10 μ L を取る、10 μ L を混ぜてトリパン ブルーと診断に結果トリパン ブルー ラベル サンプルのロード 10 μ L。光学顕微鏡を使用してセルをカウントします。 注: セルに信頼性の高いカウントのためあまりにも集中している場合は、トリパン ブルーを追加する前にサンプルを希釈します。</li>
</ol>3. 骨髄前駆細胞の同定と分離によって蛍光活性化セル (FACS) を並べ替え
<ol><li>ラベル 9 遠心 (1.5 または 2 mL) チューブ: 1) 2-8 細胞の無染色) セル単一 FcγR (CD16/32)、蛍光標識抗体で染色 c キット、Sca 1、CD34、Flt3 (CD135)、Ly6C と電圧の選択と色の補正、および 9 の CD115)サンプル細胞前駆細胞の識別および並べ替えのためのすべての 7 抗体で染色されます。</li>
	<li>サンプル管 (管 9) に各コントロール チューブ (管 1-8)、100,000 セルと残りのすべてのセル (または少ない必要な場合) を配布します。 注: サンプル ボリュームが 1.5-2 mL よりも大きい場合は、必要があります 15 mL チューブにサンプル細胞を配布、遠心分離機のそれらと (以下ステップ 3.3) ペレットを再懸濁します、以降の染色手順微量遠心チューブにセルを転送します。</li>
	<li>1,500 × g で 5 分で細胞を遠心し、100 μ L で制御管ペレットを再懸濁します (例えば1 x 10 の7セル 200 μ L) を細胞 5 × 106ごとにバッファーを染色染色バッファー (PBS + 0.5 %fbs + 2 ミリメートルの EDTA)、100 μ L のサンプル チューブのペレット。</li>
	<li>FcγR 単一染色管、サンプル管に 2 μ g/mL 抗-CD16/CD32-APC-Cy7 を追加します。ミックス、および 4 ° C で 10 分間インキュベートする優しく渦 注: 非特異的 Fc を介した抗体の結合のための競争を防ぐために他の抗体を追加する前に FcγR (CD16/32) 抗体サンプル細胞を染色することが重要です。試薬をブロック、FcγR のセルを孵化しないで。</li>
	<li>他の抗体を追加し対応する単一染色チューブ (1 抗体)、サンプル チューブ (すべて 6 抗体): 10 G/ml c-キット-パシフィック ブルー、2 μ g/mL Sca 1-PE Cy7、25 μ g/mL CD34 FITC、10 μ g/mL Flt3 APC、2 μ g/mL Ly6C-PerCP-Cy5.5 4 μ g/mL CD115 PE。渦優しく、4 ° C で 15 分間インキュベートし、</li>
	<li>900 μ L 染色バッファー コントロール チューブと 1 mL のサンプル管に 10 の7セルごと染色バッファーを追加します。5 分間 1,500 × g 細胞を遠心し、バッファーを染色の細胞ペレットを再懸濁します: コントロール チューブあたり 200 μ L、サンプル チューブ内の 25 x 106セルあたり 500 μ L。5 mL FACS の管に再懸濁細胞を転送します。 注: サンプル ボリュームが 1.5-2 mL よりも大きい場合は、必要があります 15 mL 遠心チューブにセルを転送します。</li>
	<li>製造元の指示に従って流れの cytometer (アナライザーまたは選別機) を準備します。</li>
	<li>制御電圧と色補正を設定する流れの cytometer 細胞を染色無染色と 1 つを実行します。</li>
	<li>サンプル細胞を実行、下記の図 2に要約として前駆細胞サブセットのゲートおよび必要な場合実行 FACS 関連前駆細胞サブセットを分離する並べ替え。 注: それは通常約 200,000 セル前駆門ごとに少なくとも 1,000 イベントを取得するを取得する必要です。<ol>
<li>FSC A (x 軸) と SSC A (y 軸) に表示するすべてのセルのドット プロットを作成して、ゲートの破片や死んだ細胞を除外する = >「ライブ」のセル。</li>
		<li>FSC H (x 軸) と FSC W (y 軸) に表示する、「ライブ」のセルのドット プロットを作成および二重項を除外するゲート = > (FSC) のライブ/一重項ゲート。</li>
		<li>ライブ/一重項のドット プロット (FSC) 細胞、SSC H (x 軸) と SSC W (y 軸) の表示を作成し、ダブレットを除外するゲート = > (FSC) のライブ/一重項/一重項 (SSC) ゲート。</li>
		<li>(FSC) のライブ/一重項のドット プロットを作成/Sca 1 (x 軸) と c キット (y 軸) に表示する、一重項 (SSC) 細胞と c キット+ Sca 1-のセルを選択するゲート = > LKS-細胞。</li>
		<li>LKS-セル、CD34 を表示のドット プロットを作成 (x 軸) FcγR (y 軸) と門のと CD34 を選択する+ FcγRloセル = >「Cmp」と CD34+ FcγRこんにちはセル = >"適性"。 注: 可能な限りゲート"Cmp"および「省」として正確にすることが重要です。正確なゲート pseudocolor 密度プロットとコンター プロットを使用することをお勧めします。</li>
		<li>CD115 を表示する"Cmp"のドット プロットを作成 (x 軸) および Flt3 (y 軸) とゲートを選択します。 Flt3+ CD115loセル = > CMP Flt3+ CD115lo細胞、 Flt3- CD115loセル = > CMP-Flt3-セル、 Flt3+ CD115こんにちはセル = > MDPs 。
</li>
		<li>Ly6C を表示する「省」のドット プロットを作成 (x 軸) FcγR (y 軸) と門のと Ly6C を選択する-セル = >「GMP-Ly6C-セル」, と Ly6C+セル = >「GMP Ly6C+細胞」。</li>
		<li>「GMP-Ly6C-セル」, CD115 の表示のドット プロットを作成 (x 軸) および Flt3 (y 軸) とゲートを選択します。 Flt3- CD115loセル = >適性。
</li>
		<li>「GMP Ly6C+セル」, CD115 の表示のドット プロットを作成 (x 軸) および Flt3 (y 軸) とゲートを選択します。 Flt3- CD115loセル = > GPs、 Flt3- CD115こんにちはセル = > MPs + cMoPs.
</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Akashi, K., Traver, D., Miyamoto, T., Weissman, I. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+clonogenic+common+myeloid+progenitor+that+gives+rise+to+all+myeloid+lineages.">A clonogenic common myeloid progenitor that gives rise to all myeloid lineages.</a> Nature. 404 (6774), 193-197 (2000).</li><li>Y&#225;&#241;ez, A., Ng, M. Y., Hassanzadeh-Kiabi, N., Goodridge, H. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=IRF8+acts+in+lineage-committed+rather+than+oligopotent+progenitors+to+control+neutrophil+vs+monocyte+production.">IRF8 acts in lineage-committed rather than oligopotent progenitors to control neutrophil vs monocyte production.</a> Blood. 125 (9), 1452-1459 (2015).</li><li>Auffray, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CX3CR1++CD115++CD135++common+macrophage/DC+precursors+and+the+role+of+CX3CR1+in+their+response+to+inflammation.">CX3CR1+ CD115+ CD135+ common macrophage/DC precursors and the role of CX3CR1 in their response to inflammation.</a> Journal of Experimental Medicine. 206 (3), 595-606 (2009).</li><li>Fogg, D. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+clonogenic+bone+marrow+progenitor+specific+for+macrophages+and+dendritic+cells.">A clonogenic bone marrow progenitor specific for macrophages and dendritic cells.</a> Science. 311 (5757), 83-87 (2006).</li><li>Onai, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+clonogenic+common+Flt3+M-CSFR++plasmacytoid+and+conventional+dendritic+cell+progenitors+in+mouse+bone+marrow.">Identification of clonogenic common Flt3+M-CSFR+ plasmacytoid and conventional dendritic cell progenitors in mouse bone marrow.</a> Nature Immunology. 8 (11), 1207-1216 (2007).</li><li>Hettinger, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Origin+of+monocytes+and+macrophages+in+a+committed+progenitor.">Origin of monocytes and macrophages in a committed progenitor.</a> Nature Immunology. 14 (8), 821-830 (2013).</li><li>Y&#225;&#241;ez, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Granulocyte-monocyte+progenitors+and+monocyte-dendritic+cell+progenitors+independently+produce+functionally+distinct+monocytes.">Granulocyte-monocyte progenitors and monocyte-dendritic cell progenitors independently produce functionally distinct monocytes.</a> Immunity. 47 (5), 890-902 (2017).</li><li>Olsson, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-cell+analysis+of+mixed-lineage+states+leading+to+a+binary+cell+fate+choice.">Single-cell analysis of mixed-lineage states leading to a binary cell fate choice.</a> Nature. 537 (7622), 698-702 (2016).</li><li>Amend, S. R., Valkenburg, K. C., Pienta, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+hind+limb+long+bone+dissection+and+bone+marrow+isolation.">Murine hind limb long bone dissection and bone marrow isolation.</a> Journal of Visualized Experiments. (110), (2016).</li><li>Y&#225;&#241;ez, A., Goodridge, H. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interferon+regulatory+factor+8+and+the+regulation+of+neutrophil,+monocyte,+and+dendritic+cell+production.">Interferon regulatory factor 8 and the regulation of neutrophil, monocyte, and dendritic cell production.</a> Current Opinion in Hematology. 23 (1), 11-17 (2016).</li><li>Manz, M. G., Miyamoto, T., Akashi, K., Weissman, I. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prospective+isolation+of+human+clonogenic+common+myeloid+progenitors.">Prospective isolation of human clonogenic common myeloid progenitors.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99 (18), 11872-11877 (2002).</li></ol>

著者が明らかに何もありません。

マウス骨髄前駆識別1のための戦略をゲート ワイスマン教授は免疫のゴールド スタンダードと約 20 年間、血液をされているが、それは今"の CMP"と"GMP"ゲート、非常に異質かつ精確であることが明らかゲートの戦略が必要です。我々 はここで記述したプロトコルが特定の骨髄前駆細胞のより正確な定量のイエウサギ経路のマッピングだけでなく、調査の c57bl/6 j マウスの寡能性と系列拘束されたサブセットの識別を許可します。分子機構骨髄分化の特定の段階で動作します。分子の解析に必要な場合、前駆のサブセットを並べ替えることができます分化等の in vitroとin vivo評価
プロトコルは、若者 (6-8 週齢) を使用して開発された c57bl/6 j マウス、マウスの男性と女性の両方に適しています。我々 はない古いマウス前駆細胞サブセットを特徴付けられます。予測しないと、マーカーは年齢とともに変更されますが、サブセットの相対的な割合が異なる場合があります。他のマウス系統前駆細胞サブセットをまだ評価していない我々 は。
変更されたゲーティング戦略の最初のアプリケーション転写因子インターフェロン調節因子 8 (IRF8) によって骨髄球系細胞運命選択の規制に機械論的洞察力を提供することでした2。IRF8 が適性によって表現される報告された以前 (ワイズマン"GMP"率) と単球の遺伝子発現を促進、好中球の遺伝子発現を抑制、好中球アポトーシス10の推進による単球の分化に必要な。変更されたゲーティング戦略を使用して、IRF8 は寡能性、適性によって表現されていないが、GPs と MPs + cMoPs2の両方で表現を行った。さらに、我々 は IRF8、寡能性適性によって GP と MP + cMoP との差別化よりもむしろ生き残りリネージュ コミット前駆細胞の生産を調節することを示した。同様に、我々 は最近、骨髄造血のモデルを再定義する変更されたゲーティング戦略を使用し、適性と MDPs 2 の独立した経路7を介して機能的に異なる炎症性単球を生成することを示した。
血統の枯渇手順は、自動磁気分離装置の代わりに手動マグネットセパレーターを使用して実行することや血統の枯渇はビオチン化系統マーカー抗体カクテルを用いたフローサイトメトリーによることでも実現でき、無染色のセルを選択するゲーティングする fluorophore 共役反ビオチン抗体。血統の枯渇は最も分化細胞を除外し、時間と (フローサイトメトリー、アナライザー/選別機時間、の抗体量を削減すなわち、以降の手順に関連付けられているコストを最小限に抑えるための c キット+の前駆細胞の豊かなど)。捜査官は効率的に特定のキットの予想どおり血統の枯渇ステップが使用かどうかを判断するメーカーのデータシートを参照してください。しかし、問題ではない血統の枯渇したがって、分化した細胞の血統の枯渇後に残る (と同様他の c キット-細胞) はその後、c キットを表現しない (Lin+) 細胞を区別されているため効率が 100% でない場合流れの cytometry のゲートによって除外されました。また GPs と MPs エクスプレス Ly6C しかし、Ly6C とは異なり表され球前駆 Ly6C することが重要だ (おそらく異なるアイソ フォーム) しばしば血統の枯渇キットに含まれて Gr 1 抗体によって検出されない従って GPs と MPs が後に残るとリネージュ枯渇2。
良い染色はすべての表面のマーカーの重要な FcγR、FcγRlo "Cmp"と、FcγRこんにちは「省」の正確なゲートを許可するためには特に重要。良い分離に最適な蛍光体の選択と抗体の希釈が欠かせないし、(一般的にフローサイトメトリー用染色前に使用) FcγR ブロッキング試薬が必要がない使用します。また、CD115 はセルで長期間の 4 ° c または氷の上がいます良い染色取得にすぐに働くことが重要ですのでダウンレギュ レートすることが重要です。セルの処理の整合性を維持するために 1-2 時間以内をお勧めします。生きた細胞が必要ない場合陽性細胞を固定し、48 時間内に取得することができます。
分離分画には、死んだ細胞の重要な番号が含まれている、これはおそらくの組み合わせの変更が必要になるが、生きた細胞をより正確にゲートに可能性染料 (例えば、 propidium ヨウ化) を含めることが可能です。蛍光色素標識された抗体。必要な場合、細胞数はフローサイトメトリー用サンプルに既知濃度のカウントのビーズを追加することによって計算できます。カウントのビーズは、SSC、FSC は、彼らの高い蛍光強度でセルと区別できる蛍光のラテックス ビーズです。細胞の数は、次の数式を使用して計算できます。
(セル イベント数/ビーズ イベント数) x (ビーズのサンプルに追加の数/μ L のサンプル量) = 細胞/μ L とサンプルの濃度
現在のプロトコルの 1 つの制限は MPs と cMoPs、これらの前駆細胞は、遺伝子の発現と機能特性など等の調査の評価を複雑にするごとに識別を許さない、観測された MP の増減 + cMoP 番号 GMP 経路や MDP 経路を介して強化された単球生産が発生するかどうかは示しません。進行中の研究で我々 は MPs と cMoPs を区別する表面のマーカーを識別するために願っています。一方で、国会議員と cMoPs の相対的な割合をプロファイルする単一細胞 RNA シーケンス7でこれらの前駆細胞の評価をされる可能性があります。
単一細胞 RNA シーケンス研究いくつかの異なる成熟状態など単球を失っている最近 GPs が反映されます、このプロトコルで記述されている 6 前駆分数内で追加の不均一性も明らかにする可能性が高い差別化の次の段階に進む準備を整えている GPs 対潜在的な。"GMP"分数のサブセットは他の顆粒球 (好酸球、好塩基球、および肥満細胞) を作り出す潜在性前駆細胞を含めることができますが、我々 はこれを検討していません。前述の導入で、また現在わかりにくい CMP Flt3+ CD115lo、CMP Flt3- 、MDP 分数が本当に予測寡能性前駆細胞が含まれてまたはまたはより多くの前駆細胞の混合物を構成するかどうか限られた血統で、潜在的なしかし単一細胞 RNA の塩基配列解読がこの重要な問題に洞察力を提供します。
新たなアプローチが今人間の骨髄前駆細胞のサブセットを識別するために必要な。ワイズマンと同僚は、以前ひと骨髄及び臍帯血11で骨髄性のサブセット ("Cmp"や「適性」など) を定義されたが、彼らは同様に異種。残念なことに、マウスの人間の祖先に戦略をゲートの翻訳は複雑に表面マーカー式人間間の顕著な違いとマウス前駆細胞;例えば、CD34 式はマウスの骨髄前駆細胞のサブセットに限定されるが、造血幹細胞を含む人間の前駆細胞により広く観察されます。ただし、単一細胞 RNA シーケンス研究、またひと前駆サブセットを分離する候補マーカーの同定を許可しました。

単球、好中球、樹状細胞 (Dc) は、イエウサギと呼ばれるプロセスによって主に骨髄での造血前駆細胞から生じる骨髄系の細胞です。一般的な骨髄前駆細胞 (Cmp の) 骨髄細胞と同様に巨核球、赤血球、ないリンパ様細胞を生成する可能性があります。顆粒球単球前駆細胞 (適性) Cmp から派生した、顆粒球、単球が巨核球と潜在的な赤血球を失っています。単球および古典的な樹状 (cDCs/Pdc) も Cmp 徐々 に分化能の制限の血統で、コミット結果最終的によって作り出される球 DC 前駆細胞 (MDPs) として知られている共通の前駆細胞から生じると考えられている。前駆細胞: 顆粒球前駆細胞、単球前駆細胞、樹状細胞前駆細胞 (図 1)。
ワイズマンと同僚の報告林- c-キットに+ Sca-1- (-以下 LKS) CD34 既に報告がある+ FcγRloの一部マウス骨髄、省は、LKS- CD34 に含まれている間+ FcγRこんにちは分数1。しかし、これらの"の CMP"と"GMP"分数が非常に異質です。たとえば、"GMP"分数には、リネージュ コミット顆粒球前駆細胞と単球前駆細胞1,2も含まれています。CX3CR1 をこと MDPs が別々 に報告された+ Flt3+ CD115+前駆細胞 CD34 と FcγR3、4を表す。MDPs は、cDC/pDC 生産共通 DC 前駆細胞 (Cdp)、c-Kit (CD117) のより低いレベルを表現する報告されてきたを生じ、LKS-一部5には含まれません。
それは従来の単一経路 (CMP-GMP-民主党-単球) 単球が発生する予想。(単球前駆細胞、MPs の名前) 省によって生成されるこのモデル, 単球コミット前駆細胞と一貫性のある2と (一般的な単球前駆細胞、cMoPs の名前) MDPs6共有表面マーカー式に基づいて同一の細胞のように見える.しかし、我々 は最近単球によって生産されているいない独立して省と MDPs、実証、単一細胞 RNA シーケンス7MPs と cMoPs を区別することができた。
最近、c57bl/6 j マウス骨髄異なる寡能性と系統コミットの myeloid 祖先のサブセットを含む 6 亜分画を識別するワイズマン"の CMP"と"GMP"ゲート戦略を変更しました。寡能性省と同様、顆粒球前駆細胞 (GPs) と単球前駆細胞 (MPs および cMoPs は、我々 は現在を区切ることができない) の隔離を可能に Ly6C と CD115 のために汚れることをまず報告"GMP"分数2 (LKS から-CD34+ FcγRこんにちはゲート;図 1)。我々 はその後 MDPs は"の CMP"の割合で主に見られることを実証 (LKS- CD34+ FcγRloゲート)、Flt3 が含まれている+ CD115lo Flt3-サブセット7 (図 1).CMP Flt3+ CD115lo分数は、養子の転送時に適性と MDPs を生成します。CMP Flt3-のサブセットには、CMP Flt3+ CD115lo細胞と省の間の中間体のように見える前駆細胞が含まれています。MDPs とは異なり両方、CMP Flt3+ CD115loおよび CMP Flt3-分数も所有している球および赤血球の潜在的です。
ただし、"の CMP"分数に寡能性 (例えば、個々 のセル CMP Flt3+ CD115lo分数内好中球を所有していることは、本当に前駆細胞が含まれているかどうかは現在のところ明確のことにそれが重要です。単球、DC、巨核球、および潜在的な赤血球)、または、代わりより制限されている血統で、潜在的な前駆細胞の混合物を構成します。コロニー形成アッセイ (セルロース文化) 明らかに細胞顆粒球 (好中球)、赤血球、単球、巨核球潜在的な (ジェム細胞)"CMP"の CMP Flt3+ CD115loと CMP Flt3- 1 、7、直流電位の評価を許可しないが。対照的に、コロニー形成アッセイ"GMP"分数1、2、寡能性適性 (好中球と単球の潜在的な前駆細胞) の存在とこれは最近単一セルによってサポートされてトランスクリプトーム解析8。それは現在知られていない、しかし、これらの寡能性適性はまた他の顆粒球 (好酸球、好塩基球、肥満細胞) を生成するかどうか。
今を示すこれらの研究に基づいて 7 表面のマーカー (cd34 陽性、FcγR、Flt3、Ly6C と CD115 の c キット、Sca-1) 使用でき、寡能性と系列拘束された骨髄前駆細胞のこれらの 6 のサブセットを分離します。体外培養の試金 (セルロースまたは液体文化) のここで説明されているプロトコルを適用ことができますマウス、および分子解析 (バルクで単一細胞の RNA シーケンス、西部にしみが付くこと、の生体内で養子転送実験など)。
プロトコルは 3 つの段階で構成されています: 1) 骨髄の単一細胞懸濁液調製された細胞、2) (磁気活性化細胞ソーティング)、造血前駆細胞、3) 識別、および分離の流れによって前駆細胞サブセットの望まれた場合の濃縮フローサイトメトリー (適切なアナライザーまたは、ソーターを使用)。最初のステップは、大腿骨から骨骨髄細胞の分離と安楽死させたマウスの脛骨、9その他の前述のプロトコルに似ています。次に、サンプルは、幹・前駆細胞の赤血球、好中球、単球、リンパ球などの細胞表面マーカーに対する抗体のカクテルを使用して分化した細胞を破壊するために濃縮されています。これは必須、前駆細胞のサブセットの検出を最適化し、前駆細胞の識別に必要な抗体とフローサイトメトリーに必要な時間の量を低減する強くお勧めします。以下の血統の枯渇プロトコル説明 Magnetic-Activated セルの並べ替え (MAC) のいずれもマウス系統の細胞枯渇キットを使用して (CD5、CD45R ビオチン化抗体が含まれている (B220) テル-119、Gr-1 (Ly6G/C)、7-4、CD11b 反ビオチン プラスマイクロ ビーズ) と自動磁選機。最後のステップは、識別 (と必要な場合、並べ替え) フローサイトメトリーによる前駆細胞サブセットの。抗体パネルが下記 4 レーザーで流れの cytometer (アナライザーまたは選別機) で使用する設計されています (テーブル 1を参照してください) (405 488 nm nm、561 nm、640 nm)。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58061/58061fig1.jpg"> 図 1: 好中球、単球および DC 前駆細胞と分化経路。"Cmp"(青)、「適性」(グリーン)1オーバーレイ ワイズマン ゲート イエウサギ7の最近改正されたモデルを示します。この図は、ヤーニェスら20177から変更されています。<a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/58061/58061fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。

<table><tbody><tr><td>Mouse: Wild-type C57BL/6J (CD45.2)</td><td>The Jackson Laboratories</td><td>Cat#JAX:000664</td><td></td></tr><tr><td>Lineage Cell Depletion Kit, mouse</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>Cat#130-090-858</td><td></td></tr><tr><td>Rat anti-mouse CD34 (clone RAM34) FITC</td><td>BD Biosciences</td><td>Cat#553733</td><td></td></tr><tr><td>Rat anti-mouse CD16/CD32 (Fc&amp;gamma;R; clone 93) APC-Cy7</td><td>BioLegend</td><td>Cat#101327</td><td></td></tr><tr><td>Rat anti-mouse Ly6A/E (Sca-1; clone 108113) PE-Cy7</td><td>BioLegend</td><td>Cat#108114</td><td></td></tr><tr><td>Rat anti-mouse CD117 (c-Kit; clone 2B8) Pacific Blue</td><td>BioLegend</td><td>Cat#105820</td><td></td></tr><tr><td>Rat anti-mouse Ly6C (clone HK1.4) PerCP-Cy5.5</td><td>BioLegend</td><td>Cat#128012</td><td></td></tr><tr><td>Rat anti-mouse CD115 (clone AFS98) PE</td><td>BioLegend</td><td>Cat#135506</td><td></td></tr><tr><td>Rat anti-mouse CD135 (Flt3; clone A2F10.1) APC</td><td>BD Biosciences</td><td>Cat#560718</td><td></td></tr><tr><td>CountBright Absolute Counting Beads</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>Cat#C36950</td><td></td></tr><tr><td>AutoMACS Separator</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>N/A</td><td>Use the &quot;deplete&quot; program</td></tr><tr><td>BD LSRFortessa</td><td>BD Biosciences</td><td>N/A</td><td>5 lasers, 15 colors</td></tr><tr><td>BD FACS Aria III cell sorter</td><td>BD Biosciences</td><td>N/A</td><td>5 lasers, 13 colors</td></tr><tr><td>FlowJo</td><td>FlowJo, LLC</td><td>https://www.flowjo.com</td><td>For further analysis of the .fcs files</td></tr></tbody></table>

identification and isolation of oligopotent and lineage-committed myeloid progenitors from mouse bone marrow

好中球、単球や樹状細胞 (Dc) をもたらす骨髄前駆細胞はで識別でき、血液学的および免疫学的解析のためのマウスの骨髄から分離しました。たとえば、骨髄前駆細胞集団の細胞・分子物性研究は白血病変換のメカニズムを明らかにしたり免疫系が病原体に応答する方法を示します。以前の myeloid 祖先識別のため説明流れ cytometry 戦略は、多くの分野で重要な進歩を有効にしているが、彼らを識別する分数は非常に異質。最も一般的に使用されるゲートの戦略目的の集団に濃縮されているもが多数「汚染」の前駆細胞の骨髄分数を定義します。私たちの最近の研究は、この不均一性の多くを解決したし、ここでは提示プロトコル寡能性 6 集団の隔離を可能に前述の 2 系列コミット骨髄前駆細胞骨髄分数。プロトコルは 3 つの段階を記述: 1) 分離骨髄の細胞、2) 磁気活性化細胞ソーティング (MAC で血統の枯渇)、および 3) (を含むフローサイトメトリーによる骨髄系前駆細胞サブセットの識別によって造血前駆細胞の濃縮蛍光活性化細胞選別、FACS、必要な場合)。このアプローチは、前駆の定量化と様々 なin vitroとin vivoのアプリケーションの分離が可能、既に経路と好中球、単球、および DC 分化のメカニズムに新しい洞察力をもたらした。

上記プロトコルを使用して、それは大腿骨から脛骨 (2 脚) 1 つの c57bl/6 j マウス (6-8 週古い、男性または女性) の 1 億の細胞 (赤血球、または 5000 万の有核細胞を含む) を取得することが可能です。1-200 万林-細胞は、Lin+細胞の枯渇を MAC でマウスあたりに分離できます。
6 骨髄前駆細胞サブセットのそれぞれは-セル Lin の 1 ~ 4% を構成します。血統の枯渇は効率的に分化した細胞を破壊、前駆細胞、しかし林-分画の豊かな c キット+前駆細胞 (図 3 a) に加えて c キット-細胞の大部分が含まれています。前駆は利回り後使用される選別機の設定 (最適な純度と最大収量など)、によって異なります FACS の並べ替えが、一般的にそれは分数 (図 3 b) ごとの 10,000-40,000 セルを取得することが可能です。並べ替え後の流れフローサイトメトリー分析が明らかにする必要があります > 各画分 (図 3) の 95% の高純度。
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58061/58061fig2.jpg"> 図 2: 6 骨髄前駆細胞分画の同定のための戦略をゲーティングします。(A)林-の生きているセルのプログレッシブ ゲート シングレット (FSC) を -> -> シングレット (SSC) は、LKS-を -> 細胞 CD34 を ->+ FcγRlo ("の CMP") と CD34+ FcγRこんにちは("GMP") 分数 → 骨髄性 6前駆細胞のサブセット。(B) 6 前駆分数による表面マーカー発現の概要。<a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/58061/58061fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58061/58061fig3.jpg"> 図 3: 代表的な前駆収率や純度。(A)代表的なフローサイトメトリー プロット表示 c キットと CD11b 発現骨髄細胞前駆細胞 (c キット+細胞) の濃縮を示す血統の枯渇の前後に。(B)各前駆細胞の分画、平均 + 標準偏差 30 実験として提示のためのセルを生成します。各実験のため最大 20 マウスの骨髄細胞を集めた。(C)代表フローサイトメトリーは、前駆細胞の FACS ソート分数の純度を示す、並べ替え後の分析からプロットされます。パネル C はヤーニェスら20177から変更されています。<a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/58061/58061fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>レーザー</td>
			<td>チャネル</td>
			<td>フィルター</td>
			<td>ミラー</td>
		</tr>
<tr>
<td>405 nm</td>
			<td>A.</td>
			<td>670/30</td>
			<td>635LP</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>B.</td>
			<td>525/50</td>
			<td>505LP</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>C. c キット パシフィック ブルー</td>
			<td>450/50</td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>488 nm</td>
			<td>A. (FSC)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>* Ly6C-PerCP-Cy5.5</td>
			<td>710/50</td>
			<td>690LP</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>C. CD34 FITC</td>
			<td>525/50</td>
			<td>505LP</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>D. SSC</td>
			<td>488/10</td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>561 nm</td>
			<td>A. Sca-1-PE-Cy7</td>
			<td>780/40</td>
			<td>750LP</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>B.</td>
			<td>710/50</td>
			<td>690LP</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>C.</td>
			<td>660/20</td>
			<td>640LP</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>D.</td>
			<td>610/20</td>
			<td>600LP</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>E. CD115 PE</td>
			<td>582/15</td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>640 nm</td>
			<td>A. FcϒR-APC-Cy7</td>
			<td>780/60</td>
			<td>750LP</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>B.</td>
			<td>730/45</td>
			<td>690LP</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>C. Flt3 APC</td>
			<td>670/30</td>
			<td></td>
		</tr>
</tbody></table>
表 1: 抗体パネルと流れの cytometer 構成。

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Identification and Isolation of Oligopotent and Lineage-committed Myeloid Progenitors from Mouse Bone Marrow

識別し、並べ替え (MAC および FACS) 蛍光と磁気の組み合わせを使ってマウスの骨髄から骨髄前駆細胞の 6 のサブセットを分離する方法を示します。このプロトコルは、体外培養の試金 (セルロースまたは液体文化)、養子の転送実験生体内RNA ・ タンパク質解析に使用できます。

寡能性と系列拘束されたマウスの骨髄から骨髄前駆細胞の分離と同定

Myeloid progenitors that yield neutrophils, monocytes and dendritic cells (DCs) can be identified in and isolated from the bone marrow of mice for ...

identification-isolation-oligopotent-lineage-committed-myeloid

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

8.4K ビュー.  Cedars-Sinai Medical Center. 識別し、並べ替え (MAC および FACS) 蛍光と磁気の組み合わせを使ってマウスの骨髄から骨髄前駆細胞の 6 のサブセットを分離する方法を示します。このプロトコルは、体外培養の試金 (セルロースまたは液体文化)、養子の転送実験生体内RNA ・ タンパク質解析に使用できます。

ビデオ: Identification and Isolation of Oligopotent and Lineage-committed Myeloid Progenitors from Mouse Bone Marrow

Identification Of Erythromyeloid Progenitors And Their Progeny In The Mouse Embryo By Flow Cytometry

Macrophages are professional phagocytes from the innate arm of the immune system. In steady-state, sessile macrophages are found in adult tissues where they act as front line sentinels of infection and tissue damage. While other immune cells are continuously renewed from hematopoietic stem and progenitor cells (HSPC) located in the bone marrow, a lineage of macrophages, known as resident macrophages, have been shown to be self-maintained in tissues without input from bone marrow HSPCs. This lineage is exemplified by microglia in the brain, Kupffer cells in the liver and Langerhans cells in the epidermis among others. The intestinal and colon lamina propria are the only adult tissues devoid of HSPC-independent resident macrophages. Recent investigations have identified that resident macrophages originate from the extra-embryonic yolk sac hematopoiesis from progenitor(s) distinct from fetal hematopoietic stem cells (HSC). Among yolk sac definitive hematopoiesis, erythromyeloid progenitors (EMP) give rise both to erythroid and myeloid cells, in particular resident macrophages. EMP are only generated within the yolk sac between E8.5 and E10.5 days of development and they migrate to the fetal liver as early as circulation is connected, where they expand and differentiate until at least E16.5. Their progeny includes erythrocytes, macrophages, neutrophils and mast cells but only EMP-derived macrophages persist until adulthood in tissues. The transient nature of EMP emergence and the temporal overlap with HSC generation renders the analysis of these progenitors difficult. We have established a tamoxifen-inducible fate mapping protocol based on expression of the macrophage cytokine receptor Csf1r promoter to characterize EMP and EMP-derived cells in vivo by flow cytometry.

While infiltrating macrophages are continuously recruited to adult tissues from circulating precursors, resident macrophages seed their tissue during development, where they are maintained without further input from progenitors. The progenitors for resident macrophages were recently identified. Here, we present methods for the genetic fate mapping of the resident macrophage progenitors.

フローサイトメトリーによるマウス胚における赤血球系前駆細胞およびその子孫の同定

Macrophages are professional phagocytes from the innate arm of the immune system. In steady-state, sessile macrophages are found in adult tissues where ...

発生生物学

Isolation, Culture, and Differentiation of Bone Marrow Stromal Cells and Osteoclast Progenitors from Mice

Bone marrow stromal cells (BMSCs) constitute a cell population routinely used as a representation of mesenchymal stem cells in vitro. They reside within the bone marrow cavity alongside hematopoietic stem cells (HSCs), which can give rise to red blood cells, immune progenitors, and osteoclasts. Thus, extractions of cell populations from the bone marrow results in a very heterogeneous mix of various cell populations, which can present challenges in experimental design and confound data interpretation. Several isolation and culture techniques have been developed in laboratories in order to obtain more or less homogeneous populations of BMSCs and HSCs invitro. Here, we present two methods for isolation of BMSCs and HSCs from mouse long bones: one method that yields a mixed population of BMSCs and HSCs and one method that attempts to separate the two cell populations based on adherence. Both methods provide cells suitable for osteogenic and adipogenic differentiation experiments as well as functional assays.

In this article, we present methods to isolate and differentiate bone marrow stromal cells and hematopoietic stem cells from mouse long bones. Two different protocols are presented yielding different cell populations suitable for expansion and differentiation into osteoblasts, adipocytes, and osteoclasts.

分離、カルチャ、および骨髄間質細胞とマウスから破骨細胞前駆細胞の分化

Bone marrow stromal cells (BMSCs) constitute a cell population routinely used as a representation of mesenchymal stem cells in vitro. They reside within ...

Proliferation and Differentiation of Murine Myeloid Precursor 32D/G-CSF-R Cells

Understanding of the hematopoietic stem and progenitor cell biology has important implications for regenerative medicine and the treatment of hematological pathologies. Despite the most relevant data that can be acquired using in vivo models or primary cultures, the low abundance of hematopoietic stem and progenitor cells considerably restricts the pool of suitable techniques for their investigation. Therefore, the use of cell lines allows sufficient production of biological material for the performance of screenings or assays that require large cell numbers. Here we present a detailed description, readout, and interpretation of proliferation and differentiation assays which are used for the investigation of processes involved in myelopoiesis and neutrophilic differentiation. These experiments employ the 32D/G-CSF-R cytokine dependent murine myeloid cell line, which possesses the ability to proliferate in the presence of IL-3 and differentiate in G-CSF. We provide optimized protocols for handling 32D/G-CSF-R cells and discuss major pitfalls and drawbacks that might compromise the described assays and expected results. Additionally, this article contains protocols for lentiviral and retroviral production, titration, and transduction of 32D/G-CSF-R cells. We demonstrate that genetic manipulation of these cells can be employed to successfully perform functional and molecular studies, which can complement results obtained with primary hematopoietic stem and progenitor cells or in vivo models.

Here detailed protocols for culturing the murine myeloid precursor 32D/G-CSF-R cell line, performing viral infections, and carrying out proliferation and differentiation assays are presented. This cell line is suitable for studying myeloid cell development, and the role of genes of interest in myeloid cell growth and neutrophilic differentiation.

マウス骨髄前駆体 32D/G-CSF-R の増殖・分化細胞

Understanding of the hematopoietic stem and progenitor cell biology has important implications for regenerative medicine and the treatment of ...

Pan-myeloid Differentiation of Human Cord Blood Derived CD34+ Hematopoietic Stem and Progenitor Cells

Ex vivo differentiation of human hematopoietic stem cells is a widely used model for studying hematopoiesis. The protocol described here is for cytokine induced differentiation of CD34+ hematopoietic stem and progenitor cells to the four myeloid lineage cells. CD34+ cells are isolated from human umbilical cord blood and co-cultured with MS-5 stromal cells in the presence of cytokines. Immunophenotypic characterization of the stem and progenitor cells, and the differentiated myeloid lineage cells are described. Using this protocol, CD34+ cells may be incubated with small molecules or transduced with lentiviruses to express myeloid disease mutations to investigate their impact on myeloid differentiation.

Pan-myeloid Differentiation of Human Cord Blood Derived CD34+ Hematopoietic Stem and Progenitor Cells

Here, we present a protocol for immunophenotypic characterization and cytokine induced differentiation of cord blood derived CD34+ hematopoietic stem and progenitor cells to the four myeloid lineages. The applications of this protocol include investigations on the effect of myeloid disease mutations or small molecules on myeloid differentiation of the CD34+ cells.

ヒト臍帯血由来CD34+造血幹細胞および前駆細胞のパンミエロイド分化

Ex vivo differentiation of human hematopoietic stem cells is a widely used model for studying hematopoiesis. The protocol described here is for cytokine ...

骨髄性腫瘍における骨髄微小環境の単離と特性評価

Identifying Bone Marrow Microenvironmental Populations in Myelodysplastic Syndrome and Acute Myeloid Leukemia

The bone marrow microenvironment consists of distinct cell populations, such as mesenchymal stromal cells, endothelial cells, osteolineage cells, and fibroblasts, which provide support for hematopoietic stem cells (HSCs). In addition to supporting normal HSCs, the bone marrow microenvironment also plays a role in the development of hematopoietic stem cell disorders, such as myelodysplastic syndromes (MDS) and acute myeloid leukemia (AML). MDS-associated mutations in HSCs lead to a block in differentiation and progressive bone marrow failure, especially in the elderly. MDS can often progress to therapy-resistant AML, a disease characterized by a rapid accumulation of immature myeloid blasts. The bone marrow microenvironment is known to be altered in patients with these myeloid neoplasms. Here, a comprehensive protocol to isolate and phenotypically characterize bone marrow microenvironmental cells from murine models of myelodysplastic syndrome and acute myeloid leukemia is described. Isolating and characterizing changes in the bone marrow niche populations can help determine their role in disease initiation and progression and may lead to the development of novel therapeutics targeting cancer-promoting alterations in the bone marrow stromal populations.

著者スポットライト:マウス血液悪性腫瘍における骨髄微小環境の分析 

Here a detailed protocol to isolate and characterize bone marrow microenvironmental populations from murine models of myelodysplastic syndromes and acute myeloid leukemia is presented. This technique identifies changes in the non-hematopoietic bone marrow niche, including the endothelial and mesenchymal stromal cells, with disease progression.

骨髄異形成症候群および急性骨髄性白血病における骨髄微小環境集団の同定

The bone marrow microenvironment consists of distinct cell populations, such as mesenchymal stromal cells, endothelial cells, osteolineage cells, and ...

がん研究

Identification and Isolation of Burst-Forming Unit and Colony-Forming Unit Erythroid Progenitors from Mouse Tissue by Flow Cytometry

Early erythroid progenitors were originally defined by their colony-forming potential in vitro and classified into burst-forming and colony-forming &#34;units&#34; known as BFU-e and CFU-e. Until recently, methods for the direct prospective and complete isolation of pure BFU-e and CFU-e progenitors from freshly isolated adult mouse bone marrow were not available. To address this gap, a single-cell RNA-seq (scRNAseq) dataset of mouse bone marrow was analyzed for the expression of genes coding for cell surface markers. This analysis was combined with cell fate assays, allowing the development of a novel flow cytometric approach that identifies and allows the isolation of complete and pure subsets of BFU-e and CFU-e progenitors in mouse bone marrow or spleen. This approach also identifies other progenitor subsets, including subsets enriched for basophil/mast cell and megakaryocytic potentials. The method consists of labeling fresh bone marrow or spleen cells with antibodies directed at Kit and CD55. Progenitors that express both these markers are then subdivided into five principal populations. Population 1 (P1 or CFU-e, Kit+ CD55+ CD49fmed/low CD105med/high CD71med/high) contains all of the CFU-e progenitors and may be further subdivided into P1-low (CD71med CD150high) and P1-hi (CD71high CD150low), corresponding to early and late CFU-e, respectively; Population 2 (P2 or BFU-e, Kit+ CD55+ CD49fmed/low CD105med/high CD71low CD150high) contains all of the BFU-e progenitors; Population P3 (P3, Kit+ CD55+ CD49fmed/high CD105med/low CD150low CD41low) is enriched for basophil/mast cell progenitors; Population 4 (P4, Kit+ CD55+ CD49fmed/high CD105med/low CD150high CD41+) is enriched for megakaryocytic progenitors; and Population 5 (P5, Kit+ CD55+ CD49fmed/high CD105med/low CD150high CD41-) contains progenitors with erythroid, basophil/mast cell, and megakaryocytic potential (EBMP) and erythroid/ megakaryocytic/ basophil-biased multipotential progenitors (MPPs). This novel approach allows greater precision when analyzing erythroid and other hematopoietic progenitors and also allows for reference to transcriptome information for each flow cytometrically defined population.

Here, we describe a novel flow cytometric method for prospective isolation of early burst-forming unit erythroid (BFU-e) and colony-forming unit erythroid (CFU-e) progenitors directly from fresh mouse bone marrow and spleen. This protocol, developed based on single-cell transcriptomic data, is the first to isolate all the tissue's erythroid progenitors with high purity.

フローサイトメトリーによるマウス組織からのバースト形成ユニットおよびコロニー形成ユニット赤血球前駆細胞の同定と単離(英語)

Early erythroid progenitors were originally defined by their colony-forming potential in vitro and classified into burst-forming and colony-forming ...

Identification and Analysis of Mouse Erythroid Progenitors using the CD71/TER119 Flow-cytometric Assay

The study of erythropoiesis aims to understand how red cells are formed from earlier hematopoietic and erythroid progenitors. Specifically, the rate of red cell formation is regulated by the hormone erythropoietin (Epo), whose synthesis is triggered by tissue hypoxia. A threat to adequate tissue oxygenation results in a rapid increase in Epo, driving an increase in erythropoietic rate, a process known as the erythropoietic stress response. The resulting increase in the number of circulating red cells improves tissue oxygen delivery. An efficient erythropoietic stress response is therefore critical to the survival and recovery from physiological and pathological conditions such as high altitude, anemia, hemorrhage, chemotherapy or stem cell transplantation. 
The mouse is a key model for the study of erythropoiesis and its stress response. Mouse definitive (adult-type) erythropoiesis takes place in the fetal liver between embryonic days 12.5 and 15.5, in the neonatal spleen, and in adult spleen and bone marrow. Classical methods of identifying erythroid progenitors in tissue rely on the ability of these cells to give rise to red cell colonies when plated in Epo-containing semi-solid media. Their erythroid precursor progeny are identified based on morphological criteria. Neither of these classical methods allow access to large numbers of differentiation-stage-specific erythroid cells for molecular study. Here we present a flow-cytometric method of identifying and studying differentiation-stage-specific erythroid progenitors and precursors, directly in the context of freshly isolated mouse tissue. The assay relies on the cell-surface markers CD71, Ter119, and on the flow-cytometric 'forward-scatter' parameter, which is a function of cell size. The CD71/Ter119 assay can be used to study erythroid progenitors during their response to erythropoietic stress in vivo, for example, in anemic mice or mice housed in low oxygen conditions. It may also be used to study erythroid progenitors directly in the tissues of genetically modified adult mice or embryos, in order to assess the specific role of the modified molecular pathway in erythropoiesis.

A flow-cytometric method for identification and molecular analysis of differentiation-stage-specific murine erythroid progenitors and precursors, directly in freshly &#x2013;harvested mouse bone marrow, spleen or fetal liver. The assay relies on cell-surface markers CD71, Ter119, and cell size.

CD71/TER119フローサイトメトリーアッセイを用いてマウス赤血球前駆細胞の同定と解析

The study of erythropoiesis aims to understand how red cells are formed from earlier hematopoietic and erythroid progenitors. Specifically, the rate of ...

生物学

Generation of Large Numbers of Myeloid Progenitors and Dendritic Cell Precursors from Murine Bone Marrow Using a Novel Cell Sorting Strategy

Cultures of monocyte-derived dendritic cells (moDC) generated from mouse bone marrow using Granulocyte-Macrophage Colony Stimulating Factor (GM-CSF) have recently been recognized to be more heterogeneous than previously appreciated. These cultures routinely contain moDC as well monocyte-derived macrophages (moMac), and even some less developed cells such as monocytes. The goal of this protocol is to provide a consistent method for identification and separation of the many cell types present in these cultures as they develop, so that their specific functions may be further investigated. The sorting strategy presented here separates cells first into four populations based on expression of Ly6C and CD115, both of which are expressed transiently by cells as they develop in GM-CSF-driven culture. These four populations include Common myeloid progenitors or CMP (Ly6C-, CD115-), granulocyte/macrophage progenitors or GMP (Ly6C+, CD115-), monocytes (Ly6C+, CD115+), and monocyte-derived macrophages or moMac (Ly6C-, CD115+). CD11c is also added to the sorting strategy to distinguish two populations within the Ly6C-, CD115- population: CMP (CD11c-) and moDC (CD11c+). Finally, two populations may be further distinguished within the Ly6C-, CD115+ population based on the level of MHC class II expression. MoMacs express lower levels of MHC class II, while a monocyte-derived DC precursor (moDP) expresses higher MHC class II. This method allows for the reliable isolation of several developmentally distinct populations in numbers sufficient for a variety of functional and developmental analyses. We highlight one such functional readout, the differential responses of these cell types to stimulation with Pathogen-Associated Molecular Patterns (PAMPs).

Here we provide a method for identifying and isolating large numbers of GM-CSF driven myeloid cells using high speed cell sorting. Five distinct populations (Common myeloid progenitors, granulocyte/macrophage progenitors, monocytes, monocyte-derived macrophages, and monocyte-derived DCs) can be identified based on Ly6C and CD115 expression.

大量の骨髄前駆細胞と新規セルソーティング戦略を使用してマウスの骨髄から樹状細胞前駆体の生成

Cultures of monocyte-derived dendritic cells (moDC) generated from mouse bone marrow using Granulocyte-Macrophage Colony Stimulating Factor (GM-CSF) have ...

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要約

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