著者は、DHMRI CLAS動物ケアスタッフの強い支持を認めるファシリティマネージャー氏ダニエル・ペラルタと獣医師、博士Glicerioイグナシオ、DVM MRCVSに出席したいと思います。

全ての動物手順は、プロトコル14から017の下で、ノースカロライナ州リサーチキャンパス（NCRC）に位置デビッドH.マードック研究所IACUCによって承認された、糖尿病および糖尿病前症/インスリン抵抗性と治療の有効性の非ヒト霊長類モデルの特徴は、改善するために、インスリン感受性および代謝機能。 1.動物の選択および研究の準備<ol><li>毎月の食物摂取および体重の記録に基づいて選択食事および体重安定動物。 注：彼らの食物摂取量が安定するまで食欲の最近の下落を示した動物を特徴とすることがないようにしてください。 <ol><li>成熟した動物のために（&gt; 5から6年）、その体重ヶ月連続の間に最初のサルを検査し、体重の劇的な変化のための代謝状態を変更する以外の原因を除外することなく、10％を超えて異なる動物を選択しないでください。 </li></ol></li><li>グルコース、インスリンおよびc-peptiのためデ検体は、プロテアーゼ阻害剤（アプロチニンとDPP4I）とK 2 EDTAサンプル採取チューブを準備します。 注：DPP4I +アプロチニンカクテルは、プロテアーゼ阻害の広いスペクトルを提供し、これは追加の検体（グルカゴン、GLP-1）のために必要とされるべきです。追加の検体が収集されない場合には、血液チューブはサンプル収集の一貫性を維持するために、同じ方法で調製されるべきです。この方法のために検証されていないアッセイ用の試料は、製造業者の推奨に従って、個別に収集する必要があります。 <ol><li> DPP4I 10mlのアプロチニン凍結乾燥100mgのを混合することにより、プロテアーゼ阻害剤カクテルを準備します。採取した血液のあらゆるミリリットルのために各血液チューブにアプロチニン+ DPP4I液10μlを追加します。 </li><li>可能なコレクション超過のために各チューブにプロテアーゼ阻害剤カクテルの追加の10μlのを追加します。使用するまで-20℃で処理した血管を保管してください。 。手順の間に濡れた氷の上にチューブを保ちます再、4℃でスピン。 </li><li>標準血清化学分析のためのベースラインでの血液サンプルを収集するために血清分離管を使用します。全血球数（CBC）のために、プロテアーゼ阻害剤なしで標準K 2 EDTAを使用します。血液サンプルをスピンダウンされた後に一定分量の血漿および血清に凍結バイアルを使用してください。 </li><li>動物の識別、日付、手順、時点、およびサンプル量で適切に血管と凍結バイアルにラベルを付けます。適切なアッセイのための血漿中の分析物（単数または複数）とクリオバイアルにラベルを付けます。 </li></ol></li><li>通常の生理食塩水の250ミリリットル袋にmlのヘパリン1,000 USP単位の0.15ミリリットルを注入することにより、ヘパリン化生理食塩水洗浄を準備します。 0.06 mgのヘパリン/ミリリットルの溶液を得ました。サンプル間のフラッシングのために生理食塩水ロックへのこの溶液60ミリリットル - 40を描画します。それぞれ、注入前と後のブドウ糖注入ポートをフラッシュするために別々のシリンジ中に追加の1ミリリットルと5ミリリットルを描画します。 </li></ol> 2。動物の鎮静と準備<ol><li>動物のケージから手順の前下回らない14時間、およびせいぜい18時間の食品を削除します。 注：これは、動物は血糖値のいずれかの食後の変動を回避するための手順のために絶食することが重要です。また、麻酔をかけながら、逆流、胃内容物の吸引を避けるために予防措置です。 </li><li> 10mg / kgの、一般的な麻酔薬として筋肉内投与ケタミンとIVGTT手順の期間中、落ち着いた動物。処置中に、必要に応じて30分、または - 20の間隔で - （10mg / kgの5）追加のケタミンを投与します。 <ol><li>鎮静させた動物を計量。加熱された手順テーブル上の横方向臥位で動物を置きます。 </li><li>動物が麻酔の安定した平面内にあることを確認するための臨床パラメータごとに15〜20分を監視します。パルスオキシメータと- （200 BPM 100）およびSPO 2（&gt; 92％）、心拍数を測定します。呼吸数を測定します（20から50呼吸/分）のw<html>ストップウォッチi番目、15秒かけて視覚的に、または手で呼吸を数えると4を掛けます。測定温度（&gt; 97°F）直腸に。ガムと唇（しっとり、ピンク）の周りの粘膜の色を監視します。 </li></ol></li><li> 2カニューレサイトを準備します。カテーテルが挿入される関心領域から毛をトリム、および交互クロルヘキシジンのスクラブと70％アルコールで領域全体を滅菌するためにバリカンを使用してください。 <ol><li>左または右橈側または伏在静脈の領域で1つのカテーテルを配置し、三方活栓でヘパリン生理食塩水洗浄（0.06 mgのヘパリン/ミリリットル）に取り付けます。これは、サンプリング採血サイトです。 </li><li>頭部または伏在静脈の領域における別の脚や腕に第二のカテーテルを配置し、ポートを接続します。ブドウ糖注入のためにこのサイトを使用してください。前ブドウ糖注入カニューレ特許を維持するために、小さなヘパリン添加生理食塩水の1ミリリットルフラッシュを使用してください。 </li></ol></li></ol>e_title &quot;&gt; 3。IVGTT手順注：IVGTT手順は8採血サンプリング時点（ 表1）で構成されています。 <ol><li>ベースラインのサンプルを取り、空腹時血糖値を測定するために手持ちグルコメーターを使用しています。動物の全体的な健康状態を評価するために、CBCのための標準的な化学分析のために血清サンプルだけでなく、全血サンプルを入手します。製造元の指示8、9通りにマカクで使用するための検証キットを使用して、ベースラインサンプルからのグルコースおよびインスリンレベルをアッセイするために血漿サンプルを収集します。 注：前のカニューレのデッドスペースに残留血液やヘパリンを除去するために、血液採取のための任意のサンプルを採取するカニューレから採取した0.5ミリリットルのプレドローを有することが重要です。 </li><li>ベースラインサンプルを得た後、ブドウ糖注入ポートに30秒以上、50％デキストロース（250ミリグラム/ kg）の用量を注入。 注記：高用量モデル（500ミリグラム/ kg）を使用することができ、用量は、長手方向の比較を行うための手順を横切って固定しなければならないのに。 <ol><li>ポートに残されたブドウ糖がないことを確認するために、ヘパリン添加生理食塩水5mlで注入ポートをフラッシュします。注入の終了はT0です。注入からの残留ブドウ糖がその後の血液サンプルを汚染する可能性があるとして、技術者が、手袋を交換してください。 </li></ol></li><li>最初の注入後サンプル時間点はT5分、T7分、T10分、T15分、T20分、最後のサンプル時点はT30の分であるが続くブドウ糖点滴の終わりから、T3分です。 （ステップ3.1参照）、ベースラインサンプルとアッセイグルコースおよびインスリンレベルに各時点から血漿を収集します。 <ol><li>時点分T3で、再び血糖値をチェックするために手持ちグルコメーターを使用しています。 注：ベースライン時血糖計の測定値とT3は、ブドウ糖の点滴を確認するだけです。時点T3分で血糖値は、約100ミリグラム/ dlの高い共同でなければなりません空腹時ベースライン血漿グルコースレベルにmpared。 </li></ol></li></ol> 4.動物の回復とサンプル処理<ol><li>カニューレを取り外し、時点分のT30後の止血のためにカテーテルを挿入部位に圧力を加えます。それは意識を取り戻したと座ってするまで動物を監視します。動物一度オファー供給が完全に回復されます。 </li><li>直ちに氷上にK 2 EDTAチューブに各全血試料を配置します。コレクションの10分以内に4℃の温度で3000 rpmで遠心分離します。分析まで-80℃で凍結バイアル、凍結ストアにアリコートの血漿サンプル。 <ol><li>標準血清化学分析のために血清チューブに血液が下回らない20分、室温で3,000 rpmで遠心分離する前に、せいぜい30分間室温で静置します。コレクションの48時間以内にアッセイするまで血清サンプルをフリーズします。 注：としてまでCBC分析のために収集冷蔵全血サンプルコレクションの24時間以内にサイード。 </li></ol></li></ol> 5.データ処理<ol><li>血漿インスリン及びグルコース曲線を確立した後、ベースライン16、17以上のグルコース値の自然対数の傾きからのグルコースクリアランス率Kを決定します。 注：健康な動物は、多くの場合、30分以内にベースライングルコース値に戻るように健康なNHPは、2またはより多くの場合大きく、ウェル1上のグルコースクリアランス率Kを有することが期待されてもよいです。インスリン産生がオフに低下すると、グルコースクリアランス率Kが1を下回る、より劇的に低下します。 </li><li> T30 16、17を介して、時点間の各線分の曲線下面積を表す台形の面積の合計の和として、全体としてのAUCを計算します。 注：伝統的に、手順の最初の10分のAUCは、acutと考えられています手順の最後の20分のAUCが遅くインスリン応答（LIR）と考えている間にインスリン反応eは、（AIR）をグルコースへ。動物はより多くの代謝障害になると、インスリンAUCは、インスリン非感受性を増加させるための補償を反映して、増加します。顕性糖尿病への動物に遷移すると、しかし、AUCは、AIRによって捕獲、急性インスリン期にしばしば最初は、減少します。 </li></ol>

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著者は、代謝性疾患の分野で積極的な開発業務受託機関（クラウンバイオサイエンス）と提携しています。

IVGTTアッセイから、空腹時血糖およびインスリンレベルが達成される。体重5、12、13に基づいて単一のブドウ糖注入によるグルコース刺激インスリン放出の能力を評価し、それは動物の能力を評価することを可能にしますインスリンを放出し、ベースラインに向かって上昇したグルコースレベルを返します。これは正常なグルコースおよびインスリンレベル健常対照、正常血糖と高インスリン代謝障害動物、または高血糖、インスリン抵抗性糖尿病の動物のような動物を特徴づけるための情報をユーザに提供します。 特に初期の時点からの血液サンプルは、ブドウ糖の注入後、タイムリーかつ一貫した方法で描画され処理されることが重要です。これは、被験者内との間のばらつきを低減し、データの時間的順序の誤りの機会を減少します。 T3のタイミングは遠足oをするので非常に重要ですデキストロースの注入後3分でベースラインからF血漿グルコースは、動物の代謝状態を特徴付けるために使用されるエンドポイントの1つです。これらの血液が時間に取られていない描く場合はミスの可能性があることをブドウ糖注入、10分後 - 第7内のグルコースクリアランスの低下があります。これらの初期の時点の重要性を強調し、エンドポイントとして使用されるグルコースおよびインスリン曲線の両方のこの部分の下の面積です。 T3後の採血が遅れて撮影された場合は、手順は続行できますが、ドローの実際の時間はできるだけ曲線の真の形状を維持するために報告されるべきです。分以上のずれが捕獲され、報告されることが特に重要です。最初の10分後、グルコースクリアランスがより緩やかになる傾向があり、30分（ 図1）以内にベースラインに戻らない場合があります。手順は、のT30の後に10分毎にサンプリングすることによって拡張することができますそれがベースラインに戻るには、動物を取るどのくらいキャプチャします。 IVGTTs直接インスリン感受性を測定する能力によって制限されます。これは、インスリン産生およびグルコースクリアランスを評価するための方法として主に有用です。しかし、ポータル血液供給から肝インスリン抽出は、全身血液供給から「インスリン分泌」の測定を損ないます。これは、部分的に、膵臓からの等モル量で分泌されるが、一般的な血液供給に入る前に肝臓によって除去されていないCペプチドを測定することによって、しかし、克服することができます。これは、より優れたβ細胞機能16を評価するためのインスリン産生のより明確なビューを提供します。また、IVGTTsはインスリン感受性がIVGTTデータの最小モデリングを介して間接的に評価することができるが、より信頼性の高い手段が目を介して達成することができる。グルコースクリアランスのインスリン依存性メカニズムと非インスリン依存性機構1,6を区別しませんこのようなβ細胞の用量応答曲線14、15を提供する傾斜グルコース注入（GGI）、などの手順のE使用。 しかしながら、インスリン感受性は、依然としてGGIのみ間接的に評価されます。標準的なインスリン投与量は、インスリン感受性の推定を改善するために、IVGTTの間に動物に投与することができ、それはβ細胞機能の評価を損なう、内因性インスリン産生をマスクします。高血糖および高インスリンクランプ法は、制御されたインスリン曝露を経由して直接グルコース調節を測定します。 GGIとクランプ技術の両方の欠点は、彼らが実行するには高価であり、（手続きの設計に応じて、時には限り、6〜8時間など）を完了するために複数の人員と時間を必要とすることである16。 IVGTTは、一方で、時間の下で、最小限の労力で行うことができます。 一般的に、健康な動物は非常に迅速にグルコースを処分しますLY、多くの場合30分以内にベースライン値に戻って、それらのインスリン曲線は、急性および後期インスリン応答のための2つの別個のピークを示すであろう。動物はより多くの代謝障害になると、注入後最初の3分間で自分の絶食グルコースとそのグルコース可動域が大きくなる場合があります。しかし、これらの値は、健康な動物の間で大きく変化し、同じ動物からの履歴値と比較した場合、疾患進行の最も有益であることができます。全体的に、しかし、代謝異常の動物のグルコースクリアランスは、彼らが健康であった時とは大きく異なっていない可能性があります。疾患進行の最初の兆候は、インスリン曲線に最も明白になるだろうしています。絶食インスリンレベルが唯一の軽度の上昇であってもよいが、インスリンAUCは、一般的に開発インスリン非感受性の補償を反映し、代謝異常動物で劇的に増加します。 β細胞の機能が低下するように、しかし、急性相インスリン応答の鈍化が見られます。 T彼は、正規化されたベースラインに、糖尿病のサルに0に近づくことが、減少AIR、に反映されます。これは、インスリン産生の全体的な減少およびグルコースクリアランス8、9、10、11の劇的な減少が続きます。 動物の代謝状態は、単一のIVGTTで決定するのは難しいかもしれません。初期の代謝異常または前糖尿病のいずれかのような動物を区別しようとすると、これは場合することができます。次第に代謝異常になった場合に、インスリン産生の増加は、正常血糖を維持します。絶食血糖値が若干上昇するかもしれないが、β細胞の機能が損なわれているとインスリン産生が18、20を辞退する。時間の期間については、明白な糖尿病は、インスリン値を中に設定している前に開始されるまで、損なわれたグルコース処分が非常に明らかになっていません第1の位相応答が損なわれた人の初期の代謝障害動物の曲線に似ていますが、いくつかのインスリンは、STIであることがLL絶食、ベースライン値の上に生成されます。このため、初期の代謝異常と前糖尿病動物のインスリン曲線のAUCは非常に似ていると考えることができます。この場合、上昇したグルコース曲線において、インスリン依存性およびインスリン非依存性メカニズムの両方によって影響され、初期の代謝異常または前糖尿病のいずれかとして動物を区別するのに十分ではありません。この区別は、直接インスリン感受性19を実証する高インスリン/正常血糖クランプを行うことにより製造することができます。代替的に、この区別は、数ヶ月後の動物の別のIVGTTを行う際に行うことができます。後者の場合、インスリン曲線増加のAUC場合、動物は、最初の手順の時に初期の代謝異常であったと考えることができます。 AUCが減少した場合、しかし、動物の代謝異常の状態は最初特徴付けの時に前糖尿病/進められていると考えることができます。前糖尿病状態もaccompanすることができます体重減少によってIEDと2 IVGTT手順を介在期間中の水分摂取量を増加させました。こうした状況は、IVGTTは、動物の健康状態のスナップショットとして使用されるのとは対照的に、このような手順の歴史に照らして検討されて、特に有用なツールである理由を説明します。 意識のある動物と椅子拘束の使用は、グルコース耐性試験25時血中グルコースレベルの有意な上昇を生じさせることが実証されています。この理由から、動物は、この手順のために鎮静されています。ただし、注意が麻酔薬の選択に注意が必要。このような鎮静のためにキシラジンおよびデクスメデトミジンとして使用ofα2 -アドレナリン受容体アゴニストは、有意に非ヒト霊長類17、21で血糖値を増加させることができることが報告されている。ここで報告された方法のみ鎮静のためのケタミンを使用して、血糖値を上昇させません22。機会に、動物を示すことができます技術者が弛緩を感じることがあり、このような剛性と緊張が必要です。このような場合には、ジアゼパムおよびテラゾールは、インスリン産生およびグルコース代謝その後α2アドレナリン受容体アゴニスト21にそれほど大きな影響を有することが実証されています。したがって、そのようなIVGTTなどの代謝試験で麻酔計画を考慮することが重要です。要約すると、IVGTTは、日常NHPsをで行われ、まだそれは異なる代謝状態にコロニー内で動物を分類するために貴重な情報を提供することができ、それ故に彼らの動物のケアと健康管理、ならびにそれらの潜在的有用性を知らせる単純な代謝機能のテストです代謝性疾患のモデルインチ

IVGTT日常異なる代謝状態5,7にヒトにおけるβ細胞機能を決定するために使用される便利な機能的アッセイである。T2Dの動物モデルでは、それは井戸から代謝性疾患の進行を示した動物を特徴づけるためのツールとして認識されています代謝異常、高血糖状態8、9に健康。T2Dの最も近い動物モデルは、アカゲザルとカニクイザルが顕著な例であるのヒト以外の霊長類（NHPsを）、で実証されています。これらの動物は自然に年齢や肥満の同じ危険因子は、ヒト10のようにその発生率に貢献してT2Dを開発しています。代謝異常疾患が11を進行するにつれてさらに、同様の疾患の進行およびアミロイド沈着を示す膵臓の病状があります。 ここでは、これらの動物における代謝状態の私達のコロニーの特性評価の一部としてNHPsをでIVGTTを実行する当社の標準的な方法について報告します。この方法は、かかる他の、より多くの時間とコストのかかる技術2に対して実行するのは簡単。 IVGTTは、迅速かつ頻繁に動物の大きなコロニーを特徴付けるために有用です。糖化ヘモグロビン（HbA1C値）、動物の食事と食物摂取の歴史、ならびにそれらのパーセント除脂肪体重と体脂肪のレベルを考慮に入れた場合、IVGTTは、顕性糖尿病6に向けて、動物の代謝状態および進行を特徴づけるため、通常は十分です、8。 HbA1C値は、3ヶ月前の6週間のグルコースレベルの信頼できる測定を提供する、赤血球の寿命の平均血糖レベルを表します。 IVGTTの絶食ベースライン血液サンプルから測定した場合、この値は、手順の間に数ヶ月の間に血糖コントロールにウィンドウを提供します。彼らの最後のIVGTT、その前の値よりもはるかに高いのHbA1c値が示すことになるので、動物は代謝異常から糖尿病に移行した場合その前の値に近い方のHbA1c値は、彼らはごく最近に移行したことを示すであろう、一方の移行は、彼らの最後のIVGTT後すぐに始まったこと。一般的には、アカゲザルでは、HbA1C値が6％より大きい値異常と考えられ、血糖コントロール不良10、23を示しています。 血糖レベルは、全体として、動物の行動や一般的な健康の文脈の中で解釈されるべきです。糖尿病マカク - 展示過食症、多飲、および多尿 - 人間のように。動物のグループハウジングは、これらの指標の測定と代謝異常や糖尿病のサルのために必要な個々のケアに重要な課題を提供します。我々は単独より個人ケアを提供することができるようにするために、動物を収容するお勧めし、より容易にサルの健康行動マーカー8を監視します。さらに、糖尿病のマカクは増加した（体重減少、ならびに上昇した脂質プロフィールを示すであろうコレステロール、高トリグリセリド血症）および血清化学の乱れミネラル代謝。それをこれらの臓器への損傷は、しばしば代謝障害/糖尿病を進めるの合併症であるとして、血清化学で肝臓と腎臓機能のマーカーを測定することが重要であり、血糖、脂質、ミネラル不均衡9の同時決定することができ、11、18、24 。 この方法を使用する場合は、サルの寿命を介して複数の、頻繁な特徴付けから生成された歴史的な値は特に価値があります。このようなグルコースクランプまたは段階的なグルコース注入（GGI）などの他の手順は、完全に動物の健康状態を評価するために必要とされている場合は、その履歴が利用できない場合、それは初期特性時に一般的です。ベースラインが確立された後、しかし、3ヶ月ごとの周波数の繰り返しIVGTTsは、動物の進行状況を追跡するのに通常は十分です。動物は全体の複数の研究に登録されている場合、このことは特に重要です暦年では、それらの代謝状態に基づきます。自分の健康は、一度に年間は比較的安定したままかもしれないが、動物の代謝状態が悪化したときに、インスリン抵抗性と耐糖能異常の劇的な増加は、非常に急速に発生する可能性があります。 HbA1c値は、3ヶ月間隔でスケジュールされた手順の間、動物の健康状態の低下や改善のいくつかの補間を可能にします。この理由から、この方法は、それらの天然の寿命に亘って複数、縦研究に使用される動物を特徴づけるために理想的です。

<table><tbody><tr><td>Allegra X-15R Centrifuge</td><td></td><td></td><td>plasma: 4 &amp;#176;C at 3,000 rpm for 10 min</td></tr><tr><td>Sorvall ST16R Centrifuge</td><td></td><td></td><td>serum: 22 &amp;#176;C at 3,000 rpm for 10 min</td></tr><tr><td>Thermo Scientific -86 &amp;#176;C Freezer, Forma 88000 Series</td><td></td><td>Model: 88500A</td><td></td></tr><tr><td>Dextrose 50% (D50)</td><td>Webster</td><td>07-8008986</td><td>I.V. glucose infusate</td></tr><tr><td>3 ml Luer Lock Syringe</td><td>Midwest Veterinary Suppy</td><td></td><td>serial blood draws</td></tr><tr><td>5 ml Luer Lock Syringe</td><td>Midwest Veterinary Suppy</td><td></td><td>heparinized saline flush</td></tr><tr><td>10 ml Luer Lock Syringe</td><td>Midwest Veterinary Suppy</td><td></td><td>delivery of I.V. D50</td></tr><tr><td>Gauze sponges 2 x 2</td><td>Midwest Veterinary Suppy</td><td>366.23000.4</td><td>Used Dry, w/ 70% Alcohol, and 2% Chlorohex Solution</td></tr><tr><td>4 ml serum separator tubes&amp;nbsp;</td><td>Midwest Veterinary Supply</td><td>366.45000.4</td><td>blood collection tube for superchem panel</td></tr><tr><td>K&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;EDTA, 2 ml</td><td>VWR</td><td>95057-239</td><td>blood collection tubes</td></tr><tr><td>Aprotinin, 100 mg</td><td>Sigma</td><td>A1153-100MG</td><td>blood collection tube protease additive</td></tr><tr><td>22 G x 1&quot; Catheters</td><td>Midwest Veterinary Suppy</td><td>193.75250.2</td><td>I.V. catheter&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Injection Plug W/ Cap</td><td>Midwest Veterinary Suppy</td><td>001.11500.2</td><td>%50 dextrose infusion port</td></tr><tr><td>Porus Tape, 1/2&quot; x 10 yd</td><td>Midwest Veterinary Suppy</td><td>001.85000.2</td><td>maintain adherance of catheters and hep. Locks</td></tr><tr><td>Chlorhexidine Solution 2%</td><td>Midwest Veterinary Suppy</td><td>193.08855.3</td><td>prep catheter site</td></tr><tr><td>70% Ethanol</td><td>VWR</td><td>71001-654</td><td>prep catheter site</td></tr><tr><td>tourniquet</td><td>Webster</td><td>07-8003432</td><td></td></tr><tr><td>3-way stopcock</td><td>Midwest Veterinary Supply</td><td>366.28510.4</td><td>hep. lock</td></tr><tr><td>37&quot; extension set</td><td>Webster</td><td>07-8454200</td><td>hep. lock</td></tr><tr><td>Exel 50-60cc LL Syringes</td><td>Midwest Veterinary Suppy</td><td>001.12250.2</td><td>Heparinized saline flush</td></tr><tr><td>250 ml bag 0.9% saline</td><td>Webster</td><td>07-8365593</td><td>flush</td></tr><tr><td>1,000 U Heparin, 10 ml</td><td>Webster</td><td>07-883-4916</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine (Ketaset) 100&amp;nbsp;mg/ml</td><td>Fort Dodge</td><td>(AV ordered)</td><td></td></tr><tr><td>Precision Xtra glucose test strips 50/bx</td><td>Abbott (American Diabetes Wholesale)</td><td>9381599728K7</td><td>test baseline/T3 blood glucose levels</td></tr><tr><td>Masimo Rad 57</td><td>DRE</td><td>6052057V</td><td>pulse-oximeter</td></tr><tr><td>Pavia rectal thermometer</td><td>Patterson</td><td>07-8391335</td><td></td></tr><tr><td>Precision Xtra Glucometer</td><td>Abbott</td><td>9381599728K7</td><td>Handheld glucometer</td></tr></tbody></table>

characterization of metabolic status in nonhuman primates with the intravenous glucose tolerance test

静脈内グルコース負荷試験（IVGTT）は、グルコース恒常性の特性評価において重要な役割を果たしています。摂食及び絶食状態の両方における血中グルコースレベルを含む血清生化学的プロフィール、HbA1c値、インスリンレベル、食事、身体組成、体重状態の病歴と一緒になった場合に、正常および異常な血糖コントロールの評価を行うことができます。 IVGTTの解釈はブドウ糖挑戦に関連して時間をかけてグルコースおよびインスリンレベルの変化の測定を介して行われます。考慮すべき重要なコンポーネントは次のとおりです：T0（グルコース注入の終わり）、最初の20分で急速なグルコースクリアランスの勾配由来のグルコースクリアランス率K（T20へのT1）、時間に関連して到達したピークグルコースおよびインスリンレベルグルコースベースライン、および曲線下面積（AUC）に戻ります。これらのIVGTT対策は健康トンからグルコース恒常性の移動に伴って特徴的な変化を表示しますOA病気の代謝状態5。ここで我々は、肥満代謝障害に、ヒトにおけるII型糖尿病（T2D）の最も関連性の高い動物モデルとIVGTTとリーン健康からこれらの動物の臨床プロファイルであるヒト以外の霊長類（アカゲザルとカニクイザルマカク）、の特徴を説明します、そして、T2D状態8、10、11。

図1に示した結果は、30分のIVGTTの過程で、成熟した健康と糖尿病のカニクイザルからの典型的なグルコースおよびインスリン曲線の実証されています。健康的で先進的な糖尿病のサルからのデータは、代謝特性評価の範囲の両方の両極端からの動物の間で明らかな違いを対比するために示されています。このIVGTTプロトコルは、同様の結果とアカゲザルで著者によって正常に使用されています。 健康なマカク（アカゲザルとカニクイザル）の絶食させ、ベースライン血糖値が50〜60ミリグラム/デシリットル8限り低くすることができます。同図に示すように、初期グルコースエクスカーション - T3で測定 - 健康NHPのためには、が200mg / dlを超えて頻繁にある糖尿病の動物のための典型的なベースライン血糖値ほど高く登るない場合があります。次の30の経過代謝異常および糖尿病動物が（;実線図1）いない間、分、健常な動物のグルコースレベルは、多くの場合、そのベースライン値に戻ります。グルコースに対するインスリンの周辺効果によって、より大きな通常よりも部分的に媒介血糖の初期、急速な低下（フェーズ1）に対応し、;健康な動物のために付随するインスリン曲線は二つのピーク（青い点線図 1）を示します輸送と3、4を取り込む。これらの周辺の影響の大きさ、さえインスリン反応の第一段階の間に、小さいがより持続的な第二のインスリンのピーク時に、その、グルコース低下する肝臓の寄与を等しくない（フェーズ2 ）、内因性グルコース産生1の抑制を介して、血糖レベルに最も大きな影響を与えます。 動物が健康から代謝異常に進行すると、目の減少は、一般的に存在します減少AIRに反映することができるブドウ糖ボーラスに対するインスリン応答の電子第一段階。より頻繁に増加したインスリン産生は感度の低下を補償するような手順の過程でほぼ横ばい血糖レベルを提供する、インスリン産生の全体的な増加があるだろうしかし、AUCは 、変わらないことがあります。動物があからさまに糖尿病になっていたら、インスリン産生は、ブドウ糖ボーラスに応じて劇的に低下（ 図1;赤の破線）。どのようなグルコースクリアランスが発生することになりましインスリン非依存性のメカニズム（ 図1）によってほぼ完全に媒介されるように血糖レベルは、手続きの過程で上昇したままになります。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/52895/52895fig1.jpg" /> 図1：糖尿病とHのためのIVGTTグルコースクリアランスとインスリン産生曲線ealthyコントロール動物は。ここに示されているが、グルコース（実線）とインスリン（破線）健康（青線）の曲線と糖尿病（赤線）動物です。 （糖尿病性グルコース：N = 27;健康グルコース：N = 21;糖尿病のインスリン：N = 23;健康インスリン：N = 20;示す標準誤差バーを）これらの値は、カニクイザルに行っIVGTTs中に収集された実際のデータの平均である。 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52895/52895fig1large.jpg" target="_blank">してくださいこの図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> 時刻 </td><td> 時点（分） </td><td> リアルタイム </td><td> 血液試料の量（ml）を </td><td> サンプルアッセイ </td><td colspan="2"> グルコース検針（ミリグラム/デシリットル） </td></tr><tr><td></tD&gt; <td>ベースライン</td><td></td><td> 5ミリリットル</td><td> 1.5ミリリットルSST -化学 0.5ミリリットルK 2 EDTA - CBC、HbA1c値 3ミリリットルK 2 EDTA +50μlのPROT - 。グルコース、インスリン、C-ペップ</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> 0 </td><td></td><td colspan="4"> 5ミリリットルヘパリン生理食塩水のフラッシュに続く30秒間にわたって与えられたブドウ糖輸液の250mg / kgのIV、 </td></tr><tr><td></td><td> 3 </td><td></td><td> 2.0ミリリットル</td><td> K 2 EDTA +30μlのProtの.:グルコース、アドイン、C-ペップ</td><td colspan="2"></td></tr><tr><td></td><td> 5 </td><td></td><td> 2.0ミリリットル</td><td> K 2 EDTA +30μlのProtの.:グルコース、アドイン、C-ペップ</td><td colspan="2"></td></tr><tr><td></td><td> 7 </td><td></td><td> 2.0ミリリットル</td><td> K 2 EDTA +30μlのProtの.:グルコース、アドイン、C-ペップ</td><td colspan="2"></td></tr><tr><td></td><td> 10 </td><td></td><td> 2.0ミリリットル</td><td> K 2 EDTA +30μlのProtの.:グルコース、アドイン、C-ペップ</td><td colspan="2"></td></tr><tr><td></td><td> 15 </td><td></td><td> 2.0ミリリットル</td><td> K 2 EDTA +30μlのProtの.:グルコース、アドイン、C-ペップ</td><td colspan="2"></td></tr><tr><td></td><td> 20 </td><td></td><td> 2.0ミリリットル</td><td> K 2 EDTA +30μlのProtの.:グルコース、アドイン、C-ペップ</td><td colspan="2"></td></tr><tr><td></td><td> 30 </td><td></td><td> 2.0ミリリットル</td><td> K 2 EDTA +30μlのProtの.:グルコース、アドイン、C-ペップ</td><td colspan="2"></td></tr></tbody></table> 表1：IVGTT 手順表ここに示されているが手続き中に取得すべての関連情報を詳細IVGTTための標準的な手順レポート、です。サンプル用のクロック時間は、ブドウ糖、次の描画します注入は、注入の終了から計算されるべきです。実際の時間は、各ドローのために記録する必要があります。 <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/52895/52895table1.docx" target="_blank">Microsoft Word文書としてこの表をダウンロードするにはこちらをクリックしてください。</a>

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Characterization of Metabolic Status in Nonhuman Primates with the Intravenous Glucose Tolerance Test

このプロトコルの目的は、非ヒト霊長類において血糖コントロールを評価し、健康の代謝異常にそれらの代謝状態を評価するために静脈内グルコース負荷試験（IVGTTs）を実行するための標準的な方法を提示することです。

静脈内グルコース負荷試験とヒト以外の霊長類における代謝状態のキャラクタリゼーション

The intravenous glucose tolerance test (IVGTT) plays a key role in the characterization of glucose homeostasis. When taken together with serum biochemical ...

characterization-metabolic-status-nonhuman-primates-with-intravenous

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

10.8K ビュー.  Crown Bioscience. このプロトコルの目的は、非ヒト霊長類において血糖コントロールを評価し、健康の代謝異常にそれらの代謝状態を評価するために静脈内グルコース負荷試験（IVGTTs）を実行するための標準的な方法を提示することです。 

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Analysis of Non-Human Primate Pancreatic Islet Oxygen Consumption

The measurement of oxygen consumption in spheroid clusters of cells, such as ex vivo pancreatic islets, has historically been challenging. We demonstrate the measurement of islet oxygen consumption using a 96-well microplate designed for the measurement of oxygen consumption in spheroids. In this assay, spheroid microplates are coated with a cell and tissue adhesive on the day prior to the assay. We utilize a small volume of adhesive solution to encourage islet adherence to only the bottom of the well. On the day of the assay, 15 islets are loaded directly into the base of each well using a technique that ensures optimal positioning of islets and accurate measurement of oxygen consumption. Various aspects of mitochondrial respiration are probed pharmacologically in non-human primate islets, including ATP-dependent respiration, maximal respiration, and proton leak. This method allows for consistent, reproducible results using only a small number of islets per well. It can theoretically be applied to any cultured spheroids of similar size.

This protocol demonstrates the accurate and reproducible measurement of oxygen consumption in non-human primate pancreatic islets. The islet loading techniques and coating of the microplate provide a framework for efficient measurement of respiration in other types of cultured spheroids.

非ヒト霊長類膵島酸素消費量の分析

The measurement of oxygen consumption in spheroid clusters of cells, such as ex vivo pancreatic islets, has historically been challenging. We demonstrate ...

発生生物学

Intraperitoneal Glucose Tolerance Test, Measurement of Lung Function, and Fixation of the Lung to Study the Impact of Obesity and Impaired Metabolism on Pulmonary Outcomes

Obesity and respiratory disorders are major health problems. Obesity is becoming an emerging epidemic with an expected number of over 1 billion obese individuals worldwide by 2030, thus representing a growing socioeconomic burden. Simultaneously, obesity-related comorbidities, including diabetes as well as heart and chronic lung diseases, are continuously on the rise. Although obesity has been associated with increased risk for asthma exacerbations, worsening of respiratory symptoms, and poor control, the functional role of obesity and perturbed metabolism in the pathogenesis of chronic lung disease is often underestimated, and underlying molecular mechanisms remain elusive. This article aims to present methods to assess the effect of obesity on metabolism, as well as lung structure and function. Here, we describe three techniques for mice studies: (1) assessment of intraperitoneal glucose tolerance (ipGTT) to analyze the effect of obesity on glucose metabolism; (2) measurement of airway resistance (Res) and respiratory system compliance (Cdyn) to analyze the effect of obesity on lung function; and (3) preparation and fixation of the lung for subsequent quantitative histological assessment. Obesity-related lung diseases are probably multifactorial, stemming from systemic inflammatory and metabolic dysregulation that potentially adversely influence lung function and the response to therapy. Therefore, a standardized methodology to study molecular mechanisms and the effect of novel treatments is essential.

The incidence of obesity is rising and increases the risk of chronic lung diseases. To establish the underlying mechanisms and preventive strategies, well-defined animal models are needed. Here, we provide three methods (glucose-tolerance-test, body plethysmography, and lung fixation) to study the effect of obesity on pulmonary outcomes in mice.

腹腔内のブドウ糖負荷試験、肥満や呼吸器アウトカムに対する代謝が異常の影響を研究する肺機能の測定や肺の固定

Obesity and respiratory disorders are major health problems. Obesity is becoming an emerging epidemic with an expected number of over 1 billion obese ...

免疫・感染学

Determining Glucose Metabolism Kinetics Using 18F-FDG Micro-PET/CT

This paper describes the use of 18F-FDG and micro-PET/CT imaging to determine in vivo glucose metabolism kinetics in mice (and is transferable to rats). Impaired uptake and metabolism of glucose in multiple organ systems due to insulin resistance is a hallmark of type 2 diabetes. The ability of this technique to extract an image-derived input function from the vena cava using an iterative deconvolution method eliminates the requirement of the collection of arterial blood samples. Fitting of tissue and vena cava time activity curves to a two-tissue, three compartment model permits the estimation of kinetic micro-parameters related to the 18F-FDG uptake from the plasma to the intracellular space, the rate of transport from intracellular space to plasma and the rate of 18F-FDG phosphorylation. This methodology allows for multiple measures of glucose uptake and metabolism kinetics in the context of longitudinal studies and also provides insights into the efficacy of therapeutic interventions.

Determining Glucose Metabolism Kinetics Using 18F-FDG Micro-PET/CT

This study describes a protocol that uses 18F-FDG and positron emission tomography/computed tomography (PET/CT) imaging, together with kinetic modelling, to quantify the in vivo, real-time uptake of 18F-FDG into tissues.

使用するグルコース代謝動態を決定します<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDGマイクロPET / CT

This paper describes the use of 18F-FDG and micro-PET/CT imaging to determine in vivo glucose metabolism kinetics in mice (and is transferable to rats). ...

医学

Study of In Vivo Glucose Metabolism in High-fat Diet-fed Mice Using Oral Glucose Tolerance Test (OGTT) and Insulin Tolerance Test (ITT)

Obesity represents the most important single risk factor in the pathogenesis of type 2 diabetes, a disease which is characterized by a resistance to insulin-stimulated glucose uptake and a gross decompensation of systemic glucose metabolism. Despite considerable progress in the understanding of glucose metabolism, the molecular mechanisms of its regulation in health and disease remain under-investigated, while novel approaches to prevent and treat diabetes are urgently needed. Diet derived glucose stimulates the pancreatic secretion of insulin, which serves as the principal regulator of cellular anabolic processes during the fed-state and thus balances blood glucose levels to maintain systemic energy status. Chronic overfeeding triggers meta-inflammation, which leads to alterations in peripheral insulin receptor-associated signaling and thus reduces the sensitivity to insulin-mediated glucose disposal. These events ultimately result in elevated fasting glucose and insulin levels as well as a reduction in glucose tolerance, which in turn serve as important indicators of insulin resistance. Here, we present a protocol for the generation and metabolic characterization of high-fat diet (HFD)-fed mice as a frequently used model of diet-induced insulin resistance. We illustrate in detail the oral glucose tolerance test (OGTT), which monitors the peripheral disposal of an orally administered glucose load and insulin secretion over time. Additionally, we present a protocol for the insulin tolerance test (ITT) to monitor whole-body insulin action. Together, these methods and their downstream applications represent powerful tools to characterize the general metabolic phenotype of mice as well as to specifically assess alterations in glucose metabolism. They may be especially useful in the broad research field of insulin resistance, diabetes and obesity to provide a better understanding of pathogenesis as well as to test the effects of therapeutic interventions.

Study of In Vivo Glucose Metabolism in High-fat Diet-fed Mice Using Oral Glucose Tolerance Test OGTT and Insulin Tolerance Test ITT

The current article describes the generation and metabolic characterization of high-fat diet-fed mice as a model of diet-induced insulin resistance and obesity. It further features detailed protocols to perform the oral glucose tolerance test and the insulin tolerance test, monitoring whole-body alterations of glucose metabolism in vivo.

経口ブドウ糖負荷試験 (OGTT) とインスリン負荷試験 (ITT) を使用して高脂肪食飼育マウスの生体内糖代謝の研究

Obesity represents the most important single risk factor in the pathogenesis of type 2 diabetes, a disease which is characterized by a resistance to ...

Body Composition and Metabolic Caging Analysis in High Fat Fed Mice

Alterations to body composition (fat or lean mass), metabolic parameters such as whole-body oxygen consumption, energy expenditure, and substrate utilization, and behaviors such as food intake and physical activity can provide important information regarding the underlying mechanisms of disease. Given the importance of body composition and metabolism to the development of obesity and its subsequent sequelae, it is necessary to make accurate measures of these parameters in the pre-clinical research setting. Advances in technology over the past few decades have made it possible to derive these measures in rodent models in a non-invasive and longitudinal fashion. Consequently, these metabolic measures have proven useful when assessing the response of genetic manipulations (for example knockout or transgenic mice, viral knock-down or overexpression of genes), experimental drug/compound screening and dietary, behavioral or physical activity interventions. Herein, we describe the protocols used to measure body composition and metabolic parameters using an animal monitoring system in chow-fed and high fat diet-fed mice.

This protocol describes the use of a body composition analyzer and metabolic animal monitoring system to characterize body composition and metabolic parameters in mice. An obesity model induced by high-fat feeding is used as an example for the application of these techniques.

身体組成と高脂肪給電マウスにおける代謝ケージ分析

Alterations to body composition (fat or lean mass), metabolic parameters such as whole-body oxygen consumption, energy expenditure, and substrate ...

Acclimation Prior to an Intraperitoneal Insulin Tolerance Test to Mitigate Stress-Induced Hyperglycemia in Conscious Mice

The insulin tolerance test is commonly used in metabolic studies to assess whole body insulin sensitivity in rodents. It is a relatively simple test that involves measurement of blood glucose levels over time following a single intraperitoneal injection of insulin. Given that it is performed in the conscious state and blood is often collected via a tail snip, it has the potential to elicit a stress response from animals due to anxiety associated with handling and blood collection. As such, a stress-induced rise in blood glucose can occur, making it difficult to detect and interpret the primary endpoint measure, namely an insulin-mediated reduction in blood glucose. This has been seen in many mouse strains, and is quite common in diabetic db/db mice, where glucose levels can increase, rather than decrease, after insulin administration. Here, we describe a method of acclimating mice to handling, injections and blood sampling prior to performing the insulin tolerance test. We find that this lowers stress-induced hyperglycemia and results in data that more accurately reflects whole body insulin sensitivity.

Stress-induced elevations in glucose levels can confound interpretation of data derived from a conscious intraperitoneal insulin tolerance test in mice. In this article, we describe a method to acclimate the mice to handling, injections and blood sampling prior to performing the insulin tolerance test in order to limit stress-induced hyperglycemia.

The insulin tolerance test is commonly used in metabolic studies to assess whole body insulin sensitivity in rodents. It is a relatively simple test that ...

Evaluation of Hepatic Glucose Production in a Polycystic Ovary Syndrome Mouse Model

Polycystic ovary syndrome (PCOS) is a common disease that results in disorders of glucose metabolism, such as insulin resistance and glucose intolerance. Dysregulated glucose metabolism is an important manifestation of the disease and is the key to its pathogenesis. Therefore, studies involving evaluation of glucose metabolism in PCOS are of utmost importance. Very few studies have quantified hepatic glucose production directly in PCOS models using non-radioactive glucose tracers. In this study, we discuss step-by-step instructions for the quantification of the rate of hepatic glucose production in a PCOS mouse model by measuring M+2 enrichment of [6,6-2H2]glucose, a stable isotopic glucose tracer, via gas chromatography - mass spectrometry (GCMS). This procedure involves creation of stable isotopic glucose tracer solution, use of tail vein catheter placement and infusion of the glucose tracer in both fasting and glucose-rich states in the same mouse in tandem. The enrichment of [6,6-2H2]glucose is measured using pentaacetate derivative in GCMS. This technique can be applied to a wide variety of studies involving direct measurement of the rate of hepatic glucose production.

This study describes the direct measurement of hepatic glucose production in a polycystic ovary syndrome mouse model by using a stable isotopic glucose tracer via tail vein in both fasting and glucose-rich states in tandem.

多嚢胞性卵巣症候群マウスモデルにおける肝グルコース産生の評価

Polycystic ovary syndrome (PCOS) is a common disease that results in disorders of glucose metabolism, such as insulin resistance and glucose intolerance. ...

Glucose Uptake Measurement and Response to Insulin Stimulation in In Vitro Cultured Human Primary Myotubes

Skeletal muscle is the largest glucose deposit in mammals and largely contributes to glucose homeostasis. Assessment of insulin sensitivity of muscle cells is of major relevance for all studies dedicated to exploring muscle glucose metabolism and characterizing metabolic alterations. In muscle cells, glucose transporter type 4 (GLUT4) proteins translocate to the plasma membrane in response to insulin, thus allowing massive entry of glucose into the cell. The ability of muscle cells to respond to insulin by increasing the rate of glucose uptake is one of the standard readouts to quantify muscle cell sensitivity to insulin. Human primary myotubes are a suitable in vitro model, as the cells maintain many features of the donor phenotype, including insulin sensitivity. This in vitro model is also suitable for the test of any compounds that could impact insulin responsiveness. Measurements of the glucose uptake rate in differentiated myotubes reflect insulin sensitivity.
In this method, human primary muscle cells are cultured in vitro to obtain differentiated myotubes, and glucose uptake rates with and without insulin stimulation are measured. We provide a detailed protocol to quantify passive and active glucose transport rates using radiolabeled [3H] 2-deoxy-D-Glucose ([3H]2dG). Calculation methods are provided to quantify active basal and insulin-stimulated rates, as well as stimulation fold.

Glucose Uptake Measurement and Response to Insulin Stimulation in In Vitro Cultured Human Primary Myotubes

In this method, human primary muscle cells are cultured in vitro to obtain differentiated myotubes and glucose uptake rates are measured. We provide a detailed protocol to quantify rates in basal and insulin-stimulated states using radiolabeled [3H] 2-deoxy-D-Glucose.

インスリン刺激に対するグルコース取り込み測定と応答<em&gt;インビトロ</em&gt;培養ヒト初代筋管

Skeletal muscle is the largest glucose deposit in mammals and largely contributes to glucose homeostasis. Assessment of insulin sensitivity of muscle ...

生物学

Using a Combination of Indirect Calorimetry, Infrared Thermography, and Blood Glucose Levels to Measure Brown Adipose Tissue Thermogenesis in Humans

In mammals, brown adipose tissue (BAT) is activated rapidly in response to cold in order to maintain body temperature. Although BAT has been studied greatly in small animals, it is difficult to measure the activity of BAT in humans. Therefore, little is known about the heat-generating capacity and physiological significance of BAT in humans, including the degree to which components of the diet can activate BAT. This is due to the limitations in the currently most used method to assess the activation of BAT-radiolabeled glucose (fluorodeoxyglucose or 18FDG) measured by positron emission tomography-computerized tomography (PET-CT).
This method is usually performed in fasted subjects, as feeding induces glucose uptake by the muscles, which can mask the glucose uptake into the BAT. This paper describes a detailed protocol for quantifying total-body human energy expenditure and substrate utilization from BAT thermogenesis by combining indirect calorimetry, infrared thermography, and blood glucose monitoring in carbohydrate-loaded adult males. To characterize the physiological significance of BAT, measures of the impact of BAT activity on human health are critical. We demonstrate a protocol to achieve this by combining carbohydrate loading and indirect calorimetry with measurements of supraclavicular changes in temperature. This novel approach will help to understand the physiology and pharmacology of BAT thermogenesis in humans.

Here, we present a protocol to quantify the physiological significance of the impact of brown adipose tissue (BAT) activity on human metabolism. This is achieved by combining carbohydrate loading and indirect calorimetry with measurements of supraclavicular changes in temperature. This novel approach can help develop a pharmacological target for BAT thermogenesis in humans.

間接熱量測定、赤外線サーモグラフィ、および血糖値の組み合わせを使用して、ヒトの褐色脂肪組織の熱発生を測定します

In mammals, brown adipose tissue (BAT) is activated rapidly in response to cold in order to maintain body temperature. Although BAT has been studied ...

Assessment of the Metabolic Effects of Isocaloric 2:1 Intermittent Fasting in Mice

Intermittent fasting (IF), a dietary intervention involving periodic energy restriction, has been considered to provide numerous benefits and counteract metabolic abnormalities. So far, different types of IF models with varying durations of fasting and feeding periods have been documented. However, interpreting the outcomes is challenging, as many of these models involve multifactorial contributions from both time- and calorie-restriction strategies. For example, the alternate day fasting model, often used as a rodent IF regimen, can result in underfeeding, suggesting that health benefits from this intervention are likely mediated via both caloric restriction and fasting-refeeding cycles. Recently, it has been successfully demonstrated that 2:1 IF, comprising 1 day of fasting followed by 2 days of feeding, can provide protection against diet-induced obesity and metabolic improvements without a reduction in overall caloric intake. Presented here is a protocol of this isocaloric 2:1 IF intervention in mice. Also described is a pair-feeding (PF) protocol required to examine a mouse model with altered eating behaviors, such as hyperphagia. Using the 2:1 IF regimen, it is demonstrated that isocaloric IF leads to reduced body weight gain, improved glucose homeostasis, and elevated energy expenditure. Thus, this regimen may be useful to investigate the health impacts of IF on various disease conditions.

The current article describes a detailed protocol for isocaloric 2:1 intermittent fasting to protect and treat against obesity and impaired glucose metabolism in wild-type and ob/ob mice.

マウスにおけるイソカロリック2:1間欠的断食の代謝効果評価

Intermittent fasting (IF), a dietary intervention involving periodic energy restriction, has been considered to provide numerous benefits and counteract ...

静脈内グルコース負荷試験とヒト以外の霊長類における代謝状態のキャラクタリゼーション

要約

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