Gli autori ringraziano i membri del laboratorio di Veraksa per avere commenti utili sul manoscritto e sui suggerimenti per migliorare i protocolli. AV è stato sostenuto dal NIH concede GM105813 e NS096402. LY è stato sostenuto dall&#39;Università del Massachusetts Boston Sanofi Genzyme Doctoral Fellowship.

1. Preparazione di 5 gabbie di mosche (per inserire piatti da 15 cm) <ol><li> Ottenere i materiali necessari: contenitore da 5 quart (4.7 litri) con coperchio ( figura 1A ), maglia in nylon e una lama di rasoio. </li><li> Segnare un cerchio di 12 cm di diametro e tagliare un foro nella parte inferiore del contenitore utilizzando la lama del rasoio ( figura 1B ). Tagliare un foro di diametro di 15 cm nel coperchio ( figura 1C ). </li><li> Taglia la maglia di nylon in piazze da 25 x 25 cm. </li><li> Mettere la maglia sul bordo superiore del contenitore e premere con il coperchio ( figura 1C ). Assicurarsi che la maglia sia fissa e che il coperchio non sia inclinato. La gabbia è pronta per essere popolata da mosche (vedere la fase 5.3). </li></ol> 2. Preparazione di 1 L gabbie di mosca (per piatti da 10 cm) <ol><li> Ottenere i materiali necessari: un trapano elettrico, uno strumento di taglio da 3 pollici (76 mm) ( Figura 1E e FIgure 1F), un vaso di plastica 1 L con coperchio, maglia in nylon, una lama di rasoio, carta vetrata, occhiali e guanti da lavoro. </li><li> Tagliare i fori da 3 pollici (76 mm) nel fondo e il coperchio del vaso di plastica ( figura 1G ), con il coperchio avvitato a fondo sul contenitore durante la perforazione. Posizionare l&#39;utensile di taglio al centro del cerchio quando inizierà a fare un foro. Attenzione: indossare protezione degli occhi e guanti di lavoro durante questo passaggio. </li><li> Smoothen i bordi dei fori con una lama di rasoio e carta vetrata. </li><li> Taglia la maglia di nylon in quadrati di 18 x 18 cm. </li><li> Mettere la maglia sul bordo superiore del vaso e stringere avvitando il coperchio ( Figura 1G ). Assicurarsi che la maglia sia fissa e che il coperchio non sia inclinato. La gabbia è pronta per essere popolata da mosche (vedere la fase 5.3). </li></ol> 3. Preparazione di piatti di succo di mela (AJ) <ol><li> Aggiungere 19 g di agar e 1 L di 18,2 MΩ · cm di acqua in un pallone da 2 L.Aggiungere una barra di agitazione e mescolare brevemente. </li><li> Autoclave per 30 min. Nel frattempo, scongelare il 100% di succo di mele concentrato da scorta congelata e preparare 10 ml di 10% (peso / volume) metil 4-idrossibenzoato soluzione in etanolo. </li><li> Dopo l&#39;autoclavazione, iniziare a mescolare l&#39;agar su una piastra di mescolanza e aggiungere al campione 80 ml di concentrato di succo di mela al 100% e 10 ml di 10% (peso / volume) di metile 4-idrossibenzoato. Lasciare raffreddare a temperatura ambiente con miscelazione costante. </li><li> Versare i piatti di Petri da 15 cm (per 5 gabbie da caccia) o piatti di Petri da 10 cm (per gabbie da 1 L) in modo che il livello di agar in ciascun piatto sia di circa 5 mm di spessore. Lasciare solidificare a temperatura ambiente e avvolgere in sacchetti di plastica. Le piastre AJ possono essere conservate a 4 ° C per due settimane. Nota: i piatti di Petri possono essere lavati e riutilizzati. </li><li> Preparare la pasta di lievito umido: versare un lievito secco attivo in un contenitore da 100 ml con un coperchio che permetterebbe una facile miscelazione e aggiungere acqua in piccole quantità mentre si agita, per ottenere uno spesso ma ben miscelatoincolla. Conservare a 4 ° C fino a 2 settimane. </li></ol> 4. Preparazione di reagenti di lisi <ol><li> Preparare un tampone di lisi di 5x: 250 mM Tris pH 7,5, 25% glicerolo, 1% ottilfenossi poli (etileneossil) etanolo (IGEPAL CA-630), 7,5 mM MgCl2, 625 mM NaCl, 125 mM NaF, 5 mM Na 3 VO 4 . <ol><li> Per ottenere 200 ml: sciogliere completamente 1 g di NaF e 184 mg di Na 3 VO 4 in 71 ml di acqua con agitazione continua. Aggiungere 50 mL 1 M Tris pH 7,5, 2 mL 100% IGEPAL, 1,5 mL 1 M MgCl 2 e 25 mL 5 M NaCl. Quindi aggiungere 50 ml di glicerolo (aggiungere ultimo) e continuare a mescolare per 1 h. </li><li> Filtro-sterilizza usando unità filtranti da 250 ml. Questo passo può essere lento, ma filtrare la soluzione è importante per rimuovere particolati insolubili. Aliquota di 10 mL in tubi da 50 mL e conservare a -80 ° C. </li></ol></li><li> Preparare la soluzione di dithiothreitol (DTT) da 1 M in acqua. Conservare a -20 ° C in aliquote di 1 ml. </li><li> Ottenere proteAse inibitore, con acido etilendiammina-tetraacetico (EDTA). Conservare a 4 ° C. </li><li> Ottieni 10 ml di siringhe e filtri a siringa: 26 mm di diametro, membrana di cellulosa acetosa libera da tensioattivi (SFCA), dimensione dei pori di 0,45 μm. </li></ol> 5. Raccolta di embrioni di volatili <ol><li> Amplificare le linee di mosche transgeniche che trasportano la proteina tagliata di interesse in bottiglie (circa 100 mosche per bottiglia) e trasferire le bottiglie ogni 2 giorni fino a 25-30 bottiglie accumulate per ogni linea di mosca. Amplificare lo stock di controllo ( ad es. La linea yw ) in modo simile. </li><li> Le piastrine AJ calde a temperatura ambiente (circa 1-2 h, possono essere fatte durante la notte). Utilizzando un dito guantato, spalmare una pasta di lievito umido al centro delle piastre AJ, per fare una ca. Cerchio da 6 cm per una piastra di 15 cm e un cerchio di 4 cm per una piastra da 10 cm. </li><li> Anestetizzare le mosche con un flusso di anidride carbonica usando una configurazione standard di stage Drosophila e trasferirli inLe gabbie (circa 15 bottiglie di mosche per 5 L gabbia, 5 bottiglie per 1 gabbia L). <ol><li> Coprire il fondo della gabbia con piastre AJ preparate dalla fase 5.2 e nastro il piatto AJ alla gabbia utilizzando due strisce di nastro ( figure 1D e 1H ). È utile ripiegare le punte del nastro che attraversano la piastra per facilitare la sbucciatura quando si cambiano le lastre. </li><li> Dopo che le mosche si riprendono dall&#39;anestesia, tenere le gabbie con le piastre in basso e maglia in cima. Nota: è importante attendere fino a quando le mosche si riprendono completamente, poiché altrimenti si attaccheranno alla piastra AJ e alla pasta di lievito. </li><li> Alla fine dell&#39;esperimento, per preparare la gabbia per la pulizia, mettere la gabbia nel congelatore per diverse ore. Assorbire la maglia in acqua per poche ore faciliterà la pulizia. </li></ol></li><li> Incubare le gabbie con le mosche a temperatura ambiente per 2-3 giorni e cambiare le piastre AJ due volte al giorno. Per cambiare le piastre, girare la gabbia a testa in giù,Scollegare il nastro dalla piastra, ma tenere la piastra alla gabbia, sfiorare tutta la gabbia dolcemente sul banco e rapidamente scambiare la vecchia piastra per una nuova, cercando di non permettere che le mosche scappino. Nota: Le mosche necessitano di adattarsi alla gabbia e si posizioneranno meglio a partire dal giorno 3. Continueranno a posizionare a livello di picco per circa 4-5 giorni. Due gabbie da 5 L alla massima capacità di posa possono produrre fino a 1 g di embrioni in una raccolta notturna. Usare 1 gabbie L per esperimenti su piccola scala. </li><li> Permettono alle mosche di emettere piante di AJ fresche durante la notte (circa 16 ore) o per qualsiasi altra durata desiderata. </li><li> La mattina successiva, contrassegnare e pesare i contenitori per la raccolta di embrioni, uno per ogni linea di mosca utilizzata. </li><li> Preparare il tampone di lisi 1x utilizzando i reagenti della sezione 4 (Nota: il tampone di lisi pronto per l&#39;uso deve essere preparato subito prima dell&#39;estrazione): aggiungere 40 mL di acqua a 10 mL di tampone di lisi concentrato a 5x (conservato a -80 ° C) In un tubo da 50 ml. <ol><li> Aggiungere 50 μl di 1 MDTT ad una concentrazione finale di 1 mM, mescolare bene e separare in due tubi da 50 mL, ciascuno di 25 mL. Ad uno dei tubi, aggiungere una compressa inibitori della proteasi e ruotare a 4 ° C per 30 min. Mentre la compressa sta dissolvendo, raccogliere e decifrare gli embrioni (passaggi da 5.8 a 6.6). Controllare per assicurarsi che la compressa sia completamente sciolta e mantenere il tampone in ghiaccio. Nota: il secondo tubo di tampone 1x con DTT può essere memorizzato a -80 ° C e richiede solo l&#39;aggiunta della tavoletta prima dell&#39;esperimento successivo. 25 ml di tampone di lisi è sufficiente per un massimo di 2 campioni, tenendo conto delle successive lavaggi durante i passaggi di purificazione proteica. </li></ol></li><li> Segna le piastre AJ sulle gabbie con i genotipi delle linee di mosche utilizzate e scambia le piastre per fresche. Nota: in questa fase è possibile strappare la pasta di lievito fuori dalla piastra. Gli embrioni possono essere invecchiati sulle piastre a 25 ° C oa temperatura ambiente per ottenere la finestra desiderata del tempo di sviluppo. </li><li> Aggiungere abbastanza acquaCoprire ogni piastra AJ. Spostare delicatamente gli embrioni dalla piastra con una spazzola morbida (una testa piatta circa 10 mm di larghezza funziona bene per le piastre grandi). Versare gli embrioni nel contenitore di maglie precedentemente pesato e marcato e scaricare l&#39;acqua in eccesso. <ol><li> Se necessario, eseguire un secondo lavaggio e spazzolatura della piastra per rimuovere tutti gli embrioni. Unire gli embrioni da piastre aggiuntive per la stessa linea di mosca nello stesso contenitore di maglie. </li></ol></li><li> Scorrete brevemente la maglia sugli asciugamani per rimuovere l&#39;acqua in eccesso. </li></ol> 6. Dechorionation dell&#39;embrione <ol><li> Mescolare un piatto di Petri da 6 cm con una candeggina del 50% (vol / vol in acqua). Nota: vedere importanti commenti sulla marca della candeggina nella Tabella dei Materiali e dei Reattivi. Attenzione: indossare guanti e evitare di ottenere candeggina sui vestiti. </li><li> Preparare 2 piatti grandi Petri con acqua. </li><li> Immergere il contenitore di maglie con embrioni in candeggina al 50% per 90 s. Tocca la maglia dolcemente durante l&#39;incuBazione un paio di volte per sospendere gli embrioni nella soluzione di candeggina. </li><li> Alla fine dell&#39;incubazione a 90 s, lavare il contenitore di rete in ognuno dei due piatti con acqua per circa 10 s. </li><li> Sciacquare accuratamente il contenitore della maglia con acqua di 18,2 MΩ · cm utilizzando la bottiglia dello spruzzo. Inoltre, lavare i lati e l&#39;esterno del contenitore della maglia. Nota: non deve essere rilevato alcun odore di candeggina dopo un lavaggio approfondito. </li><li> Blot il contenitore di maglie sugli asciugamani di carta. Pesare il contenitore della maglia con gli embrioni e sottrarre il peso del contenitore vuoto ottenuto al punto 5.6. Registrare il peso risultante degli embrioni. Una buona quantità di embrioni da puntare è di 0,5 - 1 g. </li></ol> 7. Preparazione dell&#39;estratto di embrioni <ol><li> Aggiungere 1 mL di tampone di lisi con gli inibitori della proteasi (dal punto 5.7) ad un omogeneizzatore di vetrino e tenerlo su ghiaccio. Trasferire gli embrioni dal contenitore della maglia nell&#39;omogeneizzatore. Nota: gli embrioni possono essere prelevati con un estremo piano oFa spatola metallica o una spazzola e trasferiti direttamente nel tampone. Eseguire tutte le fasi di questa sezione su ghiaccio. </li><li> Lavare gli embrioni rimanenti sulla maglia con un ulteriore 1 ml di tampone di lisi e aggiungere al materiale nell&#39;omogenizzatore. Lasciate che gli embrioni si stabiliscano fino alla base dell&#39;omogeneizzatore e aspira attentamente il surnatante. </li><li> Aggiungere il tampone di lisi con inibitori della proteasi (dal punto 5.7) all&#39;omogenizzatore, mirando a 5-6 ml di tampone di lisi per grammo di embrioni. </li><li> Omogeneizzare gli embrioni con 4-6 colpi con un pestello adatto. Nota: Durante i primi tratti, ci sarà più resistenza. Cercare di spostare il pestello in un movimento continuo per evitare di spruzzare la soluzione. </li><li> Omogeneizzare gli embrioni con 8-10 colpi con un pestello aderente. </li><li> Incubare l&#39;omogenato su ghiaccio per 20 min. </li><li> Trasferire l&#39;omogeneato in tubi di microcentrifuga e centrifugare a 4 ° C per 15 minuti alla massima velocità (circa 13.000 xg). </li><li> AvoidiI pellet e lo strato di lipidi molto alti, trasferiscono i supernatanti in tubi di microcentrifuga freschi e centrifugano a 4 ° C per 15 minuti alla massima velocità (circa 13.000 xg). </li><li> Aspirare con delicatezza i supernatanti con una punta da 1 ml e caricarli in refrigerate siringhe da 10 mL con filtri da 0,45 μm collegati (combinare aliquote dello stesso campione in una siringa). Spingere tutta la soluzione in un tubo di 15 ml etichettato sul ghiaccio. L&#39;estratto può essere utilizzato immediatamente per ulteriori esperimenti di purificazione della proteina o congelato in azoto liquido e mantenuto a -80 ° C per uso futuro. Nota: è meglio congelare gli estratti piuttosto che gli embrioni, perché durante la successiva scongelazione di embrioni le proteasi possono diventare attivate e portare alla degradazione delle proteine. </li></ol>

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Gli autori non hanno niente da rivelare.

Il protocollo qui presentato è una procedura semplice e generale per la creazione di gabbie di popolazione Drosophila a media scala e la realizzazione di proteine ​​intere di cellule da embrioni. Gli estratti risultanti possono essere utilizzati in una varietà di applicazioni a valle, come la purificazione di complessi proteici sulle resine di affinità. È fondamentale eseguire le fasi di estrazione sul ghiaccio e utilizzare una forte inibizione della proteasi, per minimizzare il degrado delle proteine. Come descritto, il protocollo è idoneo all&#39;isolamento della maggior parte delle proteine ​​nucleari citoplasmatiche e di membrana e solubile 6 , 10 , 12 , 15 . Può essere facilmente adattato per una purificazione più focalizzata di proteine ​​da altri compartimenti, come l&#39;isolamento di proteine ​​nucleari meno solubili usando l&#39;alta estrazione del sale 5 . Come indicato nel punto 5.8, possono essere i periodi di raccolta e periodi di invecchiamento dell&#39;embrioneImpostato in intervalli precisi per ottenere diverse fasi di sviluppo. Spesso è auspicabile accertare che la proteina di interesse interessata sia espressa a livelli strettamente corrispondenti ai livelli endogeni di espressione, come abbiamo mostrato utilizzando un anticorpo anti-totale ERK ( Figura 2A ). Se l&#39;anticorpo contro la proteina endogena non è disponibile, la funzionalità dei costrutti può essere verificata da altri dosaggi, ad esempio in un esperimento di salvataggio genetico. Nella maggior parte dei casi, tuttavia, una lieve sovraespressione della proteina contrassegnata deve ancora provocare l&#39;isolamento di complessi proteici significativi e può infatti facilitare l&#39;estrazione e la purificazione di proteine ​​&quot;difficili&quot;. Il principale vantaggio di questo protocollo è la sua semplicità e la possibilità di impostare l&#39;intera procedura a costi moderati. Un ulteriore vantaggio di utilizzare gabbie più piccole è che molteplici linee transgeniche possono essere create e analizzate in paralleL, che può non essere fattibile quando si utilizzano gabbie più grandi. Le gabbie di mosca che descriviamo qui possono essere facilmente pulite e riutilizzate per anni. Invece di fare gabbie da 1-L dai vasi Nalgene come descritto, è possibile utilizzare altri contenitori disponibili, ad esempio una versione più piccola del contenitore da 5 L. Abbiamo utilizzato con successo questo protocollo (o le sue variazioni con piccole modifiche) per purificare complessi contenenti varie protezioni di segnalazione e componenti associati, seguiti da analisi mediante spettrometria di massa 6 , 10 , 15 . Questi approcci hanno portato all&#39;identificazione di nuovi PPI che sono stati ulteriormente convalidati negli studi funzionali 10 , 15 . Le variazioni del protocollo qui presentato sono state precedentemente utilizzate per analizzare il fosfoproteome in Drosophila embryogenesis 20 e per studiare il paesaggioDi ubiquitina nello sviluppo neurale 21 , 22 . Questa procedura rappresenta pertanto un comodo gateway per analizzare i PPI in vivo ed è utilizzabile per altre applicazioni di proteomica.

Gli schermi genetici e, più di recente, gli approcci genomici hanno rivoluzionato lo studio delle funzioni biologiche. Tuttavia, importanti informazioni cellulari sono codificate in proteine ​​e nel loro insieme di partner interagenti. Mentre le schermate di modifica genetica tradizionali possono identificare componenti di percorso che limitano il tasso e recuperare interazioni indirette, la forza degli approcci proteomici è nella loro capacità di identificare reti complete di interazione immediata di proteine ​​di interesse. La proteomica è quindi un prezioso metodo ortogonale per studiare sistemi biologici e completa la genomica, le trascrizioni e gli schermi genetici tradizionali. La spettrometria di massa di purificazione di affinità (AP-MS) ha dimostrato di essere un approccio potente per studiare le interazioni proteine-proteine ​​(PPI) nel loro ambiente nativo nelle cellule e nei tessuti 1 , 2 . Questo metodo consente di identificare interazioni dirette o indirette in uno sviluppo specificoStadi o contesti tissutali ed è stato utilizzato con successo per identificare più PPI nuovi in ​​una varietà di percorsi di sviluppo (riveduti nel riferimento 1 ). Nonostante il successo indiscusso degli studi PPI, la maggior parte di essi è stata effettuata in cellule colte, in cui le proteine ​​&quot;esche&quot; di interesse sono state sovraespresse. Ci sono due problemi con lo studio di PPI nella cultura cellulare: in primo luogo, una linea cellulare specifica non può fornire un completo complemento di interazioni a causa della mancanza di espressione di determinate proteine. In secondo luogo, un&#39;alta sovraespressione di solito impiegata in tali analisi potrebbe portare a manufatti come la misfolding della proteina o l&#39;identificazione di interazioni false positive. Entrambe queste limitazioni possono essere superate analizzando i PPI in vivo . Una fase di limitazione in tali esperimenti è la disponibilità del materiale di partenza per la purificazione di complessi proteici. Drosophila melanogaster è da tempo utilizzato come modello per l&#39;analisi funzionaleSis, e recentemente è anche stato dimostrato di essere un eccellente sistema per lo studio di PPI in vivo . L&#39;embriogenesi di Drosophila rappresenta un tipo di tessuto particolarmente attraente per studiare i PPI, perché gli embrioni possono essere facilmente raccolti in grandi quantità e anche perché la maggior parte dei geni (&gt; 88%) sono espressi nel corso dell&#39;embrenogenesi, fornendo così un ambiente ricco in vivo per rilevare le PPIs 3 . Tradizionalmente, studi biochimici sulle mosche usavano raccolte di embrioni su larga scala (100-150 g), come quelle necessarie per la purificazione di lisati transcrizionali funzionali 4 , 5 . Precedenti studi AP-MS in Drosophila necessitano anche di grandi quantità di embrioni (5-10 g), poiché si sono basati su un approccio di purificazione a due fasi, come la tatim di affinità tandem (TAP), con la conseguente perdita di materiale in ogni fase 6 . Grande amounTs di materiale di partenza ha richiesto la creazione di collezioni di embrioni in grandi gabbie di popolazione, che possono essere costose (quando acquistate in commercio) e richiedono molto tempo per mantenere e pulire 7 , 8 , 9 . I progressi recenti nello sviluppo di approcci di purificazione di affinità a singola fase, nonché la crescente sensibilità degli spettrometri di massa, hanno ridotto la quantità necessaria di materiale di partenza per un ordine di grandezza. Utilizzando tag come il peptide legante streptavidina (SBP) o la proteina fluorescente verde (GFP) e partendo da meno di 1 g di embrioni, è possibile isolare le quantità della proteina dell&#39;esca e dei componenti interagenti che sarebbero sufficienti per l&#39;identificazione Spettrometria di massa 10 , 11 . L&#39;obiettivo del protocollo qui presentato è quello di aiutare i ricercatori a superareUna barriera percepita all&#39;analisi biochimica dei PPI in vivo . A tal fine, forniamo una procedura semplice e poco costosa per raccogliere embrioni di Drosophila a media scala (0,5-1 g), seguita da una fase di preparazione di estratti proteici interi di cellule che sono idonei per l&#39;analisi successiva da AP-MS o da altri approcci . Il nostro metodo si basa sull&#39;utilizzo di gabbie di popolazione personalizzate da 1 o 5 L che possono essere facilmente prodotte da qualsiasi laboratorio. Inoltre, le condizioni di estrazione qui presentate sono state convalidate in diversi studi, sia in cellule colte che in vivo 10 , 12 , 13 , 14 , 15 , 16 , 17 .

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1384">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:439px;">Leaktite 5-Qt. Natural Multi Mix Container (Pack of 3)</td>
			<td style="width:183px;">Home Depot</td>
			<td style="width:119px;">209330</td>
			<td style="width:644px;">For making 5-L cages.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:439px;">Leaktite 5-Qt. Natural Multi Mix Lid (Pack of 3)</td>
			<td style="width:183px;">Home Depot</td>
			<td style="width:119px;">209320</td>
			<td style="width:644px;">Diameter 8.37 in. Lids for 5-L cages.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:439px;">Fisherbrand Petri dishes with clear lid, 100 x 15 mm</td>
			<td style="width:183px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">FB0875712</td>
			<td style="width:644px;">Material: Polystyrene. To be used with 1-L cages.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:439px;">Fisherbrand Petri dishes with clear lid, 150 x 15 mm</td>
			<td style="width:183px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">FB0875714</td>
			<td style="width:644px;">Material: Polystyrene. To be used with 5-L cages.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:439px;">Fisherbrand Petri dishes with clear lid, 60 x 15 mm</td>
			<td style="width:183px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">FB0875713A</td>
			<td style="width:644px;">Material: Polystyrene. Used during embryo dechorionation.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:439px;">Sefar NITEX nylon mesh</td>
			<td style="width:183px;">Sefar</td>
			<td style="width:119px;">03-180/44</td>
			<td style="width:644px;">180 micron, 44% open area, used for fly cages.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:439px;">Milwaukee 3 in. Hole Dozer Hole Saw with Arbor</td>
			<td style="width:183px;">Home Depot</td>
			<td style="width:119px;">49-56-9670</td>
			<td style="width:644px;">3 inch cutting tool for making 1-L cages.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:439px;">Nalgene Wide-Mouth Straight-Sided PMP Jars with White Polypropylene Screw Closure</td>
			<td style="width:183px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">11-823-33</td>
			<td style="width:644px;">For making 1-L cages. Thermo Scientific cat # 21171000. Alternative 1-L containers can be used.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:439px;">Red Star Active Dry Yeast, 2 pound pouch</td>
			<td style="width:183px;">Red Star&#160;</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:644px;">can be purchased from Amazon.com or other suppliers.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:439px;">Frozen 100% Apple Juice Concentrate&#160;</td>
			<td style="width:183px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:644px;">can be purchased from a grocery store. Has to say &#34;100% apple juice&#34; on the can.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:439px;">Methyl 4-hydroxybenzoate</td>
			<td style="width:183px;">Acros Organics</td>
			<td style="width:119px;">AC126965000</td>
			<td style="width:644px;">also known as methylparaben or Tegosept. Used as a preservative in AJ plates.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:439px;">IGEPAL CA-630 for molecular biology, 100 ml</td>
			<td style="width:183px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">I8896</td>
			<td style="width:644px;">used for preparing lysis buffer.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:439px;">Nalgene Rapid-Flow Sterile Disposable Filter Units with CN Membrane&#160;</td>
			<td style="width:183px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">09-740-2A</td>
			<td style="width:644px;">0.2 &#956;m pore size. Used for filtering 5x lysis buffer. Thermo Scientific cat # 1260020.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:439px;">CO-RO ROCHE cOmplete Protease Inhibitor Cocktail</td>
			<td style="width:183px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">11697498001</td>
			<td style="width:644px;">Vial of 20 tablets. Used for protease inhibition in lysis buffer.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:439px;">Corning SFCA syringe filters&#160;</td>
			<td style="width:183px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">09-754-21</td>
			<td style="width:644px;">SFCA membrane, diameter 26 mm, pore size 0.45 &#956;m. Used for filtering final extract samples.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:439px;">BD&#160;Luer-Lok Disposable Syringes without Needles</td>
			<td style="width:183px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">14-823-2A</td>
			<td style="width:644px;">for filtering final extract samples. BD cat # 309604.</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:439px;">Bleach</td>
			<td style="width:183px;">Clorox</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:644px;">used for embryo dechorionation at 50% (vol/vol) in water, can be purchased at any supermarket. It is important to use the Clorox brand, as other brands may result in incomplete dechorionation or may be toxic for embryos.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:439px;">Corning Costar Netwell Plates</td>
			<td style="width:183px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">07-200-213</td>
			<td style="width:644px;">mesh containers for embryo collections. 74 &#956;m mesh size, 6-well.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:439px;">Wheaton Dounce Tissue Grinders, capacity 15 ml</td>
			<td style="width:183px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">06-435B</td>
			<td style="width:644px;">homogenizer for embryos, with loose and tight pestles. Wheaton cat # 357544.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

medium-scale preparation of drosophila embryo extracts for proteomic experiments

L&#39;analisi delle interazioni proteine-proteine ​​(PPI) è diventata un approccio indispensabile per studiare processi e meccanismi biologici, come la segnalazione cellulare, lo sviluppo dell&#39;organismo e la malattia. Spesso è auspicabile ottenere informazioni PPI utilizzando materiale in vivo , per ottenere la visione più naturale e imparziale delle reti di interazione. La mosca di frutta Drosophila melanogaster è un&#39;ottima piattaforma per studiare i PPI in vivo e si presta ad approcci semplici per isolare il materiale per esperimenti biochimici. In particolare, gli embrioni a base di frutta rappresentano un tipo di tessuto conveniente per studiare PPI, a causa della facilità di raccolta degli animali in questa fase di sviluppo e del fatto che la maggior parte delle proteine ​​sono espresse in embriogenesi, fornendo così un ambiente rilevante per rivelare la maggior parte dei PPI. Qui presentiamo un protocollo per la raccolta di embrioni di Drosophila a media scala (0,5-1 g), che è una quantità ideale per una vasta gamma diApplicazioni proteomiche, compresa l&#39;analisi di PPI per purificazione di affinità-spettrometria di massa (AP-MS). Descriviamo i nostri disegni per le gabbie da 1 L e 5 L per le collezioni di embrioni che possono essere facilmente e poco costose in qualsiasi laboratorio. Inoltre forniamo un protocollo generale per la raccolta di embrioni e per l&#39;estrazione di proteine ​​per generare lisati che possono essere utilizzati direttamente nelle applicazioni a valle, ad esempio AP-MS. Il nostro obiettivo è quello di fornire un mezzo accessibile a tutti i ricercatori per effettuare le analisi di PPI in vivo .

Per illustrare l&#39;uso di questo protocollo in un esperimento di purificazione complessa di proteine, abbiamo generato una linea fly flygable omozigote, arm-EGFP-ERK , che esprimeva EGFP-tagged Drosophila chirurgia extracellulare-regolata (ERK, codificata dal gene laminato ) sotto il controllo Di un promotore armadillo ( braccio ) espresso in modo omnicomprensivo 18 , 19 . Il promotore del braccio è attivo durante la maggior parte delle fasi di embroogenesi Drosophila 19 . I lisati sono stati preparati usando il protocollo descritto e l&#39;espressione di proteine ​​dal transgene arm-EGFP-ERK è stata confermata dal blotting occidentale per la totale proteina ERK per rilevare contemporaneamente i livelli di EGFP-ERK endogeno e transgenico, migrazione a 42 kDa e 69 kDa , Rispettivamente ( Figura 2A ). Una singola banda corrispondente a ER endogeno non identificato<html> K (42 kDa) è stato rilevato nella linea di controllo yw . Questo risultato conferma l&#39;estrazione di ERK e EGFP-ERK da embrioni. Per verificare se il nostro protocollo di estrazione sia adatto per la purificazione successiva di una proteina taggata, gli estratti delle mosche yw e arm-EGFP-ERK sono stati sottoposti a purificazione di affinità utilizzando le perle di GFP-agarosio seguendo protocolli stabiliti 10,11. La colorazione d&#39;argento di campioni eseguiti su un gradiente SDS-PAGE ha dimostrato una buona purificazione della proteina dell&#39;esca, EGFP-ERK ( Figura 2B ). Oltre a EGFP-ERK stesso, la corsia sperimentale conteneva ulteriori fasce che non sono state osservate nel campione di controllo yw , suggerendo che la procedura di purificazione ha recuperato potenziali proteine ​​che interagiscono con ERK. &quot;Src =&quot; / files / ftp_upload / 55804 / 55804fig1.jpg &quot;/&gt; Figura 1 : Preparazione delle gabbie di popolazione. ( A - D ) Una gabbia da 5 L, realizzata in un contenitore di plastica. ( A ) un contenitore di partenza. ( B ) Vista inferiore della gabbia a 5 L. ( C ) Vista superiore di 5 gabbia L con rete attaccata. ( D ) Assemblato 5 gabbia di L con una piastra di succo di mele da 15 cm, vista dall&#39;alto. ( E e F) Un foro da 3 pollici (76 mm) utilizzato per fori di foratura nel contenitore da 1 L. ( G , H ) Una gabbia da 1 L. ( G ) Vista superiore di una gabbia da 1 L con rete attaccata. ( H ) Assemblato 1 gabbia L con una piastra di succo di mela da 10 cm attaccata, vista in basso. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55804/55804fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <imgAlt = &quot;Figura 2&quot; class = &quot;xfigimg&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 55804 / 55804fig2.jpg&quot; /&gt; Figura 2 : Estrazione e purificazione di EGFP-ERK da embrioni. ( A ) Western blot che mostra l&#39;espressione di EGFP-ERK e ERK endogeno in un estratto preparato dalla linea transgenica arm-EGFP-ERK . La linea yw è stata usata come controllo . Verde, totale anticorpo ERK; Rosso, marcatore di peso molecolare. ( B ) Gel colorato argentato che mostra EGFP-ERK purificato e le proteine ​​associate. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55804/55804fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

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Medium-scale Preparation of Drosophila Embryo Extracts for Proteomic Experiments

L&#39;obiettivo di questo protocollo è quello di fornire un approccio semplice e poco costoso per la raccolta di embrioni di Drosophila a media scala (0,5-1 g) e la preparazione di estratti proteici che possono essere utilizzati nelle applicazioni proteomiche a valle, come la spettrometria di massa di purificazione-affinità (AP-MS ).

Preparazione su media scala di<em&gt; Drosophila</em&gt; Estratti di embrioni per esperimenti proteomici

Analysis of protein-protein interactions (PPIs) has become an indispensable approach to study biological processes and mechanisms, such as cell signaling, ...

medium-scale-preparation-drosophila-embryo-extracts-for-proteomic

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Medium-scale Preparation of Drosophila Embryo Extracts for Proteomic Experiments

7.8K Views.  University of Massachusetts Boston.  L'obiettivo di questo protocollo è quello di fornire un approccio semplice e poco costoso per la raccolta di embrioni di Drosophila a media scala (0,5-1 g) e la preparazione di estratti proteici che possono essere utilizzati nelle applicazioni proteomiche a valle, come la spettrometria di massa di purificazione-affinità (AP-MS ). 

Video: Medium-scale Preparation of Drosophila Embryo Extracts for Proteomic Experiments

Microbead Implantation in the Zebrafish Embryo

The zebrafish has emerged as a valuable genetic model system for the study of developmental biology and disease. Zebrafish share a high degree of genomic conservation, as well as similarities in cellular, molecular, and physiological processes, with other vertebrates including humans. During early ontogeny, zebrafish embryos are optically transparent, allowing researchers to visualize the dynamics of organogenesis using a simple stereomicroscope. Microbead implantation is a method that enables tissue manipulation through the alteration of factors in local environments. This allows researchers to assay the effects of any number of signaling molecules of interest, such as secreted peptides, at specific spatial and temporal points within the developing embryo. Here, we detail a protocol for how to manipulate and implant beads during early zebrafish development.

The zebrafish is an excellent model system for genetic and developmental studies. Bead implantation is a valuable tissue manipulation technique that can be used to interrogate developmental mechanisms by introducing alterations in local cellular environments. This protocol describes how to perform microbead implantation in the zebrafish embryo.

Microperla impianto nel zebrafish

The zebrafish has emerged as a valuable genetic model system for the study of developmental biology and disease. Zebrafish share a high degree of genomic ...

Ricerca

Biologia dello sviluppo

Preparation of Mitochondrial Enriched Fractions for Metabolic Analysis in Drosophila

Since mitochondria play roles in amino acid metabolism, carbohydrate metabolism and fatty acid oxidation, defects in mitochondrial function often compromise the lives of those who suffer from these complex diseases. Detecting mitochondrial metabolic changes is vital to the understanding of mitochondrial disorders and mitochondrial responses to pharmacological agents. Although mitochondrial metabolism is at the core of metabolic regulation, the detection of subtle changes in mitochondrial metabolism may be hindered by the overrepresentation of other cytosolic metabolites obtained using whole organism or whole tissue extractions. 
Here we describe an isolation method that detected pronounced mitochondrial metabolic changes in Drosophila that were distinct between whole-fly and mitochondrial enriched preparations. To illustrate the sensitivity of this method, we used a set of Drosophila harboring genetically diverse mitochondrial DNAs (mtDNA) and exposed them to the drug rapamycin. Using this method we showed that rapamycin modifies mitochondrial metabolism in a mitochondrial-genotype-dependent manner. However, these changes are much more distinct in metabolomics studies when metabolites were extracted from mitochondrial enriched fractions. In contrast, whole tissue extracts only detected metabolic changes mediated by the drug rapamycin independently of mtDNAs.

Preparation of Mitochondrial Enriched Fractions for Metabolic Analysis in Drosophila

Mitochondria play central roles in the regulation of metabolism and homeostasis. Subtle changes in mitochondrial metabolism that affect organismal physiology could be difficult to detect in whole organism metabolomics studies. Here we describe an isolation method that enhances the detection of subtle metabolic shifts in Drosophila melanogaster.

Preparazione di mitocondriali arricchiti frazioni per l&#39;analisi metabolica in<em&gt; Drosophila</em

Since mitochondria play roles in amino acid metabolism, carbohydrate metabolism and fatty acid oxidation, defects in mitochondrial function often ...

Imaging Subcellular Structures in the Living Zebrafish Embryo

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such imaging experiments in higher vertebrates such as mammals generally requires surgical access to the system under study. The optical accessibility of embryonic and larval zebrafish allows such invasive procedures to be circumvented and permits imaging in the intact organism. Indeed the zebrafish is now a well-established model to visualize dynamic cellular behaviors using in vivo microscopy in a wide range of developmental contexts from proliferation to migration and differentiation. A more recent development is the increasing use of zebrafish to study subcellular events including mitochondrial trafficking and centrosome dynamics. The relative ease with which these subcellular structures can be genetically labeled by fluorescent proteins and the use of light microscopy techniques to image them is transforming the zebrafish into an in vivo model of cell biology. Here we describe methods to generate genetic constructs that fluorescently label organelles, highlighting mitochondria and centrosomes as specific examples. We use the bipartite Gal4-UAS system in multiple configurations to restrict expression to specific cell-types and provide protocols to generate transiently expressing and stable transgenic fish. Finally, we provide guidelines for choosing light microscopy methods that are most suitable for imaging subcellular dynamics.

Imaging the dynamic behavior of organelles and other subcellular structures in vivo can shed light on their function in physiological and disease conditions. Here, we present methods for genetically tagging two organelles, centrosomes and mitochondria, and imaging their dynamics in living zebrafish embryos using wide-field and confocal microscopy.

Imaging strutture subcellulari nell&#39;embrione Living Zebrafish

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such ...

AFM and Microrheology in the Zebrafish Embryo Yolk Cell

Elucidating the factors that direct the spatio-temporal organization of evolving tissues is one of the primary purposes in the study of development. Various propositions claim to have been important contributions to the understanding of the mechanical properties of cells and tissues in their spatiotemporal organization in different developmental and morphogenetic processes. However, due to the lack of reliable and accessible tools to measure material properties and tensional parameters in vivo, validating these hypotheses has been difficult. Here we present methods employing atomic force microscopy (AFM) and particle tracking with the aim of quantifying the mechanical properties of the intact zebrafish embryo yolk cell during epiboly. Epiboly is an early conserved developmental process whose study is facilitated by the transparency of the embryo. These methods are simple to implement, reliable, and widely applicable since they overcome intrusive interventions that could affect tissue mechanics. A simple strategy was applied for the mounting of specimens, AFM recording, and nanoparticle injections and tracking. This approach makes these methods easily adaptable to other developmental times or organisms.

The lack of tools to measure material properties and tensional parameters in vivo prevents validating their roles during development. We employed atomic force microscopy (AFM) and nanoparticle-tracking to quantify mechanical features on the intact zebrafish embryo yolk cell during epiboly. These methods are reliable and widely applicable avoiding intrusive interventions.

AFM e Microrheology nella cella tuorlo embrione di pesce zebra

Elucidating the factors that direct the spatio-temporal organization of evolving tissues is one of the primary purposes in the study of development. ...

Effectiveness of the Air Stripping in Two Salmonid Fish, Rainbow Trout (Oncorhynchus Mykiss) and Brown Trout (Salmo Trutta Morpha fario)

Egg collection is one of the most crucial procedures during fish reproduction in salmonid hatcheries. Classic methods involve the use of hand massage on fish abdomens to expel the eggs. An alternative method uses the pressure of gas injected into the body cavity, which causes the subsequent release of the eggs. This method is believed to have less negative effects on both the welfare and egg quality of the broodstocks. Herein, we compare the results of air and hand stripping methods with respect to one-year survival and egg quantity and quality in two salmonid fish, rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) and brown trout (Salmo trutta morpha fario). Our results indicate that air stripping yielded a better quality of eggs and higher one-year survival rate in rainbow trout. In addition, air stripping resulted in lower mortality rate than the group subjected to hand stripping (25% vs. 35%). The pH and hatching rate of the hand stripped group was lower than those of the air stripped group. In the case of brown trout, the quality of eggs obtained by both hand and air-stripping methods was similar; however, the one-year losses in fish were higher in air stripped group (15% compared to 0% in hand stripped fish). Although the advantages of air stripping method over hand stripping in terms of egg quality might not be observed in all salmonid species, the air-stripping procedure might be a promising option to be adopted in hatcheries as it ensures a high level of reproducibility and efficiency.

Effectiveness of the Air Stripping in Two Salmonid Fish, Rainbow Trout Oncorhynchus Mykiss and Brown Trout Salmo Trutta Morpha fario

The principal aim of this study is to standardize and test the pneumatic method (air stripping) of collecting eggs in rainbow trout and brown trout. This method allows effective and simple collection of the eggs without the necessity of fish abdomen massage.

L'efficacia di Air Stripping in due di salmonidi, trota iridea (Oncorhynchus Mykiss) e la trota fario (Salmo Trutta Morpha fario)

Egg collection is one of the most crucial procedures during fish reproduction in salmonid hatcheries. Classic methods involve the use of hand massage on ...

Preparation of Drosophila Larval Samples for Gas Chromatography-Mass Spectrometry (GC-MS)-based Metabolomics

Recent advances in the field of metabolomics have established the fruit fly Drosophila melanogaster as a powerful genetic model for studying animal metabolism. By combining the vast array of Drosophila genetic tools with the ability to survey large swaths of intermediary metabolism, a metabolomics approach can reveal complex interactions between diet, genotype, life-history events, and environmental cues. In addition, metabolomics studies can discover novel enzymatic mechanisms and uncover previously unknown connections between seemingly disparate metabolic pathways. In order to facilitate more widespread use of this technology among the Drosophila community, here we provide a detailed protocol that describes how to prepare Drosophila larval samples for gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS)-based metabolomic analysis. Our protocol includes descriptions of larval sample collection, metabolite extraction, chemical derivatization, and GC-MS analysis. Successful completion of this protocol will allow users to measure the relative abundance of small polar metabolites, including amino acids, sugars, and organic acids involved in glycolysis and the TCA cycles.

Preparation of Drosophila Larval Samples for Gas Chromatography-Mass Spectrometry GC-MS-based Metabolomics

This protocol describes how to prepare Drosophila larvae for GC-MS-based metabolomic analysis.

Preparazione di campioni larvale della drosofila per spettrometria della cromatografia-massa del Gas (GC-MS)-base di metabolomica

Recent advances in the field of metabolomics have established the fruit fly Drosophila melanogaster as a powerful genetic model for studying animal ...

Probing Cell Mechanics with Bead-Free Optical Tweezers in the Drosophila Embryo

Morphogenesis requires coordination between genetic patterning and mechanical forces to robustly shape the cells and tissues. Hence, a challenge to understand morphogenetic processes is to directly measure cellular forces and mechanical properties in vivo during embryogenesis. Here, we present a setup of optical tweezers coupled to a light sheet microscope, which allows to directly apply forces on cell-cell contacts of the early Drosophila embryo, while imaging at a speed of several frames per second. This technique has the advantage that it does not require the injection of beads into the embryo, usually used as intermediate probes on which optical forces are exerted. We detail step by step the implementation of the setup, and propose tools to extract mechanical information from the experiments. By monitoring the displacements of cell-cell contacts in real time, one can perform tension measurements and investigate cell contacts&#39; rheology.

Probing Cell Mechanics with Bead-Free Optical Tweezers in the Drosophila Embryo

We present a setup of optical tweezers coupled to a light sheet microscope, and its implementation to probe cell mechanics without beads in the Drosophila embryo.

Tastatura meccanica delle cellule con pinzette ottiche senza tallone nell'embrione della drosofila

Morphogenesis requires coordination between genetic patterning and mechanical forces to robustly shape the cells and tissues. Hence, a challenge to ...

Minimally Invasive Embryo Transfer and Embryo Vitrification at the Optimal Embryo Stage in Rabbit Model

Assisted reproductive techniques (ARTs), such as in vitro embryo culture or embryo cryopreservation, affect natural development patterns with perinatal and postnatal consequences. To ensure the innocuousness of ART applications, studies in animal models are necessary. In addition, as a last step, embryo development studies require evaluation of their capacity to develop full-term healthy offspring. Here, embryo transfer to the uterus is indispensable to perform any ARTs-related experiment.
The rabbit has been used as a model organism to study mammalian reproduction for over a century. In addition to its phylogenetic proximity to the human species and its small size and low maintenance cost, it has important reproductive characteristics such as induced ovulation, a chronology of early embryonic development similar to humans and a short gestation that allow us to study the consequences of ART application easily. Moreover, ARTs (such as intracytoplasmic sperm injection, embryo culture, or cryopreservation) are applied with suitable efficiency in this species.
Using the laparoscopic embryo transfer technique and the cryopreservation protocol presented in this article, we describe 1) how to transfer embryos through an easy, minimally invasive technique and 2) an effective protocol for long-term storage of rabbit embryos to provide time-flexible logistical capacities and the ability to transport the sample. The outcomes obtained after transferring rabbit embryos at different developmental stages indicate that morula is the ideal stage for rabbit embryo recovery and transfer. Thus, an oviductal embryo transfer is required, justifying the surgical procedure. Furthermore, rabbit morulae are successfully vitrified and laparoscopically transferred, proving the effectiveness of the described techniques.

Assisted reproductive techniques (ARTs) are in continuous evaluation to improve outcomes and reduce the associated risks. This manuscript describes a minimally invasive embryo transfer procedure with an efficient cryopreservation protocol that allows the use of rabbits as an ideal animal model of human reproduction.

Trasferimento embrionale minimamente invasivo e vetrificazione embrionale nella fase embrionale ottimale nel modello Rabbit

Assisted reproductive techniques (ARTs), such as in vitro embryo culture or embryo cryopreservation, affect natural development patterns with perinatal ...

Live Imaging and Analysis of Muscle Contractions in Drosophila Embryo

Coordinated muscle contractions are a form of rhythmic behavior seen early during development in Drosophila embryos. Neuronal sensory feedback circuits are required to control this behavior. Failure to produce the rhythmic pattern of contractions can be indicative of neurological abnormalities. We previously found that defects in protein O-mannosylation, a posttranslational protein modification, affect the axon morphology of sensory neurons and result in abnormal coordinated muscle contractions in embryos. Here, we present a relatively simple method for recording and analyzing the pattern of peristaltic muscle contractions by live imaging of late stage embryos up to the point of hatching, which we used to characterize the muscle contraction phenotype of protein O-mannosyltransferase mutants. Data obtained from these recordings can be used to analyze muscle contraction waves, including frequency, direction of propagation and relative amplitude of muscle contractions at different body segments. We have also examined body posture and taken advantage of a fluorescent marker expressed specifically in muscles to accurately determine the position of the embryo midline. A similar approach can also be utilized to study various other behaviors during development, such as embryo rolling and hatching.

Live Imaging and Analysis of Muscle Contractions in Drosophila Embryo

Here, we present a method to record embryonic muscle contractions in Drosophila embryos in a non-invasive and detail-oriented manner.

Live Imaging e analisi delle contrazioni muscolari nell'embrione di Drosophila

Coordinated muscle contractions are a form of rhythmic behavior seen early during development in Drosophila embryos. Neuronal sensory feedback circuits ...

Thawing, Culturing, and Cryopreserving Drosophila Cell Lines

There are currently over 160 distinct Drosophila cell lines distributed by the Drosophila Genomics Resource Center (DGRC). With genome engineering, the number of novel cell lines is expected to increase. The DGRC aims to familiarize researchers with using Drosophila cell lines as an experimental tool to complement and drive their research agenda. Procedures for working with a variety of Drosophila cell lines with distinct characteristics are provided, including protocols for thawing, culturing, and cryopreserving cell lines. Importantly, this publication demonstrates the best practices required to work with Drosophila cell lines to minimize the risk of contaminations from adventitious microorganisms or from other cell lines. Researchers who become familiar with these procedures will be able to delve into the many applications that use Drosophila cultured cells including biochemistry, cell biology and functional genomics.

Thawing, Culturing, and Cryopreserving Drosophila Cell Lines

Drosophila cell lines are important reagents for both fundamental and biomedical research. This article provides protocols for thawing, subculturing, and the cryopreservation of commonly used Drosophila cell lines to assist researchers in incorporating the use of these reagents in their research.

Scongelamento, coltura e Cryopreserving linee di cellule di Drosophila

There are currently over 160 distinct Drosophila cell lines distributed by the Drosophila Genomics Resource Center (DGRC). With genome engineering, the ...