GVdB, via the University of Leuven (KU Leuven), receives long-term structural research support from the Methusalem Program funded by the Flemish Government (METH08/07) and holds a European Research Council Advanced Grant AdvG-2012-321670 from the Ideas Program of the European Union seventh framework program. SET received a Research Foundation-Flanders (FWO) Research Assistant Fellowship.

プロトコルは、動物研究のための大学ルーベンの倫理審査委員会によって承認されました。 静脈ラインの調製<ol><li>迅速にホット（&gt; 220°C）ゴマ油60センチmicrorenathane（MRE）管の中央部を浸漬することにより、静脈カテーテルの先端を準備します。続いて穏やかに互いに離れるチュービングの端部を移動させることにより、細径（外径（OD）&lt;0.5 mm）を生成するために、チューブの中央部分を伸ばします。 </li><li> （ 図1、 表1参照 ）30センチメートルそれぞれの2つの部分にチューブを切断する手術用メスの刃を使用します。 </li><li>ポリエチレンPE50コネクタを用いてポリエチレンチューブPE10にMREチューブを接続し、旋回の底部に、このPE10チューブを接続します。 PE10チューブにスイベルの上部を接続し、 図1の通りPE50コネクタチューブとのルアースタブ針にこれを接続します。 </li><li>適用強い高速ACTIすべての接続に接着糊をngの、空気を流すことにより、漏れのためのカテーテルをテストします。ガスは、使用前にカテーテルを殺菌します。 </li></ol><img alt="図1" src="/files/ftp_upload/55553/55553fig1.jpg" /> 図1： 静脈ラインの構築。静脈ラインが小径にMREチューブを延伸し、げっ歯類スイベルデバイスにポリエチレンチューブを介して接続することによって調製されます。異なる部分の長さの指示については、表1を参照されたいです。 <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55553/55553fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> 伝説 </td><td> 長さ </td><td> ボリューム </td></tr><tr><td> 1）ルアースタブ針22G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 2）PE50 - ポリエチレン0.023&quot; ×0.038&quot; </td><td> 5センチメートル</td><td> 13μL </td></tr><tr><td> 3）PE10 - ポリエチレン0.011&quot; ×0.024” </td><td> 50センチメートル</td><td> 30μL </td></tr><tr><td> 4）げっ歯類スイベル20 G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 5）PE-10 </td><td> 15センチメートル</td><td> 9μL </td></tr><tr><td> 6）PE-50（コネクタ） </td><td> 5センチメートル</td><td> 13μL </td></tr><tr><td> 7）MRE025ヒント伸ばしmicrorenathane 0.025&quot; ×0.012&quot; </td><td> 30センチメートル</td><td> 27μL </td></tr><tr><td>総合計</td><td> 105センチメートル</td><td> 92μL </td></tr></tbody></table> 表1：静脈ラインの構築。このテーブルには、 図1の凡例を提供します。 2.麻酔や手術前の処理<ol><li> （ - 32グラム27）24週齢の雄性C57BL / 6Jマウスを使用してください。 注：この年齢は、集中治療患者の平均年齢とのより良い対応として、私たちは、24週齢のマウス（成熟した大人）を使用します。私たちは、エストロゲンの周期的影響を回避するためだけ雄マウスを使用します。好適な場合には技術はまた、若い（16週齢マウスで試験）動物と女性に使用することができます。 </li><li>使用前に、すべての手術器具を滅菌します。任意の気泡を除去し、開通性および潜在的な漏れを試験するために生理食塩水、滅菌自家製静脈カテーテルを洗い流します。 </li><li> 80センチの長さの金属ワイヤ（直径0.8mm）を切断折り曲げてそれをダブルループを作ります。ループに倍増ワイヤ上3個の真珠を導きます。 3つの真珠を通してカテーテルの先端を案内することにより、金属ワイヤにカテーテルを取り付けます。 注：金属取付ワイヤは、カテーテルが接続されたスイベルの回転のために必要です。このように、マウスは、静脈ラインを遮断することなく、自由に移動することができます。 </li><li>メートルを麻酔0.03 mLのケタミンの混合物の腹腔内（IP）注射（100mg / kg）および0.02 mLのキシラジン（13ミリグラム/キログラム）によってウーズ。麻酔は、反射の有無を確認することで十分であることを確認してください。そっと舌を飲み込むことで窒息を避けるために、鉗子で外にマウスの舌を引っ張ります。 注：10分後、マウスはまだ撤退しようとした場合、その手足は0.01 ムル・ボラスとして、追加のケタミンを与えます。 </li><li> ）ヘッドの基部に腹部、首の腹側（顎、胸骨と鎖骨の間の三角形）を含む、手術領域を剃り、そして肩甲骨の間。 </li><li> 、予熱した加熱パッド上に腹臥位にマウスを置き、70％エタノールで皮膚を消毒し、乾燥から目を保護するために眼科用潤滑剤の少量を適用します。 0.2 mLのロピバカイン（0.67ミリグラム/ kg）を手術部位（背腹部、首前面と）を浸潤します。 </li><li>マウスは、腹臥位のままであるが、背側のベースに小さな切開を作りますメスやハサミで頭の。後頸部の筋肉を露出させ、そして筋肉の下に3.0ナイロン糸を導くことによって3.0ナイロンと取付ワイヤのループに筋肉を結びます。 </li><li>その右側にマウスを置きます。メスやハサミで腹、首の皮膚に小さな縦の切開を行います。視覚的な指導の下、背中の切開部に向かって、この腹切開を通ってトンネル18ゲージ針皮下は以前に作られ、腹側でそれをexteriorizeする針を通してカテーテルを通します。 </li><li>その背中にマウスを置きます。加熱パッドにマウス、テープそれを下の上部切歯後ろ3.0ナイロン糸を通過させます。酸素（2 L /分）を送達するためのフェイスマスクにヘッドを固定します。尾二つ前肢をダウンテーピング延伸位置にマウスを固定します。 注：単独のケタミン - キシラジン麻酔が十分でない場合、吸入イソフルラン（0.5から1.5パーセント）が手術中にお届けすることができます。 </li></ol><pクラス= &quot;jove_title&quot;&gt; 3。慢性留置カテーテルの配置<ol><li>解剖顕微鏡下でマウスを置きます。頸静脈を可視化することができるまで、腹、首に予め切開では、静かにピンセットで脂肪組織と腺をいじめます。 </li><li>露骨静脈および結合組織との間の鉗子の先端を配置し、静脈と平行に繰り返し鉗子を開くことによって、容器上及び周りに結合し、皮下組織から頸静脈を解放する解剖。そのため、静脈の損傷は回避されます。 </li><li>静脈の下に鈍鉗子を置くことによって、頸静脈を分離します。静脈の下で3.0絹糸3枚、位置ワンピース頚静脈（頭蓋結紮）の分岐部に近位および胸鎖乳突筋（尾結紮）に近い一体フィード。頭蓋結紮静脈を伸ばし、カテーテルを配置しながら、過度の出血を防ぐために、尾合字を締めます。 Tすなわち中央の糸で緩い結紮を後にカテーテルの簡単な固定を確保します。 </li><li>マイクロはさみを使用して、頭蓋と尾合字間静脈カテーテルを通すのに十分な大きさに沿って切開部を作ります。鉗子でカテーテルをつかみ、そして静脈にカテーテル11ミリメートルを挿入します。緩く中間結紮糸を結紮することによってカテーテルを固定し、穏やかに滅菌生理食塩水でフラッシュすることにより正しい配置を確認します。 </li><li>しっかりと容器とカテーテルの周りの真ん中と尾リガチャをオフに結びつけることによって、カテーテルを固定します。タイはしっかりとカテーテルを固定するために一緒に尾側と中央のリガチャーを終了します。ノットは、すべての結び目が作られた後、カテーテルをフラッシュすることで、静脈を閉塞していないことを確認してください。最後に、尾と頭蓋合字を縛ります。 5.0絹縫合糸で切開部を閉じます。 </li></ol> 4.盲腸結紮および穿刺<ol><li>メスやはさみで腹部の下半分の皮膚を通って1 cmの正中切開を行います。腹腔内に侵入しないように注意してください。 </li><li>腹筋の白線を識別し、腹膜腔への参入を得るためにintermuscular切開部を作ります。盲腸を見つけて、盲腸を分離し、それをexteriorizeする鈍い解剖学的鉗子を使用しています。 </li><li> 3.0絹縫合糸で、その長さの50％に盲腸の結紮。腸の連続性が維持されるように、回盲弁を連結していないことを確認してください。 </li><li>連結および盲腸の先端との間の単一の貫通アンド穿刺途中で18ゲージの針を用いて盲腸を穿孔。針を除去した後、開通性を確実にするために穴から糞便の少量を押し出します。 </li><li>腹腔内に腸の位置を変えて、5.0絹縫合糸で腹膜、皮膚を閉じます。 注：平均して、新たな訓練生がスムーズに静脈カテーテルを配置し、45分以内にCLPを行うことができるように10〜15匹の動物を必要とします。研修期間、麻酔/手術後RELA10％のテッドの死亡率が期待できます。 </li></ol> 5.術後の治療および輸液蘇生術<ol><li>仰臥位でマウスを置き、テープで取り付け線にカテーテルを固定します。個々のケージにマウスを移動します。 25センチメートルマウス上に旋回装置を保持するために、調整可能なクランプとスタンドを使用し、しっかりとスイベルの回転点に対する金属取付ワイヤの自由部分をテープ。 </li><li>静脈ラインに流体蘇生を開始する：平衡コロイド及びクリスタ（4 1）の混合物を含有する注射器を取り付けます。 </li><li> 12時間の明暗サイクルの制御された温度（27°C）動物キャビネット内にケージを配置し、正確なシリンジ駆動型注入ポンプを介して静脈内輸液蘇生（10 ml / kg / h）を開始します。ケージなどネスティング材料として濃縮および木製ブロックを提供します。 </li></ol> 6.集中ケア<ol><li> 6時間後動作時、皮下痛を注入medicationおよび抗生物質（0.3 mLのブプレノルフィン（0.15ミリグラム/ kg）および0.2 mLのイミペネム（16.67mg / kg）で）。注：機関の獣医政策によって指示されるように、標準的な実験動物医学の練習後は、痛みのクスリの最初の用量は、初期外科的切開の前に与えられています。皮下注射は慎重に皮下空間に注入されなければなりません。 </li><li> 20後 - 流体蘇生の24時間、完全非経口栄養（6.67ミリリットル/ kg /時）によってクリスタ/コロイドを置き換えます。 注：投与合計静脈栄養（5.8キロカロリー/ 24時間）は、集中治療室の患者の早期のカロリー摂取に似たマウスの毎日の必要カロリーの約40％をカバーしています。 </li><li>皮下鎮痛薬および抗生物質（0.6 mLのブプレノルフィン（0.3ミリグラム/ kg）および0.2 mLのイミペネム（16.67ミリグラム/ kg）の重大な病気の全期間中、12時間毎に投与します。 </li><li>日中の動物に少なくとも3時間ごとに確認してください。痛みを与えることによって、苦しみを評価します検証マウスしかめっ面スケール11に基づいて得点。高い疼痛スコアを有する動物の監視を強化します。 </li></ol>実験の終了7. 注：人間のエンドポイント用の承認とモデルとガイドラインの重症度のレベルや政策上の勧告は動物研究のために地元の機関投資家の倫理審査委員会から求められるべきです。 注：ブロックされたカテーテルは、カテーテルの非局在化のような非機能的静脈ラインの場合には、シリンジポンプの問題は、動物は研究から除外し、安楽死させます。 <ol><li>実験期間の終了時に、深く0.03 mLのケタミン（100mg / kg）および0.02 mLの（13ミリグラム/ kg）のキシラジンの混合物を用いてマウスを麻酔。心臓穿刺により血液を回収することによって、マウスを安楽死させます。ストアは、-80℃での関心の凍結組織サンプルをスナップ。 </li></ol>

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F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abandon+the+mouse+research+ship?+Not+just+yet.">Abandon the mouse research ship? Not just yet.</a> Shock. 41 (6), 463-475 (2014).</li><li>Langford DJ1, B. A., Chanda, M. L., Clarke, S. E., Drummond, T. E., Echols, S., Glick, S., Ingrao, J., Klassen-Ross, T., Lacroix-Fralish, M. L., Matsumiya, L., Sorge, R. E., Sotocinal, S. G., Tabaka, J. M., Wong, D., van den Maagdenberg, A. M., Ferrari, M. D., Craig, K. D., Mogil, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+facial+expressions+of+pain+in+the+laboratory+mouse.">Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse.</a> Nat Methods. 7, (2010).</li><li>Hollenberg, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+hyperdynamic+murine+model+of+resuscitated+sepsis+using+echocardiography.">Characterization of a hyperdynamic murine model of resuscitated sepsis using echocardiography.</a> Am J Respir Crit Care Med. 164 (5), 891-895 (2001).</li><li>Heuer, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cecal+ligation+and+puncture+with+total+parenteral+nutrition:+a+clinically+relevant+model+of+the+metabolic,+hormonal,+and+inflammatory+dysfunction+associated+with+critical+illness.">Cecal ligation and puncture with total parenteral nutrition: a clinically relevant model of the metabolic, hormonal, and inflammatory dysfunction associated with critical illness.</a> J Surg Res. 121 (2), 178-186 (2004).</li><li>Conti, M., Merlani, P., Ricou, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prognosis+and+quality+of+life+of+elderly+patients+after+intensive+care.">Prognosis and quality of life of elderly patients after intensive care.</a> Swiss Med Wkly. 142, (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

私たちは、流体、薬や栄養投与のための中心静脈ラインを使用して敗血症を誘発するために盲腸結紮穿刺法を組み合わせることにより、重大な病気のより臨床的に関連するマウスモデルを開発しました。この実験は再現性がある、ここヒト臨床状況1を模倣し、安定した死亡率に重大な病気と結果の長期の位相を勉強することができます。 盲腸結紮および穿刺は広範囲に敗血症6、7の主な特徴を再現する急性の重大な病気の動物モデルとして認識されています。しかし、急性重症疾患のこのモデルは、非分解多臓器不全、筋肉の消耗、および内分泌および重大な病気の長期相に典型的な代謝変化の研究を許可していません。さらに、このモデルでの前臨床所見は、しばしばtranslatに失敗します8、9、10を設定し 、臨床人間に対して電子。したがって、我々は、中心静脈ラインを確定する研究者は、広範囲の流体蘇生、薬物および完全非経口栄養を投与することを可能にするモデルを開発しました。これらの支援策は、重大な病気の急性期を生き残るために重篤な患者のために極めて重要です。この中心静脈ラインの配置にもかかわらず、動物はまだ自由に、比較的マイナーな不快感で移動することができます。痛み11のマウスしかめっ面尺度によって評価されるように毎日の鎮痛薬は、苦しみを軽減するのに役立ちます。また、このモデルでは、抗生物質治療や鎮痛薬として重症患者のための支持療法の他の重要な側面が組み込まれています。 このモデルは、いくつかの制限があります。まず、大規模な外科的手技は厳しいと十分な訓練を必要としています。決してthelessは、十分なトレーニングで、平均的に手術動物の10％が中または手術直後に死にます。さらに、十分に配置されていないカテーテルは、動物の胸部に蘇生流体又は非経口栄養の漏洩につながる可能性があります。平均して、生存している動物の15％は、これらのカテーテル関連の問題を調査中に除外されることがあります。 1は、実験のための動物の必要数を計算したときにこのように、一つのアカウントに手術やカテーテル関連の損失に起因する25％の黒字を取ることがあります。第二に、一つだけ静脈アクセスポイントで、抗生物質や鎮痛薬は、まだ1日2回皮下投与する必要があります。確かに、抗生物質や鎮痛薬との非経口栄養の互換性は保証できませんので、共同注入は避けるべきです。ボーラス注射に続くラインのフラッシングによるマウスの限られた血液量に、技術的にも不可能です。第三に、麻酔や手術に必要なトンOそれ自体で深刻なストレス応答を誘導するカテーテルを配置します。私たちは、コントロールとして手術をせずに健康な動物を使用して、人間の外科ICU患者が我慢しなければならないものに匹敵する重大な病気の一環として、カテーテル関連の手術を検討してください。第四に、術後の鎮痛薬と抗生物質および非経口栄養の投与は、マウスCLPモデルの臨床的関連性を向上させることを可能にする中心静脈ラインの使用に対し、我々のモデルはまだ完全に臨床ヒトの状況を模倣しません。確かに、腎代替療法として、いくつかの高度な支援技術を導入するために挑戦された小動物の大きさに起因します。しかし、このモデルの使用は重大な病気の発症機序の解明に不可欠な、遺伝的干渉することができます。 これは、CLP手順の死亡率および重症度が示されている連結さ盲腸の部分により、必要とみなされる場合サイズとNUMによって、操作することができます穿刺のBER、皮下流体蘇生毎日抗生物質の投与6、12。我々は、これは死亡率13を改善することが以前に実証されているように、我々は、最初の20時間は10ml / kg /時で広範囲流体蘇生を提供するプロトコルを選択します。長時間の重大な病気のモデルではなく致死のモデルを希望する場合、当社の適応は、プロトコルに組み込まれるべきです。ヒト敗血症1の生存率を模倣し、その長期生存曲線によって示されているように、このマウスモデルは、重大な病気のより臨床的に関連するモデルを作成するために、中間グレードCLP、静脈内輸液蘇生及び抗生物質治療を使用します。 ICU患者の人口は、一般的な集団として、14を老化されます。本研究で使用したとしても、より密接に設定する人間ICUを模倣するためには、あるいは、成熟したマウス（6ヶ月）を使用することができますデルは、実験モデルの臨床的関連性を強化します。 結論として、このマウスモデルは、動物の大規模な外科的手技や日常の集中治療を必要とするが、それは研究者が重大な病気の長期化相の側面を研究することを可能にする重要な病気のモデルになります。

重大な病気は、一つ以上の臓器系の機能を集中医療支援が投与されない限り、患者は、死亡する程度に妨害された疾患状態です。集中治療室（ICU）への入院のための最初の原因は、とりわけ低灌流、低酸素症および過剰な炎症によって引き起こされる、外傷、複雑な外科手術、火傷、疾患の増悪から敗血症に至るまで、すべての重篤患者は、細胞の損傷に苦しむ、変えることができ、一方、 、臓器不全につながります。ほとんどの患者は、彼らの急性発作を生き残るが、患者の重要な一部分はすぐに回復し、長時間の集中治療を必要としません。彼らは非分解多臓器不全による死亡のリスクが高いです。さらに、重大な病気の長期の位相が病因は現在、完全には理解されているの深遠な筋力低下および内分泌および代謝の変化によって品質証明されています。 いくつかのRodentモデルは、クリティカルケアの研究の設定で使用されています。 2つの殆ど使用されるモデルは、リポ多糖（LPS）および盲腸結紮および穿刺（CLP）の外因性投与です。両方のモデルは、感染の調節不全宿主応答によって引き起こされる生命にかかわる臓器不全として定義される敗血症の急性期を模倣するために開発され、世界中のICU 1、2に入場するための主な理由の一つです。それは一時的にのみサイトカインの放出および動物3の血行動態に影響を与えるとして、LPSモデルにはいくつかの欠点があります。ヒトとは異なり、げっ歯類はまた、エンドトキシンに対して特に耐性があり、エンドトキシンの「高用量」の使用は、本明細書にさらにこの方法4,5の有効性の懸念を上げ、低血圧および死亡率を生成するために必要です。他のモデル、盲腸結紮および穿刺モデル（CLP）貫通アンド針穿刺に続いて盲腸の部分の連結を特徴とします。この手順は、血液区画への細菌の移行に続く組織損傷に複数菌腹部感染症を引き起こします。これは、全身性炎症反応や敗血症の発症の引き金となるでしょう。過剰炎症、血管拡張、低血圧および心拍出量の増加6、7：CLPモデルは広く、敗血症の主な特徴を再現する急性の重大な病気の動物モデルとして認識されています。しかし、このモデルは非分解多臓器不全、筋肉の消耗、および内分泌および重大な病気の長期相に典型的な代謝変化の研究を許可していません。マウスモデルからの調査結果は、常に人間設定8に変換することができないので、最近は重大な病気のためのマウスモデルの妥当性は、疑問視されています、9、10。可能な説明は、病気のヒトの患者を批判するために提供される支持療法は、危篤状態のマウスに提供されるケアは実質的に異なることがあります。 したがって、より密接に人間の設定に似ているし、重大な病気の長期相の調査を可能にするために、我々は、大規模な静脈内輸液投与および抗生物質治療として、ヒトに与えられる急性集中治療を模倣するマウスモデルを開発し、かつ可能な栄養サポートなど重大な病気の長期の位相を、生き残るために支持療法を管理します。この目的のために、我々は、敗血症のための黄金の標準である、CLP誘発性敗血症のマウスモデルを適応し、および流体、栄養および薬剤の投与を可能にする中心静脈ラインを置きました。

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Buprenorphine</td>
			<td>Ecuphar</td>
			<td></td>
			<td>Vetergesic 0,3mg/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6&#160;</td>
			<td>Janvier labs</td>
			<td>C57BL/6JRj</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>colloids</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td></td>
			<td>Volulyte 6%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>crystalloids</td>
			<td>Baxter</td>
			<td></td>
			<td>Plasmalyte a viaflo</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethilon 3.0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>F3211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Imipenem</td>
			<td>MSD&#160;</td>
			<td></td>
			<td>Tienam 500mg powder for injection fluid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Eurovet</td>
			<td></td>
			<td>Iso-vet</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Eurovet</td>
			<td></td>
			<td>Nimatek 100mg/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LocTite Super glue3 all plastics&#160;</td>
			<td>Rectavit</td>
			<td>119818</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mersilk 3.0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>L192</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mersilk 5.0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>F682</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microrenathane .025 O.D.&#34; x .012 I.D.&#34;</td>
			<td>Bioseb</td>
			<td>MRE-025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>olimel N7E</td>
			<td>Baxter</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE10 - Polyethylene .011&#34; x .024&#34;&#160;</td>
			<td>Instech Solomon</td>
			<td>BTPE-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE-50 tubing .023&#34;x.038&#34;</td>
			<td>Instech Solomon</td>
			<td>BTPE-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rodent Swivel 20 G</td>
			<td>Bioseb</td>
			<td>RS-20G&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ropivaca&#239;ne</td>
			<td>Astrazenica</td>
			<td></td>
			<td>Naropin 2mg/ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine</td>
			<td>VMD</td>
			<td></td>
			<td>Xylazine hydrochloride 2%</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration in a mouse model of critical illness

このプロトコルは、長期の重大な病気の中央にカテーテルを挿入し、マウスモデルを記述しています。我々は、ヒト臨床環境を模倣する流体、薬物および栄養投与のための中心静脈ラインを使用して敗血症を誘導する盲腸結紮および穿刺方法を組み合わせます。重症患者は、生き残るために集中的な医療支援を必要とします。患者の大半は、数日以内に回復しますが、患者さんの約四分の長時間の集中治療を必要とし、非分解多臓器不全で死亡するリスクが高いです。さらに、重大な病気の長期化相は病因が現在完全には理解されているの深遠な筋力低下、および内分泌および代謝変化によって品質証明されています。クリティカルケア研究において最も広く使用されている動物モデルは、敗血症を誘発する盲腸結紮穿刺モデルです。これは、人間の9月に似た急性炎症性および血行動態の変化で、非常に再現モデルです重大な病気の急性期を研究するために設計されてSIS、。しかし、このモデルは、臨床的なヒトの状況と異なる高致死率によって品質証明されており、重大な病気の長期の位相を研究するために開発されていません。したがって、私たちはより良い重大な病気のヒト臨床状況を模倣するために、私たちは臨床的に関連する対症療法を管理できるように頚静脈に中心静脈カテーテルを配置することによって、技術を適応しました。このマウスモデルは、動物の大規模な外科的手技や日常の集中治療を必要とするが、それは重大な病気の急性および長期の相の関連するモデルになります。

上記のようにC57BL / 6マウスは、重症行きました。 7日目（N = 22）後CLPまで、5日までの生存率（N = 15）と生存：我々は2つの時点までポストCLP生存を評価するために、2つの実験を行いました。 2回の実験の生存曲線は、実験の再現性を示す、（5日目まで比較して）有意に異なりませんでした。非生存動物は死を発見したかにより、人間のエンドポイントに到達する安楽死させました。抗生物質と組み合わせた盲腸の50％のライゲーション、頸静脈に静脈カテーテルを介して流体蘇生および完全非経口栄養は、記載されているように、重大な病気の1日後に13％の死亡率をもたらし、24％の死亡率を3日後重大な病気、27 - 重大な病気の5日後に31％の死亡率と重大な病気の7日後に36％。決定的の栄養摂取にカロリー制限された健康なペアフィードマウス病気のマウスは、任意の死亡率を示しませんでした。 <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/55553/55553fig2.jpg" /> 図2： 重病の5または7日後の生存曲線。 （ -手術をせずに健康な動物A、B、点線）健康な動物のグループの死亡はなかったです。五日手術（A）の後に、死亡率は27％（実線）でした。 七日の敗血症（B）の誘導後、死亡率は36％でした。漏れ又は外れカテーテルを有するマウスは、実験（15％）から除外しました。 <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55553/55553fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a>

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Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce sepsis with the use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration to mimic the human clinical setting.

重大な病気のマウスモデルにおける流体、医薬品や栄養管理のための中心静脈ラインの使用

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

8.8K ビュー.  KU Leuven. This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce sepsis with the use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration to mimic the human clinical setting. 

ビデオ: Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

Manual Muscle Testing:  A Method of Measuring Extremity Muscle Strength Applied to Critically Ill Patients

Survivors of acute respiratory distress syndrome (ARDS) and other causes of critical illness often have generalized weakness, reduced exercise tolerance, and persistent nerve and muscle impairments after hospital discharge.1-6 Using an explicit protocol with a structured approach to training and quality assurance of research staff, manual muscle testing (MMT) is a highly reliable method for assessing strength, using a standardized clinical examination, for patients following ARDS, and can be completed with mechanically ventilated patients who can tolerate sitting upright in bed and are able to follow two-step commands. 7, 8 
This video demonstrates a protocol for MMT, which has been taught to &ge;43 research staff who have performed &gt;800 assessments on &gt;280 ARDS survivors. Modifications for the bedridden patient are included. Each muscle is tested with specific techniques for positioning, stabilization, resistance, and palpation for each score of the 6-point ordinal Medical Research Council scale.7,9-11 Three upper and three lower extremity muscles are graded in this protocol: shoulder abduction, elbow flexion, wrist extension, hip flexion, knee extension, and ankle dorsiflexion. These muscles were chosen based on the standard approach for evaluating patients for ICU-acquired weakness used in prior publications. 1,2.

Survivors of acute respiratory distress syndrome (ARDS) and critical illness frequently develop long-lasting muscle weakness. Manual muscle testing (MMT) is a standardized clinical examination commonly used to measure strength of peripheral skeletal muscle groups. This video demonstrates MMT using the 6-point Medical Research Council scale.

徒手筋力テスト：四肢筋力の測定方法は、危篤状態の患者に適用

Survivors of acute respiratory distress syndrome (ARDS) and other causes of critical illness often have generalized weakness, reduced exercise tolerance, ...

医学

Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically implanted catheters permit a researcher to effectively and humanely administer substances, perform repeated blood sampling and assists in conscious direct measurements of blood pressure and heart rate. Once the catheter is implanted long-term sampling is possible. Patency and catheter life depends on multiple factors including the lock solution used, flushing regimen and catheter material. This video will demonstrate the methodology of femoral artery and venous catheterization of the rat. In addition the video will demonstrate the use of the femoral venous and arterial catheters for blood sampling, drug administration and use of the arterial catheter in taking measurements of blood pressure and heart rate in a conscious freely-moving rat. A tether and harness attached to a swivel system will allow the animal to be housed and have samples taken by the researcher with minimal disruption to the animal. To maintain patency of the catheter, careful daily maintenance of the catheter is required using lock solution (100 U/ml heparinized saline), machine-ground blunt tip syringe needles and the use of syringe filters to minimize potential contamination. With careful aseptic surgical techniques, proper catheter materials and careful catheter maintenance techniques, it is possible to sustain patent catheters and healthy animals for long periods of time (several weeks).

Chronic catheterization of blood vessels in the rat is often required for administration of substances, obtain blood sample over a period of time or for direct conscious blood pressure measurements. Femoral arterial catheterization of the rat and corresponding measurements of blood pressure in the conscious animal will be demonstrated.

血液サンプリング、医薬品の管理と意識血圧および心拍数測定のための大腿動脈および静脈カテーテル

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically ...

A Novel Surgical Approach for Intratracheal Administration of Bioactive Agents in a Fetal Mouse Model

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and acquired diseases. Apart from congenital or inherited abnormalities with the requirement for long-term expression of the delivered gene, several non-inherited perinatal conditions, where short-term gene expression or pharmacological intervention is sufficient to achieve therapeutic effects, are considered as potential future indications for this kind of approach. Candidate diseases for the application of short-term prenatal therapy could be the transient neonatal deficiency of surfactant protein B causing neonatal respiratory distress syndrome1,2 or hyperoxic injuries of the neonatal lung3. Candidate diseases for permanent therapeutic correction are Cystic Fibrosis (CF)4, genetic variants of surfactant deficiencies5 and &alpha;1-antitrypsin deficiency6.
Generally, an important advantage of prenatal gene therapy is the ability to start therapeutic intervention early in development, at or even prior to clinical manifestations in the patient, thus preventing irreparable damage to the individual. In addition, fetal organs have an increased cell proliferation rate as compared to adult organs, which could allow a more efficient gene or stem cell transfer into the fetus. Furthermore, in utero gene delivery is performed when the individual's immune system is not completely mature. Therefore, transplantation of heterologous cells or supplementation of a non-functional or absent protein with a correct version should not cause immune sensitization to the cell, vector or transgene product, which has recently been proven to be the case with both cellular and genetic therapies7.
In the present study, we investigated the potential to directly target the fetal trachea in a mouse model. This procedure is in use in larger animal models such as rabbits and sheep8, and even in a clinical setting9, but has to date not been performed before in a mouse model. When studying the potential of fetal gene therapy for genetic diseases such as CF, the mouse model is very useful as a first proof-of-concept because of the wide availability of different transgenic mouse strains, the well documented embryogenesis and fetal development, less stringent ethical regulations, short gestation and the large litter size.
Different access routes have been described to target the fetal rodent lung, including intra-amniotic injection10-12, (ultrasound-guided) intrapulmonary injection13,14 and intravenous administration into the yolk sac vessels15,16 or umbilical vein17. Our novel surgical procedure enables researchers to inject the agent of choice directly into the fetal mouse trachea which allows for a more efficient delivery to the airways than existing techniques18.

We developed a novel surgical approach for intratracheal administration of bioactive agents into the mouse fetus. The delivery route is more efficient in targeting the fetal mouse lungs than the commonly used intra-amniotic injection. This procedure has to date not been described in a mouse model.

胎児のマウスモデルにおける生物活性剤の気管内投与のための新しい手術アプローチ

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and ...

A Model of Chronic Nutrient Infusion in the Rat

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to affect the function of several organs and tissues and to contribute to the development of the many complications associated with obesity and the metabolic syndrome, including type 2 diabetes. To study the mechanisms by which excessive levels of glucose and fatty acids affect the pancreatic beta-cell and the secretion of insulin, we have established a chronic nutrient infusion model in the rat. The procedure consists of catheterizing the right jugular vein and left carotid artery under general anesthesia; allowing a 7-day recuperation period; connecting the catheters to the pumps using a swivel and counterweight system that enables the animal to move freely in the cage; and infusing glucose and/or Intralipid (a soybean oil emulsion which generates a mixture of approximately 80% unsaturated/20% saturated fatty acids when infused with heparin) for 72 hr. This model offers several advantages, including the possibility to finely modulate the target levels of circulating glucose and fatty acids; the option to co-infuse pharmacological compounds; and the relatively short time frame as opposed to dietary models. It can be used to examine the mechanisms of nutrient-induced dysfunction in a variety of organs and to test the effectiveness of drugs in this context.

A protocol for chronic infusions of glucose and Intralipid in rats is described. This model can be used to study the impact of nutrient excess on organ function and physiological parameters.

ラットにおける慢性栄養注入のモデル

Chronic exposure to excessive levels of nutrients is postulated to  affect the function of several organs and tissues and to contribute to the  ...

A Mouse Fetal Skin Model of Scarless Wound Repair

Early in utero, but not in postnatal life, cutaneous wounds undergo regeneration and heal without formation of a scar. Scarless fetal wound healing occurs across species but is age dependent. The transition from a scarless to scarring phenotype occurs in the third trimester of pregnancy in humans and around embryonic day 18 (E18) in mice. However, this varies with the size of the wound with larger defects generating a scar at an earlier gestational age. The emergence of lineage tracing and other genetic tools in the mouse has opened promising new avenues for investigation of fetal scarless wound healing. However, given the inherently high rates of morbidity and premature uterine contraction associated with fetal surgery, investigations of fetal scarless wound healing in vivo require a precise and reproducible surgical model. Here we detail a reliable model of fetal scarless wound healing in the dorsum of E16.5 (scarless) and E18.5 (scarring) mouse embryos.

During mammalian development, early gestational skin wounds heal without a scar. Here we detail a reliable and reproducible model of fetal scarless wound healing in the cutaneous dorsum of E16.5 (scarless) and E18.5 (scarring) mouse embryos.

瘢痕創傷修復のマウス胎児皮膚モデル

Early in utero, but not in postnatal life, cutaneous wounds undergo regeneration and heal without formation of a scar. Scarless fetal wound healing occurs ...

A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all limb bone fractures fail to heal completely due to the extent of the trauma, disease, or age of the patient. Our ability to improve bone regenerative strategies is critically dependent on the ability to mimic serious bone trauma in test animals, but the generation and stabilization of large bone lesions is technically challenging. In most cases, serious long bone trauma is mimicked experimentally by establishing a defect that will not naturally heal. This is achieved by complete removal of a bone segment that is larger than 1.5 times the diameter of the bone cross-section. The bone is then stabilized with a metal implant to maintain proper orientation of the fracture edges and allow for mobility. 
Due to their small size and the fragility of their long bones, establishment of such lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. As such, long bone defect models are confined to rats and larger animals. Nevertheless, mice afford significant research advantages in that they can be genetically modified and bred as immune-compromised strains that do not reject human cells and tissue.
Herein, we demonstrate a technique that facilitates the generation of a segmental defect in mouse femora using standard laboratory and veterinary equipment. With practice, fabrication of the fixation device and surgical implantation is feasible for the majority of trained veterinarians and animal research personnel. Using example data, we also provide methodologies for the quantitative analysis of bone healing for the model.

Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice.

マウスの簡単な重要なサイズの大腿欠陥モデル

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all ...

A Novel Approach for the Administration of Medications and Fluids in Emergency Scenarios and Settings

The available routes of administration commonly used for medications and fluids in the acute care setting are generally limited to oral, intravenous, or intraosseous routes, but in many patients, particularly in the emergency or critical care settings, these routes are often unavailable or time-consuming to access. A novel device is now available that offers an easy route for administration of medications or fluids via rectal mucosal absorption (also referred to as proctoclysis in the case of fluid administration and subsequent absorption). Although originally intended for the palliative care market, the utility of this device in the emergency setting has recently been described. Specifically, reports of patients being treated for dehydration, alcohol withdrawal, vomiting, fever, myocardial infarction, hyperthyroidism, and cardiac arrest have shown success with administration of a wide variety of medications or fluids (including water, aspirin, lorazepam, ondansetron, acetaminophen, methimazole, and buspirone). Device placement is straightforward, and based on the observation of expected effects from the medication administrations, absorption is rapid. The rapidity of absorption kinetics are further demonstrated in a recent report of the measurement of phenobarbital pharmacokinetics. We describe here the placement and use of this device, and demonstrate methods of pharmacokinetic measurements of medications administered by this method.

This study presents a novel device that offers an easy route to quickly provide medications and fluids in patients with limited or difficult IV access. This small-diameter device is placed in the distal third of the rectum, allowing for ongoing medication and fluids administration.

緊急シナリオと設定における医薬品および流体の投与のための新しいアプローチ

The available routes of administration commonly used for medications and fluids in the acute care setting are generally limited to oral, intravenous, or ...

Use of a Piglet Model for the Study of Anesthetic-induced Developmental Neurotoxicity (AIDN): A Translational Neuroscience Approach

Anesthesia cannot be avoided in many cases when surgery is required, particularly in children. Recent investigations in animals have raised concerns that anesthesia exposure may lead to neuronal apoptosis, known as anesthesia-induced developmental neurotoxicity (AIDN). Furthermore, some clinical studies in children have suggested that anesthesia exposure may lead to neurodevelopmental deficits later in life. Nonetheless, an ideal animal model for preclinical study has yet to be developed. The neonatal piglet represents a valuable model for preclinical study, as they share a striking number of developmental similarities with humans.
The anatomy and physiology of piglets allow for implementation of rigorous human perioperative conditions in both survival and non-survival procedures. Femoral artery catheterization allows for close monitoring, thus enabling prompt correction of any deviation of the piglet's vital signs and chemistries. In addition, there are multiple developmental similarities between piglets and human neonates. The techniques required to use piglets for experimentation will require experience to master. A pediatric anesthesiologist is a critical member of the investigative team. We describe, in a general sense, the appropriate use of a piglet model for neurodevelopmental study.

Use of a Piglet Model for the Study of Anesthetic-induced Developmental Neurotoxicity AIDN: A Translational Neuroscience Approach

Anesthesia-induced developmental neurotoxicity (AIDN) research has focused on rodents, which are not broadly applicable to humans. Non-human primate models are more relevant, but are cost-prohibitive and difficult to use for experimentation. The piglet, in contrast, is a clinically relevant, practical animal model ideal for the study of anesthetic neurotoxicity.

麻酔誘発性発達神経毒（AIDN）研究のための子豚モデルの使用：翻訳神経科学的アプローチ

Anesthesia cannot be avoided in many cases when surgery is required, particularly in children.  Recent investigations in animals have raised concerns that ...

Dissection of the Mouse Pancreas for Histological Analysis and Metabolic Profiling

We have been investigating the pancreas specific transcription factor, 1a cre-recombinase; lox-stop-lox- Kristen rat sarcoma, glycine to aspartic acid at the 12 codon (Ptf1acre/+;LSL-KrasG12D/+) mouse strain as a model of human pancreatic cancer. The goal of our current studies is to identify novel metabolic biomarkers of pancreatic cancer progression. We have performed metabolic profiling of urine, feces, blood, and pancreas tissue extracts, as well as histological analyses of the pancreas to stage the cancer progression. The mouse pancreas is not a well-defined solid organ like in humans, but rather is a diffusely distributed soft tissue that is not easily identified by individuals unfamiliar with mouse internal anatomy or by individuals that have little or no experience performing mouse organ dissections. The purpose of this article is to provide a detailed step-wise visual demonstration to guide novices in the removal of the mouse pancreas by dissection. This article should be especially valuable to students and investigators new to research that requires harvesting of the mouse pancreas by dissection for metabolic profiling or histological analyses.

This video article provides a detailed demonstration of the procedures required to successfully remove the pancreas from a mouse by dissection for histological analysis and metabolic profiling.

マウスの膵臓の組織学的解析と代謝プロファイリングに対する郭清

We have been investigating the pancreas specific transcription factor, 1a cre-recombinase; lox-stop-lox- Kristen rat sarcoma, glycine to aspartic acid at ...

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for acute as well as end-stage lung diseases. With the increase in clinical demand and prolonged use of ECMO, procedural optimization and prevention of multi-organ damage are of critical importance. The aim of this protocol is to present a detailed technique of veno-venous ECMO in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This protocol demonstrates the technical design of the ECMO and surgical steps. This murine ECMO model will facilitate the study of pathophysiology related to ECMO (e.g., inflammation,bleeding and thromboembolic events). Due to the abundance of genetically modified mice, the molecular mechanisms involved in ECMO-related complications can also be dissected.

Here we present a protocol describing the technique of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This murine model of ECMO can be effectively implemented in experimental studies of acute and end-stage lung diseases.

マウスで静脈-静脈体外膜型人工肺

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...