Our study was conducted with the permission of United States Sugar Corporation. We want to thank R. Raid, S. Raid and T. Lang for their assistant. We also M. Stanback and three anonymous reviewers for suggestions that improved this manuscript.

1. Costruzione di Swarm Box Trappola NOTA: Ci sono due protocolli alternativi per intrappolare sciame costruzione incluso come passi 1.1 e 1.2. Ci sono diversi modi aggiuntivi scatole trappola potrebbe essere costruito. I due metodi seguenti vengono presentati qui perché li abbiamo testati in esperimenti e hanno avuto successo. Per entrambi i protocolli, usare 1,3 cm a 2 cm di spessore compensato trattati non in pressione. <ol><li> Costruzione di Swarm Trappola protocollo Opzione 1: Costruire un box Trappola <ol><li> Tagliare sei pezzi di compensato 30 cm x 30 cm. </li><li> Fissare i quattro lati della scatola insieme con chiodi o viti. </li><li> Fissare il pezzo inferiore da chiodi o viti. </li><li> Fissare il pezzo superiore con viti o graffette. <ol><li> Non utilizzare chiodi per fissare il piano. La parte superiore deve essere rimovibile per ottenere le api e pulire la scatola. </li></ol></li><li> Praticare un foro 2,5 cm al centro di una faccia della scatola trap 2,5 cm dal bordo inferiore. </li><li> Applicare il primer, sealant, o vernice al di fuori della scatola trappola per proteggere il legno dalle intemperie. <ol><li> Non applicare vernice o sigillante per l&#39;interno della scatola trappola. Questo potrebbe essere repellente o tossiche per le api. </li></ol></li></ol></li><li> Costruzione di Swarm Trappola di dialogo Protocollo Opzione 2: l&#39;uso di un corpo profondo standard Hive <ol><li> Ottenere un corpo alveare profonda 10 telaio standard da un negozio di forniture ape locale. </li><li> Tagliare una parte superiore e inferiore in multistrato lungo ciascuno dei quali misura 50,8 cm per 41,3 cm di larghezza. </li><li> Fissare il pezzo inferiore da chiodi o viti. </li><li> Fissare il pezzo superiore con viti o graffette. <ol><li> Non utilizzare chiodi per fissare il piano. La parte superiore deve essere rimovibile per ottenere le api e pulire la scatola. </li></ol></li><li> Praticare un foro 2,5 cm al centro su un lato della scatola trap 2,5 cm dal bordo inferiore. </li><li> Applicare primer sigillante o vernice al di fuori della scatola trappola per proteggere il legno dalle intemperie. <ol><li> Non applicare vernice o sigillante alinterno della scatola trappola. Questo potrebbe essere repellente o tossiche per le api. </li></ol></li></ol></li></ol> 2. Preparazione del feromone Lure <ol><li> Preparare una miscela di citrale e geraniolo in un rapporto 2: 1. </li><li> Mettere 1 ml di questa miscela in uno snap-top 1,5 ml in polipropilene tubo microcentrifugation. </li><li> Avvolgere esche in un foglio di alluminio per proteggerli dalla luce. Nota: Il tappo del tubo di centrifugazione è perforato con una puntina quando è posto nella trappola sciame montato. Nota: esche possono essere memorizzati in un luogo buio a temperatura ambiente o per una conservazione più lunga in un -10 ° C freezer. </li></ol> 3. Installazione di Swarm Box Trappola NOTA: Ci sono due protocolli alternativi per l&#39;installazione di sciame scatole trappola presentati in passi 3.1 e 3.2. <ol><li> Installazione di Swarm Trappola Box Protocollo Opzione 1: installazione su un post <ol><li> Mettere a 10 cm per 10 cm di pressione trattati recinzione posta in legno nel terreno 10 m15 m da dove si trova il nido di uccello. </li><li> Costruire un bordo impiccagione di 1,3 cm di spessore in legno trattato a pressione di 20 cm per 20 cm. </li><li> Allineare la scheda appeso al centro di un lato della scatola trappola, con 10 cm sopra la parte superiore della scatola. Fissare la scheda alla scatola con almeno due chiodi o viti su entrambi i lati della scheda. </li><li> Porre il recipiente trappola sul palo ad una altezza (1,5 m per 3 m) che è sicuro e facile per la rimozione quando la casella trappola è colonizzato dalle api. Avvitare la casella per la posta allegando la scheda di impiccagione. Mettere una vite circa 5 cm al di sotto della parte superiore della scheda pensile e avvitare al suo posto. <ol><li> Non utilizzare le unghie, perché sono difficili da rimuovere. </li></ol></li></ol></li><li> Installazione di Swarm Trappola di dialogo Protocollo Opzione 2: Installazione su un albero <ol><li> Praticare un foro di 5 mm nell&#39;angolo posteriore superiore di ogni lato della scatola. </li><li> Infilare un filo attraverso i fori. Nota: Se si utilizza questo protocollo sarà easiER per mettere il filo attraverso i fori prima di fissare la parte superiore della scatola. </li><li> Selezionare un albero di circa 10 metri a 15 metri di distanza dal punto in cui la scatola nido di uccello si trova. <ol><li> Non collocare scatole trappola negli stessi alberi come scatole di uccelli, perché quando qualcuno controlli sullo stato della casella di uccelli, scatole trappola colonizzati dalle api possono essere disturbati causando api di diventare difensivo. </li></ol></li><li> Fissare il filo intorno all&#39;albero 1,5 m per 3 m da terra. Nota: per proteggere l&#39;albero, un risparmio di cambium può essere utilizzato attorno al filo. <ol><li> Assicurarsi che la casella sia in piano e sicuro, in modo che non si ribalti. La scatola può essere appoggiato su un ramo di un albero per una maggiore stabilità, se disponibile. </li></ol></li></ol></li></ol> 4. Aggiunta del feromone Lure <ol><li> Dai richiamo precedentemente preparato dalla sezione 2 e forare la parte superiore del tubo con una puntina. </li><li> Posizionare il richiamo all&#39;interno della scatola trappola sul fondo vicino all&#39;ingresso dopo INSTallation per assicurarsi che non cada durante l&#39;installazione della scatola. </li></ol> 5. Il trattamento di Bird Nest Box con Permethrin <ol><li> Selezionare un prodotto permetrina che viene etichettato per l&#39;uso in pollame o uccelli in gabbia solo. </li><li> Seguire le istruzioni riportate in etichetta per la miscelazione e l&#39;applicazione ATTENZIONE: seguire le linee guida sulla protezione personale sulle raccomandazioni di etichette. </li><li> Spruzzare l&#39;interno della scatola di nido completamente, fino al punto che il liquido scorre via i lati della scatola con un 3,7 L pompa a mano spruzzatore. Nota: Le cassette-nido possono essere trattate prima o dopo l&#39;installazione. </li></ol> 6. La rimozione di un Box Trappola Occupato dalle api <ol><li> Inserire il foro di entrata con un piccolo asciugamano. ATTENZIONE: indossare indumenti protettivi adeguati per evitare punture di api. <ol><li> Se sciame deve essere ucciso, farlo non appena scoperto. Se sciame è da utilizzare, permettono api di colonizzare completamente scatole trappola prima di tentare di rimuoverli (usually circa 2 settimane). Se possibile, rimuovere scatole trappola occupati di notte (quando tutte le api sono dentro). L&#39;ingresso trappola può essere collegato durante la notte e poi la casella rimosso la mattina seguente alla luce del giorno. Nota: utilizzare una luce rossa filtrata quando si lavora intorno api durante la notte. </li></ol></li><li> Svitare la scatola dalla posta o tagliare il filo che tiene la casella per l&#39;albero. </li><li> Spostare la casella per la sua nuova posizione (almeno 4 km di distanza) ed estrarre l&#39;asciugamano fuori dal foro di entrata. </li></ol> 7. La distruzione di Bee Colony in trappola Box Nota: Nelle zone in cui è illegale tenere le api africanizzate, la distruzione della colonia può essere giustificata. Se è così, due protocolli sono qui presentati. <ol><li> Solarizzazione la Colonia <ol><li> Inserire il foro di entrata con un piccolo asciugamano. ATTENZIONE: indossare indumenti protettivi adeguati per evitare punture di api. </li><li> Svitare la scatola dalla posta o tagliare il filo che tiene la casella per l&#39;albero. </li><li> custodia dell &#39;SE e sigillare la scatola trappola completamente in un sacchetto di plastica e un soggiorno in pieno sole per diversi giorni ATTENZIONE: indossare indumenti protettivi adeguati per evitare punture di api. </li><li> Pulire la scatola rimuovendo api morte e pettine. </li></ol></li><li> L&#39;uso di uno spray insetticida <ol><li> Utilizzare uno spray insetticida con etichetta per l&#39;uso di uccidere le api per spruzzare all&#39;interno della scatola trappola. ATTENZIONE: seguire le istruzioni riportate in etichetta su insetticidi e l&#39;uso appropriato dispositivi di protezione individuale per prevenire punture di api. </li><li> Collegare l&#39;ingresso e lasciare la scatola per 24 ore. </li><li> Pulire la scatola rimuovendo api morte e pettine. Nota: Per riutilizzare la casella trappola pulire l&#39;interno con una soluzione di acqua e sapone per rimuovere insetticidi residui. Sciacquare bene e lasciare asciugare completamente prima di reinstallarlo. </li></ol></li><li> L&#39;uso di una schiuma insetticidi <ol><li> Riempire l&#39;intera cavità della trappola occupato con una schiuma detergente a base. (ATTENZIONE: seguire le istruzioni riportate in etichetta su INSECticide e utilizzare opportuni dispositivi di protezione individuale e indossare indumenti protettivi adeguati per evitare punture di api mellifere). Nota: La schiuma può essere applicato con un generatore di schiuma di controllo dei parassiti commerciale o un estintore ad aria compressa. Nota: per utilizzare un estintore: Luogo 3,8 L di acqua in un estintore 9,5 L, aggiungere 190 ml di agente schiumogeno (o un piatto detersivo), sigillare l&#39;estintore, e pressurizzare a 100-125 chili / mq. inch (psi). Appena prima di utilizzare, agitare vigorosamente, e quindi applicare la schiuma fino a quando la trappola è traboccante. Nota: Schiuma uccide le api all&#39;interno di 60 sec inserendo i spiracoli e bloccando la trachea. </li><li> Collegare l&#39;ingresso e lasciare la scatola per 24 ore. </li><li> Pulire la scatola rimuovendo api morte e pettine. Nota: Per riutilizzare la casella trappola pulire l&#39;interno con una soluzione di acqua e sapone per rimuovere insetticidi residui. Sciacquare bene e lasciare asciugare completamente prima di reinstallarlo. &lt;/ Li&gt; </ol></li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Come un insetto invasivo di grande successo 17, AHB costituiscono un importante concorrente per gli uccelli che nidificano cavità tutta la loro gamma. Il protocollo presentato qui è stato progettato per ridurre i tassi di colonizzazione dei nidi degli uccelli da AHB. I componenti principali di questo progetto comprendono 1) l&#39;uso di un repellente e bird-safe insetticida, permetrina; 2) La fornitura di un sito di nidificazione alternativo per le api; e 3) l&#39;uso di un feromone attractant all&#39;interno di scatole trappola. Le api di solito prendere la decisione &quot;giusta&quot; al momento di scegliere un nuovo sito nido 18. Rendere scatole trappola più attraente di nidi di uccelli aumenterà la probabilità del primo essere stato scelto. In particolare, scatole trappola dovrebbero avere un foro di entrata più piccolo situato vicino al pavimento del soffitto 23. Infine, scatole superiori tendono ad essere preferito dalle api. Tuttavia, poiché AHB sono molto meno schizzinoso su siti di nidificazione di EHB 2, il feromone è il componente più importante di attrattivismo 24. Questo protocollo può essere adattato per soddisfare una varietà di situazioni. Per le zone con una densità molto alta delle api, si possono installare due trappole per scatola nido. Per gli uccelli nidificanti scogliera, le trappole possono essere issati in posizione parallela a una cavità nido o al di sopra e al di sotto. scatole Trappola possono essere posizionati su pulegge per la rimozione più facile in zone che sono difficili da raggiungere. le api africanizzate hanno una stagione brulicante e una stagione fuga che varia con la posizione. Brulicante di solito coincide con il periodo di picco di fioritura dei fiori. Fuga si verifica quando l&#39;intera colonia di api abbandonare un sito nido, di solito a causa di una carenza o il deterioramento del sito nido. È importante prevedere quando queste stagioni sono. Poiché i tempi e la frequenza della sciamatura e varia fuga e spesso non riportati in letteratura, si dovrebbe contattare gli apicoltori locali o agenzie agricole per informazioni. Ciò consentirà di applicazione più mirata di permetrina unnd / o esche. Inoltre, un piano di gestione è essenziale per il successo di questo protocollo. scatole trappola occupate devono essere monitorati periodicamente (almeno ogni tre settimane) e trasferiti o distrutti. Il mantenimento di scatole trappola disponibili per le api da colonizzare è importante per il protocollo per essere efficace. L&#39;obiettivo generale è di non ridurre la popolazione di api in una zona, ma piuttosto per dare loro nidi alternativi. La sicurezza dovrebbe essere sempre una priorità. Ad esempio, anche se le api preferiscono generalmente nidi più elevati, si tende a mettere scatole trappola inferiori a terra per facilitare la loro rimozione sicura. scatole trappola deve essere collocati in posizioni che non mettere un biologo controllare lo stato di un nido di uccelli in pericolo. Dispositivi di protezione individuale (costume da ape o guanti giacca e api) devono essere indossati da chiunque la rimozione di una scatola trappola con le api all&#39;interno. Abbiamo usato una formulazione spray permetrina microincapsulato in questo studio perché is efficace per 60 giorni. Altre formulazioni sono concentrati emulsionate (CE) e polveri. formulazioni di polvere sono difficili da applicare alle cime e sui lati delle scatole, in cui api esploratrici trascorrono la maggior parte del tempo passeggiate valutazione esecuzione. Anche se le formulazioni CE sono comuni e facili da applicare, rimangono efficaci solo per due settimane. L&#39;uso del piretro prodotto naturale, non è raccomandato in quanto è fotosensibile ed è efficace solo per pochi giorni. Permetrina è l&#39;insetticida di scelta, perché è relativamente non tossico per gli uccelli e gli esseri umani. Esso non persiste nell&#39;ambiente, è repellente per le api e dura più a lungo del chimico derivato naturale. Per queste ragioni la permetrina formulazione spray è raccomandato. I tentativi di tenere AHB dalle zone ha fallito tutto il continente americano. Trapping vicino a porti in Florida, in ritardo l&#39;arrivo di AHB, ma entro il 2007 sono stati istituiti in tutta la parte meridionale dello stato. I paesi che sono dominati da AHB, hanno simplicano rinunciato e fatto ricorso a imparare a gestire AHB. Nelle zone in cui la gestione AHB non è illegale, le api che si muovono in scatole di trappola può essere facilmente rimosso e utilizzato per l&#39;apicoltura. Essi possono essere trasferiti in un apiario per la gestione o ceduti a apicoltori locali. Incorporando un apicoltore locale per contribuire al progetto, eliminando scatole colonizzati possono beneficiare entrambe le parti. L&#39;apicoltore ottiene api liberi e biologi hanno un compito meno di occuparsi. Questo metodo push-pull notevolmente ridotto la colonizzazione di cassette nido Barbagianni da AHB. La natura difensiva del AHB e la difficoltà di rimozione di sciami di cassette nido fa un protocollo di prevenzione essenziale. Questo protocollo può essere utilizzato per qualsiasi uccello di nidificazione cavità così come cavità mammiferi nidificazione. Potrebbe rivelarsi un importante strumento di conservazione nel recupero di molti pappagalli in via di estinzione in tutti i Caraibi, Sud America, Africa e persino in Australia, dove la recente introduzione api asiatiche (Apis Cerana) si sta rapidamente diffondendo.

Dopo l&#39;introduzione accidentale di più di due dozzine di africani regine api in San Paolo, Brasile, nel 1957 1, questi insetti si sono diffuse in tutto il Sud e Centro America e su nel sud degli Stati Uniti, usurpando e sostituzione delle api mellifere europee meno ben adattate ( EHB) nella popolazione selvatici. Queste api mellifere africanizzate ibridi (AHB) hanno tratti che li mettono in conflitto con gli esseri umani e fauna selvatica. Essi mostrano un comportamento altamente difensivo, si riproducono molto velocemente, e sono meno selettivi su dove fanno una casa 1,2. Anche se i nidi sono da tempo utilizzati dagli ornitologi per migliorare l&#39;allevamento dagli uccelli che nidificano cavità 3,4, il loro uso è stato dimostrato di essere particolarmente efficace per migliorare l&#39;allevamento di pappagalli minacciate e in via d&#39;estinzione nei tropici 5,6. Purtroppo, le api africanizzate spesso scelgono questi stessi nidi - a volte anche uccidendo l&#39;occupanteS. Inoltre, questi AHB rappresentano una minaccia significativa per biologi quando stanno conducendo studi nido. Nelle zone del Sud America, dove sono stati stabiliti AHB, diversi progetti di conservazione pappagallo hanno visto i loro nidi artificiali occupati da AHB 7-10. Concorso per nidi con le api è molto diffuso e non si limita ai pappagalli. Molte altre specie di uccelli, sia nel Nuovo e Vecchio Mondo sono colpiti 11-15. Senza gli sforzi per mitigare la minaccia di questi AHB invasiva, i recenti successi in conservazione pappagalli potrebbero andare perduti. Pratiche attuali per la gestione di concorrenza da parte delle api include l&#39;uso di ripetute, alte dosi di permetrina 7, rimuovere manualmente sciami, chiudendo gli ingressi nido subito dopo la stagione di allevamento 8, o l&#39;applicazione di prodotti chimici per l&#39;esterno dei nidi 15. Il lavoro coinvolto e il pericolo per i biologi rendere queste strategie non ottimali. Sviluppo di un preventioprotocollo n è giustificata. Colonie di api miele moltiplicano attraverso un processo noto come brulicante, quando la vecchia regina lascia la colonia con un massimo di tre quarti delle api operaie 16. Alto tasso di riproduzione miele Africanizzate api permette loro di sciame più frequentemente (da quattro a otto volte l&#39;anno) rispetto EHB (che pullulano una o due volte all&#39;anno) 17. Inoltre, AHB può sciame durante tutto l&#39;anno piuttosto che durante una stagione particolare come EHB. Di conseguenza, AHB può occupare rapidamente la maggior parte dei idonei siti di nidificazione in una determinata area. Miele comportamento di caccia casa delle api può essere utilizzata per influenzare la loro scelta del sito nido. Una piccola frazione di api in uno sciame volare via per individuare ed esaminare nuovi potenziali siti di nidificazione. Diversi potenziali siti di nidificazione sono esplorarono per simultaneamente. Queste api esploratrici tornare alla sciame ed eseguono danze per indicare la posizione del sito. Più forte è la danza è per un sito, più velocemente il numero di scoapi ut si accumula in quel sito 18. Pertanto, le api danzano più forte per i siti di qualità migliore, rispetto a siti che sono mediocre o scarsa. Una volta che una soglia di numero legale è raggiunto, lo sciame decolla e vola al nuovo sito prescelto casa 18. Sub-letali dosi di contatto della permetrina insetticida ostacolano la capacità di un ape esploratore per orientare e ridurre la sua livello di attività 19,20. Un&#39;applicazione di permetrina dentro cassette nido in un primo momento dovrebbe essere repellente di scout api 21, e gli straordinari come i degrada chimici, api esploratrici esposti alla permetrina durante la loro valutazione della scatola, dovrebbe essere reso meno in grado di svolgere forti danze di reclutamento, diminuendo la quantità di api esploratrici reclutati al sito. A più adatto (volume della cavità ideale, piccolo foro di entrata situata nella parte inferiore, e un feromone attrattivo) sito nido alternate è fornito sotto forma di una scatola trappola per le api. Questo eccellente sito trappola dovrebbe raggiungere il quorum più velocerispetto alla casella di uccelli insetticida trattati che porta lo sciame di scegliere la casella trappola sopra la casella di uccelli. A titolo di esempio, descriviamo un esperimento per ridurre la colonizzazione di Barn Owl nidi artificiali da AHB nei campi di canna da zucchero del sud della Florida. Il nostro obiettivo è stato quello di verificare l&#39;efficacia di utilizzare un metodo push-pull che &quot;push&quot; le api da nidi gufo trattati con un insetticida e &quot;tirare&quot; verso di loro feromoni esca trappole sciame.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="652">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Citral (ACROS Organics)</td>
			<td style="width:117px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">AC11044-1000</td>
			<td style="width:200px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Geraniol (ACROS Organics)</td>
			<td style="width:117px;">Fisher Scientific</td>
			<td>AC41090-1000</td>
			<td style="width:200px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">PermaCap CS</td>
			<td style="width:117px;">BASF</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>controlled release permethrin</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a push-pull protocol to reduce colonization of bird nest boxes by honey bees

Introduction of the invasive Africanized honey bee (AHB) into the Neotropics is a serious problem for many cavity nesting birds, specifically parrots. These bees select cavities that are suitable nest sites for birds, resulting in competition. The difficulty of removing bees and their defensive behavior makes a prevention protocol necessary. Here, we describe a push-pull integrated pest management protocol to deter bees from inhabiting bird boxes by applying a bird safe insecticide, permethrin, to repel bees from nest boxes, while simultaneously attracting them to pheromone-baited swarm traps. Shown here is an example experiment using Barn Owl nest boxes. This protocol successfully reduced colonization of Barn Owl nest boxes by Africanized honey bees. This protocol is flexible, allowing adjustments to accommodate a wide range of bird species and habitats. This protocol could benefit conservation efforts where AHB are located.

Uno studio push-pull piccolo pilota di precedente condotta in Brasile ha mostrato trappole sciame erano efficaci e ridotto ape occupazione di scatole Parrot Nest 22. Per determinare se il metodo push-pull può essere efficace in una scala più ampia per ridurre la colonizzazione dei nidi degli uccelli da AHB, abbiamo condotto uno studio sul campo nei campi di canna da zucchero nel sud della Florida, USA. Sessanta nidi Barn Owl sono stati installati e ciascuno è stato accoppiato con una trappola sciame situato a 15 metri di distanza. Ogni trappola sciame ha ricevuto un richiamo feromone. Odd scatole gufo numerate sono stati trattati con un insetticida microincapsulato spruzzo permetrina ogni 60 giorni e nidi anche numerate sono stati lasciati come controlli non trattati. Le cassette-nido e trappole sciame sono stati controllati settimanale per la presenza o l&#39;assenza di 1) api esploratrici e 2) colonie di api. Scatole e le trappole sono state monitorate da marzo 2014 a luglio 2015. Dei 77 sciami catturati, 75 erano in trappole sciame (&lt;strong&gt; Figura 1). Solo due nidi gufo furono colonizzate nel corso di questo esperimento; entrambi erano non trattati. Abbiamo permesso api a rimanere in scatole di interruzione per un minimo di due settimane prima li ha trasferiti a 4 km ad un apiario. Per ridurre le probabilità di api fuga (lasciando la casella trappola) li lasciamo soggiorno nel box di trappola per altre due settimane prima che fossero trasferiti in una nuova scatola alveare. miele di favo e detriti è stata raschiata fuori dalla scatola trappola, è stato rimontato nel sito sperimentale e un nuovo richiamo è stata posta all&#39;interno. Significativamente più api hanno scelto trappole sciame sopra scatole gufo non trattati (X 2 (df = 1) = 29,2, p &lt;0,0001) e scatole di gufo trattati (X 2 (df = 1) = 36.1, p &lt;0,0001) come determinato da chi-di Pearson square test con correzione di continuità Yates &#39;. Numerose finestre trappola sono state colonizzate dalle api più di una volta, 12 scatole trappola erano occupati due volte dalle api, cinque caselle sono state occupate per tre volte e due scatole erano occupati<html> quattro volte. Per l&#39;analisi statistica, di occupazione per scatola trappola è stato conteggiato una sola volta. Profumi da precedenti colonie di api in un sito nido in grado di attrarre nuove colonie 23 così probabili scatole trappola precedentemente occupate erano più attraente di scatole vuote. Anche se diversi nidi gufo trattati sono stati esplorarono dalle api, non sciami spostati in queste caselle. In un sito di controllo nelle vicinanze (contenente 30 Barn scatole gufo) api mellifere colonizzarono il 63% di scatole. Abbiamo trovato che l&#39;uso di trappole sciame notevolmente ridotto il numero di colonie di api che occupano le caselle gufo nido. Non ci sono nidi trattati furono colonizzate, suggerendo che la permetrina è efficace nel mantenere AHB da colonizzare nidi. Tuttavia, solo trappole sciame erano efficaci, pertanto, applicazione di permetrina potrebbe essere usato solo in caso di periodi critici (ad esempio, la stagione delle api sciame e appena prima della stagione riproduttiva degli uccelli), piuttosto che l&#39;applicazione di tutto l&#39;anno. &quot;Src =&quot; / files / ftp_upload / 53950 / 53950fig1.jpg &quot;/&gt; Figura 1. Numero di scatole colonizzati dalle api. Numero di africanizzate sciami di api mellifere che hanno colonizzato una delle casse trappola o nidi barbagianni non trattati nel corso di un periodo di tempo 17 mesi (marzo del 2014 al luglio del 2015) nei campi di canna da zucchero del sud della Florida. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/53950/53950fig1large.jpg" target="_blank">clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a>

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A Push-pull Protocol to Reduce Colonization of Bird Nest Boxes by Honey Bees

Prevenire la colonizzazione dei nidi dell&#39;uccello da invasive api mellifere africanizzate è importante per gli sforzi di conservazione di nidificazione sito uccelli limitato. Forniamo un approccio di gestione integrata delle specie nocive per le api &quot;push&quot; da cassette nido con un insetticida repellente, permetrina, e &quot;pull&quot; loro verso feromone esca trappole sciame.

Un protocollo push-pull per ridurre la colonizzazione di Bird nidi dalle api

Introduction of the invasive Africanized honey bee (AHB) into the Neotropics is a serious problem for many cavity nesting birds, specifically parrots. ...

a-push-pull-protocol-to-reduce-colonization-bird-nest-boxes-honey

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Environment

8.6K Views.  University of Florida.  Prevenire la colonizzazione dei nidi dell'uccello da invasive api mellifere africanizzate è importante per gli sforzi di conservazione di nidificazione sito uccelli limitato. Forniamo un approccio di gestione integrata delle specie nocive per le api "push" da cassette nido con un insetticida repellente, permetrina, e "pull" loro verso feromone esca trappole sciame. 

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Optimized Negative Staining: a High-throughput Protocol for Examining Small and Asymmetric Protein Structure by Electron Microscopy

Structural determination of proteins is rather challenging for proteins with molecular masses between 40 - 200 kDa. Considering that more than half of natural proteins have a molecular mass between 40 - 200 kDa1,2, a robust and high-throughput method with a nanometer resolution capability is needed. Negative staining (NS) electron microscopy (EM) is an easy, rapid, and qualitative approach which has frequently been used in research laboratories to examine protein structure and protein-protein interactions. Unfortunately, conventional NS protocols often generate structural artifacts on proteins, especially with lipoproteins that usually form presenting rouleaux artifacts. By using images of lipoproteins from cryo-electron microscopy (cryo-EM) as a standard, the key parameters in NS specimen preparation conditions were recently screened and reported as the optimized NS protocol (OpNS), a modified conventional NS protocol 3 . Artifacts like rouleaux can be greatly limited by OpNS, additionally providing high contrast along with reasonably high&#8208;resolution (near 1 nm) images of small and asymmetric proteins. These high-resolution and high contrast images are even favorable for an individual protein (a single object, no average) 3D reconstruction, such as a 160 kDa antibody, through the method of electron tomography4,5. Moreover, OpNS can be a high&#8208;throughput tool to examine hundreds of samples of small proteins. For example, the previously published mechanism of 53 kDa cholesteryl ester transfer protein (CETP) involved the screening and imaging of hundreds of samples 6. Considering cryo-EM rarely successfully images proteins less than 200 kDa has yet to publish any study involving screening over one hundred sample conditions, it is fair to call OpNS a high-throughput method for studying small proteins. Hopefully the OpNS protocol presented here can be a useful tool to push the boundaries of EM and accelerate EM studies into small protein structure, dynamics and mechanisms.

More than half of proteins are small proteins (molecular mass &#60;200 kDa) that are challenging for both electron microscope imaging and three-dimensional reconstructions. Optimized negative staining is a robust and high-throughput protocol to obtain high contrast and relatively high resolution (~1 nm) images of small asymmetric proteins or complexes under different physiological conditions.

Ottimizzato colorazione negativa: un protocollo ad alta velocità per l&#39;esame di piccole e asimmetrica Protein Structure da microscopia elettronica

Structural determination of proteins is rather challenging for proteins with molecular masses between 40 - 200 kDa. Considering that more than half of ...

Ricerca

Ambiente

Experimental Protocol for Manipulating Plant-induced Soil Heterogeneity

Coexistence theory has often treated environmental heterogeneity as being independent of the community composition; however biotic feedbacks such as plant-soil feedbacks (PSF) have large effects on plant performance, and create environmental heterogeneity that depends on the community composition. Understanding the importance of PSF for plant community assembly necessitates understanding of the role of heterogeneity in PSF, in addition to mean PSF effects. Here, we describe a protocol for manipulating plant-induced soil heterogeneity. Two example experiments are presented: (1) a field experiment with a 6-patch grid of soils to measure plant population responses and (2) a greenhouse experiment with 2-patch soils to measure individual plant responses. Soils can be collected from the zone of root influence (soils from the rhizosphere and directly adjacent to the rhizosphere) of plants in the field from conspecific and heterospecific plant species. Replicate collections are used to avoid pseudoreplicating soil samples. These soils are then placed into separate patches for heterogeneous treatments or mixed for a homogenized treatment. Care should be taken to ensure that heterogeneous and homogenized treatments experience the same degree of soil disturbance. Plants can then be placed in these soil treatments to determine the effect of plant-induced soil heterogeneity on plant performance. We demonstrate that plant-induced heterogeneity results in different outcomes than predicted by traditional coexistence models, perhaps because of the dynamic nature of these feedbacks. Theory that incorporates environmental heterogeneity influenced by the assembling community and additional empirical work is needed to determine when heterogeneity intrinsic to the assembling community will result in different assembly outcomes compared with heterogeneity extrinsic to the community composition.

Understanding the role of environmental heterogeneity in species coexistence has typically focused on types of heterogeneity that are extrinsic to the community&#8217;s species composition. We provide novel detailed methods for creating soil heterogeneity treatments using soils subject to plant-soil feedback conditioning, or heterogeneity intrinsic to the community composition.

Protocollo sperimentale per eterogeneità del terreno manipolazione Plant-indotta

Coexistence theory has often treated environmental heterogeneity as being independent of the community composition; however biotic feedbacks such as ...

A Protocol for Conducting Rainfall Simulation to Study Soil Runoff

Rainfall is a driving force for the transport of environmental contaminants from agricultural soils to surficial water bodies via surface runoff. The objective of this study was to characterize the effects of antecedent soil moisture content on the fate and transport of surface applied commercial urea, a common form of nitrogen (N) fertilizer, following a rainfall event that occurs within 24&#160;hr&#160;after fertilizer application. Although urea is assumed to be readily hydrolyzed to ammonium and therefore not often available for transport, recent studies suggest that urea can be transported from agricultural soils to coastal waters where it is implicated in harmful algal blooms. A rainfall simulator was used to apply a consistent rate of uniform rainfall across packed soil boxes that had been prewetted to different soil moisture contents. By controlling rainfall and soil physical characteristics, the effects of antecedent soil moisture on urea loss were isolated. Wetter soils exhibited shorter time from rainfall initiation to runoff initiation, greater total volume of runoff, higher urea concentrations in runoff, and greater mass loadings of urea in runoff. These results also demonstrate the importance of controlling for antecedent soil moisture content in studies designed to isolate other variables, such as soil physical or chemical characteristics, slope, soil cover, management, or rainfall characteristics. Because rainfall simulators are designed to deliver raindrops of similar size and velocity as natural rainfall, studies conducted under a standardized protocol can yield valuable data that, in turn, can be used to develop models for predicting the fate and transport of pollutants in runoff.

A rainfall simulator was used to apply a consistent rate of uniform rainfall to packed soil boxes in a study of the fate and transport of urea, a nonpoint source environmental contaminant. Under uniform soil and rainfall conditions, antecedent soil moisture content exerted strong control over urea loss in surface runoff.

Un protocollo per Condurre Pioggia di simulazione per studiare deflusso del suolo

Rainfall is a driving force for the transport of environmental contaminants from agricultural soils to surficial water bodies via surface runoff. The ...

A Protocol for Collecting and Constructing Soil Core Lysimeters

Leaching of nutrients from land applied fertilizers and manure used in agriculture can lead to accelerated eutrophication of surface water. Because the landscape has complex and varied soil morphology, an accompanying disparity in flow paths for leachate through the soil macropore and matrix structure is present. The rate of flow through these paths is further affected by antecedent soil moisture. Lysimeters are used to quantify flow rate, volume of water and concentration of nutrients leaching downward through soils. While many lysimeter designs exist, accurately determining the volume of water and mass balance of nutrients is best accomplished with bounded lysimeters that leave the natural soil structure intact. 
Here we present a detailed method for the extraction and construction of soil core lysimeters equipped with soil moisture sensors at 5 cm and 25 cm depths. Lysimeters from four different Coastal Plain soils (Bojac, Evesboro, Quindocqua and Sassafras) were collected on the Delmarva Peninsula and moved to an indoor climate controlled facility. Soils were irrigated once weekly with the equivalent of 2 cm of rainfall to draw down soil nitrate-N concentrations. At the end of the draw down period, poultry litter was applied (162 kg TN ha-1) and leaching was resumed for an additional five weeks. Total recovery of applied irrigation water varied from 71% to 85%. Nitrate-N concentration varied over the course of the study from an average of 27.1 mg L-1 before litter application to 40.3 mg L-1 following litter application. While greatest flux of nutrients was measured in soils dominated by coarse sand (Sassafras) the greatest immediate flux occurred from the finest textured soil with pronounced macropore development (Quindocqua).

A detailed method for extraction and assembly of intact soil core lysimeters and their use for study of leachate and associated loss of nutrients from surface applied poultry litter is demonstrated.

Un protocollo per la raccolta e la costruzione del suolo lisimetri core

Leaching of nutrients from land applied fertilizers and manure used in agriculture can lead to accelerated eutrophication of surface water. Because the ...

Evaluating the Effect of Environmental Chemicals on Honey Bee Development from the Individual to Colony Level

The presence of pesticides in the beekeeping environment is one of the most serious problems that impacts the life of a honey bee. Pesticides can be brought back to the beehive after the bees have foraged on flowers that have been sprayed with pesticides. Pesticide contaminated food can be exchanged between workers which then feed larvae and therefore can potentially affect the development of honey bees. Thus, residual pesticides in the environment can become a chronic damaging factor to honey bee populations and gradually lead to colony collapse. In the presented protocol, honey bee feeding methods are described and applied to either an individual honey bee or to a colony. Here, the insect growth regulator (IGR) pyriproxyfen (PPN), which is widely used to control pest insects and is harmful to the development of honey bee larvae and pupae, is used as the pesticide. The presenting procedure can be applied to other potentially harmful chemicals or honeybee pathogens for further studies.

Herein we present a method to feed pesticide contaminated food to both an individual honey bee and a beehive colony. The procedure evaluates the pesticide effect on individual honey bees by in vivo feeding of basic larval diet and also on the natural condition of beehive colony.

Valutare l&#39;effetto delle sostanze chimiche ambientali su Honey Bee sviluppo dall&#39;individuo alla colonia Livello

The presence of pesticides in the beekeeping environment is one of the most serious problems that impacts the life of a honey bee. Pesticides can be ...

Video Tracking Protocol to Screen Deterrent Chemistries for Honey Bees

The European honey bee, Apis mellifera L., is an economically and agriculturally important pollinator that generates billions of dollars annually. Honey bee colony numbers have been declining in the United States and many European countries since 1947. A number of factors play a role in this decline, including the unintentional exposure of honey bees to pesticides. The development of new methods and regulations are warranted to reduce pesticide exposures to these pollinators. One approach is the use of repellent chemistries that deter honey bees from a recently pesticide-treated crop. Here, we describe a protocol to discern the deterrence of honey bees exposed to select repellent chemistries. Honey bee foragers are collected and starved overnight in an incubator 15 h prior to testing. Individual honey bees are placed into Petri dishes that have either a sugar-agarose cube (control treatment) or sugar-agarose-compound cube (repellent treatment) placed into the middle of the dish. The Petri dish serves as the arena that is placed under a camera in a light box to record the honey bee locomotor activities using video tracking software. A total of 8 control and 8 repellent treatments were analyzed for a 10 min period with each treatment was duplicated with new honey bees. Here, we demonstrate that honey bees are deterred from the sugar-agarose cubes with a compound treatment whereas honey bees are attracted to the sugar-agarose cubes without an added compound.

The loss of honey bee colonies presents a challenge to crop pollination services. Current pollinator protection practices warrant an alternative approach to minimize the contact of honey bees to harmful pesticides using repellent chemistries. Here, we provide detailed methods for a visual tracking protocol to screen deterrents for bees.

Protocollo di monitoraggio video a chimici detergenti dello schermo per le api di miele

The European honey bee, Apis mellifera L., is an economically and agriculturally important pollinator that generates billions of dollars annually. Honey ...

Experimental Protocol for Detecting Mitochondrial Function in Hepatocytes Exposed to Organochlorine Pesticides

This paper presents detailed methods on detecting hepatic mitochondrial function for a better understanding the cause of metabolic disorders caused by environmental organochlorine pesticides (OCPs) in hepatocytes. HepG2 cells were exposed to &#946;-hexachlorocyclohexane (&#946;-HCH) for 24 h at an equivalent dose of internal exposure in general population. Ultrastructure in hepatocytes was examined by transmission electron microscopy (TEM) to show the damage of mitochondria. Mitochondrial function was further evaluated by mitochondrial fluorescence intensity, adenosine 5'-triphosphate (ATP) levels, oxygen consumption rate (OCR) and mitochondrial membrane potential (MMP) in HepG2 cells incubated with &#946;-HCH. The mitochondria fluorescence intensity after stained by mitochondrial green fluorescent probe was observed with a fluorescence microscopy. The luciferin-luciferase reaction was used to determine ATP levels. The MMP was detected by the cationic dye JC-1 and analyzed under flow cytometry. OCR was measured with an extracellular flux analyzer. In summary, these protocols were used in detecting mitochondrial function in hepatocytes with to investigate mitochondria damages.

Understanding the influence of environmental organochlorine pesticides (OCPs) on mitochondrial function in hepatocytes is important in exploring the mechanism of OCPs causing metabolic disorders. This paper presents detailed methods on detecting hepatic mitochondrial function.

Protocollo sperimentale per il rilevamento della funzione mitocondriale negli eparitociti esposti ai pesticidi organoclorina

This paper presents detailed methods on detecting hepatic mitochondrial function for a better understanding the cause of metabolic disorders caused by ...

In Vitro Rearing of Solitary Bees: A Tool for Assessing Larval Risk Factors

Although solitary bees provide crucial pollination services for wild and managed crops, this species-rich group has been largely overlooked in pesticide regulation studies. The risk of exposure to fungicide residues is likely to be especially high if the spray occurs on, or near host plants while the bees are collecting pollen to provision their nests. For species of Osmia that consume pollen from a select group of plants (oligolecty), the inability to use pollen from non-host plants can increase their risk factor for fungicide-related toxicity. This manuscript describes protocols used to successfully rear oligolectic mason bees, Osmia ribifloris sensu lato, from egg to prepupal stage within cell culture plates under standardized laboratory conditions. The in vitro-reared bees are subsequently used to investigate the effects of fungicide exposure and pollen source on bee fitness. Based on a 2 &#215; 2 fully crossed factorial design, the experiment examines the main and interactive effects of fungicide exposure and pollen source on larval fitness, quantified by prepupal biomass, larval developmental time, and survivorship. A major advantage of this technique is that using in vitro-reared bees reduces natural background variability and allows the simultaneous manipulation of multiple experimental parameters. The described protocol presents a versatile tool for hypotheses testing involving the suite of factors affecting bee health. For conservation efforts to be met with significant, lasting success, such insights into the complex interplay of physiological and environmental factors driving bee declines will prove to be critical.

In Vitro Rearing of Solitary Bees: A Tool for Assessing Larval Risk Factors

Fungicide sprays on flowering plants may expose solitary bees to high concentrations of pollen-borne fungicide residues. Using laboratory-based experiments involving in vitro-reared bee larvae, this study investigates the interactive effects of consuming fungicide-treated pollen derived from host and non-host plants.

In Vitro Allevamento di api solitarie: uno strumento per valutare i fattori di rischio larvale

Although solitary bees provide crucial pollination services for wild and managed crops, this species-rich group has been largely overlooked in pesticide ...

Experimental Protocol for Examining Behavioral Response Profiles in Larval Fish: Application to the Neuro-stimulant Caffeine

Fish models and behaviors are increasingly used in the biomedical sciences; however, fish have long been the subject of ecological, physiological and toxicological studies. Using automated digital tracking platforms, recent efforts in neuropharmacology are leveraging larval fish locomotor behaviors to identify potential therapeutic targets for novel small molecules. Similar to these efforts, research in the environmental sciences and comparative pharmacology and toxicology is examining various behaviors of fish models as diagnostic tools in tiered evaluation of contaminants and real-time monitoring of surface waters for contaminant threats. Whereas the zebrafish is a popular larval fish model in the biomedical sciences, the fathead minnow is a common larval fish model in ecotoxicology. Unfortunately, fathead minnow larvae have received considerably less attention in behavioral studies. Here, we develop and demonstrate a behavioral profile protocol using caffeine as a model neurostimulant. Though photomotor responses of fathead minnows were occasionally affected by caffeine, zebrafish&#160;were markedly more sensitive for photomotor and locomotor endpoints, which responded at environmentally relevant levels. Future studies are needed to understand comparative behavioral sensitivity differences among fish with age and time of day, and to determine whether similar behavioral effects would occur in nature and be indicative of adverse outcomes at the individual or population levels of biological organization.

Here, we present a protocol to examine larval zebrafish and fathead minnow locomotor activities and photomotor responses (PMR) using an automated tracking software. When incorporated in common toxicology bioassays, analyses of these behaviors provide a diagnostic tool to examine chemical bioactivity. This protocol is described using caffeine, a model neurostimulant.

Protocollo sperimentale per l'esame di profili di risposta comportamentale nel pesce larvale: applicazione alla caffeina Neuro-stimolante

Fish models and behaviors are increasingly used in the biomedical sciences; however, fish have long been the subject of ecological, physiological and ...

Measuring Hypopharyngeal Gland Acinus Size in Honey Bee (Apis mellifera) Workers

The nurse hypopharyngeal glands produce the protein fraction of the worker and royal jelly that is fed to developing larvae and queens. These paired glands that are located in the head of the bee are highly sensitive to the quantity and quality of pollen and pollen substitutes that the nurse bee consumes. The glands get smaller when nurses are fed deficient diets and are large when they are fed complete diets. Because nurse hypopharyngeal gland size is a robust indicator of nurse nutrition, it is essential that those studying honey bee nutrition know how to measure these glands. Here, we provide detailed methods for dissecting, staining, imaging, and measuring nurse bee hypopharyngeal glands. We present comparisons of unstained and stained tissue and data that were used to study the impact of pollen on gland size. This method has been used to test how diet impacts hypopharyngeal gland size but has further use for understanding the role of these glands in hive health.

Measuring Hypopharyngeal Gland Acinus Size in Honey Bee Apis mellifera Workers

Hypopharyngeal gland acinus size is a robust measure of nurse honey bee nutrition. Here, we provide a detailed protocol for dissecting, staining, imaging, and measuring nurse bee hypopharyngeal gland acini.

Formato di Acinus ghiandola Hypopharyngeal misurazione in lavoratori ape del miele (mellifera di Apis)

The nurse hypopharyngeal glands produce the protein fraction of the worker and royal jelly that is fed to developing larvae and queens. These paired ...