この作品は自然な科学および工学研究評議会カナダのによってサポートされ A.J. a 健康の研究のカナダの協会が助成金

このプロトコルに基づいているプロシージャの変更は上記 18 , 24 , 25 , 26, 27 しますこのプロトコルは、マギル大学で動物ケア委員会によって承認されています。。
 1 実験準備 注: 次の貯蔵液を作成し、使用するまで維持されます。。
<ol><li>郭清ソリューション <ol><li>ディゾルブ 3.62 g 塩化ナトリウム (NaCl)、塩化カリウム (KCl)、リン酸ナトリウムの 0.069 g 0.2 g の (NaH 2 PO 4 &#8729; H 2 O)、1.306 g d-(+)-グルコースの 500 mL の蒸留 H 2 o.ソリューションに HEPES 緩衝液、フェノールレッド溶液 450 μ L と BSA 分数 V の 20 mL 12.5 mL を加えます。Ph 7.4 1 N 水酸化ナトリウム (NaOH) を使用して調整します</li>。
		0.22 μ m のフィルターと 4 ° C でストア <li>定置滅菌このソリューションは最大 1 週間 10 日に安定しています</li>。
	</ol></li> <li>トリプシン <ol><li>塩化ナトリウム 0.9% トリプシンの 25 g/L の濃度のストック溶液を調製します。-20 でソリューションを格納 ° C</li>
	</ol></li> <li>トリプシン阻害剤 <ol><li>-20 でこのソリューション鶏卵白トリプシン ・ インヒビター 1 mM 塩酸ストアの 100 mL に 1 g を溶解することにより 10 Mg/ml の濃度で在庫を準備 ° C</li>
	</ol></li> <li>DNase <ol><li>10 mL の滅菌水 10 mg/mL のストックを生成するのに DNase 1 の 100 mg を溶解します。-20 でソリューションを格納 ° C</li>
	</ol></li> <li>MgSO 4 <ol><li>50 mL の蒸留水 (H 2 O) 1 M 在庫を生成するために硫酸マグネシウム (MgSO 4) の 6.02 g を追加。4 でソリューションを格納 ° C</li>
	</ol></li> <li>CaCl 2 <ol><li>塩化カルシウムの 0.735 g を溶解 (CaCl 2 &#8729; 2 H 2 O) 蒸留 H 2 O 100 mm ストック濃度 50 mL に。保管ソリューション 4 ° C</li>
	</ol></li> <li>KCl <ol><li>50 mL に KCl の溶解 3.7275 g 蒸留 H 2 O 4 で 1 M のストア ソリューションのストック濃度に ° C</li>
	</ol></li> <li>D-(+)-グルコース <ol><li>溶解 1.802 g d-(+)-50 mL にブドウ糖蒸留 H 2 O 100 mm ストック濃度に。保管ソリューション 4 ° C</li>
	</ol></li> <li>の細胞培養媒体 <ol><li>次のように細胞の培養基の準備: 熱の 5 mL は透析のウシ胎児血清を不活化、45 mL に 1.0 M の KCL の 200 mm 50 mg/mL ゲンタマイシンと 1 mL の 100 μ L L グルタミン 500 μ L を追加します。 フィルター滅菌イーグル &#39; s 最小限不可欠なメディア (E MEM) 1.125 g/L D により補完された-小脳顆粒ニューロン培地 50 mL を生成するグルコース。4 メディアを保管 ° C</li>
	</ol></li> <li>シトシン ベータ D アラビノオリゴ Furanoside <ol><li>20 mM のストック濃度成長媒体の 10 mL のシトシン ベータ D アラビノオリゴ furanoside の 48 mg を溶解します。-20 でソリューションを格納 ° C</li>
	</ol></li> <li>ポリ-D-リジン <ol><li>2 mg/mL ポリ D リジン株式を生成するポリ D リジン 20 mg を 10 mL の滅菌 H 2 O を追加。100 μ L の因数で-80 ° C で保存するストック ポリ D リジン</li>。
	</ol></li> <li>注: 次のソリューションを解剖前に準備し、使用するまで 4 ° C で維持する必要があります</li>。
	<li>MgSO 4 Supplemented 郭清ソリューション <ol><li>ストック MgSO 4 解離液 250 mL の追加 300 μ L.</li>
	</ol></li> <li>トリプシン解離ソリューション <ol><li>ストック トリプシンとストック MgSO 4 郭清溶液 10 mL 12 μ L の追加 100 μ L.</li>
	</ol></li> <li>トリプシン阻害剤ソリューション 1 <ol><li>ストック トリプシンインヒビター、株式 DNase 1 の 250 μ L、ストック MgSO 4 郭清溶液 10 mL 12 μ L の追加 164 μ L.</li>
	</ol></li> <li>トリプシン阻害剤ソリューション 2 <ol><li>ストックのトリプシン ・ インヒビターの株式 DNase 1 750 μ L と 12 μ L 株式 MgSO4 解離溶液 10 mL を追加 1040 μ L.</li>
	</ol></li> <li>CaCl 2 補足解離ソリューション <ol><li>ストック CaCl 2 とストック MgSO 4 郭清溶液 10 mL の 25 μ L の追加 10 μ L</li>。
	</ol></li> <li>ポリ D リジン コーティング培養皿 <ol><li>40 ml 滅菌 H 2 o. ストック ポリ D リジン 100 μ L を希釈する培養皿をコート35 mm Nunc の培養皿の 2 mL 希釈ポリ D リジン ソリューションを追加します。4 はディープウェル プレートに希釈ポリ D リジン 300 μ L を各ウェル追加します</li>。
		<li>、ポリ D リジン坐るように 1 時間吸引し、それぞれを洗浄する前に (35 mm 文化料理または 4 ディープウェル プレートにそれぞれ) の 4 mL または 600 μ L とよく滅菌 H 2 o.H 2 O を吸引し、1 h. 乾燥料理空気</li>
	</ol></li></ol> 2。脳の抽出と分離の小脳 首切りはさみを使用して <ol><li>首を切る 6 7 日古いマウス子犬。滅菌のティッシュ文化フードの脳の解剖を実行します</li>。
	<li>脳を削除する鉗子のペアを使用して頭をつかみ、 図 1 に示すように顕微解剖はさみを使って頭の前方に向かって皮膚をカットします。その後、汚染のリスクを最小限に抑えるためのはさみの新しいペアを使用する頭蓋の骨をカットします。鉗子を使用して脳を覆う頭蓋骨を外し、鉗子やヘラを使用して脳をいじめる。
	<ol><li>、必要に応じてカット全体として脳を得ることを容易にする視神経を通ってします</li>。
	</ol></li> <li>MgSO 4 で補われる解離ソリューションで脳を配置。ソリューションを保ち、氷の脳</li>
	<li>次脳の解剖顕微鏡の下で除去 MgSO 4 補足解離ソリューションでしながら脳から小脳を分析、微細鉗子を使用して髄膜を削除します。腹側に小脳を切り、脈絡叢の除去を保証するためです</li>。
	<li>MgSO 4 補足解離液の 〜 1 mL を含む 35 mm ディッシュ、小脳にプールします</li>。
	<li>組織を細かく刻んでし、MgSO 4 バッファー解離溶液 30 mL を含む 50 mL チューブに移す</li>。
</ol> 3。マウス小脳顆粒ニューロン分離と養殖 <ol><li>g x 644 と 4 で 5 分間みじん切りの脳組織を含む 50 mL のチューブを遠心分離機 ° C</li>
	<li>は、上澄みを除去し、トリプシン解離溶液の 10 mL を加えます。37 で 15 分間高速でチューブを振る ° C</li>
	<li>追加 10 mL</li>
	<li>G × 644 と 4 で 5 分間チューブを遠心分離機 ° C</li>
	<li>は、上澄みを除去し、2 mL を追加トリプシン阻害剤溶液 2 と 15 mL チューブに転送します</li>。
	<li>は 15 mL チューブに組織をカップ刻んだ解決策が不透明になるまで。その後、5 分のために解決しましょう</li>
	<li>明確な上澄みを除去し、CaCl 2 補足解離溶液 1 mL を含む新しいチューブに上清を転送します</li>。
	<li>は、手順 3.6 から餌を含んでいる管の底に別のトリプシン阻害剤溶液 2 mL を追加します。もう一度カップ刻んだ、我慢 5 分上澄みを除去し、管内ステップ 3.7 (つまり 3.6 3.7 の手順の繰り返し) から清に追加ができます。組織のほとんどに機械的に分離されるまでこの手順を繰り返します</li>。
	<li>追加 CaCl 2 0.3 mL 郭清清すべて mL の培養上清中のコレクションにソリューションを補完します</li>。
	<li>管の内容をミックスし 644 x g. で 5 分間遠心分離</li>
	<li>上澄みを除去、ペレットに新鮮なメディアの 10 mL を追加し、ミックスします</li>。
	<li>セルをカウントし、1.5 倍の 10 6 セル/mL の濃度に希釈して可能性があります。一般的に 1000 万セル trypsinization 時間と郭清の効率に依存してそれぞれの解剖の脳から期待されて注意してください。以前作られたポリ D リジン プレート細胞をプレートします。4 ウェル プレート、プレート 0.5 mL は、ウェルあたり 10 の 5 セル × 7.5 を与えます。35 mm 料理プレート 4 mL、プレートごと 6 x 10 の 6 セルを与えるします</li>。
	<li>後 24 h は、グリアの汚染を減らすためにプレートにシトシン-β-アラビノオリゴ furanoside (AraC) を追加します。メディアの各 mL 20 mm AraC 0.5 μ L 必要です。AraC 添加では、メディアの変更は必要ありません。セルを 7 〜 8 日を維持する場合は、3 日目にこの治療を繰り返します</li>。
	<li>37 ° C で 5% CO 2 インキュベーターで文化を維持し、2 mL の培地すべてのカルチャに 2 日おきに過去 5 日間追加 100 mM グルコースの 100 μ L でフィードします。完全なメディアの変更は必要ありません</li>。
</ol> 4。レンチ ウイルスの包装、精製、滴定 注: 包装、濃度、浄化、レンチ ウイルスの滴定のためのプロトコルは、以前キットを使用せず詳細に記載されている 28、滴定、流れ cytometry 29 など別の方法を含みます。ここで迅速なウイルス浄化ソリューションと qPCR レンチ ウイルス滴定キットを使用して神経細胞傷害を研究にレンチ ウイルスの生産のため私たちの研究室で使用するプロトコルを簡潔に提示します。
<ol><li>ダルベッコと 10 cm 文化料理のプレート Hek293T 細胞 &#39; s 変更イーグル &#39; s 最小必須培地 (DMEM) 10% を添加した FBS。高ウイルス抗体価を得るため Hek293T 細胞ごとのトランスフェクションの少なくとも 5 プレートを成長します。当日トランスフェクション細胞の確認は、70% の合流です。トランスフェクション前 3 時間以内のメディアを変更します</li>。
	<li>各 transfection のため 2 つの管を準備します。チューブ 1.5 mL MEM 減少血清メディアとトランスフェクション試薬の 41 μ L よく混合 1 を追加します。管 2、1.5 mL の MEM 低血清培と伝達プラスミドの 6 μ g、pCMV dR8.2 ベクトル (包装プラスミド) の 6 μ g、3 μ g pCMV VSV G ベクター (封筒プラスミッド) と p3000 エンハンサー試薬 (lipofectamine 付属) の 35 μ L を追加します。まあ、および結合チューブ 1 と 2、渦を混合し、15 分間インキュベート</li>
	<li>は、Hek293T プレートからメディアの 50% を削除し、DNA リン脂質複合体をセルに追加します。37 ° C、5% CO 2 で 6 時間孵化させなさい。メディアを削除し、5 ml の新鮮な DMEM の交換、一晩インキュベートします</li>。
	<li>で 24 h の後トランスフェクションは、各プレートからウイルス上清の最初のバッチを収集します。4 ° C でウイルスのメディアを維持し、Hek293T 細胞の各プレートに 5 mL の新鮮なメディアを追加します。一晩インキュベートします</li>。
	<li>48 時間後のトランスフェクション ウイルス上清の 2 番目のバッチを収集、最初のバッチとそれを組み合わせるし、遠心分離機の 600 x g. で 10 分のウイルス上清複合</li>
	<li>上清を 45 μ m の細孔径を持つフィルターをフィルター処理します</li>。
	<li>は、迅速なウイルス浄化ソリューションを使用してウイルスを浄化します。ウイルス上清のすべての 45 mL、5 mL、レンチ ウイルス バインドのソリューション、ミックスで 10 分間遠心を追加 &#62; g および 4 x 5,000 ° C</li>
	<li>慎重に上清を除去、ペレットを邪魔しないようにします</li>。
	<li>中の 20-40 μ L を追加し、再ペレットを中断します。因数とで店-80 ° C</li>
	レンチ ウイルスの力価、qPCR レンチ ウイルス滴定キットを取得する <li>を使用します。500 μ L の PBS で純化ウイルスの 2 μ L を希釈します。(キットに付属) ウイルス換散バッファーの 18 μ L に希釈ウイルスの 2 μ L を追加します</li>。
	<li>セットを 3 つの異なる RT q PCR 反応トリプリケートし、として、ウイルス ライセート、肯定的な制御 1 (STD1)、および肯定的な制御 2 (STD2) ラベルします。各反作用のための追加、12.5 μ L 2 x qPCR マスター ミックス、どちらかの 2.5 μ L のウイルス ライセートや STD1 (キットに付属) または STD2 (キットに付属) と 0.2 mL PCR チューブで試薬ミックス (キットに付属) を 10 μ l 添加します</li>。
	<li>PCR プログラムを次のように設定: 逆のトランスクリプション、酵素活性化、15 の 40 のサイクル 95 ° C で 10 分間の 42 ° C で 20 分変性とアニーリング/延長 60 ° C で 1 分 95 ° c s.</li>
	<li>は、この数式を使用してウイルスの力価を計算: 
	ライセート ウイルスの力価 = 5 x 10 7/2 3(Ctx-Ct1)/(Ct2-Ct1). 
	Ctx Ct1 未知試料の平均 Ct 値を = = STD1、Ct2 の平均値 = STD2 の平均値 。
	注: のレンチで導入されたまたは検討されている傷害のモードに応じてアデノ ウィルスに感染した CGNs は最高することができます。めっき時に細胞培養液に 2-3 の MOI でのレンチの追加を使用して、NMDA 誘発信号文化の 7 日目で勉強します。これは、結果、80% 以上の伝達とこれらのニューロン ( 図 2) の生化学的解析と追求する適切です。(MOI 50) で文化の NMDA 誘発 1 日 7-8 のシグナリングを勉強して 5 日目でアデノ ウィルスの追加イメージングなどの手法が使用されます。この治療法は、10% 未満で結果ニューロン、イメージングおよびタンパク質の共局在に最適の感染症。アデノ ウイルスは、2-3 日目または酸化ストレスで過酸化水素の添加によるカンプトテシン添加による DNA 損傷誘発細胞死を勉強するめっき時に使用できます。興味の遺伝子にタグ付きの蛍光蛋白質 (GFP、RFP、CFP、YFP) の存在は、パーセント伝達と潜在的な毒性を推定する使用できます。推奨の MOI では、最小限の毒性と最大伝達 ( 図 3) がわかります</li>。
</ol> 5。神経細胞傷害をモデリング <ol>NMDA を誘導する <li>による神経毒性は、7 日間 培養 後、1 h. 置き換えるすべての媒体無しで並列文化から馴化培地 100 NMDA μ M と 10 μ M グリシン CGNs 扱う治療。この濃度は 24 時間後の治療 ( 図 3) で 50% の細胞死の結果します。ミトコンドリアの断片化は 6 ~ 8 h 後の治療 (参照してくださいジャハニ Asl ら で明らか 26, 27).</li> <li>ROS による細胞死 (酸化ストレス) を誘発する神経の治療75-100 μ M 過酸化水素 (H 2 O 2) とに切り替えると ns はエアコン H 2 O 2 5 分の露出に続く並列の文化からメディアです。注 H 2 O 2、不安定文化次の治療の 24 h で 50-70% 細胞死を誘導するレベルの濃度を最適化します</li>。
	<li>DNA を誘導する誘導細胞死をダメージに、10 μ M カンプトテシンと CGNs を扱います。この濃度を 24 時間ミトコンドリアの断片化で 50% の細胞死より誘導してこの濃度 (を参照してくださいジャハニ Asl ら カンプトテシンの付加の後で 2-3 h が発生する早期アポトーシス シグナル伝達 18)</li> <li>CGNs での低 K + 誘発神経アポトーシスを誘導して、25 mM K + + 5 mm K 低カリウム メディアに次の 7 日間 培養 を含むメディアを変更します</li></ol>。

<ol>
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T., Coletti, A., Aloisi, F., Levi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+release+of+glutamate+from+cerebellar+granule+cells+differentiating+in+culture.">Selective release of glutamate from cerebellar granule cells differentiating in culture.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 79 (24), 7919-7923 (1982).</li><li>Messer, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+maintenance+and+identification+of+mouse+cerebellar+granule+cells+in+monolayer+culture.">The maintenance and identification of mouse cerebellar granule cells in monolayer culture.</a> Brain Res. 130 (1), 1-12 (1977).</li><li>Jahani-Asl, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CDK5+phosphorylates+DRP1+and+drives+mitochondrial+defects+in+NMDA-induced+neuronal+death.">CDK5 phosphorylates DRP1 and drives mitochondrial defects in NMDA-induced neuronal death.</a> Hum Mol Genet. 24 (16), 4573-4583 (2015).</li><li>Jahani-Asl, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mitochondrial+inner+membrane+GTPase,+optic+atrophy+1+(Opa1),+restores+mitochondrial+morphology+and+promotes+neuronal+survival+following+excitotoxicity.">The mitochondrial inner membrane GTPase, optic atrophy 1 (Opa1), restores mitochondrial morphology and promotes neuronal survival following excitotoxicity.</a> J Biol Chem. 286 (6), 4772-4782 (2011).</li><li>Li, M., Husic, N., Lin, Y., Snider, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Production+of+lentiviral+vectors+for+transducing+cells+from+the+central+nervous+system.">Production of lentiviral vectors for transducing cells from the central nervous system.</a> J Vis Exp. (63), e4031 (2012).</li><li>Wang, X., McManus, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lentivirus+production.">Lentivirus production.</a> J Vis Exp. (32), (2009).</li><li>Lee, H. Y., Greene, L. A., Mason, C. A., Manzini, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+culture+of+post-natal+mouse+cerebellar+granule+neuron+progenitor+cells+and+neurons.">Isolation and culture of post-natal mouse cerebellar granule neuron progenitor cells and neurons.</a> J Vis Exp. (23), (2009).</li><li>Holubowska, A., Mukherjee, C., Vadhvani, M., Stegmuller, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+manipulation+of+cerebellar+granule+neurons+in+vitro+and+in+vivo+to+study+neuronal+morphology+and+migration.">Genetic manipulation of cerebellar granule neurons in vitro and in vivo to study neuronal morphology and migration.</a> J Vis Exp. (85), (2014).</li></ol>

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ここのプライマリ マウス小脳顆粒ニューロン (CGNs)、損失と利得の機能の研究、培養と細胞死のメカニズムのモデル化の簡単な方法を提供します。綿密なモニタリングを必要とするこの手順を使用して結果の再現性に影響を与えるいくつかの要因。文化、文化の合流点にグリア細胞の除去などを含むと健康な細胞を維持する文化の純度が含まれます。これらの要因の変動を導入することで、結果をバイアスし、再現に挑戦します。以下我々 は否定的結果に影響を与える要因を最小限に抑える方法を説明します。
CGNs 文化からグリア細胞を排除し、純粋なニューロン集団、シトシン-β-アラビノオリゴ furanoside (AraC)、DNA 合成を阻害することによって細胞増殖を殺すピリミジン麦類の 10 μ M を使用します。まだ、グリア細胞の現在の人口は、15 μ M の AraC の濃度が上がります。これはまた多くの依存であります。さらに、3 日目、7-8 日間保持されているカルチャでは、2 番目の AraC 処理を実行できます。純粋なニューロン集団を取得して細胞死を回避するには、作品、trypsinization の順に組織を切断する前に小脳をオフすべての髄膜の皮をむくことが重要です。これは、(ない小脳あたり 7-10 分以上) の時間の適度に短い期間で行ってください。不健康な文化および最終的に細胞死に神経細胞の培養結果の髄膜の存在。治療前に神経細胞の死につながるもう一つの要因は、trypsinization 時間です。細胞が過剰に trypsinized ではないことが重要です。その一方で、trypsinization の下でそれらに損傷を与える可能性がありますまたは低収量でその結果細胞のさらに機械的解離が必要です。したがって、trypsinization 時間の最適化が必要し、それは多くの依存。
考慮すべき次の要因は、使用時のセルの合流点です。異なる密度は結果に変動を生成できます。これは、実験では読み出しによって特に重要です。低合流状態ニューロン開始 2 〜 3 日後に群生します。ニューロンの低すぎるか高すぎる合流状態信号を損ないます。正確なめっきの生きているセルの数をカウントすることが重要です。
CGN の文化の他の方法を記載されている、特に養殖の基本的な手順を見てパパイン解離を用いたキット30もその後養殖のプロシージャおよび CGN の操作として神経細胞移動を研究するために、形態31。李氏らによって提示されたプロトコルパパイン解離システム キットの使用について説明します。彼らは分離 CGNs の純度を高めるための 2 つの方法をお勧めします: Percoll 勾配分離を介して細胞を実行できるだけでなく、中古 20 分のポリ-D-リジン プレートにメッキします。どちらのメソッドもグリア汚染物質からの CGNs の分離を支援します。AraC 単独による治療ではない純粋な神経文化を豊かにするための十分な場合にこれをお勧めします。これは神経細胞の分化を調べるための効果的なモデルを提供していますさらに、李が 4-6 日間の古いマウスの子犬を使用神経細胞傷害の研究のより適切な 6-7 日古いマウスの子犬から CGNs を使用して判明しました。Holubowska らは、リン酸カルシウム法体外とエレクトロポレーションの生体を使用してポスト mitotic ニューロンの transfection のためのプロトコルを示します。これらは、単一ニューロンをトレースできるニューロンの遺伝子操作のための優れた方法です。リン酸カルシウム法を用いた遺伝子導入効率は異なります 0.1 5%。したがって、我々 はチップ Seq 解析、Co-免疫沈降、免疫ブロットなど生化学的解析、レンチの使用が 80% 以上になるためより適切な検索伝達時にめっき導入時。

小脳顆粒ニューロン (CGNs) 文化によく特徴があり、神経細胞死および開発1,2,3,4,5,を勉強する効果的なモデルを務めています。6。 CGN 文化の in vitro N-メチル-D-アスパラギン酸 (NMDA) 受容体の早期発現が nmda シグナル伝達研究に魅力的なモデルをさせます。膜脱分極と組み合わせて NMDA とこれらの受容体の活性化は生理学的神経刺激をモデル化する使用され、シナプス可塑性7,8のメカニズムに研究の許可されています。それどころか、応需型、急性脳損傷や神経変性疾患9で神経細胞の損失の主要なメカニズムをモデル化する NMDA リガンドによるこれらの受容体の過剰刺激を使用できます。応需型の誘導のメカニズムの 1 つは、急性神経障害と見られる減らされた酸素は、ATP 飢えです。これは、結果、膜の脱分極でグルタミン酸のレベルが上昇、および解放シナプス。過剰な Ca2 +流入これらの受容体を介した Ca2 +を含むいくつかの経路を順番にアクティブに昇格したグルタミン酸により NMDA 受容体の後続の overstimulation-活性化プロテアーゼ、ホスホリパーゼと酵素、重要な細胞内成分および細胞死の制御不能な劣化の結果します。さらに、高い細胞内 Ca2 +酸素フリーラジカルとミトコンドリア損傷10,11の発生につながります。
一方 nmda 刺激による神経毒性に伴う神経の損失の大半はカルシウム流入によるもので、バックス/博独立、細胞死の他のメカニズムは、このモデルから除外できません。壊死の両方の外観とアポトーシス毒性による細胞死は部分的に高い細胞内 Ca 2 +レベル12によって引き起こされる DNA 損傷反応酸素種 (ROS) の生成のためのような。DNA 損傷はアポトーシス細胞死は、クロマチンの固まりおよびアポトーシス小体の外観などの特徴と関連づけられている、アポトーシスのメカニズムによって神経細胞死の結果します。アポトーシスの誘導、ミトコンドリアからシトクロム c の放出を介したし、バックス/Bak 重合13に依存するが示されています。バックス/Bak 重合は、シトクロム c の放出およびプロアポトーシス レギュレータ、軽度の虚血性損傷14で見るの活性化の結果、外ミトコンドリア膜の細孔形成を推進しています。
ROS の生成は、酸化防止剤、神経機能15の大きな酸素要求と相まって低内因性レベルのため脳に重要な問題です。虚血性イベントにさらされる, 一酸化窒素合成酵素は誘導、一酸化窒素の生産および活性酸素種14の増加です。酸素ラジカルの濃度の増加は DNA 損傷が発生し、エネルギー飢餓を間接的に引き起こす可能性ができます。ポリ ADP リボース ポリメラーゼ 1 (PARP 1)、真核生物のクロマチン結合タンパク質触媒 NAD+に不可欠なプロセスから ADP リボース単位の転送を担当の活性化で改善する DNA 二本鎖切断の高レベルDNA 修復の16。しかし、酸化ストレスによる過度の損傷、PARP 1 活性化を引き起こす可能性が増加ドレインによるエネルギー飢餓 NAD+、酸化的リン酸化による ATP の生産に必要な基板上。最終的には、酸化ストレスがミトコンドリアのチトクローム c の放出につながるバックス/Bak 依存的にアポトーシスを引き起こすし、CGNs 17ミトコンドリア リモデリング誘導するために示されています。
最後に、塩化カリウム (KCl) CGN の文化での濃度の変化は、低カリウム/脱分極を介したアポトーシス18,19,20をモデルに使用できます。K+の低レベルにさらされる, CGNs ではミトコンドリアの呼吸と解糖系、携帯電話需要の減少21に帰因する両方の削減としてのレベルの減少の結果異なる生理学的変化を受ける核因子 κ b (nf κ B) 炎症とシナプス伝達22を含む活動を調整します。このモデルは、神経細胞の開発の間に細胞死の研究の特定の興味のです。低 K+環境はより密接に生理学的な条件のようなし、により、神経発生23中に見られる細胞死の特徴。
要約すると、CGNs は神経細胞死と変性の分子メカニズムを調査するため長年モデルを提供します。次のプロトコルの分離、CGNs、式またはウイルスと神経細胞傷害と変性を表す異なるメカニズムを介して神経細胞死の誘導を使用して特定の遺伝経路の抑制培養できるようになります。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="934">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:333px;">qPCR lentivitral titration kit&#160;</td>
			<td style="width:215px;">ABM</td>
			<td style="width:219px;">#LV900</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">speedy virus purification solution&#160;</td>
			<td style="width:215px;">ABM</td>
			<td>#LV999</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">pCMV-dR8.2</td>
			<td style="width:215px;">Addgene</td>
			<td>#8455</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">pCMV-VS.VG</td>
			<td style="width:215px;">Addgene</td>
			<td>#8454</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Distilled water&#160;</td>
			<td style="width:215px;">Gibco</td>
			<td style="width:219px;">#15230162</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">200 mM L-Glutamine&#160;</td>
			<td style="width:215px;">Gibco</td>
			<td style="width:219px;">#25030081</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">35 mm Nunc culture dishes</td>
			<td style="width:215px;">Gibco</td>
			<td style="width:219px;">#174913</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PowerUP SYBR green master mix</td>
			<td>life technologies</td>
			<td style="width:219px;">#A25742</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">BSA V Solution</td>
			<td style="width:215px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:219px;">#A-8412</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">CaCl2 &#8226; 2H2O</td>
			<td style="width:215px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:219px;">#C-7902&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Camptothecin</td>
			<td style="width:215px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:219px;">#C-9911</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Chicken Egg White Trypsin Inhibitor&#160;</td>
			<td style="width:215px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:219px;">#10109878001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Cytosine beta-D-Arabino Furanoside</td>
			<td style="width:215px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:219px;">#C-1768</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">D-(+)-Glucose&#160;</td>
			<td style="width:215px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:219px;">#G-7528</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">DNase1&#160;</td>
			<td style="width:215px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:219px;">#11284932001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Eagle-minimal essential medium</td>
			<td style="width:215px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:219px;">#M-2279</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Glycine</td>
			<td style="width:215px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:219px;">#G-5417</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Heat inactivated dialyzed Fetal Bovine Serum&#160;</td>
			<td style="width:215px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:219px;">#F-0392</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Hepes Buffer&#160;</td>
			<td style="width:215px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:219px;">#H-0887</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Hydrogen peroxide</td>
			<td style="width:215px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:219px;">#216763</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">50 mg/mL Gentamycin&#160;</td>
			<td style="width:215px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:219px;">#G-1397</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">MgSO4&#160;</td>
			<td style="width:215px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:219px;">#M-2643</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">N-Methyl-D-aspartic acid</td>
			<td style="width:215px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:219px;">#M-3262</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Phenol Red Solution&#160;</td>
			<td style="width:215px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:219px;">#P-0290</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Trypsin&#160;</td>
			<td style="width:215px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:219px;">#T-4549</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lipofectamine 3000</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>L3000-008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">p3000 enhancer reagent</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>L3000-008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Opti-MEM I Reduced Serum Medium</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>31985070</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">KCl&#160;</td>
			<td style="width:215px;">VWR</td>
			<td style="width:219px;">#CABDH9258</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">NaCl&#160;</td>
			<td style="width:215px;">VWR</td>
			<td style="width:219px;">#CABDH9286</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">NaH2PO4H2O&#160;</td>
			<td style="width:215px;">VWR</td>
			<td style="width:219px;">#CABDH9298</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Poly D-lysine&#160;</td>
			<td style="width:215px;">VWR</td>
			<td style="width:219px;">#89134-858</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:333px;">DMEM</td>
			<td style="width:215px;">Wisent</td>
			<td style="width:219px;">#319-005-CL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:333px;">FBS</td>
			<td style="width:215px;">Wisent</td>
			<td style="width:219px;">#080-450</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modeling neuronal death and degeneration in mouse primary cerebellar granule neurons

小脳顆粒ニューロン (CGNs) が一般的に使用される神経のモデルは、小脳の豊富な同質な人口を形成です。自分の出生後の開発、豊富とアクセシビリティの観点から CGNs が神経突起は、神経発生、神経移行、生理学的神経刺激などの研究に理想的なモデルです。加えて、CGN 文化は応需型やアポトーシスなどの細胞死の別のモードを研究するためのエクセレント モデルを提供します。文化週間以内は、CGNs は、N-メチル-D-アスパラギン酸 (NMDA) 受容体、神経の健康および病気の多くの重要な機能を備えた特定イオン型グルタミン酸受容体を表現します。齧歯動物の初代 CGN 培養膜脱分極電位と組み合わせて NMDA の低濃度添加は NMDA の高濃度添加をモデルに用いることができる生理学的神経刺激モデルに使用されています顎神経細胞傷害。ここでは、分離法、アデノ ウイルス、レンチで CGNs の遺伝子操作と同様に、6 日間の古い子犬から CGNs の培養を説明します。我々 は NMDA 誘発毒性、低カリウムによるアポトーシスの誘導、酸化ストレス、これらのニューロンの情報伝達に続く DNA 損傷を刺激する方法も現在の最適化されたプロトコル。

慎重な郭清を図 1 aBに見られるように最小限のダメージでそのまま脳を削除必要があります。削除時に脳に損傷を最小限に抑えるため、小脳への特に損傷する努力をすべきであります。小脳の損傷より困難な識別と、髄膜の完全除去と神経細胞培養の汚染の可能性が高くなります。髄膜を削除すると、小脳を図 1に見られるように、残りの組織から解剖、解離のために準備することができます。
めっき前に CGNs はレンチ ウイルスを導入または図 2で説明したようにアデノ ウイルスに感染してできます。我々 は、レンチ (図 3) めっきの日で最大の効率とアデノ ウイルス、感染の MOI 50 と最小限の毒性と 2-3 の MOI を見つけます。
7 DIV で導入された健康 CGN 文化は、図 3 aで掲載されています。グリア細胞の数が多いまま培養中に存在、純粋な神経の人口を確保するため AraC の濃度が上がります。またグリア細胞は神経細胞より簡単にウイルスを取るし、5 日目で、伝達が行われる場合に重要になります。図 3に見られるように、異型核の形成による細胞死を受けるニューロンの存在を評価できます。全ての濃度、NMDA の H2O2カンプトテシン、24 h 後 50% の細胞死を誘導するために最適化されます。これは、ためミトコンドリアの断片化など神経細胞の損失の前に他の初期イベントを勉強できます。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55871/55871fig1.jpg"> 
図 1: マウスの脳や小脳の解剖の除去します。(A) ピンセットのペアを使用して 6-7 日古いマウスの脳を抽出し、頭をつかんで前方顕微解剖はさみのペアを使用して点線に沿って皮膚をカットします。皮膚と結合組織のみを切り取り注意、深すぎる切開が頭蓋骨を穿刺し脳に損傷を与えます。正中線と 2 つの横方向に、カーブに沿ってまっすぐこれらの 3 つの切開でプッシュする皮膚は、明らかに頭蓋骨をバックアップします。一度公開、頭蓋骨をはさみの先端で侵入し、前方にカットできます。同定と髄膜の除去を容易にするために小脳に損傷を与えないように細心の注意する必要があります。一度カット、鉗子を使用して戻って皮をむく頭蓋骨、鉗子やヘラのペアを使用してクールな郭清のソリューションに脳からかったことがありますし、これを公開することがあります。脳を除去するために視神経が切断する必要があります。(B) 髄膜が良い先端の鉗子のペアを使用して小脳から削除される頭蓋骨から削除、します。(C) 使用罰金先端の鉗子、小脳のペアが残りの組織から解剖、髄膜の完全な除去を確実に検査します。<a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55871/55871fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55871/55871fig2.jpg"> 
図 2: 小脳顆粒ニューロンの神経細胞傷害をモデリングします。日 6-7 マウスの手順に従って単一のセルに関連付けが解除されますから孤立した小脳は 3 の部分で提示。次の解離細胞カウントされ、35 の mm の皿の 1.5 倍の 10 の6 cells/mL.For を生成する文化メディアのボリュームで再停止される、4 mL、メッキ、プレートごと 6 x 10 の6セルを与えます。スライドを画像の 105細胞/ウェル x 7.5 を与えて 0.5 mL はメッキです。CGNs はレンチ ウイルスを導入したり、アデノ ウイルスに感染してできます。めっき (0 日体外(DIV)) 与えるトランスフェクション効率が 90% 以上の日にアデノ ウイルスを使用してでき、DNA 損傷と酸化ストレスによる神経細胞傷害の調査のため。10 μ M カンプトテシン (CPT) の追加は、75-100 μ M 過酸化水素 (H2O2) は酸化ストレスを誘導しながら、DNA 損傷を誘発します。H2O2の濃度は 24 時間後 50% の細胞死を誘導するために最適化されなければなりません。10% 未満の低い伝達効率を与える 5 DIV でアデノ ウイルスを感染させます。7 DIV で文化、NMDA 受容体が濃縮されているとき、ニューロンは 100 μ M NMDA と毒性を誘発する 10 μ M グリシン処理できます。これは後続のイメージング解析または単一ニューロンをトレースに最適です。最後に、十分に高い伝達効率を与える 100 μ M NMDA と 7 DIV で 10 μ M のグリシンと扱うことによって続く 0 の DIV にレンチ ウイルスの伝達 (&#62; 80%) を可能にするシーケンスを調べるチップを含む文化の生化学的解析蛋白質の表現およびライブ/デッド試金を実行します。<a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55871/55871fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55871/55871fig3v2.jpg"> 
図 3: 小脳顆粒ニューロン。(A) ニューロンがレンチ 3 の MOI で RFP のめっき時に導入したと固定し、in vitro における 7 日ステンド グラスします。RFP シグナルを MAP2、ヘキストの共存は、レンチで導入が完全に健全な神経細胞を示すに表示されます。(B) イメージは異なる MOI、毒性を測定するために感染した神経細胞の生きている死んでいる試金分析を表します。25 と 50 の MOI で LacZ を発現アデノ ウイルスに感染している CGNs は、最大効率、最小毒性を維持しながらコントロールと比較して生存率で 1% の差が見られるは、この慣性モーメントで感染する場合よりも少ない。(C) ヘキスト ・細胞死を誘導する NMDA コントロール CGNs と CGNs の染色処理します。NMDA 治療異型核の形成に注意してください。これは細胞死を示すもの、文化 24 100 μ m NMDA 治療後 h と 10 μ M の約 50% に見られるグリシン。<a href="//ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55871/55871fig3v2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。

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Modeling Neuronal Death and Degeneration in Mouse Primary Cerebellar Granule Neurons

このプロトコルを記述する簡易分離し培養 6 7 日古い子犬、CGNs の損失のための効率的な伝達と機能の研究、益からプライマリ マウス脳顆粒ニューロン (CGNs) と nmda 刺激による神経毒性、モデリング法低カリウムによって誘導される細胞死、DNA 損傷と同じ文化モデルを用いた酸化ストレス。

神経細胞死とマウス プライマリ小脳顆粒ニューロンの変性をモデリング

Cerebellar granule neurons (CGNs) are a commonly used neuronal model, forming an abundant homogeneous population in the cerebellum. In light of their ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.0K ビュー.  Jewish General Hospital. このプロトコルを記述する簡易分離し培養 6 7 日古い子犬、CGNs の損失のための効率的な伝達と機能の研究、益からプライマリ マウス脳顆粒ニューロン (CGNs) と nmda 刺激による神経毒性、モデリング法低カリウムによって誘導される細胞死、DNA 損傷と同じ文化モデルを用いた酸化ストレス。

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In utero Electroporation followed by Primary Neuronal Culture for Studying Gene Function in Subset of Cortical Neurons

In vitro study of primary neuronal cultures allows for quantitative analyses of neurite outgrowth. In order to study how genetic alterations affect neuronal process outgrowth, shRNA or cDNA constructs can be introduced into primary neurons via chemical transfection or viral transduction. However, with primary cortical cells, a heterogeneous pool of cell types (glutamatergic neurons from different layers, inhibitory neurons, glial cells) are transfected using these methods. The use of in utero electroporation to introduce DNA constructs in the embryonic rodent cortex allows for certain subsets of cells to be targeted: while electroporation of early embryonic cortex targets deep layers of the cortex, electroporation at late embryonic timepoints targets more superficial layers. Further, differential placement of electrodes across the heads of individual embryos results in the targeting of dorsal-medial versus ventral-lateral regions of the cortex. Following electroporation, transfected cells can be dissected out, dissociated, and plated in vitro for quantitative analysis of neurite outgrowth. Here, we provide a step-by-step method to quantitatively measure neuronal process outgrowth in subsets of cortical cells.
The basic protocol for in utero electroporation has been described in detail in two other JoVE articles from the Kriegstein lab 1, 2. We will provide an overview of our protocol for in utero electroporation, focusing on the most important details, followed by a description of our protocol that applies in utero electroporation to the study of gene function in neuronal process outgrowth.

In utero Electroporation followed by Primary Neuronal Culture for Studying Gene Function in Subset of Cortical Neurons

In utero electroporation is a valuable method for transfecting neuronal progenitor cells in vivo. Depending upon the placement of the electrodes and the developmental timepoint of electroporation, certain subsets of cortical cells can be targeted. Targeted cells can then be analyzed in vivo or in vitro for effects of genetic alteration.

子宮内エレクトロポレーションは、皮質ニューロンのサブセットで、遺伝子機能の研究のために初代神経培養した

In vitro study of primary neuronal cultures allows for quantitative analyses of neurite outgrowth. In order to study how genetic alterations affect ...

神経科学

Nucleofection and Primary Culture of Embryonic Mouse Hippocampal and Cortical Neurons

Hippocampal and cortical neurons have been used extensively to study central nervous system (CNS) neuronal polarization, axon/dendrite outgrowth, and synapse formation and function. An advantage of culturing these neurons is that they readily polarize, forming distinctive axons and dendrites, on a two dimensional substrate at very low densities. This property has made them extremely useful for determining many aspects of neuronal development. Furthermore, by providing glial conditioning for these neurons they will continue to develop, forming functional synaptic connections and surviving for several months in culture. In this protocol we outline a technique to dissect, culture and transfect embryonic mouse hippocampal and cortical neurons. Transfection is accomplished by electroporating DNA into the neurons before plating via nucleofection. This protocol has the advantage of expressing fluorescently-tagged fusion proteins early in development (~4-8hrs after plating) to study the dynamics and function of proteins during polarization, axon outgrowth and branching. We have also discovered that this single transfection before plating maintains fluorescently-tagged fusion protein expression at levels appropriate for imaging throughout the lifetime of the neuron (&gt; 2 months in culture). Thus, this methodology is useful for studying protein localization and function throughout CNS development with little or no disruption of neuronal function.

This protocol outlines the steps required to dissect, transfect via electroporation and culture mouse hippocampal and cortical neurons. Short-term cultures may be used for studies of axon outgrowth and guidance, while long-term cultures can be used for studies of synaptogenesis and dendritic spine analysis.

Nucleofectionとマウス胎児海馬および皮質ニューロンの初代培養

Hippocampal and cortical neurons have been used extensively to study central nervous system (CNS) neuronal polarization, axon/dendrite outgrowth, and ...

Quantitative Analysis of Synaptic Vesicle Pool Replenishment in Cultured Cerebellar Granule Neurons using FM Dyes

After neurotransmitter release in central nerve terminals, SVs are rapidly retrieved by endocytosis. Retrieved SVs are then refilled with neurotransmitter and rejoin the recycling pool, defined as SVs that are available for exocytosis1,2. The recycling pool can generally be subdivided into two distinct pools - the readily releasable pool (RRP) and the reserve pool (RP). As their names imply, the RRP consists of SVs that are immediately available for fusion while RP SVs are released only during intense stimulation1,2. It is important to have a reliable assay that reports the differential replenishment of these SV pools in order to understand 1) how SVs traffic after different modes of endocytosis (such as clathrin-dependent endocytosis and activity-dependent bulk endocytosis) and 2) the mechanisms controlling the mobilisation of both the RRP and RP in response to different stimuli.
FM dyes are routinely employed to quantitatively report SV turnover in central nerve terminals3-8. They have a hydrophobic hydrocarbon tail that allows reversible partitioning in the lipid bilayer, and a hydrophilic head group that blocks passage across membranes. The dyes have little fluorescence in aqueous solution, but their quantum yield increases dramatically when partitioned in membrane9. Thus FM dyes are ideal fluorescent probes for tracking actively recycling SVs. The standard protocol for use of FM dye is as follows. First they are applied to neurons and are taken up during endocytosis (Figure 1). After non-internalised dye is washed away from the plasma membrane, recycled SVs redistribute within the recycling pool. These SVs are then depleted using unloading stimuli (Figure 1). Since FM dye labelling of SVs is quantal10, the resulting fluorescence drop is proportional to the amount of vesicles released. Thus, the recycling and fusion of SVs generated from the previous round of endocytosis can be reliably quantified.
Here, we present a protocol that has been modified to obtain two additional elements of information. Firstly, sequential unloading stimuli are used to differentially unload the RRP and the RP, to allow quantification of the replenishment of specific SV pools. Secondly, each nerve terminal undergoes the protocol twice. Thus, the response of the same nerve terminal at S1 can be compared against the presence of a test substance at phase S2 (Figure 2), providing an internal control. This is important, since the extent of SV recycling across different nerve terminals is highly variable11.
Any adherent primary neuronal cultures may be used for this protocol, however the plating density, solutions and stimulation conditions are optimised for cerebellar granule neurons (CGNs)12,13.

A live fluorescence imaging technique to quantify the replenishment and mobilisation of specific synaptic vesicle (SV) pools in central nerve terminals is described. Two rounds of SV recycling are monitored in the same nerve terminals providing an internal control.

FM染料を用いて培養小脳顆粒神経細胞のシナプス小胞プールの補充の定量分析

After neurotransmitter release in central nerve terminals, SVs are rapidly retrieved by endocytosis.  Retrieved SVs are then refilled with ...

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow for an in-depth characterization to identify pathways involved in these events. Cerebellar granule neurons (CGNs) that are derived from the developing cerebellum are an ideal model system that allows for morphological analyses. Here, we describe a method of how to genetically manipulate CGNs and how to study axono- and dendritogenesis of individual neurons. With this method the effects of RNA interference, overexpression or small molecules can be compared to control neurons. In addition, the rodent cerebellar cortex is an easily accessible in vivo system owing to its predominant postnatal development. We also present an in vivo electroporation technique to genetically manipulate the developing cerebella and describe subsequent cerebellar analyses to assess neuronal morphology and migration.

Genetic Manipulation of Cerebellar Granule Neurons In Vitro and In Vivo to Study Neuronal Morphology and Migration

Neuronal morphogenesis and migration are crucial events underlying proper brain development. Here, we describe methods to genetically manipulate cultured cerebellar granule neurons and the developing cerebellum for the assessment of morphology and migratory characteristics of neurons.

小脳顆粒ニューロンの遺伝子操作<em&gt;体外</em&gt;と<em&gt;インビボ</em&gt;ニューロンの形態と移行を研究するために、

Developmental events in the brain including neuronal morphogenesis and migration are highly orchestrated processes. In vitro and in vivo analyses allow ...

Primary Culture of Mouse Dopaminergic Neurons

Dopaminergic neurons represent less than 1% of the total number of neurons in the brain. This low amount of neurons regulates important brain functions such as motor control, motivation, and working memory. Nigrostriatal dopaminergic neurons selectively degenerate in Parkinson&#39;s disease (PD). This progressive neuronal loss is unequivocally associated with the motors symptoms of the pathology (bradykinesia, resting tremor, and muscular rigidity). The main agent responsible of dopaminergic neuron degeneration is still unknown. However, these neurons appear to be extremely vulnerable in diverse conditions. Primary cultures constitute one of the most relevant models to investigate properties and characteristics of dopaminergic neurons. These cultures can be submitted to various stress agents that mimic PD pathology and to neuroprotective compounds in order to stop or slow down neuronal degeneration. The numerous transgenic mouse models of PD that have been generated during the last decade further increased the interest of researchers for dopaminergic neuron cultures. Here, the video protocol focuses on the delicate dissection of embryonic mouse brains. Precise excision of ventral mesencephalon is crucial to obtain neuronal cultures sufficiently rich in dopaminergic cells to allow subsequent studies. This protocol can be realized with embryonic transgenic mice and is suitable for immunofluorescence staining, quantitative PCR, second messenger quantification, or neuronal death/survival assessment.

Dopaminergic neurons play a vital regulatory role in the brain. Their loss is associated with Parkinson's disease. In this video, we show how to generate primary cultures of central dopaminergic neurons from embryonic mouse mesencephalon. Such cultures are useful to study the extreme vulnerability of these neurons to various stresses.

マウスドーパミン作動性ニューロンの初代培養

Dopaminergic neurons represent less than 1% of the total number of neurons in the brain. This low amount of neurons regulates important brain functions ...

Ex Vivo Imaging of Postnatal Cerebellar Granule Cell Migration Using Confocal Macroscopy

During postnatal development, immature granule cells (excitatory interneurons) exhibit tangential migration in the external granular layer, and then radial migration in the molecular layer and the Purkinje cell layer to reach the internal granular layer of the cerebellar cortex. Default in migratory processes induces either cell death or misplacement of the neurons, leading to deficits in diverse cerebellar functions. Centripetal granule cell migration involves several mechanisms, such as chemotaxis and extracellular matrix degradation, to guide the cells towards their final position, but the factors that regulate cell migration in each cortical layer are only partially known. In our method, acute cerebellar slices are prepared from P10 rats, granule cells are labeled with a fluorescent cytoplasmic marker and tissues are cultured on membrane inserts from 4 to 10 hr before starting real-time monitoring of cell migration by confocal macroscopy at 37 &#176;C in the presence of CO2. During their migration in the different cortical layers of the cerebellum, granule cells can be exposed to neuropeptide agonists or antagonists, protease inhibitors, blockers of intracellular effectors or even toxic substances such as alcohol or methylmercury to investigate their possible role in the regulation of neuronal migration.

Ex Vivo Imaging of Postnatal Cerebellar Granule Cell Migration Using Confocal Macroscopy

During postnatal cerebellum development, immature granule cells originating from the germinal zone exhibit distinct modalities of migration to reach their final destination and to establish neuronal networks. This protocol describes the preparation of cerebellar slices and the confocal macroscopic approach used to investigate the factors that regulate neuronal migration.

共焦点肉眼検査を使用した生後小脳顆粒細胞の移動のex vivoイメージング

During postnatal development, immature granule cells (excitatory interneurons) exhibit tangential migration in the external granular layer, and then ...

Assessment of Neuronal Viability Using Fluorescein Diacetate-Propidium Iodide Double Staining in Cerebellar Granule Neuron Culture

Primary cultured Cerebellar Granule Neurons (CGNs) have been widely used as an in vitro model in neuroscience and neuropharmacology research. However, the co-existence of glial cells and neurons in CGN culture might lead to biases in the accurate assessment of neuronal viability. Fluorescein diacetate (FDA) and Propidium Iodide (PI) double staining has been used to measure cell viability by simultaneously evaluating the viable and dead cells. We used FDA-PI double staining to improve the sensitivities of the colorimetric assays and to evaluate neuronal viability in CGNs. Furthermore, we added blue fluorescent DNA stains (e.g., Hoechst) to improve the accuracy. This protocol describes how to improve the accuracy of assessment of neuronal viability by using these methods in CGN culture. Using this protocol, the number of glial cells can be excluded by using fluorescence microscopy. A similar strategy can be applied to distinguish the unwanted glial cells from neurons in various mixed cell cultures, such as primary cortical culture and hippocampal culture.

This protocol describes how to accurately measure neuronal viability using Fluorescein diacetate (FDA) and Propidium Iodide (PI) double staining in cultured cerebellar granule neurons, a primary neuronal culture used as an in vitro model in neuroscience and neuropharmacology research.

小脳顆粒ニューロン培養におけるFluorescein Diacetate-Propidium Iodide二重染色を用いたニューロン生存率の評価

Primary cultured Cerebellar Granule Neurons (CGNs) have been widely used as an in vitro model in neuroscience and neuropharmacology research. However, the ...

Modeling Charcot-Marie-Tooth Disease In Vitro by Transfecting Mouse Primary Motoneurons

Neurodegeneration of spinal motoneurons (MNs) is implicated in a large spectrum of neurological disorders including amyotrophic lateral sclerosis, Charcot-Marie-Tooth disease, and spinal muscular atrophy, which are all associated with muscular atrophy. Primary cultures of spinal MNs have been used widely to demonstrate the involvement of specific genes in such diseases and characterize the cellular consequences of their mutations. This protocol models a primary MN culture derived from the seminal work of Henderson and colleagues more than twenty years ago. First, we detail a method of dissecting the anterior horns of the spinal cord from a mouse embryo and isolating the MNs from neighboring cells using a density gradient. Then, we present a new way of efficiently transfecting MNs with expression plasmids using magnetofection. Finally, we illustrate how to fix and immunostain primary MNs. Using neurofilament mutations that cause Charcot-Marie-Tooth disease type 2, this protocol demonstrates a qualitative approach to expressing proteins of interest and studying their involvement in MN growth, maintenance, and survival.

Modeling Charcot-Marie-Tooth Disease In Vitro by Transfecting Mouse Primary Motoneurons

The goal of this technique is to prepare a highly enriched culture of primary motoneurons (MNs) from murine spinal cord. To evaluate the consequences of mutations causing MN diseases, we describe here the isolation of these isolated MNs and their transfection by magnetofection.

株マウス一次運動ニューロンによるシャルコー ・ マリー ・ トゥース病の in Vitroモデル化

Neurodegeneration of spinal motoneurons (MNs) is implicated in a large spectrum of neurological disorders including amyotrophic lateral sclerosis, ...

Ballistic Labeling of Pyramidal Neurons in Brain Slices and in Primary Cell Culture

It has been reported that the size and shape of dendritic spines is related to their structural plasticity. To identify the morphological structure of pyramidal neurons and dendritic spines, a ballistic labeling technique can be utilized. In the present protocol, pyramidal neurons are labeled with DilC18(3) dye and analyzed using neuronal reconstruction software to assess neuronal morphology and dendritic spines. To investigate neuronal structure, dendritic branching analysis and Sholl analysis are performed, allowing researchers to draw inferences about dendritic branching complexity and neuronal arbor complexity, respectively. The evaluation of dendritic spines is conducted using an automatic assisted classification algorithm integral to the reconstruction software, which classifies spines into four categories (i.e., thin, mushroom, stubby, filopodia). Furthermore, an additional three parameters (i.e., length, head diameter, and volume) are also chosen to assess alterations in dendritic spine morphology. To validate the potential of wide application of the ballistic labeling technique, pyramidal neurons from in vitro cell culture were successfully labeled. Overall, the ballistic labeling method is unique and useful for visualizing neurons in different brain regions in rats, which in combination with sophisticated reconstruction software, allows researchers to elucidate the possible mechanisms underlying neurocognitive dysfunction.

We present a protocol to label and analyze pyramidal neurons, which is critical for evaluating potential morphological alterations in neurons and dendritic spines that may underlie neurochemical and behavioral abnormalities.

脳スライスと一次細胞培養における錐体ニューロンの弾道標識

It has been reported that the size and shape of dendritic spines is related to their structural plasticity. To identify the morphological structure of ...

Quantifying Spontaneous Ca2+ Fluxes and their Downstream Effects in Primary Mouse Midbrain Neurons

Parkinson&#8217;s disease (PD) is a devastating neurodegenerative disorder caused by the degeneration of dopaminergic (DA) neurons. Excessive Ca2+ influx due to the abnormal activation of glutamate receptors results in DA excitotoxicity and has been identified as an important mechanism for DA neuron loss. In this study, we isolate, dissociate, and culture midbrain neurons from the mouse ventral mesencephalon (VM) of ED14 mouse embryos. We then infect the long-term primary mouse midbrain cultures with an adeno-associated virus (AAV) expressing a genetically encoded calcium indicator, GCaMP6f under control of the human neuron-specific synapsin promoter, hSyn. Using live confocal imaging, we show that cultured mouse midbrain neurons display spontaneous Ca2+ fluxes detected by AAV-hSyn-GCaMP6f. Bath application of glutamate to midbrain cultures causes abnormal elevations in intracellular Ca2+ within neurons and this is accompanied by caspase-3 activation in DA neurons, as demonstrated by immunostaining. The techniques to identify glutamate-mediated apoptosis in primary mouse DA neurons have important applications for the high content screening of drugs that preserve DA neuron health.

Quantifying Spontaneous Ca2+ Fluxes and their Downstream Effects in Primary Mouse Midbrain Neurons

Here we present a protocol to measure in vitro Ca2+ fluxes in midbrain neurons and their downstream effects on caspase-3 using primary mouse midbrain cultures. This model can be employed to study pathophysiologic changes related to abnormal Ca2+ activity in midbrain neurons, and to screen novel therapeutics for anti-apoptotic properties.

主マウス中脳ニューロンにおける自発的Ca2+ フラックスとその下流効果の定量化

Parkinson&#8217;s disease (PD) is a devastating neurodegenerative disorder caused by the degeneration of dopaminergic (DA) neurons. Excessive Ca2+ influx ...

神経細胞死とマウス プライマリ小脳顆粒ニューロンの変性をモデリング

神経細胞死とマウスプライマリ小脳顆粒ニューロンの変性をモデリング