This study was funded by the Department of Surgery University of Vermont, Danish Council for Independent Research, and by the Odense University Hospital.

Gli animali sono stati alloggiati presso l&#39;Università di Vermont Animal Care Facility secondo orientamenti istituzionali. Tutti gli esperimenti su animali sono stati eseguiti in conformità con la Guida Nazionale delle Nazioni Unite per la cura e l&#39;uso degli animali da laboratorio. 1. Implantazione tubo intravesicale <ol><li> Preparazione di tubi e strumenti per la procedura chirurgica <ol><li> Tagliare un pezzo di PE10 da 7 cm per fare il catetere per l&#39;impianto. </li><li> Creare un flare ad una estremità del tubo PE10 lentamente avanzando l&#39;estremità verso una fiamma aperta. NOTA: estrarre rapidamente il tubo non appena il flesso si sviluppa. </li><li> Applicare tre gocce di colla calda a tutti gli usi, usando la regolazione a basso tenore di calore su una pistola a colla, a 4,5, 5 e 5,5 cm dall&#39;estremità svasata all&#39;esterno del tubo PE10. Questi aiutano a fissare il tubo alla schiena dell&#39;animale. ( Figura 1 ) </li><li> Sterilizzare il tubo ammollando nel 70%Etanolo e poi sciacquarlo con NaCl di 0.9% sterile prima dell&#39;uso. Lasciare il tubo riempito per evitare di introdurre bolle d&#39;aria nel sistema. </li><li> Creare una spina a 30 guarnizioni per sigillare l&#39;estremità del catetere PE10 separando un ago da 30 gauge dal mozzo manipolando manualmente il lato prossimale a lato. Applicare una goccia di colla calda alla fine. Assicurarsi che la guarnizione sia impermeabile. ( Figura 2 ) </li><li> Utilizzare i seguenti strumenti microchirurgici: due paia di microforceps curve Dumont # 7, due coppie di microforceps curve Dumont # 5, un ago da 21 G, un hemostato diretto ultrafine, micro forbici, forbici di dissezione e un porta micro ago. </li><li> Sterilizzare tutti gli strumenti prima di avviare la procedura. </li></ol></li><li> Preparazione dell&#39;animale <ol><li> Dopo aver anestetizzato l&#39;animale, prima raggruppa la metà inferiore dell&#39;addome, poi girate l&#39;animale in preda e raschiate e pulite l&#39;area sul dorso superiore con alcol al 70% seguito da betadina. Applicare unguento veterinario agli occhi per prevenire la secchezza. Successivamente, utilizzare una coppia di forbici dritti e sbucciate e un paio di microforceps curve Dumont # 7 per eseguire una incisione cutanea di 1,5 cm tra la scapola e mettere l&#39;animale supino sopra un tappetino riscaldante (37 ° C) ricoperto di drappi sterili. </li><li> Infine, pulire l&#39;addome con alcool e betadina. </li></ol></li><li> Operazione chirurgica NOTA: eseguire tutte le procedure chirurgiche sotto un microscopio operativo con ingrandimento variabile da 3.15X a 20X. Dopo aver posizionato l&#39;animale sui teli sterili, indossare guanti sterili. Continuare a utilizzare procedure sterili durante l&#39;intero intervento chirurgico. <ol><li> Posizionare l&#39;animale in una scatola di induzione e anestetizzarsi usando 2% di isoflurano inalato con un supporto ossigeno (1 L / min). Mantenere l&#39;anestesia in tutta la procedura, posizionando la testa dell&#39;animale in un cono di naso e utilizzando il 2% di isoflurano inalato con un portatore di ossigeno (1 L / min). Inizia l&#39;intervento chirurgico dopo aver ricevuto un negRisposta dal test di pizzicotto. </li><li> Utilizzare una coppia di forbici dritti e sbattute e un paio di microforceps curve Dumont # 7 per fare una incisione addominale inferiore inferiore di 1,5 cm, attraverso la pelle. Successivamente, creare un&#39;incisione corrispondente attraverso la fascia lungo la linea alba e il muscolo per esporre la cupola e la metà superiore della vescica urinaria. Evitare di danneggiare la vescica applicando la trazione verso l&#39;alto a ciascun strato di tessuto usando una coppia di microforceps curve Dumont # 7. Tenere la viscera addominale dall&#39;essiccazione aggiungendo gocce di calda fisiologica salina. </li><li> Ruotare l&#39;animale sul suo fianco per accedere all&#39;incisione sulla nuca del collo. Spingere un hemostat stretto sottocutaneo anche se l&#39;incisione. Il canale sottocutaneo dovrebbe iniziare sul retro e continuare lungo il lato. </li><li> Una volta che la punta dello strumento raggiunge il fondo della gabbia toracica, ruotare la punta verso la linea mediana e dentro l&#39;addome (ci sarà un leggero pop quando piercing i muscoli della parete addominale). Continuare a far avanzare l&#39;emostato fino a quando la punta viene esposta all&#39;incisione addominale sotto lo strato muscolare. ( Figura 3 ) </li><li> Afferrare l&#39;estremità &quot;non sporgente&quot; del tubo con l&#39;hemostat e ritirare lentamente l&#39;utensile, tirando l&#39;estremità del tubo attraverso l&#39;incisione sul retro del collo. Regolare l&#39;estremità svasata del tubo in modo che si trovi direttamente sopra la cupola della vescica. </li><li> Fare una cravatta allentata di sutura monofilamento 6-0 (non assorbibile) e metterla in cima alla cupola della vescica. Questa cravatta verrà utilizzata in seguito per fissare il tubo nella vescica. </li><li> Mettere un piccolo rotolo di tessuto privo di lanugine nell&#39;addome e dietro la vescica per aiutare a stabilizzarlo e ad elevarlo. </li><li> Preparatevi di inserire l&#39;estremità svasata del catetere PE10 nella vescica. <ol><li> Nella mano non dominante, tenere la cupola della vescica con le microforceps curve Dumont # 7 e mantenere questa presa fino a quando il catetere è collocato nella vescica. </li><li> Usare un ago da 21 gaugeO fare una cistotomia nell&#39;apice della cupola. Procuratevi delicatamente la cistotomia con una coppia chiusa di microforceps curvilinee # 5 per assicurarvi che il catetere possa facilmente passare attraverso il foro. </li><li> Tenendo ancora la cupola della vescica nella mano non dominante, mettere l&#39;estremità svasata del catetere PE10 nella vescica (spingere il flare verso il basso fino al collo della vescica in modo che non scivoli mentre si blocca). </li><li> Legare la sutura monofilamento 6-0 intorno alla cupola della vescica e del tubo con il legame posto anteriormente al tubo. Assicurarsi di legare la sutura come alta su la vescica per evitare di ridurre artificialmente la capacità della vescica. ( Figura 4 ) </li><li> In alternativa, fissare il catetere utilizzando una sutura stringa borsa come segue. Effettuare una sutura della corda della borsa sciolti sulla cupola della vescica usando il monofilamento 6-0. Seguire i punti 1.3.8.1 - 1.3.8.3 per eseguire la cistotomia e inserire il catetere. Fissare il tubo legando la sutura della corda della borsa. ( Figura 5 )</li></ol></li><li> Verificare la chiarezza e la tenuta del tubo nella vescica collegando una siringa da 0,5 ml di insulina con un ago da 30 gauge all&#39;estremità distale del tubo. Riempire lentamente la vescica con 0.1 - 0.2 mL di NaCl 0.9% fino a quando una goccia compare all&#39;orecchio uretrale, quindi svuotare la vescica aspirando. È importante che la vescica sia riempita e svuotata. </li><li> Se non si verificano perdite alla cupola, incatenare la vescica con un paio di microforceps curve e tirare delicatamente il tubo finché il flare non si appoggia all&#39;interno della cupola della vescica. </li><li> Prima di chiudere, rimuovere il piccolo rotolo di tessuto e assicurarsi che la vescica sia nella sua posizione normale. </li><li> Chiudere la parete addominale in due strati (muscolo e pelle) con sutura da 6-0. È preferibile approssimare il muscolo retto addominale suturando solo i bordi della fascia addominale anteriore (parete anteriore della guaina rectus). </li><li> Per proteggere il tubo negli animali, con delicatezzaL&#39;animale sul suo addome. Inserire la porzione sottocutanea dell&#39;ancora metallica nell&#39;incisione interscapolare. ( Figura 12 ) Utilizzare una sutura da 6-0 per fissare il tubo e ancorare circondandoli con una sutura a materasso verticale. </li><li> Assicurarsi che una bolla di colla rimanga sopra e sotto la pelle per evitare che il tubo si estrae. Tagliare il tubo di circa 2 cm sopra la pelle. </li><li> Inserire delicatamente la spina a 30 gauge (punto 1.1.5) nell&#39;estremità del tubo per evitare che l&#39;urina venga fuoriuscita. </li></ol></li><li> Iniettare 0,5 ml di NaCl 0,9% per via sottocutanea per l&#39;idratazione. Dare analgesia postoperatoria subito dopo l&#39;intervento chirurgico e mantenere per 48 h. <ol><li> Riporre l&#39;animale nella sua gabbia posta sotto una lampada a infrarossi. Mantenere un&#39;osservazione costante finché l&#39;animale non si muove liberamente sulla gabbia. </li></ol></li><li> Monitorare l&#39;animale quotidianamente e lasciarlo recuperare per 5 giorni prima della registrazione. </li></ol> 2. Svegliatevi della cistiRegistrazione di ometria <ol><li> Preparazione del programma di registrazione, trasduttore di pressione e pompa di infusione. <ol><li> Prima di anestetizzare l&#39;animale, collegare la pompa di infusione, il trasduttore di pressione e la girante 22 G utilizzando tubi PE50. ( Figura 6 ) </li><li> Aprire il programma di registrazione (vedere tabella dei materiali per un esempio), su un computer per calibrare la pressione del sistema e prepararsi alla registrazione. Assicurarsi di utilizzare le stesse impostazioni durante la calibrazione e la registrazione. <ol><li> Riempire una siringa da 20 ml con 10-15 ml di temperatura ambiente 0,9% NaCl e caricare nella pompa di infusione. Programmare la pompa per infondere ad una velocità di 0,6 mL / h. </li><li> Fissare il trasduttore di pressione alla stessa altezza della vescica animale o del fondo della gabbia di registrazione. </li><li> Fissare il girevole a 22 giri fino alla fine del trasduttore di pressione (PE50 - tubo - trasduttore di pressione a girevole) NOTA: Il girevole è usato per impedire che il tubo si torsi o si sbatteL&#39;animale si muove. </li><li> Avanzate la pompa della siringa per scorrere lo 0,9% di NaCl attraverso il sistema. Accertarsi di rimuovere tutte le bolle d&#39;aria prima della calibrazione. </li><li> Con il programma di registrazione in esecuzione, utilizzare un righello per calibrare la pressione (cm / H 2 O). Spostare lentamente l&#39;estremità del telaio PE50 da 0 a 30 cm. Regolare lo zero se necessario. NOTA: Il contrassegno di 0 cm dovrebbe essere al medesima altezza del pavimento della gabbia di registrazione e del trasduttore di pressione. </li></ol></li><li> Sospendere il girevole a 22 giri sopra al centro della gabbia di registrazione. Assicurarsi che il fondo della gabbia consente l&#39;urina a cadere sul dispositivo di raccolta del bilanciere posizionato sotto la gabbia. Regolare l&#39;altezza del tirante in modo che il mouse possa muoversi liberamente intorno alla gabbia senza sforzarsi o allungare il tubo. ( Figura 7 ) </li><li> Al termine, verificare che il sistema e tubi PE50 esterni siano pieni di NaCl 0.9% e tutte le bolle d&#39;aria sono state rimosse. </li></ol></li><li> PrepL&#39;animale per la registrazione <ol><li> Anestetizzare l&#39;animale con 2% di isoflurano inalato e metterlo sul suo addome. Rimuovere la spina da 30 gauge e far scorrere il tubo PE10 (catetere della vescica) nell&#39;estremità del telaio PE50. Utilizzare la colla a caldo per formare una tenuta stagna. </li><li> Disattivare l&#39;anestesia e mettere l&#39;animale nella registrazione tramite un pavimento a filo parallelo, che permetterà che l&#39;urina scenda direttamente su un dispositivo di raccolta posto in cima ad un bilanciamento analitico. ( Figura 7 ) </li><li> Avviare la registrazione una volta che l&#39;animale si trova nella gabbia, ma non inizia a infondere. Monitorare l&#39;animale fino a recuperare completamente dall&#39;anestesia. Una volta che la pressione della vescica si stabilizza, iniziare a infondere 0,9% di NaCl ad una velocità di 0,6 mL / h. NOTA: Fare una nota nel programma di registrazione quando vengono apportate modifiche. È importante avere un record di quando l&#39;infusione inizia, si arresta o si verificano irregolarità. </li><li> Controllare il sistema per perdite e assicurarsi che l&#39;animale abbia facilitàAl cibo e all&#39;acqua. </li><li> Continuare a registrare in una stanza tranquilla fino a ottenere tre cicli di riproduzione riproducibili. NOTA: L&#39;animale deve essere completamente disturbato durante la registrazione. Preferibilmente, utilizzare monitoraggio video remoto per osservare il comportamento. </li></ol></li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Materiale ottimale e dimensione del tubo intravesicale Per determinare il diametro del tubo di effetto sulle registrazioni a pressione, abbiamo provato diversi tubi microfluidici; PE50 (0,58 mm ID), poliuretano PU027 (0,4 mm ID), PE25 (0,46 mm ID) e PE10 (0,28 mm ID). Per ogni tubo, la pressione è stata registrata con la pompa di infusione in esecuzione a 1 mL / h, mentre si muove rapidamente il tubo verticalmente da 0 a 30 cm. Gli esperimenti iniziali in vivo hanno tentato di utilizzare tubi PE50, ma non erano riusciti a causa della dimensione del tubo rispetto alla vescica del topo ( Figura 4A ). Mentre questo supporta la ricerca di Smith e Kuchel, che suggeriscono che l&#39;utilizzo di tubi PE50 per la cistometria sveglia in un topo crea manufatti, rendendo difficile l&#39;interpretazione dei dati, 12 è importante notare che altri hanno utilizzato con successo PE50 tubi in entrambi svegli non ristretti , Svegliato e cistometria del mouse anestetizzato. 9 , &lt;Sup = &quot;xref&quot;&gt; 13 , 14 Rispetto a PE50, PE10 è più flessibile, riducendo la quantità di tensione che il tubo applica alla vescica mentre il topo si muove, riducendo gli artefatti di movimento. È importante che la sezione di PE10 sia il più breve possibile (≤ 7 cm). La tubazione PE10 più lunga porta ad una maggiore probabilità che la lettura della pressione venga smorzata. Anche se esiste un vantaggio teorico nell&#39;utilizzare un materiale morbido e più bio-inerte come PU per l&#39;impianto intravesicale per diminuire la reazione infiammatoria, non ha comportato una significativa differenza di gonfiore post-operatorio della vescica. Inoltre, le prove che hanno utilizzato il tubo in PU più morbido, sono stati associati a colpi e tamponi. Effetti della chirurgia sulla contrattilità e il gonfiore della parete della vescica Fino ad ora i dati sulla funzione della vescica e sul gonfiore della parete della vescica, dopo l&#39;impianto di un tubo intravesico, erano disponibili solo per i ratti. Secondo i precedenti sLa frequenza della micturition era più bassa e la frequenza della micturition era più alta nei giorni postoperatori 1 - 3. 15 È stato anche dimostrato che le alterazioni della funzione vescicale del ratto sono state associate a un rigido gonfiore della vescica, con l&#39;edema che comincia a diminuire dopo 3 giorni. 16 Per ottenere una migliore comprensione della variazione della funzione della vescica urinaria, gonfiore della parete della vescica e riparazione della linea temporale di maschi C57BL / 6 che si verificano dall&#39;impianto del tubo PE10, è stata valutata la frequenza di svuotamento comportamentale di 12 ore utilizzando il metodo di registrazione della carta filtrante . Dopo l&#39;ultima registrazione, il mouse è stato anestetizzato e la vescica è stata accuratamente valutata, raccolta, fissata e valutata istologicamente. Nei giorni 1 e 2 del post-intervento la frequenza di annidamento è diminuita e la comparsa è aumentata, seguita da un aumento del vuoto al giorno 3. Il comportamento di cancellazione normalizzato al giorno 5. La valutazione lenta delle vesciche durante la raccolta e la seguente colorazione H &amp; E ha rivelato l&#39;importo maggioreDel gonfiore suburoletale al giorno 2 e 3 postoperatorio, con le vesciche che risultano simili alle urti di controllo al giorno 5 e 7 dopo l&#39;impianto del tubo. Simile agli studi clinici urodinamici, la maggioranza dei laboratori ha utilizzato la temperatura ambiente 0,9% NaCl. 11 Il tasso di infusione negli studi precedenti varia notevolmente da 10 μL / min a 100 μL / min. 17 , 18 Non è stato fatto uno studio che confronta gli effetti dei diversi tassi di infusione sulla funzionalità della vescica in un topo, tuttavia i dati ottenuti negli studi sugli animali più grandi suggerivano che venissero utilizzati tassi di riempimento più lenti. A causa del piccolo volume della vescica del mouse, le pompe peristaltiche non sono adatte e è necessaria una pompa di infusione del meccanismo continuo. Le registrazioni FC più accurate e utilizzabili bilanciano la buona trasmittanza delle variazioni nella pressione con manufatti limitati. I risultati ottenuti conUn corto segmento di tubo PE10 collegato direttamente alla PE50 forniva una misurazione precisa della pressione nella vescica urinaria. Le fluttuazioni di pressione causate dal movimento animale possono essere limitate ancorando il tubo alla pelle al punto in cui esce dalla nuca del collo ( figure 12 e 13 ). Ciò può essere ottenuto con l&#39;uso di bolle di colla e di un ancoraggio speciale costituito da una piastra rivestita in tessuto metallico posta sotto forma di sottocutaneo e il pezzo esterno attaccato alla molla metallica che copre il tubo. Metodi aggiuntivi per impedire il tubo di tirare sulla vescica includono la creazione di una traccia sottocutanea curva per la parte interna del tubo PE10, che fornisce lo slack nel tubo, e utilizzando un girevole e il legamento, che impediscono la torsione e il tintinnio. Sulla base della letteratura e delle prove fornite da questi studi, si raccomandano le seguenti fasi per fornire il metodo più riproducibile e fisiologicamente accurato per in vivoRegistrazione della pressione intravesica in un topo. Utilizzare un microscopio operativo e strumenti microchirurgici per implantare il catetere nella cupola della vescica urinaria. Consentire un periodo di recupero di 5 giorni tra la chirurgia e la registrazione. Acclimatare l&#39;animale nella stessa gabbia che la registrazione sarà eseguita e fornire l&#39;accesso libero al cibo e all&#39;acqua. Eseguire l&#39;esperimento in un ambiente tranquillo con un minimo contatto umano, utilizzare idealmente il monitoraggio video remoto per osservare il comportamento dell&#39;animale.

La cistometria di riempimento (FC) è un metodo diagnostico che prevede l&#39;inserimento di un catetere nella vescica urinaria per registrare la pressione durante il riempimento lento della vescica. Introdotto per la prima volta nel 1927 come metodo diagnostico clinico per valutare la funzione del tratto urinario inferiore, è rimasto ampiamente utilizzato. 1 Nelle applicazioni di ricerca, FC può essere utilizzato per testare la funzione vescicale nei modelli animali sani e malati e per studiare gli effetti degli agenti farmacologici. I modelli animali roditori sono comunemente usati per indagare la funzione del tratto urinario inferiore. 2 In questo gruppo di mammiferi, FC è stato sviluppato per l&#39;uso in ratti. 3 Qui, la metodologia per implantare un tubo nella vescica urinaria e eseguire FC è stata ben descritta e utilizzata da molti ricercatori con un livello accettabile di riproducibilità. 4 La disponibilità di ceppi di origine transgenica e di colata rendono i topi una specie preziosa per numerose aree di ricerca,Compreso il campo della disfunzione del tratto urinario inferiore. La metodologia utilizzata per eseguire la cistometria del mouse varia notevolmente tra i laboratori, rendendo difficile il confronto dei risultati. 5 Rispetto ai modelli ex vivo , FC conserva l&#39;anatomia del tratto urinario inferiore, consentendo di valutare la funzione coordinata tra la vescica e la sua uscita durante le fasi di stoccaggio e di annullamento del ciclo di micturition. Precedenti ricerche dimostrano che numerosi, comunemente usati anestetici sopprimono la contrazione della micturition. Agenti che conservano la contrazione muscolare liscia della vescica urinaria (uretano, α-cloralosio, ketamina e xilazina), consentendo all&#39;animale di micturate, riducono ancora significativamente la capacità funzionale della vescica e sopprimono la neurotrasmissione. 6 , 7 , 8 , 9 Anche se tecnicamente più impegnativo, FC ha eseguito in awGli animali ambulanti ake conservano l&#39;integrità funzionale del riflesso della micturition. La funzione del tratto urinario inferiore è influenzata da diversi fattori, tra cui il gonfiore della parete della vescica post-operatoria, lo stress causato dal dolore e dal disagio e dalle influenze ambientali. Utilizzando una tecnica chirurgica che riduce al minimo i danni dei tessuti durante l&#39;impianto di tubi e metodi di registrazione che riducono il movimento del tubo, permettendo allo stesso tempo l&#39;animale ad ambulare liberamente, sono essenziali per ottenere registrazioni accurate e riproducibili. Se eseguito in modo adeguato, in vivo FC in animali liberamente in movimento può fornire dati che riflettono affidabilmente la funzione fisiologica della vescica. 10 FC in animali liberamente in movimento possono fornire dati sui seguenti parametri; Pressione basale o basale: pressione minima tra due micturition. Pressione intermittente: pressione media tra due micturition. Pressione soglia: pressione intravesica immPrima della micturition. Pressione massima: pressione massima della vescica durante un ciclo di micturition. Attività spontanea (o pressione media oscillatoria intermedia): pressione dell&#39;intermitturazione minus pressione basale. Contrazioni non vuote: aumento della pressione intravesica durante la fase di riempimento, non associata al rilascio di fluido. Compatibilità della vescica: capacità della vescica divisa per pressione di soglia minus pressione basale. Frequenza di micturition: numero di micturitions per unità di tempo. Intervallo di intermittenza: Periodo tra due pressioni di vuoto massime. Capacità della vescica: volume infuso diviso per il numero di micturition. Una descrizione dettagliata di questi parametri e terminologia standardizzata è stata precedentemente pubblicata. 11 FC può essere eseguito usando un metodo di infusione intravesica a ciclo continuo o singolo ciclo. La cistometria continua permette di registrare più cicli di micturition e di scegliere i dati rappresentativi basatiSulla riproducibilità. La sua precisione nella misurazione della capacità della vescica è limitata a causa del volume residuo sconosciuto. Inoltre, è impegnativo raccogliere piccoli volumi vuoti (che a base di ceppo e sesso variano da 30 a 184 μL) nei topi liberamente ambulanti. Utilizzando questo metodo per registrare il volume vuoto è meno accurato rispetto ad una preparazione anestetizzata, ma è superiore in quanto evita gli effetti soppressivi degli anestetici sulla funzione della vescica. La cistometria a ciclo unico deve essere utilizzata per valutare la capacità della vescica. In questo metodo la vescica viene svuotata mediante aspirazione prima dell&#39;infusione e la capacità viene calcolata in funzione della velocità di infusione moltiplicata per il tempo alla massima pressione. Sebbene sia stata pubblicata la tecnica di esecuzione della cistometria nei piccoli roditori, ha descritto l&#39;intervento eseguito in un topo e ha raccomandato che la cistometria del mouse dovrebbe essere eseguita sotto anestesia uretanica. 10 L&#39;obiettivo di questa comunicazione è tO descrivere sia le tecniche microchirurgiche usate per l&#39;impianto di un tubo intravesico nella cupola della vescica urinaria e la configurazione sperimentale utilizzata per registrare la funzione del tratto urinario inferiore, in vivo , durante il riempimento continuo della vescica e la micturition in un topo sveglio liberamente in movimento. Inoltre, sono stati eseguiti esperimenti per affrontare come la lunghezza del tubo, il diametro e il materiale, nonché la metodologia per eseguire in vivo FC, influenzano la registrazione. Questo protocollo sperimentale riassume le tecniche precedentemente pubblicate e propone una serie di modifiche basate sui risultati sperimentali.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="946">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Polyethylene (PE) 10 tubing</td>
			<td style="width:259px;">Instech</td>
			<td style="width:119px;">BTPE-10</td>
			<td style="width:191px;">Fits 30G connectors/plugs</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Polyethylene (PE) 50 tubing</td>
			<td style="width:259px;">Instech</td>
			<td style="width:119px;">BTPE-50</td>
			<td>Fits 22G connectors/plugs</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">22ga single channel stainless steel swivel</td>
			<td style="width:259px;">Instech</td>
			<td style="width:119px;">375/22</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">High Carbon Steel Utility Extension Spring (9/64&#34; OD)</td>
			<td style="width:259px;">Grainger</td>
			<td style="width:119px;">1NAH1</td>
			<td>Protects PE50 tubing - Cut to length</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">22G connector</td>
			<td style="width:259px;">Instech</td>
			<td style="width:119px;">SP22/12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Yutaoz Professional Hot Melt Adhesive Glue Gun</td>
			<td style="width:259px;">Yutaoz</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Use low temperature setting (100&#176;C) - Any hot melt glue gun with an adjustable temperature range will work</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Surebonder DT-2010 all purpose glue stick</td>
			<td style="width:259px;">Surebonder</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Any all purpose hot glue will work</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Dumont #5 curved microforceps</td>
			<td style="width:259px;">World Precision Instruments</td>
			<td align="right">500232</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Dumont #7 curved microforceps</td>
			<td style="width:259px;">World Precision Instruments</td>
			<td align="right">14188</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Mini dissecting scissors - straight</td>
			<td style="width:259px;">World Precision Instruments</td>
			<td align="right">503240</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Micro mosquito forceps (12.5cm)</td>
			<td style="width:259px;">World Precision Instruments</td>
			<td align="right">500451</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dissecting scissors - straight</td>
			<td style="width:259px;">World Precision Instruments</td>
			<td align="right">14393</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Castroviejo Needle Holder</td>
			<td style="width:259px;">World Precision Instruments</td>
			<td align="right">503258</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Isoflurane, USP</td>
			<td style="width:259px;">Phoenix</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>2%, 1 L/min flow rate</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Buprenorphine</td>
			<td style="width:259px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>0.05mg/kg</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">0.9% Sodium Chloride Irrigation, USP</td>
			<td style="width:259px;">Baxter</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">6-0 Ethilon black monofilament, non-absorbable suture</td>
			<td style="width:259px;">Ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Bladder tie</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">6-0 Vicryl violet braided, absorbable suture</td>
			<td style="width:259px;">Ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Muscle suture, running</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">6-0 Prolene blue monofilament, non-absorbable suture</td>
			<td style="width:259px;">Ethicon</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Skin suture, vertical mattress, buried interrupted</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">KD Legato 210 infuse/withdraw pump</td>
			<td style="width:259px;">KD Scientific</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>1.5ml/hr</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Disposable pressure transducer</td>
			<td style="width:259px;">Digitimer</td>
			<td style="width:119px;">NL108T2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Pressure Amplifier</td>
			<td style="width:259px;">Digitimer</td>
			<td style="width:119px;">NL108A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Power1401-3 data acquisition interface</td>
			<td style="width:259px;">Digitimer</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Spike2&#160;</td>
			<td style="width:259px;">Cambridge Electronic Design Limited</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>PC pressure recording software</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:379px;">Leica MZ6 surgical operating microscope (3.2-20X)</td>
			<td style="width:259px;">Leica Microsystems</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Magnification</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

evaluating the procedure for performing awake cystometry in a mouse model

La revoca della cistometria è stata utilizzata da molto tempo per valutare la funzionalità della vescica in topi liberamente spostati, tuttavia i metodi specifici utilizzati variano tra i laboratori. Lo scopo di questo studio era quello di descrivere la procedura microchirurgica impiegata per l&#39;impianto di un tubo intravesico e la tecnica sperimentale per la registrazione della pressione vescicale urinaria in un topo sveglio, in movimento libero. Inoltre, vengono presentati dati sperimentali per mostrare come la chirurgia, così come il tipo e la dimensione del tubo, influenzano la funzione del tratto urinario inferiore e la sensibilità di registrazione. L&#39;effetto del diametro del tubo sulla registrazione a pressione è stato valutato sia in tubo di polietilene e poliuretano con diversi diametri interni. Successivamente, il tubo più performante di entrambi i materiali è stato impiantato chirurgicamente nella cupola della vescica urinaria dei topi maschi C57BL / 6. La frequenza di micturition di 12 ore, durante la notte, è stata registrata in animali sani e intatti e animali 2, 3, 5 e 7 giorni dopo la chirurgia. Al raccolto, vesciche wSono stati valutati per segni di gonfiore utilizzando osservazione lorda e successivamente sono state trattate per l&#39;analisi patologica. Il più grande grado di gonfiore della vescica è stato osservato nel giorno 2 e 3, che è correlato con i dati comportamentali di annullamento che evidenziano una significativa riduzione della funzionalità della vescica. Al giorno 5, l&#39;istologia della vescica e la frequenza di annullamento erano normalizzati. Sulla base della letteratura e delle prove fornite dai nostri studi, proponiamo le seguenti fasi per la registrazione in vivo della pressione intravesica e del volume annullato in un mouse sveglio: 1) eseguire l&#39;intervento chirurgico utilizzando un microscopio operativo e strumenti microchirurgici, 2) utilizzare polietilene-10 Tubazioni per ridurre al minimo gli artefatti di movimento e 3) eseguire cistometria al giorno 5 postoperatorio, quando si risolve il gonfiore della vescica.

Non c&#39;era alcuna differenza significativa tra i materiali di tubo e i diametri nella consistenza dell&#39;ascesa di pressione e cadere all&#39;interno del sistema durante l&#39;occlusione del tubo. L&#39;impianto di tubo intravesicale post-gonfiore della parete della vescica era significativo per i materiali di polietilene (PE) e poliuretano (PU). Il giorno 2 si è sviluppata una rigonfiata gonfiore sottocutaneo. Ha occupato la metà della sezione trasversale della vescica, portando ad ostruzione del lumen. Il giorno 5, l&#39;edema si è risolto completamente, lasciando le aree submucosali infiltrate con cellule infiammatorie che hanno in parte invaso la muscularis. Il 7 ° giorno, l&#39;infiltrazione infiammatoria è stata ridotta in modo significativo e l&#39;istologia della parete della vescica è tornata alla normalità ( Figura 8 ). Il più grande grado di gonfiore dei tessuti osservato nei giorni 2 e 3 si è correlato con i dati di voiding comportamentali che mostrano una funzione vescicale significativamente compromessa ( Figura 9 ). Frequenza di annullamento normalizzata da po<html> Giorno operativo 5. La pressione intravesica in un topo sveglio liberamente movente (con manufatti di movimento minimi) è caratterizzata da una pressione di base di 10-15 cm H 2 O, che può rimanere invariata o aumentare progressivamente per non più di 10 cm H2O durante il ciclo di riempimento , Seguita da un aumento improvviso e pulsatile della pressione e poi diminuisce durante il vuoto ( figure 10 e 11 ). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig1.jpg" /> Figura 1: Tubo PE10 per l&#39;impianto nella vescica urinaria. ( A ) Un tubo di PE10 da 7 cm con gocce di colla calda a 4,5, 5 e 5,5 cm dall&#39;estremità svasata. ( B e C ) Un&#39;immagine dettagliata che mostra l&#39;estremità svasata del tubo (utilizzato per fissare il tubo in vescica).Es / ftp_upload / 55588 / 55588fig1large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. <img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig2.jpg" /> Figura 2: Spina per la parte esterna della tubazione della vescica PE10. La spina è fatta da un ago da 30 G e da una colla a caldo. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55588/55588fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig3.jpg" /> Figura 3: Corso della tubazione della vescica. Schema lineare che illustra il posizionamento del tubo attraverso l&#39;addome e la sua via sottocutanea verso la nuca del collo. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55588/55588fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vederlo più grande</a>Versione di questa figura. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig4.jpg" /> Figura 4: Confronto della vescica / tubo e passaggi utilizzati per inserire e fissare il tubo utilizzando una sutura monofila perdita. Fotografie intraoperative che raffigurano: ( A ) Foto che confronta PE50 e PE10 con una vescica urinaria. ( B ) Un piccolo ciclo di sutura monofilamento 6-0 disposto intorno alla vescica. Un paio di microforceps # 5 blocca la cupola della vescica mentre un ago da 21 G è usato per fare la cistotomia. ( C ) Senza rilasciare la cupola della vescica, una coppia di microforceps # 5 nella mano opposta sonde il foro prima di inserire il catetere PE10. ( D ) catetere PE10 fissato nella cupola della vescica con sutura monofilamento 6-0. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55588/55588fig4large.jpg" target="_blank">Per favore clicca qui</a>Per visualizzare una versione più grande di questa figura. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig5.jpg" /> Figura 5: Una sutura della stringa della borsa può essere usata come metodo alternativo per il fissaggio del tubo nella vescica. ( A ) Sutura della corda della borsa nella cupola della vescica. ( B ) Tubo PE10 inserito attraverso un centro della cordicella. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55588/55588fig5large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig6.jpg" /> Figura 6: Impostazione sperimentale. Siringa contenente 0.9% NaCl nella pompa di infusione collegata in serie al trasduttore di pressione e catetere intravesico. Lo schermo del computer in basso a destra mostra tre mict riproducibiliCicli di uritura. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55588/55588fig6large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig7.jpg" /> Figura 7: Impostazione di registrazione sperimentale. ( A ) 22 G girevole sospeso su una gabbia di registrazione e l&#39;equilibrio. ( B ) Fotografia che mostra tutta la lunghezza della porzione esterna del tubo di infusione con un girevole 22 G e una fascetta PE50. ( C ) Un girevole 22 G con una guaina a molla che copre il tubo PE50. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55588/55588fig7large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 8" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig8.jpg" /> Figura 8: Valutazione Istologica del ReSponse della parete della vescica urinaria ad un tubo PE10 impiantato. Sezioni trasversali della vescica urinaria colorate con ematoxilina ed eosina (H &amp; E) prima, 2, 3, 5 e 7 giorni dopo l&#39;intervento chirurgico. Il gonfiore della parete della vescica risolto nel giorno postoperativo 5. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55588/55588fig8large.jpg" target="_blank">Clicca qui per</a> visualizzare <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55588/55588fig8large.jpg" target="_blank">una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 9" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig9.jpg" /> Figura 9: Valutazione della funzionalità della vescica usando il saggio a vuoto. Punti di urina su carta filtrante con luce UV che documentano il modello di micturition rappresentativo nel giorno 0 (prima dell&#39;impianto a tubo), 2, 3, 4, 5 e 7 impianto post-intravesico. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55588/55588fig9large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> Figura 10: Cistometrogramma. Rappresentante traccia della pressione vescicale intravesica in un topo sveglio, liberamente in movimento. Traccia che mostra 3 cicli di micturition riproducibili. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55588/55588fig10large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 11" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig11.jpg" /> Figura 11: fase di micturition. Traccia che descrive la fase di micturition con oscillazioni ad alta frequenza durante l&#39;incremento iniziale della pressione, della pressione di picco e di una rapida caduta di pressione alla linea di base. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55588/55588fig11large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> Figura 12: Ancoraggio del tether. ( A ) Ancora utilizzata per fissare il catetere PE10 nell&#39;animale e impedire che il tubo venga spalmato sulla vescica. Il disco è fissato alla guaina della molla. ( B ) Catetere interno PE10 collegato al tubo esterno PE50. <a href="https://ecsource-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/55588/55588fig12large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 13" src="/files/ftp_upload/55588/55588fig13.jpg" /> Figura 13: Ancoraggio girevole. Porzione sottocutanea dell&#39;ancora costituita da ( 1 ) un disco in tessuto e ( 2 ) un anello metallico.

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Evaluating the Procedure for Performing Awake Cystometry in a Mouse Model

Questo studio descrive le procedure chirurgiche e le tecniche sperimentali per eseguire la cistometria sveglia in un mouse in movimento. Inoltre, fornisce prove sperimentali per sostenere la sua ottimizzazione e standardizzazione.

Valutazione della procedura per eseguire la cystometria sveglia in un modello di mouse

Awake filling cystometry has been used for a long time to evaluate bladder function in freely moving mice, however, the specific methods used, vary among ...

evaluating-procedure-for-performing-awake-cystometry-mouse

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

12.5K Views.  University of Vermont.  Questo studio descrive le procedure chirurgiche e le tecniche sperimentali per eseguire la cistometria sveglia in un mouse in movimento. Inoltre, fornisce prove sperimentali per sostenere la sua ottimizzazione e standardizzazione. 

Video: Evaluating the Procedure for Performing Awake Cystometry in a Mouse Model

Intra-Operative Behavioral Tasks in Awake Humans Undergoing Deep Brain Stimulation Surgery

Deep brain stimulation (DBS) is a surgical procedure that directs chronic, high frequency electrical stimulation to specific targets in the brain through implanted electrodes. Deep brain stimulation was first implemented as a therapeutic modality by Benabid et al. in the late 1980s, when he used this technique to stimulate the ventral intermediate nucleus of the thalamus for the treatment of tremor 1. Currently, the procedure is used to treat patients who fail to respond adequately to medical management for diseases such as Parkinson's, dystonia, and essential tremor. The efficacy of this procedure for the treatment of Parkinson's disease has been demonstrated in well-powered, randomized controlled trials 2. Presently, the U.S. Food and Drug Administration has approved DBS as a treatment for patients with medically refractory essential tremor, Parkinson's disease, and dystonia. Additionally, DBS is currently being evaluated for the treatment of other psychiatric and neurological disorders, such as obsessive compulsive disorder, major depressive disorder, and epilepsy. 
DBS has not only been shown to help people by improving their quality of life, it also provides researchers with the unique opportunity to study and understand the human brain. Microelectrode recordings are routinely performed during DBS surgery in order to enhance the precision of anatomical targeting. Firing patterns of individual neurons can therefore be recorded while the subject performs a behavioral task. Early studies using these data focused on descriptive aspects, including firing and burst rates, and frequency modulation 3. More recent studies have focused on cognitive aspects of behavior in relation to neuronal activity 4,5. This article will provide a description of the intra-operative methods used to perform behavioral tasks and record neuronal data with awake patients during DBS cases. Our exposition of the process of acquiring electrophysiological data will illuminate the current scope and limitations of intra-operative human experiments.

Deep brain stimulation surgery offers a unique opportunity to examine information encoding in the awake human brain. This article will describe intra-operative methods used to perform cognitive and behavioral tasks while simultaneously acquiring physiological data such as EMG, single-unit neuronal activity and/or local field potentials.

Compiti del comportamento Intra-Operative negli esseri umani sottoposti a profonda Awake Surgery Brain Stimulation

Deep brain stimulation (DBS) is a surgical procedure that directs chronic, high frequency electrical stimulation to specific targets in the brain through ...

Ricerca

Medicina

The Use of Cystometry in Small Rodents: A Study of Bladder Chemosensation

The lower urinary tract (LUT) functions as a dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a convenient time. While storing urine, however, the bladder is exposed for prolonged periods to waste products. By acting as a tight barrier, the epithelial lining of the LUT, the urothelium, avoids re-absorption of harmful substances. Moreover, noxious chemicals stimulate the bladder's nociceptive innervation and initiate voiding contractions that expel the bladder's contents. Interestingly, the bladder's sensitivity to noxious chemicals has been used successfully in clinical practice, by intravesically infusing the TRPV1 agonist capsaicin to treat neurogenic bladder overactivity1. This underscores the advantage of viewing the bladder as a chemosensory organ and prompts for further clinical research. However, ethical issues severely limit the possibilities to perform, in human subjects, the invasive measurements that are necessary to unravel the molecular bases of LUT clinical pharmacology. A way to overcome this limitation is the use of several animal models2. Here we describe the implementation of cystometry in mice and rats, a technique that allows measuring the intravesical pressure in conditions of controlled bladder perfusion.
	After laparotomy, a catheter is implanted in the bladder dome and tunneled subcutaneously to the interscapular region. Then the bladder can be filled at a controlled rate, while the urethra is left free for micturition. During the repetitive cycles of filling and voiding, intravesical pressure can be measured via the implanted catheter. As such, the pressure changes can be quantified and analyzed. Moreover, simultaneous measurement of the voided volume allows distinguishing voiding contractions from non-voiding contractions3.
	Importantly, due to the differences in micturition control between rodents and humans, cystometric measurements in these animals have only limited translational value4. Nevertheless, they are quite instrumental in the study of bladder pathophysiology and pharmacology in experimental pre-clinical settings. Recent research using this technique has revealed the key role of novel molecular players in the mechano- and chemo-sensory properties of the bladder.

Cystometry is an efficient technique to measure bladder function of small animals in vivo. The bladder is continuously infused at rates controlled through an intravesical catheter, whereas the urethra is left free for micturition. This allows for repetitive filling and emptying of the bladder, while intravesical pressure and voided volume are recorded.

L&#39;uso di cistometria in piccoli roditori: A Study of Chemosensation vescica

	The lower urinary tract (LUT) functions as a  dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a  convenient time. While ...

Clinical Testing and Spinal Cord Removal in a Mouse Model for Amyotrophic Lateral Sclerosis (ALS)

Amyotrophic lateral sclerosis (ALS) is a fatal neurodegenerative disorder resulting in progressive degeneration of motoneurons. Peak of onset is around 60 years for the sporadic disease and around 50 years for the familial disease. Due to its progressive course, 50% of the patients die within 30 months of symptom onset. In order to evaluate novel treatment options for this disease, genetic mouse models of ALS have been generated based on human familial mutations in the SOD gene, such as the SOD1 (G93A) mutation. Most important aspects that have to be evaluated in the model are overall survival, clinical course and motor function. Here, we demonstrate the clinical evaluation, show the conduction of two behavioural motor tests and provide quantitative scoring systems for all parameters. Because an in depth analysis of the ALS mouse model usually requires an immunohistochemical examination of the spinal cord, we demonstrate its preparation in detail applying the dorsal laminectomy method. Exemplary histological findings are demonstrated. The comprehensive application of the depicted examination methods in studies on the mouse model of ALS will enable the researcher to reliably test future therapeutic options which can provide a basis for later human clinical trials.

Clinical Testing and Spinal Cord Removal in a Mouse Model for Amyotrophic Lateral Sclerosis ALS

A mouse model for amyotrophic lateral sclerosis (ALS) is examined clinically and behaviorally. As a prerequisite for an accompanying immunohistological analysis the preparation of the spinal cord is depicted in detail.

Test clinici e la rimozione del midollo spinale in un modello murino di sclerosi laterale amiotrofica (SLA)

Amyotrophic lateral sclerosis (ALS) is a fatal neurodegenerative disorder resulting in progressive degeneration of motoneurons. Peak of onset is around 60 ...

Intranasal Administration of CNS Therapeutics to Awake Mice

Intranasal administration is a method of delivering therapeutic agents to the central nervous system (CNS). It is non-invasive and allows large molecules that do not cross the blood-brain barrier access to the CNS. Drugs are directly targeted to the CNS with intranasal delivery, reducing systemic exposure and thus unwanted systemic side effects1. Delivery from the nose to the CNS occurs within minutes along both the olfactory and trigeminal neural pathways via an extracellular route and does not require drug to bind to any receptor or axonal transport2. Intranasal delivery is a widely publicized method and is currently being used in human clinical trials3.
Intranasal delivery of drugs in animal models allows for initial evaluation of pharmacokinetic distribution and efficacy. With mice, it is possible to administer drugs to awake (non-anesthetized) animals on a regular basis using a specialized intranasal grip. Awake delivery is beneficial because it allows for long-term chronic dosing without anesthesia, it takes less time than with anesthesia, and can be learned and done by many people so that teams of technicians can dose large numbers of mice in short periods. Efficacy of therapeutics administered intranasally in this way to mice has been demonstrated in a number of studies including insulin in diabetic mouse models 4-6 and deferoxamine in Alzheimer's mouse models. 7,8
The intranasal grip for mice can be learned, but is not easy and requires practice, skill, and a precise grip to effectively deliver drug to the brain and avoid drainage to the lung and stomach. Mice are restrained by hand using a modified scruff in the non-dominant hand with the neck held parallel to the floor, while drug is delivered with a pipettor using the dominant hand. It usually takes 3-4 weeks of acclimating to handling before mice can be held with this grip without a stress response. We have prepared this JoVE video to make this intranasal delivery technique more accessible.

A method to intranasally administer drugs to awake mice for the purpose of targeting the brain is described. This method allows for repeat dosing over long periods using intranasal administration of drug without anesthesia, and nose-to-brain delivery with minimal systemic exposure.

Somministrazione intranasale di terapeutica del sistema nervoso centrale di topi Awake

Intranasal administration is a method of delivering  therapeutic agents to the central nervous system (CNS). It is  non-invasive and allows large ...

Performing Subretinal Injections in Rodents to Deliver Retinal Pigment Epithelium Cells in Suspension

The conversion of light into electrical impulses occurs in the outer retina and is accomplished largely by rod and cone photoreceptors and retinal pigment epithelium (RPE) cells. RPE provide critical support for photoreceptors and death or dysfunction of RPE cells is characteristic of age-related macular degeneration (AMD), the leading cause of permanent vision loss in people age 55 and older. While no cure for AMD has been identified, implantation of healthy RPE in diseased eyes may prove to be an effective treatment, and large numbers of RPE cells can be readily generated from pluripotent stem cells. Several interesting questions regarding the safety and efficacy of RPE cell delivery can still be examined in animal models, and well-accepted protocols used to inject RPE have been developed. The technique described here has been used by multiple groups in various studies and involves first creating a hole in the eye with a sharp needle. Then a syringe with a blunt needle loaded with cells is inserted through the hole and passed through the vitreous until it gently touches the RPE. Using this injection method, which is relatively simple and requires minimal equipment, we achieve consistent and efficient integration of stem cell-derived RPE cells in between the host RPE that prevents significant amount of photoreceptor degeneration in animal models. While not part of the actual protocol, we also describe how to determine the extent of the trauma induced by the injection, and how to verify that the cells were injected into the subretinal space using in vivo imaging modalities. Finally, the use of this protocol is not limited to RPE cells; it may be used to inject any compound or cell into the subretinal space.

Here we present a community accepted protocol in multimedia format for subretinally injecting a bolus of RPE cells in rats and mice. This approach can be used for determining rescue potentials, safety profiles, and survival capacities of grafted RPE cells upon implantation in animal models of retinal degeneration.

Esecuzione sottoretinico Iniezioni in roditori di agire cellule retiniche epitelio pigmentato in sospensione

The conversion of light into electrical impulses occurs in the outer retina and is accomplished largely by rod and cone photoreceptors and retinal pigment ...

A Surgical Procedure for Resecting the Mouse Rib: A Model for Large-Scale Long Bone Repair

This protocol introduces researchers to a new model for large-scale bone repair utilizing the mouse rib. The procedure details the following: preparation of the animal for surgery, opening the thoracic body wall, exposing the desired rib from the surrounding intercostal muscles, excising the desired section of rib without inducing a pneumothorax, and closing the incisions. Compared to the bones of the appendicular skeleton, the ribs are highly accessible. In addition, no internal or external fixator is necessary since the adjacent ribs provide a natural fixation. The surgery uses commercially available supplies, is straightforward to learn, and well-tolerated by the animal. The procedure can be carried out with or without removing the surrounding periosteum, and therefore the contribution of the periosteum to repair can be assessed. Results indicate that if the periosteum is retained, robust repair occurs in 1 - 2 months. We expect that use of this protocol will stimulate research into rib repair and that the findings will facilitate the development of new ways to stimulate bone repair in other locations around the body.

The overall goal of this procedure is to successfully resect a portion of bone from the rib of a mouse. The procedure was developed as a model to study large-scale long bone repair.

Una procedura chirurgica per la resezione Rib Mouse: Un modello per le grandi ossa lunghe Repair

This protocol introduces researchers to a new model for large-scale bone repair utilizing the mouse rib. The procedure details the following: preparation ...

A Quick Phenotypic Neurological Scoring System for Evaluating Disease Progression in the SOD1-G93A Mouse Model of ALS

The SOD1-G93A transgenic mouse is the most widely used animal model of amyotrophic lateral sclerosis (ALS). At ALS TDI we developed a phenotypic screening protocol, demonstrated in video herein, which reliably assesses the neuromuscular function of SOD1-G93A mice in a quick manner. This protocol encompasses a simple neurological scoring system (NeuroScore) designed to assess hindlimb function. NeuroScore is focused on hindlimb function because hindlimb deficits are the earliest reported neurological sign of disease in SOD1-G93A mice. The protocol developed by ALS TDI provides an unbiased assessment of onset of paresis (slight or partial paralysis), progression and severity of paralysis and it is sensitive enough to identify drug-induced changes in disease progression. In this report, the combination of a detailed manuscript with video minimizes scoring ambiguities and inter-experimenter variability thus allowing for the protocol to be adopted by other laboratories and enabling comparisons between studies taking place at different settings. We believe that this video protocol can serve as an excellent training tool for present and future ALS researchers.

This video protocol describes a sensitive, reliable, and quick method for evaluating the neuromuscular deficits in a transgenic mouse model of amyotrophic lateral sclerosis.

Un Sistema di punteggio rapida fenotipica neurologica per la valutazione di progressione della malattia nel SOD1-G93A modello murino della SLA

The SOD1-G93A transgenic mouse is the most widely used animal model of amyotrophic lateral sclerosis (ALS). At ALS TDI we developed a phenotypic screening ...

A Novel Murine Model of Arteriovenous Fistula Failure: The Surgical Procedure in Detail

The arteriovenous fistula (AVF) still suffers from a high number of failures caused by insufficient remodeling and intimal hyperplasia from which the exact pathophysiology remains unknown. In order to unravel the pathophysiology a murine model of AVF-failure was developed in which the configuration of the anastomosis resembles the preferred situation in the clinical setting. A model was described in which an AVF is created by connecting the venous end of the branch of the external jugular vein to the side of the common carotid artery using interrupted sutures. At a histological level, we observed progressive stenotic intimal lesions in the venous outflow tract that is also seen in failed human AVFs. Although this procedure can be technically challenging due to the small dimensions of the animal, we were able to achieve a surgical success rate of 97% after sufficient training. The key advantage of a murine model is the availability of transgenic animals. In view of the different proposed mechanisms that are responsible for AVF failure, disabling genes that might play a role in vascular remodeling can help us to unravel the complex pathophysiology of AVF failure.

Here we present a murine model of arteriovenous fistula (AVF) failure in which a clinically relevant anastomotic configuration is incorporated. This model can be used to study the pathophysiology and to test possible therapeutic interventions.

A Novel Modello murino di fistola artero-venosa Fallimento: la procedura chirurgica in dettaglio

The arteriovenous fistula (AVF) still suffers from a high number of failures caused by insufficient remodeling and intimal hyperplasia from which the ...

The Monoiodoacetate Model of Osteoarthritis Pain in the Mouse

A major symptom of patients with osteoarthritis (OA) is pain that&#160;is triggered by peripheral as well as central changes within the pain pathways. The current treatments for OA pain such as NSAIDS or opiates are neither sufficiently effective nor devoid of detrimental side effects. Animal models of OA are being developed to improve our understanding of OA-related pain mechanisms and define novel pharmacological targets for therapy. Currently available models of OA in rodents include surgical and chemical interventions into one knee joint. The monoiodoacetate (MIA) model has become a standard for modelling joint disruption in OA in both rats and mice. The model, which is easier to perform in the rat, involves injection of MIA into a knee joint that induces rapid pain-like responses in the ipsilateral limb, the level of which can be controlled by injection of different doses. Intra-articular injection of MIA disrupts chondrocyte glycolysis by inhibiting glyceraldehyde-3-phosphatase dehydrogenase and results in chondrocyte death, neovascularization, subchondral bone necrosis and collapse, as well as inflammation. The morphological changes of the articular cartilage and bone disruption are reflective of some aspects of patient pathology. Along with joint damage, MIA injection induces referred mechanical sensitivity in the ipsilateral hind paw and weight bearing deficits that are measurable and quantifiable. These behavioral changes resemble some of the symptoms reported by the patient population, thereby validating the MIA injection in the knee as a useful and relevant pre-clinical model of OA pain.
The aim of this article is to describe the methodology of intra-articular injections of MIA and the behavioral recordings of the associated development of hypersensitivity with a mind to highlight the necessary steps to give consistent and reliable recordings.

Osteoarthritis (OA), or degenerative joint disease, is a debilitating condition associated with pain that remains only partially controlled by available analgesics. Animal models are being developed to improve our understanding of OA-related pain mechanisms. Here we describe the methodology for the monoiodoacetate model of OA pain in the mouse.

Il modello Monoiodoacetate di osteoartrite Pain in the mouse

A major symptom of patients with osteoarthritis (OA) is pain that&#160;is triggered by peripheral as well as central changes within the pain pathways. The ...

Topical Airway Anesthesia for Awake-endoscopic Intubation Using the Spray-as-you-go Technique with High Oxygen Flow

A patient&#39;s willingness to cooperate is an absolute precondition for successful awake intubation of the trachea. Whilst drug-sedation of patients can jeopardize their spontaneous breathing, topical anesthesia of the airway is a popular technique. The spray-as-you-go technique represents one of the simplest opportunities to anesthetize the airway mucosa. The application of local anesthetic through the working channel of the flexible endoscope is a widespread practice for anesthetists as well as pulmonologists. There is neither need for additional devices nor special training as a pre-requisite to perform this technique. However, a known clinical problem is the coughing and gagging reflex that may occur when the liquid anesthetic strikes the airway mucosa and other sensitive structures like the vocal cords. This can be avoided by the use of oxygen applied through the working channel with the aim of fogging the local anesthetic into finer particles. Furthermore, the oxygen flow provides a higher oxygen supply and contributes to a better view, dispersing mucus secretions and blood away from the lens. Using an atomizer with a high oxygen flow of 10 L/min we maximized these benefits, caused less coughing and had more satisfied and therefore cooperative patients. Possible, but very rare complications of using oxygen flow including gastric insufflation, organ rupture or barotrauma did not arise. We attribute the complication-free use of high oxygen flow to the design of the set, which permits flow and pressure release.

The topical anesthetic lidocaine was atomized using a high oxygen flow through the working channel of a flexible intubating endoscope to achieve topical airway anesthesia for awake endotracheal intubation. We prefer this modified spray-as-you-go technique for endoscopic intubation to classical bolus application because of higher patient satisfaction and better compliance.

Topico Airway Anestesia per intubazione da sveglio-endoscopica Utilizzando la Spray-as-you-go Tecnica con alto flusso di ossigeno

A patient&#39;s willingness to cooperate is an absolute precondition for successful awake intubation of the trachea. Whilst drug-sedation of patients can ...