作業は「未来への投資」LABEX SIGNALIFE プログラム (リファレンス ANR-11-LABX-0028-01) を介して (国立研究機関、ANR) フランス政府によってサポートされた、K に補助金によって d. w. 協会から注ぐラ凝ったシュル ルがん財団・ ド ・ フランスと癌 Inserm の計画。D. b. と a. v. 奨学金を財団注ぐラ凝った Médicale とニースの都市からそれぞれ受信しました。心臓と探触子であったフィリップスによって提供される親切。その熟練した技術支援を A. Borderie、s. Destree、M. Cutajar ボッサート、A. Landouar、A. 畑、A. Biancardini、s. m. ワーグナーを感謝いたします。

ここで説明実験が関連する機関とフランス動物福祉法、ガイドライン、およびポリシーに準拠して実施されました。彼らはフランスの倫理委員会によって承認されている (Comité Institutionnel d &#39; Ethique 注ぐ l &#39; 動物ドゥ ・ ラボラトワール; 番号 nce-コード/2012-106).
 1 エコー <ol><li>尾でそれを軽く押しながら適切な位置を確保するため標準研究所バランスを使ってマウスの体重を決定します。</li>。
	<li>は、50 mg/kg のペントバルビ タール 25 , 26 の腹腔注入による動物を麻酔します 。
	注: 研究を通して同じプロトコルを使用する場合は、麻酔の他の種類を使用できます。長所と短所は以下で説明する</li>。
	<li>マウスはケージで待機戻る応答まで入れて、それは安定した呼吸を示し、後部足の反射が欠席しています。これをテストする足を少し絞るし、脚がまだ撤回するかどうかを確認します</li>。
	<li>剃る胸部、左脇の下の商業齧歯動物のシェーバーを使用しての左側にある 。
	注: 専用の齧歯動物のシェーバーの使用マウスの細かい毛を完全に取り除く心エコー測定干渉を避けるためにできます。市販の脱毛クリームやソリューションは避けてください、彼らは通常香り、それを目覚めさせる後動物に迷惑をかけるよう。熱損失を増加すると、過剰なシェービングを避ける</li>。
	<li>は暖かいパッド、12 で、頭で左サイドの浅い位置に 40-42 ° C に設定に眠っている動物を置く o &#39; 時計と 6 尾 o &#39; 時計。左腕、左脚と尾を修正テープで</li>。
	<li>適用は予め剃毛胸と探触子の頭に心エコー法ゲルを加温します</li>。
	<li>は胸骨左乳頭筋レベルでの二次元 (2 D) 傍胸骨長軸像を取得への首の右側にそれを指示、探触子を配置します。トランスデューサー 90 ° を回り papilary 筋肉レベルで短い軸のビューを取得します。画像品質とフレーム レートを最大化するために最小深さ設定とズームを使用します。掃引速度は最大に設定します。
	マシンとソフトウェアに応じて、これら設定、異なるズーム オプションを設定の深さを取得する <ol><li>を使用可能性があります。短軸でレコード 2 D ガイド M モードの画像は、 27 を表示します。 図 1 a と B の 27 を参照してください 。
		注: は、胸に過度の圧力を適用することを避けるためにこれは徐脈を引き起こす可能性があります世話します</li>。
	</ol></li> <li>レコード 3、少なくとも一連の各動物のための 3 心ビート シネ ループします 。
	注: この研究で使用される心臓ソフトウェアを押して、&#34; 取得/保存 &#34; ボタンは一度だけ。この方法論は、この特定のソフトウェアで心臓に固有です。他のソフトウェア パッケージは別のマシンで使用できます</li>。
	<li>マウス胸郭や加熱パッド、探触子からゲルの巧妙な録音、エコー拭き取り後。手足やしっぽからテープを削除します</li>。
	<li>不要な光露出と熱の損失を避ける、それは間違いなく目覚めるまでに組織で覆われて加熱パッドの観察の下にマウスを残す</li>
	<li>動物のケージに戻る入れて</li>。
	<li>分析には、左心室 (LV) 寸法と関数を決定する胸骨短軸ビューから M モードの画像が記録されます。収縮期と拡張期 (LVPWs と LVPWd) を使用して LV 後壁厚 (LVPW)、左心室収縮末期、末期内径 (LVIDs と LVIDd) と (LVAWs と LVAWd) は拡張期収縮期左心室前壁の厚さを測定、格納されたイメージの組織血インターフェイスの識別</li>。
	<li>は、見かけの最大 LV 拡張寸法の時に拡張期の寸法を測定し、左心室後壁の最も前方シストリック遠足の時に左心室の収縮末期の寸法。タッチ スクリーンをタップ、&#34; 分析 &#34; アイコンとし、&#34; LVAWd &#34; アイコン。拡張期に左心室の前壁と心室キャビティ間のインタ フェースの電子キャリパーを配置します</li>。
	<li>左室前壁と左心室拡張期前方壁の厚さを取得する LV キャビティ間のインタ フェースの電子キャリパーの位置; ソフトウェアは直接 LV 内部終期測定を切り替える</li>。
	<li>LV キャビティと LV の末期内径を取得する左心室後壁との間のインターフェイスで、キャリパーの位置; ソフトウェアは、左室後壁厚測定に切り替えられます</li>。
	<li>LV 期の後部壁厚を取得する左心室後壁および心膜の界面にキャリパーの位置。左心室収縮寸法のタッチ スクリーンをタップして、&#34; LVAWs &#34; アイコンと収縮期の右心室と左心室の前壁との間のインタ フェースの電子キャリパー位置</li>。
	<li>は、左心室の前壁と左心室収縮期前方壁の厚さを取得する LV キャビティ間のインタ フェースの電子キャリパーを配置します。左室の収縮末期内径と LV 収縮後肉厚のため上記のようにプロセスを繰り返します。心内膜と心外膜の境界線 13 , 27 をトレースするアメリカのエコーを採用した最先端規則を使用します 。
	注: LV 収縮機能パラメーターを自動的に計算する前の測定値を用いたします。(FS) を短縮の LV は FS (%) として定義されている [(LVIDd-LVIDs)/LVIDd =] x 100。左室駆出率 (EF) は、変更後の Teicholz 式で計算されます、EF (%) = [(LVIDd3-LVIDs3)/LVIDd 3] x 100 12。 図 1 a および B を参照してください</li>。
	<li>コンパクト ディスクまたは USB メモリスティックにデータを格納し、バックアップ コピーを作成します</li>。
	<li>インポート、分析、および適切なソフトウェアを使用してデータをエクスポートします 。
	注: これらのベースライン測定後実験を一時停止することができます。ノックアウト動物と野生型同腹子の直接比較を実行すると、組織学的解析 6 に進みます。Cre ERT2; の液体酸素/液体酸素マウス線説明 5 , 24 としての i. p. 注入によるタモキシフェン誘導と次の日を続行します。心エコー測定後直接手術を実行だった場合は左冠動脈 5 , 28 の結紮による実験的心筋梗塞を誘発するときに、マウス麻酔下にあります。それ以外の場合、麻酔の 2 つのラウンドの間の 1 週間の最小遅延を術後の致死率を制限する維持されるべき</li>。
</ol> 2。組織学的評価のための心臓用試料の調製 <ol><li>頚部転位によって動物を犠牲に。自分の体重を測定します。胸部と腹部の 70% アルコール綿棒を使用して駆除します</li>。
	<li>は、横切開皮膚 1 cm 遠位胸骨に。鈍い鉗子を使用すると、頭の方向に動いて、胸部から皮膚を削除します。微細鉗子で胸骨を軽く握るし、高級はさみの鈍い端を挿入することによって横隔膜を開きます</li>。
	<li>はカット両側の肋骨を胸骨に平行。胸骨を頭の方向に移動します。胸部の中心を探します。微細鉗子で心臓の血管のトランクを押しながら高級はさみを使ってカットします</li>。
	<li>胸を開くと、胸部から心臓全体を切除、心重量を測定および心体重比 4 , 5 , 6 , の確立 23, 29, 30 .</li>
	<li>修正 15 mL チューブに 10% 中性緩衝ホルマリン溶液 2 mL で心一晩で 4 ° C 
	注意: 危険!化学の発煙のフード; ホルマリン ソリューションの操作を行う必要があります。手袋と安全メガネを着用します 。
	注: ホルマリン ソリューションのバッファー組成は異なるサプライヤーによって異なります、研究を通して同じ業者を使用します</li>。
	<li>次の日、心、真ん中に横の平面で切り取ってパラフィン包埋、ビデオカメラのテープに転送自動埋め込み装置を用いて病理学研究室で実行する</li>。
	<li>断面を実行します。
	<ol><li>セクション パラフィン ブロック ミクロトームとそれらの 40 ° C の水は含んでいる蒸留水をお風呂のフロートを使用して 3 μ m の厚さで</li>。
		<li>は、スライド上にセクションを転送します。37 ° C のインキュベーターで一晩乾燥してスライドを許可して、使用する準備ができるまで 4 ° C で保存します 。
		注: プロトコルを一時停止できるここでユーザー (ステップ 3) を染色の準備が整うまで</li>。
	</ol></li> <li>組織スライドを Deparaffinize と rehydrate。
	<ol><li>パラフィンを溶かすに 10 分間、55 ° C のオーブンでガラスを挿入して瓶を染色にスライドを配置します</li>。
		<li>Deparaffinize キシレンまたはキシレン代替 5 分の 200 mL の 2 つの変更のスライドです 。
		注意: 非常に可燃性、有毒な!化学の発煙のフードの仕事します。手袋と安全メガネを着用します</li>。
		<li>は、スライドを 100% アルコールの 200 mL に転送します。3 分の 2 つの変更を加えるし、3 分 95% アルコールの 200 の mL を通じて一度転送 
		注意: 非常に可燃性!着火源から離して保管します。禁煙します</li>。
		<li>リンス 200 mL、リン酸緩衝生理食塩水液 (PBS) 5 分で 2 回、手順 3、4、または 5 に進みます</li>。
	</ol></li></ol> 3。ヘマトキシリン ・ エオシン染色 <ol><li>蒸留水中セクションにそれらのスライドをすすいでください</li>。
	<li>8 分のヘマトキシリン液が核を染色</li>
	<li>10 分間流水ですすぎ</li>
	<li>2 分のエオシン浸と染色</li>
	<li>Dehydrate 100% エタノール (エタノール) に 2 分間の 3 回。キシレンまたはキシレン代替で 2 分の 3 倍をオフにします。メディアをキシレン ベース マウントにマウント</li>。
	<li>写真のスライドと心室中隔の縦断の核のレベルで心筋細胞の直径を測定します。セクションと 3 つのセクションごとに心ごとの少なくとも 100 セルを測定します</li>。
</ol> 4。WGA 染色 <ol><li>tetramethylrhodamine (または他の蛍光染料) 2.7 ステップから取得されたスライドを孵化させなさい-WGA (PBS で 1: 100) を湿気の多い部屋に室温で 60 分間共役します</li>。
	<li>5 分 PBS 洗浄 3 回</li>。
	<li>蛍光 DAPI を含むメディアのマウントとマウントします。解析の前に暗闇の中で 4 ° c ストア 。
	注意: は、眼の保護と互換性のある耐薬品性手袋を着用します</li>。
	<li>スライド写真します。
	<ol><li>使用落射蛍光とフィルターを搭載した顕微鏡を DAPI と tetramethylrhodamine (材料の表 を参照) を設定します。最大値と自動露出の明るさに絞り値を設定します</li>。
		<li>取得は、青と赤のチャンネルの 400 倍の倍率で画像を分離します。ImageJ で画像を開きます。明るさを調整し、必要に応じて比較 (画像 &#62; 調整 &#62; 輝度/コントラスト).</li>
		<li>は、各イメージを 8 ビットに設定 (画像 &#62; タイプ &#62; 8 ビット)。DAPI と WGA の画像をオーバーレイします。WGA の DAPI や赤のチャンネルの青のチャネルを使用します。緑とグレーのチャンネルを none に設定 (画像 &#62; 色 &#62; チャンネルの統合) 31.</li>
	</ol></li> <li>横断心室中隔核のレベルで心筋細胞径を決定する。
	<ol><li>ImageJ でイメージのスケールを定義します。この目的のため (例えば、 心臓セクションと同じ倍率で商工会議所検定; ステップ 4.4) サイズがわかっているオブジェクトの写真します</li>。
		<li>では、直線ツールを使用して、最初から最後まで線を引く構造で知られる (分析 &#62; スケールを設定) です 。
		注: ピクセル単位での距離が自動的に表示されます。既知の距離と長さの単位を入力する必要があります。心筋細胞核のレベル測定を続行します</li>。
		<li>DAPI 陽性核によって WGA 陽性膜から WGA 陽性細胞膜の反対側に直線を描画する (分析 &#62; 測定)。[結果] ウィンドウで、長さの値が小数点以下の桁数の意味のある数であることを確認します (分析 &#62; 測定を設定 &#62; 小数点以下の桁数).</li>
		<li>は、セクションと 3 つのセクションごとに心ごとの少なくとも 100 セルを測定します。結果を Excel にエクスポート (結果をクリックして &#62; ファイル &#62; として保存 &#62; .csv) 6 , 31</li>。
	</ol></li></ol> 5。Pecam 1 染色 <ol><li>抗原のアンマス キングを実行します。
	圧力鍋に <ol><li>追加 1,600 mL クエン酸ナトリウムのバッファー (クエン酸ナトリウム 10 mM、0.05 のトゥイーン 20%、pH 6.0)。ホット プレートに圧力鍋を置き、フルパワーでそれをオンにします。圧力鍋の蓋はこの時点で確保されていません単に上に置きます 。
		注意: ホット!</li>
		<li>ナトリウム クエン酸バッファーが沸騰され、一度は、圧力鍋に 2.5 のステップからスライドを転送します。圧力鍋の蓋を固定します。炊飯器は、完全な圧力に達しているとすぐに 7 分を待ちます。7 分が経過した場合、ホット プレートを切りながら空流しに圧力鍋を配置します。圧力解放弁をアクティブにし、炊飯器に冷たい水を実行します。それは加圧解除は、一度ふたを開けるし、200 mL の PBS でスライドを 5 分位の炊飯器に冷たい水を実行します 。
		注: また、マイクロ波抗原のアンマス キングされる可能性があります、過熱のリスクを増加します</li>。
	</ol></li> <li>三回 2 分間各で 200 mL の PBS の 5 分間ブロック内因性ペルオキシダーゼ活性メタノール使用 0.3% 過酸化水素リンス スライドです 。
	注意: 可燃性、有毒!</li>
	<li>希薄化後普通ブロック血清 (PBS で 5% ヤギ血清) アビジン ブロック (1 mL に 4 滴) を含むで 15 分間スライドをインキュベートします</li>。
	<li>は慎重にセクションから液体をタップし、ウサギから Pecam 1 抗体、希釈 1:50 2.5% ヤギ血清 1 mL あたりビオチン ブロックの 4 が値下がりしましたを含む PBS にそれらをインキュベートします。湿気の多い部屋で一晩スライドをインキュベート 4 ° C</li>
	<li>は、200 mL の PBS で 3 回各 5 分用のスライドを洗います。ビオチン標識ヤギ抗家兎 IgG 抗体希釈 1: 200 1 時間室温で 2.5% ヤギ血清を含む PBS でセクションを孵化させなさい。200 mL の PBS で 3 回各 5 分用のスライドを洗うです</li>。
	<li>インキュベート t20 分 (試薬 A と試薬 B 必要合計 30 分前を使用する) にペルオキシダーゼのアビジン ・ ビオチン ・ ベース システムと彼のセクション。200 mL の PBS で 3 回各 5 分用のスライドを洗うです</li>。
	<li>溶解 1 3, 3 &#39;-ジアミノベンジジン (軽打) と 1 尿素過酸化水素二重蒸留水 5 mL のタブレットします。カラー開発を注意深く監視、約 3 分間軽打の解決セクションを孵化させなさい。200 mL の PBS でスライドを優しく洗浄することにより発色反応を停止します 。
	注意: 発がん性;化学薬品耐性の手袋を着用!</li>
	<li>Counterstain ヘマトキシリンと 6 分のため核です。100% アルコールの 200 mL の 2 分 Dehydrate 2 分の 3 倍の水道の流水ですすいでください。キシレンまたはキシレン代替ごとに 200 mL 3 回 2 分間オフにします。メディアをキシレン ベース マウントにマウント</li>。
	<li>は、スライド (それぞれの心の心室中隔から 40 倍の倍率で少なくとも 10 フィールド) を写真し、Pecam 1 の面積密度を自由に利用できる ImageJ ソフトウェア 31 を使用しての測定します。軽打のヘマトキシリン色デコンボリューション 32 プラグインを使用して同じレベルに画像のコントラストを調整します 。
	注: 茶色と紫/青のカラー色デコンボリューションの困難を引き起こす可能性があります、重要なスペクトル オーバー ラップを持っている場合に、明確な明るい青色染色性が核を取得するヘマトキシリン液のさまざまなブランドを試みることができる 1 つ。また、蛍光抗体法や毛細血管の手動カウントを実行でした</li>。
</ol>

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D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNA+induction+and+inheritance+of+epigenetic+cardiac+hypertrophy+in+the+mouse.">RNA induction and inheritance of epigenetic cardiac hypertrophy in the mouse.</a> Dev Cell. 14 (6), 962-969 (2008).</li><li>Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NIH+Image+to+ImageJ:+25+years+of+image+analysis.">NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis.</a> Nat Methods. 9 (7), 671-675 (2012).</li><li>Ruifrok, A. C., Johnston, D. 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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arterial+versus+venous+endothelial+cells.">Arterial versus venous endothelial cells.</a> Cell Tissue Res. 335 (1), 5-16 (2009).</li></ol>

著者が明らかに何もありません。

別の方法は、心エコー検査、造影 MRI、マイクロ CT、PET 検査を含むマウスの心臓の構造と機能を評価するため開発されています。その費用対効果とシンプルさのため心エコー検査、マウス11の機能分析のため最も広く使用されている手法です。心とマウスの心拍数、探触子の周波数の高周波数のサイズが小さいため一般に、&#62; 10 MHz は使用する必要がありますが、成功の測定は、8 または 9 MHz トランスデューサー4,7 と報告されています。.心機能は体温や心臓の周波数に密接に関連して、研究を通してこれらのパラメーターを制御することが重要です。加熱パッドの上にマウスを置いては、麻酔下の動物の体の温度を一定に保つことが不可欠です。理想的には、体の温度を 38 ° C に設定する直腸プローブ制御加熱パッドを使用します。使用できない場合は、加熱パッドはこの値を上回る 3 度の 2 に設定する必要があります。加熱ランプ、彼らは捜査官と動物を過熱リスクをタスクを複雑に避けるべき。
、心拍数および心機能を制御するには、麻酔の種類は非常に重要です。ほとんどの研究使用イソフルラン、麻酔誘導区域 (3% イソフルラン) の吸入により誘発するは簡単です、吸入マスク (1-2% イソフルラン) を使用して管理することができます、短い期間だけです。その他の一般的に使用される物質は、2,2,2 tribromoethanol、ペントバルビ タール、ケタミン + キシラジン混合11,12。驚いたことに、イソフルランは心エコー測定における心機能を妥協する報告されているし、この効果よりもケタミン + キシラジンで顕著であった11のグループします。ケタミン単独でこの研究11で最高の仕事。Gaoら。2,2,2 tribromoethanol12最も再現性のある結果を報告しました。結果はイソフルラン, 2,2,2-tribromoethanol, ペントバルビ タール12の同じ範囲内であった。また、心拍 2,2,2 tribromoethanol で差は認められなかった、ペントバルビ タール グループ12。心ら報告、ケタミンの低心拍数 + キシラジン グループに比べて162,2,2 tribromoethanol グループ。異なるトランスジェニック マウス系統とペントバルビ タール麻酔 350 と 450 の bpm の間であった平均心拍数を用いた評価実験。それにもかかわらず、駆出分画した &#62; 80% を意識した動物11の値に対応します。ベースラインと同じ範囲、当社研究室4,5,6条件下で心エコー測定は別途報告11,12,14 ,,1516,17,18,19,20,21,22,26.ペントバルビ タールと対照をなして 2,2,2 tribromoethanol、イソフルラン、ケタミンは、急激な発症と回復によって特徴付けられます。したがって、麻酔と超音波測定のタイミングは、麻酔からの回復の程度が異なるを避けるために研究のすべての動物のための同じをする必要があります。ペントバルビ タール、長く行動するが体重に関してしっかりと投与量を調整する必要がある治療上の小窓の欠点があります。ペントバルビ タールを使用して長期的な麻酔、ベースライン心エコー測定、手術後再注入5を必要とせず実行できるという利点があります。として、私たちの経験では 1 週間未満の間隔で注射が術後死亡率の増加の結果、ペントバルビ タールを使用して反復的な麻酔を避けるべき。
マウスにおける心エコー検査の際、&#62; 10 Mhz 探触子、写真の品質は、グローバル LV 関数を決定するための十分なする必要があります。ビート-ビートのバリエーションと運動の成果物を減らすためにそれぞれの動物のいくつかの写真を取られなければなりません。画像の品質を評価する初めに訓練を受けた心臓病またはマウスにおける心エコー法の経験を持つ科学者から専門家の助言を求めて必要があります。心エコー検査のほとんどのマシンは、Teicholz 式11,12を使用して左心室内径から EF を計算します。LV 寸法は測定する簡単です, 場合でも、LV が理想的な簡体字の幾何学的形状に適合しないため LV ボリュームとエリアの不完全な評価を提供します。Teicholz 式で得られたどちらも小数短縮も取り出し分数は、彼ら両方は幾何学的な仮定に基づいています、のみ 2 つの壁の収縮性を記述する左心室収縮機能を判断するための完璧なパラメーターです。駆出率複葉機シンプソンの方法と評価がより正確だろうが、これはここで使用される機器とすべての動物で取得できた。
心筋梗塞後心エコー画像に関連するいくつかの問題を直面しました。まず、画像の品質は大きく開胸手術瘢痕に阻まれました。第二に、動物は、繰り返しなされる麻酔にはるかに敏感だった。最後に、M モード ベース LV のボリュームと機能の測定は、LV ジオメトリが均一と仮定します。結果として、これらのインデックスの使用は心筋梗塞後左心室壁運動異常の存在下で物議をかもすになります。
私たちの手で 15 MHz プローブの使用はカラードプラ像の臨時がない体系的な録音の許可。はるかに高い周波数は、LV 地域関数を決定するまたは齧歯動物12専用設備でのみ取得できる心筋コントラスト エコー法を実行する必要があります。
追加の可能性とこれらの齧歯動物固有のシステムの高解像度を考えると、1 つは、将来的にそれらを使用して検討してください。欠点より高いコストと専用スペースの必要性。十分な動物調査中、科学者の重要な数は、機器を使用して場合にのみ、これらのハイエンド、齧歯動物専用の echocardiographs が収益になります。これらのマシンのため、特別な研修には循環器の専門家ではない科学者によって彼らが使えます。臨床心エコー検査装置は、上記のように解像度に制限を提供します。それにもかかわらず、まだ正常に異なる経験豊富な l で使用されて研究11,12;熟練した科学者および心臓; によって簡単に使用できます。多くの携帯電話は、専用スペースに少なくてそして、マシンの数が多いため (例えば、レンタル、臨床使用されていない機器を取得または中古購入) のコストを削減するさまざまなオプションを検討するためことができます。
組織学的解析では、最初の重要な点は、器官の分離と組織の固定時間を最小限に抑えることは。このプロトコルのように、ほとんど染色・組織学的解析は透過光顕微鏡に基づいていますformol の中心のティッシュの浸漬固定で十分です。プロジェクトの焦点は、蛍光顕微鏡による染色については、1 つは明るい自己蛍光を示す赤色の血液細胞を組織から削除する麻酔下の動物の灌流固定を考慮する必要があります。
パラフィン包埋の変動を避けるためには、我々 は自動埋め込み装置を使用します。硬度、融点パラフィンのブランドによって異なる、研究を通して同じサプライヤーを使用をお勧めします。パラフィン切片は、回転式ミクロトームを使用してあらかじめ冷やしたブロックの実行必要があります。切片厚は、一定に保たする必要があります。3 μ m 厚は心筋細胞径の正確な測定に必要な心のヘマトキシリン-エオシン染色セクションの膜の境界線の明確に可視化できます。心筋細胞の形は通常、核のレベルの測定を行う必要があります。WGA 染色細胞膜を染色する方法を提供し、ヘマトキシリン ・ エオジン染色と同じ値になります。形態計測学的解析では、前に (すなわち、左または右室自由壁または中隔) 心臓のどの部分を測定する、長いか短い軸で心筋細胞の断面を決定するかどうかを明確に定義する必要があります一つ。横行、スパイラルと、心臓の心筋細胞の縦方向のため、心筋細胞の同じ横断縦方向および横断セクションで入手することが可能です。細胞は核のレベルで分析した限り、条約の問題は、縦または横の直径を測定するかどうか。
私たちの研究では、心エコーの寸法と心体重比と心筋細胞サイズ4,5,6、間の合意を見ましたが心筋細胞サイズの組織学的測定ではありません。駆出率の値に常に対応します。たとえば、トレーニング結果保存駆出率と増加した心筋細胞径の増加心臓寸法。ただし、非代償性の心不全は、減らされた駆出率と増加した心筋細胞直径33の高められた心臓寸法が特徴です。さらに、我々 は最近 PPARβ の内皮特異発現による高められた心臓血管密度が発生しないこと基準条件下で心機能の改善や強化された回復で心筋梗塞5 を示した.
免疫組織染色、ネガティブ コントロールを含めるプロトコルで異なるブロック手順を実行することが重要です。抗原のマスキング手順プロトコルで使用される一次抗体の特定です。別の一次抗体、低または高 pH マスキング バッファーが良い方の信号の結果かどうかを決定する必要は。異なる固定技術は特定の抗原を検出するされる可能性があります。たとえば、同じ固定トロンボモジュリン抗体34の背景を減らすために追加の手順に必要な亜鉛固定のパラフィン埋め込まれたティッシュで最高の作品を Pecam 1 ラベリングを報告されています。したがって、我々 は様々 な異なった抗原の研究を拡張するために許可されている通常ホルマリン固定を使用します。Pecam 1 免疫染色、isolectin B4 の代わりはよく血管を可視化する使用されます。内皮細胞35の割合、ほか isolectin B4 ラベルもグリア36とマクロファージ37です。さらに、様々 な抗原は、動脈と静脈の内皮細胞38を区別するためにされる可能性があります。機能を可視化するエレガントな方法は血管灌流または容器を決定する発芽または回帰は凍結切片24の分析に続いて蛍光結合レクチンの静脈内注射。ただし、このアプローチは主追加抗原を検出し、凍結切片の別の品質のための形態計測学的解析を実行する可能性を制限します。
軽打と信号を視覚化する場所 immunostained セクションの面積密度定量的判断できます ImageJ 自由に利用できるソフトウェアを使用しています。ただし、信号は線形ではないと茶色の着色の度合いは丁度蛋白質の表現のレベルに対応しています。

遺伝子組み換えマウス モデルの大きい変化があり、マウスの薬理学的研究の数は高1,2です。心エコー検査や MRI は、心機能、これらマウス モデル3の形態の表現型特性の一般的に使用される方法です。提案するプロトコルの目的は、心機能と成体の形態を分析することです。それを組み合わせた心エコー、組織学的、免疫組織化学的測定。心エコー検査はマウス4,5,6,7,8,9,10、11で広く使用されて 12。・ パション/ら11識別 205 研究 2012 ~ 2015 の循環、循環研究、アメリカ生理学のジャーナル -学、心血管研究の公開動物の心エコー検査を使用します。
心エコー検査は遺伝子改変マウス5,6,13,14,15,16,心臓表現型を識別するために使用します。17,18,19,20,21,22、同様に慢性的な過負荷による肥大、心筋虚血、心筋症モデル (文献12) マウスの心機能の解析。向上心エコー検査機器では、左心室 (LV) シストリックおよび diastolic 寸法、組織ドップラー心エコー、心筋コントラスト エコー、LV 地域機能と冠予備能の評価の標準的な指標12. 理想的には、収縮機能、自律神経の反射性制御の麻酔の負の影響を避けるために意識下マウスにおける心エコー検査を行うべきであり心拍数11。それにもかかわらず、このアプローチは、動物を訓練するための要件によって制限されます。安定している; 体の温度を保つことの難しさ動きの人工物;ストレス;非常に高い心臓周波数;多数の動物調査中である場合は特に、実験を実行する少なくとも 2 つの調査官のための要件。興味深いことに、最近の研究には、訓練され、未熟な動物19における心エコー所見の違いは報告されません。麻酔下マウスにおける超音波測定を行います。異なる麻酔のプロトコルは後述します。
標準的な解像度のエコー (&#62; 10 MHz) はメジャー左心室収縮期と拡張期の寸法と成体マウスの心機能に十分なメソッドは、基になる構造の現象の説明に限られました。したがって、我々 は組織学的生体内測定を組み合わせると、たとえば、心筋細胞径と血管の密度を測定する免疫組織学的解析。同じタイプに拡散の定量、アポトーシス、梗塞サイズの測定、線維化、および特異的マーカーの発現の定量の検討など、その他の組織学的および免疫組織学的調査を実行することも組織を処理されますが、この議定書の対象とされていません。体内の組織学的解析と心エコー検査の組み合わせは、基になる構造変化に追加の洞察力を提供します。追加の手順で分子・超構造の調査でこれらの測定を完了できます。組織学的分析は、心エコー検査を完了するだけでなく、心エコー図の解像度が十分でない場合も不可欠になります。これは、胚性致死23,24遺伝子改変マウスのモデルでは特にそうです。

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Wheat germ agglutinin (WGA) conjugated tetramethylrhodamine</td>
			<td>Life Technologies, Molecular Probes</td>
			<td>W849</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biotinylated Goat Anti-Rabbit IgG Antibody</td>
			<td>Vectorlabs</td>
			<td>BA-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Avidin/Biotin Blocking Kit</td>
			<td>Vectorlabs</td>
			<td>SP-2001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VECTASTAIN Elite ABC HRP Kit (Peroxidase, Standard)</td>
			<td>Vectorlabs</td>
			<td>PK-6100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VECTASHIELD Antifade Mounting Medium with DAPI</td>
			<td>Vectorlabs</td>
			<td>H-1200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SIGMAFAST 3,3&#39;-Diaminobenzidine tablets</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D4168</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrogen peroxide solution</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H1009</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-Pecam-1 (CD31) antibody</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab28364</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasound transmission gel, Gel Aquasonic 100</td>
			<td>Parker</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Linear ultrasound probe, L15-7io</td>
			<td>Philips Healthcare</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Echocardiograph, IE33 xMATRIX</td>
			<td>Philips Healthcare</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope, Leica DMi8</td>
			<td>Leica</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescence Filterset DAPI</td>
			<td>Leica</td>
			<td>11525304</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filterset TxR</td>
			<td>Leica</td>
			<td>11525310</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital Camera, SPOT RT3 Color Slider</td>
			<td>Spot Imaging</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imaging Software, SPOT 5.2 Advanced and Basic Software</td>
			<td>Spot Imaging</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imaging Computer</td>
			<td>Dell</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14028-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14501-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel blades</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10023-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graefe Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11650-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent shaver</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>34-0243</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cassettes for paraffin embedding</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>4155F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>neutral buffered Formalin</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>8727</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylene</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>8733</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraffine TEK III</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>4511</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>automated embedding apparatus, Tissue-Tek VIP</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>6032</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>paraffin-embedding station Tissue-Tek TEC 5</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>5229</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microtome blades,Accu-Edge S35</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>4685</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microscopy slides, Tissue-Tek</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>9533</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cover slips, Tissue-Tek</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>9582</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mounting medium Tissue-Tek</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>1408</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>slide boxes</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>3958</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>eosine solution</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>8703</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>hematoxyline solution</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>8711</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microtome, RM2125RT</td>
			<td>Leica</td>
			<td>720-1880 (VWR)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>water bath, Leica HI1210</td>
			<td>Leica</td>
			<td>720-0113(VWR)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>VWR</td>
			<td>ACRO444220050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15 ml tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>734-0451</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>staining glass dish</td>
			<td>VWR</td>
			<td>MARI4220004</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>staining jars</td>
			<td>VWR</td>
			<td>MARI4200005</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Incubator</td>
			<td>Binder</td>
			<td>9010-0012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAB and urea hydrogen peroxide tablets, SIGMAFAST 3,3&#8242;-Diaminobenzidine tablets</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D4293</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS (10X)</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>70011044</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

echocardiographic and histological examination of cardiac morphology in the mouse

遺伝子組み換えマウス モデル数の増加はここ数年で利用可能になりました。さらに、薬理学的研究マウスで実行される数が多いです。これらマウス モデルの表現型解析には、心臓の機能や形態の検討も必要です。心エコー検査や磁気共鳴画像 (MRI) は心機能とマウスの形態を特徴付けるため頻繁に使用されるアプローチが。心エコーと MRI の機器に特化した小さい齧歯動物での使用は高価な専用スペースが必要です。このプロトコルでは、15 MHz のひと血管プローブ臨床心エコー システムを用いたマウスの心臓の測定について説明します。測定は、成体マウスの麻酔で行われます。少なくとも 3 つの映像は記録および胸骨短軸ビューで M モードで各動物を分析します。その後、心臓の病理組織学的検査が行われ、心筋細胞の直径は、ヘマトキシリンで決定される-エオシンまたは小麦胚芽凝集素 (WGA)-パラフィン切片を染色します。血管密度は、決定 morphometrically を Pecam 1 染色後です。プロトコル モデルをされている薬理学的研究に正常に適用されるとは異なる遺伝的動物左前方降順冠状動脈 (永久的な結紮による実験的心筋梗塞後だけでなく、ベースラインの条件下で若者)。我々 の経験で心エコー法による調査は麻酔下の動物に限定され、少なくとも計量成体マウスで可能である 25 g。

図 1、代表的な心エコー録音における遺伝子改変マウス心臓表現型を識別するために心エコー法の有用性を示す.正常な心臓機能 (図 1 a) をマウスと拡張した左心室と減らされた LV 機能 (図 1 b) を持つ動物の違いは、簡単に識別できます。図 2に示します心筋細胞の比較直径測定せず (図 2 a) 動物とパラフィンのヘマトキシリン-エオシン染色中心セクションとの測定を使用して心臓肥大 (図 2 b)心臓組織の縦セクション。図 3は、コントロールの心から WGA ステンド パラフィン切片を用いた心筋細胞の横径の測定を示しています (図 3 a) マウスと心臓肥大 (図 3 b) を持つ動物。図 4心臓セクション (図 4 a) 正常な心臓組織の血管新生 (図 4 b で心血管密度を決定するための Pecam 1 免疫 (DAB 基質、茶色染色) の有用性を示しています).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55843/55843fig1.jpg"> 
図 1: 標準解像度エコー (&#62; 10 MHz) メジャー LV シストリックおよび diastolic 寸法と対照動物対心筋梗塞後拡張した心臓肥大とマウスの心機能に。 通常、健康なマウス (A) と左心室肥大と心筋梗塞 (Tie2-CreERT2; 後減らされた LV 機能を持つ動物の代表的な心エコー録音PPARβ/δ + タモキシフェン マウス)5 (B)。LVAW、LVID、および LVPW に示されています。白い棒は、シストリックおよび diastolic 測定ポイントを表します。彼らはポイント測定の設定し、プロトコル手順 1.12 で説明したカーソルに対応します。<a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55843/55843fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55843/55843fig2.jpg"> 
図 2: マウスの縦の断面の細胞の心筋細胞の直径を測定するためのセクションのヘマトキシリン-エオシン染色拡張心臓肥大と制御動物。正常心筋細胞サイズ (A) マウスと増加した心筋細胞サイズ (Tie2-CreERT2; 動物の心筋細胞径の代表的な画像PPARβ/δ + タモキシフェン マウス)5 (B)。黒の線は、測定の直径を示します。それぞれの測定値が表されます。スケール バー = 50 μ m.<a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55843/55843fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55843/55843fig3.jpg"> 
図 3: 心筋細胞と拡張した心臓肥大を有するマウスからの中心のティッシュのセクションの横径を測定する WGA ステンド セクション制御動物。正常心筋細胞サイズ (A) マウスと増加した心筋細胞サイズ (Tie2-CreERT2; 動物の心筋細胞径の代表的画像PPARβ/δ + タモキシフェン マウス)5 (B)。核は、DAPI で counterstained いた。白の線は、(青) の核のレベル測定の直径を示します。それぞれの測定値が表されます。スケール バー = 50 μ m. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55843/55843fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55843/55843fig4.jpg"> 
図 4: Pecam 1 カルビンディン抗体にセクション コントロール マウスおよび血管新生と動物の心臓血管密度を分析します。 船舶標識マウス正常血管密度 (A) と強化された血管新生 (Tie2-CreERT2; を持つ動物の代表的な画像PPARβ/δ + タモキシフェン マウス)5 (B)。核はヘマトキシリンで counterstained いた。矢印は、Pecam 1 陽性血管をポイントします。スケール バー = 50 μ m.<a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55843/55843fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。

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Echocardiographic and Histological Examination of Cardiac Morphology in the Mouse

心エコー検査は、マウスで多用されます。高価な高分解能超音波デバイスは、この目的のために開発されています。このプロトコルでは、心臓形態を決定する組織学的形態計測学的解析と組み合わせて現実的な心エコー手順について説明します。

マウスの心臓形態の心エコー検査・組織学的検討

An increasing number of genetically modified mouse models has become available in recent years. Moreover, the number of pharmacological studies performed ...

echocardiographic-histological-examination-cardiac-morphology

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

21.2K ビュー.  CNRS, INSERM, iBV. 心エコー検査は、マウスで多用されます。高価な高分解能超音波デバイスは、この目的のために開発されています。このプロトコルでは、心臓形態を決定する組織学的形態計測学的解析と組み合わせて現実的な心エコー手順について説明します。

ビデオ: Echocardiographic and Histological Examination of Cardiac Morphology in the Mouse

Assessment of Cardiac Function and Myocardial Morphology Using Small Animal Look-locker Inversion Recovery (SALLI) MRI in Rats

Small animal magnetic resonance imaging is an important tool to study cardiac function and changes in myocardial tissue. The high heart rates of small animals (200 to 600 beats/min) have previously limited the role of CMR imaging. Small animal Look-Locker inversion recovery (SALLI) is a T1 mapping sequence for small animals to overcome this problem 1. T1 maps provide quantitative information about tissue alterations and contrast agent kinetics. It is also possible to detect diffuse myocardial processes such as interstitial fibrosis or edema 1-6. Furthermore, from a single set of image data, it is possible to examine heart function and myocardial scarring by generating cine and inversion recovery-prepared late gadolinium enhancement-type MR images 1.
	The presented video shows step-by-step the procedures to perform small animal CMR imaging. Here it is presented with a healthy Sprague-Dawley rat, however naturally it can be extended to different cardiac small animal models.

Assessment of Cardiac Function and Myocardial Morphology Using Small Animal Look-locker Inversion Recovery SALLI MRI in Rats

Contrast enhanced cardiac magnetic resonance (CMR) imaging allows comprehensive in vivo assessment of the heart in small animal models of cardiovascular disease. Here we detail the procedures to perform CMR imaging, reconstruction and analysis using Small Animal Lock-Locker Inversion Recovery (SALLI) in rats.

小動物ルックロッカー反転回復（サリー）ラットにおけるMRIを用いた心機能と心筋形態の評価

Small animal magnetic resonance  imaging is an important tool to study cardiac function and changes in myocardial  tissue. The high heart rates of small ...

医学

Technical Aspects of the Mouse Aortocaval Fistula

Technical aspects of creating an arteriovenous fistula in the mouse are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made, and the aorta and inferior vena cava (IVC) are exposed. The proximal infrarenal aorta and the distal aorta are dissected for clamp placement and needle puncture, respectively. Special attention is paid to avoid dissection between the aorta and the IVC. After clamping the aorta, a 25 G needle is used to puncture both walls of the aorta into the IVC. The surrounding connective tissue is used for hemostatic compression. Successful creation of the AVF will show pulsatile arterial blood flow in the IVC. Further confirmation of successful AVF can be achieved by post-operative Doppler ultrasound.

The goal is to produce an arteriovenous fistula that is simple and reproducible. This method does not use sutures or glue adhesive. Therefore the samples can be used with the least amount of foreign materials for analysis.

マウスAortocaval瘻の技術的な側面

Technical aspects of creating an arteriovenous fistula in the mouse are discussed. Under general anesthesia, an abdominal incision is made, and the aorta ...

Echocardiographic Assessment of the Right Heart in Mice

Transgenic and toxic models of pulmonary arterial hypertension (PAH) are widely used to study the pathophysiology of PAH and to investigate potential therapies. Given the expense and time involved in creating animal models of disease, it is critical that researchers have tools to accurately assess phenotypic expression of disease. Right ventricular dysfunction is the major manifestation of pulmonary hypertension. Echocardiography is the mainstay of the noninvasive assessment of right ventricular function in rodent models and has the advantage of clear translation to humans in whom the same tool is used. Published echocardiography protocols in murine models of PAH are lacking.
In this article, we describe a protocol for assessing RV and pulmonary vascular function in a mouse model of PAH with a dominant negative BMPRII mutation; however, this protocol is applicable to any diseases affecting the pulmonary vasculature or right heart. We provide a detailed description of animal preparation, image acquisition and hemodynamic calculation of stroke volume, cardiac output and an estimate of pulmonary artery pressure.

This article provides a protocol for the echocardiographic assessment of right ventricular size and pulmonary hypertension in mice. Applications include phenotype determination and serial assessment in transgenic and toxin-induced mouse models of cardiomyopathy and pulmonary vascular disease.

マウスの右心の心エコー評価

Transgenic and toxic models of pulmonary arterial hypertension (PAH) are widely used to study the pathophysiology of PAH and to investigate potential ...

Visualization of Streptococcus pneumoniae within Cardiac Microlesions and Subsequent Cardiac Remodeling

During bacteremia Streptococcus pneumoniae can translocate across the vascular endothelium into the myocardium and form discrete bacteria-filled microscopic lesions (microlesions) that are remarkable due to the absence of infiltrating immune cells. Due to their release of cardiotoxic products, S. pneumoniae within microlesions are thought to contribute to the heart failure that is frequently observed during fulminate invasive pneumococcal disease in adults. Herein is demonstrated a protocol for experimental mouse infection that leads to reproducible cardiac microlesion formation within 30 hr. Instruction is provided on microlesion identification in hematoxylin &#38; eosin stained heart sections and the morphological distinctions between early and late microlesions are highlighted. Instruction is provided on a protocol for verification of S. pneumoniae within microlesions using antibodies against pneumococcal capsular polysaccharide and immunofluorescent microscopy. Last, a protocol for antibiotic intervention that rescues infected mice and for the detection and assessment of scar formation in the hearts of convalescent mice is provided. Together, these protocols will facilitate the investigation of the molecular mechanisms underlying pneumococcal cardiac invasion, cardiomyocyte death, cardiac remodeling as a result of exposure to S. pneumoniae, and the immune response to the pneumococci in the heart.

Visualization of Streptococcus pneumoniae within Cardiac Microlesions and Subsequent Cardiac Remodeling

Streptococcus pneumoniae forms discrete non-purulent microscopic lesions in the heart. Outlined is the protocol for a murine model of cardiac microlesion formation. Instruction is provided on microlesion visualization using microscopy, discrimination between early and late microlesions, and methods to detect cardiac remodeling in hearts of convalescent animals.

の可視化<em&gt;肺炎球菌</em&gt;心臓Microlesionsとその後の心臓リモデリングの中

During bacteremia Streptococcus pneumoniae can translocate across the vascular endothelium into the myocardium and form discrete bacteria-filled ...

Do's and Don'ts in the Preparation of Muscle Cryosections for Histological Analysis

Histological evaluation of muscle biopsies has served as an indispensable tool in the understanding of the development and progression of pathology of neuromuscular disorders. However, in order to do so, proper care needs to be taken when excising and preserving tissues to achieve optimal staining. One method of tissue preservation involves fixing tissues in formaldehyde and then embedding them with paraffin wax. This method preserves morphology well and allows for long-term storage at RT but is cumbersome and requires handling of toxic chemicals. Further, formaldehyde fixation results in antigen cross-linking, which necessitates antigen retrieval protocols for effective immunostaining. On the contrary, frozen sectioning does not require fixation and thus retains biological antigen conformation. This method also provides a distinct advantage in quick turn around time, making it especially useful in situations needing quick histological evaluation like intraoperative surgical biopsies. Here we describe the most effective method of preparing muscle biopsies for visualization with different histological and immunological stains.

Here we demonstrate the most efficient methods for freezing, embedding, cryosectioning, and staining of muscle biopsies to avoid freezing artifacts.

組織学的分析のために筋肉凍結切片の調製でのやっていいことといけないことを行います

Histological evaluation of muscle biopsies has served as an indispensable tool in the understanding of the development and progression of pathology of ...

Assessment of Cardiac Morphological and Functional Changes in Mouse Model of Transverse Aortic Constriction by Echocardiographic Imaging

Transverse aortic constriction (TAC) in mice has been used as a valuable model to study mechanisms of cardiac hypertrophy and heart failure1. A reliable noninvasive method is essential to assess real-time cardiac morphological and functional changes in animal models of heart disease. Transthoracic echocardiography represents an important tool for noninvasive assessment of cardiac structure and function2. Here we used a high-resolution ultrasound imaging system to monitor myocardial remodeling and heart failure progression over time in a mouse model of TAC. B-mode, M-mode, and Doppler imaging were used to precisely assess cardiac hypertrophy, ventricular dilatation, and functional deterioration in mice following TAC. Color and pulse wave (PW) Doppler imaging was used to noninvasively measure pressure gradient across the aortic constriction created by TAC and to assess transmitral blood flow in mice. Thus transthoracic echocardiographic imaging provides comprehensive noninvasive measurements of cardiac dimensions and function in mouse models of heart disease.

The goal of this protocol is to noninvasively assess cardiac structural and functional changes in a mouse model of heart disease created by transverse aortic constriction, using B- and M-mode echocardiography and color/pulse wave Doppler imaging.

心臓形態学的および心エコーイメージングによって横大動脈狭窄のマウスモデルにおける機能の変更の評価

Transverse aortic constriction (TAC) in mice has been used as a valuable model to study mechanisms of cardiac hypertrophy and heart failure1. A reliable ...

Dissection of the Mouse Pancreas for Histological Analysis and Metabolic Profiling

We have been investigating the pancreas specific transcription factor, 1a cre-recombinase; lox-stop-lox- Kristen rat sarcoma, glycine to aspartic acid at the 12 codon (Ptf1acre/+;LSL-KrasG12D/+) mouse strain as a model of human pancreatic cancer. The goal of our current studies is to identify novel metabolic biomarkers of pancreatic cancer progression. We have performed metabolic profiling of urine, feces, blood, and pancreas tissue extracts, as well as histological analyses of the pancreas to stage the cancer progression. The mouse pancreas is not a well-defined solid organ like in humans, but rather is a diffusely distributed soft tissue that is not easily identified by individuals unfamiliar with mouse internal anatomy or by individuals that have little or no experience performing mouse organ dissections. The purpose of this article is to provide a detailed step-wise visual demonstration to guide novices in the removal of the mouse pancreas by dissection. This article should be especially valuable to students and investigators new to research that requires harvesting of the mouse pancreas by dissection for metabolic profiling or histological analyses.

This video article provides a detailed demonstration of the procedures required to successfully remove the pancreas from a mouse by dissection for histological analysis and metabolic profiling.

マウスの膵臓の組織学的解析と代謝プロファイリングに対する郭清

We have been investigating the pancreas specific transcription factor, 1a cre-recombinase; lox-stop-lox- Kristen rat sarcoma, glycine to aspartic acid at ...

Cardiac Magnetic Resonance Imaging at 7 Tesla

CMR at an ultra-high field (magnetic field strength B0&#160;&#8805; 7 Tesla) benefits from the signal-to-noise ratio (SNR) advantage inherent at higher magnetic field strengths and potentially provides improved signal contrast and spatial resolution. While promising results have been achieved, ultra-high field CMR is challenging due to energy deposition constraints and physical phenomena such as transmission field non-uniformities and magnetic field inhomogeneities. In addition, the magneto-hydrodynamic effect renders the synchronization of the data acquisition with the cardiac motion difficult. The challenges are currently addressed by explorations into novel magnetic resonance technology. If all impediments can be overcome, ultra-high field CMR may generate new opportunities for functional CMR, myocardial tissue characterization, microstructure imaging or metabolic imaging. Recognizing this potential, we show that multi-channel radio frequency (RF) coil technology tailored for CMR at 7 Tesla together with higher order B0 shimming and a backup signal for cardiac triggering facilitates high fidelity functional CMR. With the proposed setup, cardiac chamber quantification can be accomplished in examination times similar to those achieved at lower field strengths. To share this experience and to support the dissemination of this expertise, this work describes our setup and protocol tailored for functional CMR at 7 Tesla.

The sensitivity gain inherent to ultrahigh field magnetic resonance holds promise for high spatial resolution imaging of the heart. Here, we describe a protocol customized for functional cardiovascular magnetic resonance (CMR) at 7 Tesla using an advanced multi-channel radio-frequency coil, magnetic field shimming and a triggering concept.

7 テスラで心臓磁気共鳴イメージング

CMR at an ultra-high field (magnetic field strength B0&#160;&#8805; 7 Tesla) benefits from the signal-to-noise ratio (SNR) advantage inherent at higher ...

Echocardiographic Measurement of Right Ventricular Diastolic Parameters in Mouse

Diastolic dysfunction is a prominent feature of right ventricular (RV) remodeling associated with conditions of pressure overload. However, the RV diastolic function is rarely quantified in experimental studies. This might be due to technical difficulties in the visualization of the RV in the apical four-chamber view in rodents. Here we describe two positions facilitating the visualization of the apical four-chamber view in mice to assess the RV diastolic function.
The apical four-chamber view is enabled by tilting the mouse fixation platform to the left and caudally (LeCa) or to the right and cranially (RiCr). Both positions provide images of comparable quality. The results of the RV diastolic function obtained from two positions are not significantly different. Both positions are comparably easy to perform. This protocol can be incorporated into published protocols and enables detailed investigations of the RV function.

Here we describe and compare two positions for obtaining the apical four-chamber view in mice. These positions enable the quantification of the right ventricular function, provide comparable results, and can be used interchangeably.

マウスにおける右心室拡張期パラメータの心エコー測定

Diastolic dysfunction is a prominent feature of right ventricular (RV) remodeling associated with conditions of pressure overload. However, the RV ...

Transthoracic Echocardiographic Examination in the Rabbit Model

Large animal models such as the rabbit are valuable for translational preclinical research. Rabbits have a similar cardiac electrophysiology compared to that of humans and that of other large animal models such as dogs and pigs. However, the rabbit model has the additional advantage of lower maintenance costs compared to other large animal models. The longitudinal evaluation of cardiac function using echocardiography, when appropriately implemented, is a useful methodology for preclinical assessment of novel therapies for heart failure with reduced ejection fraction (e.g. cardiac regeneration). The correct use of this non-invasive tool requires the implementation of a standardized examination protocol following international guidelines. Here we describe, step by step, a detailed protocol supervised by veterinary cardiologists for performing echocardiography in the rabbit model, and demonstrate how to correctly obtain the different echocardiographic views and imaging planes, as well as the different imaging modes available in a clinical echocardiography system routinely used in human and veterinary patients.

Here we describe, step by step, a detailed protocol for performing echocardiography in the rabbit model. We show how to correctly obtain the different echocardiographic views and imaging planes, as well as the different imaging modes available in a clinical echocardiography system routinely used in human and veterinary patients.

ウサギモデルにおける経胸部心エコー検査

Large animal models such as the rabbit are valuable for translational preclinical research. Rabbits have a similar cardiac electrophysiology compared to ...