We thank members of the Wilson lab for their helpful advice on the fabrication method.
This work was supported by the Simons Foundation, a NIH pathway to independence career award from the NINDS and a NARSAD Young Investigator Award (to M.M.H.) as well as grants from the NIH (to M.A.W.).

1. finalità di progettazione <ol><li> Identificare la regione del cervello di scelta (nucleo genicolato laterale (LGN, talamo visivo)), scorrendo attraverso le sezioni sagittali delle elettroniche atlante del cervello del mouse. </li><li> Ad coordinate A / P (-2.3 - -2.7 mm), la LGN è più ampia. Utilizzare questa regione per progettare la parte inferiore dell&#39;unità (pezzi in basso). NOTA: Un totale di 8 elettrodi indipendentemente mobili può essere utilizzato per mirare LGN (4-6 elettrodi renderà al LGN, 2-4 elettrodi vengono aggiunti per compensare errori di impianto, Figura 1A). </li><li> In Solidworks, disegnare uno schizzo del corpo disegno (Figura 1B) nel piano frontale. Fare clic su schizzo, e quindi utilizzare combinazione di linee e curve per disegnare uno schizzo che includerà i contorni per la base dell&#39;unità, maniglie e poliammide mezze slot, come mostrato. Verificare che il profilo non contiene alcun gap aperti. Quindi fare clic su Esci dallo schizzo. </li><li> Avanti, selezionare sia i piani anteriore destro e, quindi fare clic su &quot;Create Axis &quot;. Quindi, creare il design del modello 3D del corpo ruotando il evidenziata blu contorno schizzo (Figura 1B) 360 °. Nel menu funzioni, fare clic su &quot;rivoluzione Estrusione / Base&quot;. Scegliere la linea mediana come asse di rivoluzione. Nella sezione dei parametri, sotto la direzione 1 cliccare cieco, e sotto l&#39;angolo selezionate 360.00 gradi. Nella sezione contorni selezionato, verificare che l&#39;azzurro ha evidenziato contorno è quello selezionato. </li><li> Crea un poliimmide half-slot by revolving rosso evidenziato contorni 13 ° (Figura 1C, alto a sinistra). I passaggi sono identici a 1.4 sopra tranne che per la specifica angolazione </li><li> Creare un&#39;unità gestisce ruotando il contorno verde 15 ° (Figura 1C, in alto a destra). </li><li> Creare la seconda maniglia dell&#39;unità utilizzando la funzione di modello circolare (Figura 1C, in basso a sinistra). Nel menu funzioni, fare clic su &quot;Pattern circolare&quot;. In Parametri, scegliere la linea mediana come asse di rivoluzione. Selezionare 180.00 gradi come l&#39;angolo, e 2 come il numero di istanze. Assicurarsi che la prima maniglia è selezionato in &quot;Funzioni per modello&quot;. </li><li> Crea sedici poliimmide mezze slot utilizzando la funzione di modello circolare (Figura 1C, in basso a sinistra). Eseguire movimenti simili a 1,7, ma selezionare la poliimmide primo semestre slot come le &quot;Funzioni da ripetere&quot;. L&#39;angolo è di 22,5 ° e il numero di istanze sono 16 (Nota: questo è solo 360 ° diviso per il numero di volte che si desidera modello la funzione) </li><li> Creare un nuovo piano su cui disegnare la presa poliimmide. Raggiungere questo obiettivo facendo clic su &quot;Inserisci&quot; nel menu principale. Fare clic su &quot;Geometria di riferimento&quot;, Selezionare le due facce di slot e mezzo in poliammide, e quindi fare clic su &quot;Crea nuovo piano&quot;; (Figura 1D, in alto) </li><li> Creare il ricettacolo microdrive (il foro della vite, poliimmidi foro e guida anti-torsione (Figura 1D, in basso). Raggiungere questo con la creazione diuno schizzo che racchiude tutte queste caratteristiche sul nuovo piano creata in 1.9. Si noti che per le guide anti-coppia, definiscono un asse di mezzeria tra i due lati delle migliori slot poliammide. Poi, disegnare le guide anti-coppia creando due cerchi perpendicolari alla linea centrale, i cui centri sono 1 raggio a parte, e poi tagliare il contorno centrale. </li><li> Nel menu Funzioni, cliccare su &quot;Estrusione Estrusione / Base&quot; per creare la guida antitorque e scegliere una estrusione cieco di 10 mm che vanno verso l&#39;alto e di 2 mm di andare verso il basso. Per il foro della vite e il foro poliimmide, clicca su &quot;cut Extrude&quot;, e scegliere sei millimetri cieco, e un paio di mm che vanno verso l&#39;alto per entrambi (Figura 1E, a sinistra). </li><li> Motivo presa micro-drive 16x, utilizzando il centro come asse di rivoluzione (22,5 °, 16 casi, pari spaziatura), (Figura 1E, a destra) </li><li> Sulla sommità del manico, disegnare una casella 3 x 3 mm a partire dalla punta centro del manico rigido, di fronte alla centraleXIS. Estrudere questo 2 mm verso l&#39;alto utilizzando la funzione &quot;Extrude Boss&quot;. Disegnare cerchi di diametro 1 mm nei punti in cui le viti della BEI andrà avanti. In seguito, fare 1,5 millimetri &quot;Extrude Cut&quot; per fare un buco. Quindi, il modello di scatola e foro due volte utilizzando la funzione di pattern circolare (overlay di testo: 180 °, 2 casi, pari spaziatura, su asse centrale). </li><li> Utilizzare le dimensioni (in millimetri) in Figura 1F per disegnare un pezzo schizzo superiore. Utilizzare il &quot;Estrusione Estrusione / Base&quot; per fare un modello 3D di esso. NOTA: Dopo queste operazioni la progettazione dell&#39;unità è completo. Il corpo unità fisica è creato attraverso il processo di stereolitografia. Ci sono un certo numero di aziende che offrono la stampa stereolitografia basato su file STL. Si consiglia di servizi in grado di stampare in plastica dura (come Accura® 55), con una risoluzione minima di almeno 0,1 mm. </li></ol> 2 Preparazione dei Componenti Hyperdrive <ol><li> Disporre una piccola(: &#39;. / 0116&#39; ID / OD 0,0071 &#39;&#39;; parete: 0,00225) pezzo di nastro biadesivo su una superficie piana e tagliare il numero necessario di 31 tubi di poliimmide G a circa 8 centimetri (Figure 2A - 2B) . </li><li> Disporre il primo strato di tubi guida sul nastro biadesivo, avendo cura di posizionare i tubi di guida il più vicino possibile l&#39;uno all&#39;altro sul nastro. Tamponare una piccola quantità di sottile, cianoacrilato colla sopra lo strato di poliimmidi. (Figura 2C) </li><li> Rapidamente stendere un secondo strato di poliimmidi (Figura 2D). </li><li> Creare un segnaposto in fibra ottica utilizzando una cannula 26 G. Assicurarsi che questo è lubrificato con un lubrificante a base di Teflon prima di essere incorporate nel complesso (Figura 2E). </li><li> Applicare una linea di epossidico 4-5 mm di lunghezza perpendicolare al fascio poliimmide (Figura 2F). Una volta che la resina è indurita (2-3 ore), rimuovere il nastro dal livello inferiore e reepoxy l&#39;altro lato. Dopo che la resina è indurita nuovamente, il G cannula 26 può essere rimosso e il costrutto tagliato a metà con una lama di rasoio (figura 2G), risultando in due matrici poliimmidi, ognuno dei quali può essere utilizzato per una hyperdrive (Figura 2H). </li><li> Stampate il modello cono su un foglio di carta trasparente e tagliare una corrispondente foglio di alluminio pesante dazio (Figure 3A - 3C). </li><li> Applicare uno strato di resina epossidica per il foglio di alluminio e applicare rapidamente la carta della trasparenza. Utilizzo di un oggetto pesante o un tassello di legno, appianare la resina epossidica in modo che sia distribuito uniformemente (Figura 3D). </li><li> Ritagliare il modello di cono e serrare insieme usando un coccodrillo. Infine, usare un&#39;altra piccola quantità di resina epossidica per fissare in modo permanente i pezzi (Figura 3E). </li></ol> 3 Montaggio finale del Microdrive <ol><li> Fissare la BEI per il corpo rigido, E reinserire il 26 G cannula attraverso la matrice tubo di guida poliimmide. Allineare la matrice poliimmide con il corpo dell&#39;unità utilizzando il foro in fibra ottica della BEI per garantire che i tubi di guida sono perpendicolari alla BEI ed epossidiche la matrice al corpo dell&#39;unità avendo cura di garantire che nessun epossidico scorre nei tubi guida o nella corpo rigido (Figure 4A - 4C). </li><li> Mappa ciascun tubo di guida nella matrice poliimmide ad una corrispondente staffa sulla parete interna del corpo di trascinamento. Far scorrere un piccolo anello di 33 G poliimmide su ogni tubo di guida e nel supporto e applicare una piccola quantità di colla cianoacrilato apporre ogni tubo di guida. (Figure 4D - 4E) Infine, epossidici tutto l&#39;apparato alla parete interna del corpo di trascinamento e tagliare le poliimmidi modo che sporgono sopra il labbro interno (figure 4F - 4G). </li><li> Costruire un gruppo di microdrive mettendo una delle custom-bviti ostruito attraverso il foro centrale di un pezzo superiore seguito da una delle sorgenti 5 mm. Spostare il foro esterno del pezzo superiore su una delle rotaie, e guidare delicatamente la vite. Guidare la vite fino alla primavera raggiunge la sua lunghezza minima compresso. (Figure 4H - 4I) Ripetere questa procedura per ogni guida / Microdrive (figura 4J). </li><li> Girare l&#39;array di unità a testa in giù e scattare una foto della matrice tubo di guida. Questa immagine sarà utilizzata per mappare la posizione del tubo di guida corrispondente a ciascun microdrive (Figura 4K). </li><li> Inserire un tubo in poliimmide (0.005 &#39;) in ogni provetta guida dal fondo della base dell&#39;unità. Sia il tubo portante estende 1-2 mm dalla parte superiore del microdrive completamente abbassata e registrare sulla fotografia l&#39;identità del corrispondente micro-unità. (Figure 4L - 4M) </li><li> Resina epossidica il tubo poliimmide al supporto microdrive, facendo attenzione a non let epossidica correre attraverso il microdrive sulla molla o vite (figure 4N, 4P - 4Q). </li><li> Abbassare completamente tutti i Microdrive. Tagliare tutte le provette polyimide a filo nella parte inferiore della matrice poliimmide (Figura 4O). </li><li> Montare la scheda di interfaccia elettrodo alla base dell&#39;unità utilizzando due # 00-90 x 3/16 &#39;&#39; viti (Figura 4R). NOTA: A questo punto l&#39;array di unità è pronta per essere caricato con stereotrodes o tetrodi. Per i dettagli sulla costruzione tetrodo e carico, vedere 10. La base dell&#39;unità stampata e le Microdrive sono stati progettati in SolidWorks 2011 software 3D CAD: link per scaricare i file SolidWorks. </li><li> Dopo il caricamento, invertire l&#39;unità e con attenzione abbassare il cono di schermatura sopra l&#39;unità in modo che solo il pezzo inferiore sporge. Fissare il cono schermatura dal epoxying cono al corpo rigido. </li><li> Dopo il cono è attaccato, una piccola striscia di lunghezzafilo di acciaio inossidabile (.008 &#39;&#39; Bare, 0,011 &#39;&#39; Coated) e il pin alla BEI. Gratta l&#39;, parte interna in alluminio del cono con un ago e mettere a terra il filo di acciaio al cono con vernice argento. Una volta che la vernice argento si è asciugata, rafforzare con una piccola quantità di resina epossidica. In alternativa, il filo di acciaio può essere direttamente collegato al cono con una piccola quantità di resina epossidica conduttiva (MG Chemicals, Surrey, Canada). </li></ol>

<ol>
	<li>Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond-timescale,+genetically+targeted+optical+control+of+neural+activity.">Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity.</a> Nat Neurosci. 8, 1263-1268 (2005).</li><li>Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+and+application+of+optogenetics.">The development and application of optogenetics.</a> Annu Rev Neurosci. 34, 389-412 (2011).</li><li>Alexander, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Remote+control+of+neuronal+activity+in+transgenic+mice+expressing+evolved+G+protein-coupled+receptors.">Remote control of neuronal activity in transgenic mice expressing evolved G protein-coupled receptors.</a> Neuron. 63, 27-39 (2009).</li><li>Halassa, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+optical+drive+of+thalamic+reticular+nucleus+generates+thalamic+bursts+and+cortical+spindles.">Selective optical drive of thalamic reticular nucleus generates thalamic bursts and cortical spindles.</a> Nat Neurosci. 14, 1118-1120 (2011).</li><li>Tsien, J. Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subregion-+and+cell+type-restricted+gene+knockout+in+mouse+brain.">Subregion- and cell type-restricted gene knockout in mouse brain.</a> Cell. 87, 1317-1326 (1996).</li><li>Nestler, E. J., Hyman, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+neuropsychiatric+disorders.">Animal models of neuropsychiatric disorders.</a> Nat Neurosci. 13, 1161-1169 (2010).</li><li>Collins, P. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Grand+challenges+in+global+mental+health.">Grand challenges in global mental health.</a> Nature. 475, 27-30 (2011).</li><li>Wilson, M. A., McNaughton, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamics+of+the+hippocampal+ensemble+code+for+space.">Dynamics of the hippocampal ensemble code for space.</a> Science. 261, 1055-1058 (1993).</li><li>Wilson, M. A., McNaughton, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reactivation+of+hippocampal+ensemble+memories+during+sleep.">Reactivation of hippocampal ensemble memories during sleep.</a> Science. 265, 676-679 (1994).</li><li>Nguyen, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-drive+array+for+chronic+in+vivo+recording:+tetrode+assembly.">Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly.</a> J Vis Exp. (26), (2009).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Questo protocollo descrive il processo di costruzione di una matrice microdrive ultra-leggero per il targeting un unico o più regioni del cervello nel topo. Dopo le fasi finali di costruzione, il hyperdrive è pronto per essere impiantato utilizzando tecniche di impianto chirurgico standard e apposto cranio del mouse con cemento dentale. Messaggio impianto, gli elettrodi possono ogni essere avanzato in maniera indipendente con un piccolo cacciavite, mentre il mouse è trattenuto a mano. La distanza per turno che ogni elettrodo anticipi è determinata dal passo della vite. Utilizzando le viti di riferimento qui avanza ogni elettrodo circa 150 mm per ogni turno, se la metà e quarti di giro possono essere utilizzati per una maggiore risoluzione. Le dimensioni del disegno in Figura 1B determinano la dimensione complessiva dell&#39;impianto, dunque, un modo ovvio per ridimensionare impianti bidirezionalmente è cambiare le dimensioni su quel disegno critico. Inoltre, the lunghezza delle viti può essere esteso per indirizzare le strutture cerebrali profonde. Si consiglia su ordine viti in titanio, come quelli sono leggeri e meno fragile rispetto all&#39;acciaio. Si noti che le rotaie antitorque bisogno di scalare linearmente con la lunghezza della vite, ed a questo punto non hanno determinato la lunghezza massima a cui queste strutture possono essere stampati. Per indirizzare più regioni cerebrali, la forma del pezzo inferiore può essere modificato. L&#39;aggiunta di rondelle di dimensioni conosciute (spessore 200 micron), potrebbe fornire distanziatori necessari tra poliimmidi destinate strutture cerebrali distinte (per esempio, ippocampo e corteccia prefrontale). Questi potrebbero essere inclusi nella procedura pezzo di montaggio inferiore, e poi tagliare dopo la resina epossidica indurisce. Un grande limite di questo progetto è la sua dipendenza da software proprietario (Solidworks in questo caso). Il futuro sviluppo di programmi open source che forniscono interfacce user friendly favorevole alla progettazione di tali apparecchiature con il minimo ingegneria backggiro sarebbe di enorme beneficio per la comunità neuroscienze. Questo metodo fornisce diversi vantaggi rispetto ai metodi esistenti. In primo luogo, il design è semplice, dipende molto pochi schizzi (Figura 1). In secondo luogo, è ultra-leggero, che non richiede cemento dentale o materiale pesante per andare nel suo assemblaggio. Nel complesso, pesa circa 1,7 g - quasi un terzo del peso della protesi in commercio di una funzionalità simile. In terzo luogo, non richiede attrezzature specializzate per rendere - il corpo dell&#39;impianto può essere stampato in 3D da diverse fonti (ad esempio approto.com, ma ci sono molti altri); le viti possono essere realizzati su misura (per esempio antrinonline.com); le molle sono disponibili in commercio (ad esempio leesprings.com); e di conseguenza l&#39;intero processo di assemblaggio può avvenire in un giorno. Infine, questi impianti sono stati utilizzati per registrare da diverse regioni del cervello durante il foraggiamento naturale, compiti comportamentali strutturati e sonno (Figura5). Le future applicazioni di questo metodo includono attuare la sua scalabilità. E &#39;probabile che l&#39;impianto può essere bidirezionale scalata semplicemente cambiando 1) le dimensioni del disegno in figura 1B e, 2) il numero di recipienti microdrive (Figura 1D) fantasia. Ad esempio, si può essere scalato verso il basso per registrare da topi si comportano liberamente nelle prime fasi di sviluppo, e scalato verso l&#39;alto per registrare da ratti, conigli, furetti e primati non umani, forse. Una parola finale è quello di ricordare al lettore che critica per attuare con successo il metodo di cui è al prototipo eventuali modifiche che implementano stl file di progettazione allegati. Il lettore noterà, per esempio, che il disegno allegato contiene una &quot;figura 8&quot; rotaia antitorque. Questo è stato il miglior progetto data la limitazione di stampa 3D, come spesso viene richiesto che perforiamo questi fori. Avere esso un cerchio, avrebbe compstabilità romise, ma avendo esso un quadrato o una forma angolata limiterebbe la capacità di fissare le imperfezioni di stampa 3D da perforazione.

Mus musculus ha, grazie alla sua trattabilità genetica, diventato rapidamente il modello animale di scelta per i fisiologi interessati a livello microcircuito dissezione di neuroni geneticamente identificati e nelle indagini modelli murini di malattie umane. Ad esempio, la recente introduzione di strumenti genetici causali, quali attuatori optogenetic genetiche e chimiche ha permesso sperimentali per testare la necessità e la sufficienza dei circuiti neurali individuati nel comportamento 1-4. L&#39;ampia disponibilità di linee ricombinanti transgeniche driver del mouse (Cre-linee), ha amplificato la facilità sperimentale con cui sottotipi neuronali sono mirati, aggiungendo al valore del mouse per questi esperimenti 5. Allo stesso modo, gli schermi genetiche e genomiche ampie associazioni di disturbi neurologici e psichiatrici comuni hanno facilitato l&#39;identificazione dei fattori di rischio genetici per la malattia del cervello 6,7. Questi progressi, in combinazione con la crescitastrumenti per la manipolazione genetica e l&#39;ingegneria del genoma nei topi, hanno reso l&#39;organismo di scelta per la modellazione di malattie umane. La combinazione di modelli di malattia e strumenti genetiche causali offre un&#39;opportunità senza precedenti per capire la malattia del cervello e individuare gli obiettivi a livello di circuito per gli interventi. Per sfruttare al meglio questi strumenti molecolari e ottenere informazioni in funzione microcircuito in salute e malattia, è essenziale per loro coppia con letture fisiologiche di attività cerebrale. Idealmente, lo sperimentatore sarebbe in grado di controllare un gran numero di neuroni mantenendo la risoluzione di singola cellula. Extracellulari, registrazioni multi-elettrodo in animali si comportano liberamente fornire tale opportunità; Tuttavia, l&#39;uso di questa tecnologia nel topo è stato limitato. Per registrare da piccoli bersagli (ad esempio, strato CA1 nell&#39;ippocampo), è necessario in quanto piccoli movimenti di elettrodi di registrazione seguenti Surgic l&#39;uso di elettrodi regolabilial impianto rendono impossibile per mantenere la stabilità di registrazione 8,9. Tradizionalmente, i metodi che sono stati impiegati per spostare gli elettrodi nel cervello impongono limitazioni di peso quando usato nel topo, rendendo difficile accoppiare la registrazione di un gran numero di neuroni con comportamento in questo organismo. Qui, vengono introdotti i metodi per la fabbricazione in miniatura, ultra-leggeri, matrici di microelettrodi che sono singolarmente personalizzabili per la regione del cervello in fase di mira, optogenetics-compatibile e facilmente assemblati da parti disponibili in commercio. Ogni &quot;microdrive&quot; all&#39;interno del multi-elettrodo &quot;hyperdrive&quot; utilizza un meccanismo a molla-e-vite per far avanzare l&#39;elettrodo e una guida di plastica, integrato nel corpo hyperdrive, per contrastare la coppia dalla vite. In primo luogo, il processo di progettazione dei corpi dell&#39;iperguida e microdrive in un programma CAD per la stampa 3D è descritta. Progettando corpi dell&#39;iperguida che sono personalizzatiper strutture specifiche, è possibile aumentare la precisione di targeting e di aumentare ulteriormente il rendimento del preparato. In secondo luogo, il processo di fabbricazione è descritto in dettaglio, in cui l&#39;array multi-elettrodo viene assemblato a mano da parti che sono disponibili in commercio. Questa tecnica è stata utilizzata, con successo, di registrare da insiemi di neuroni nell&#39;ippocampo, nel talamo e la corteccia l&#39;animale libero di comportarsi durante foraggiamento naturale e le attività operanti.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="618">
	<tbody>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">Part Name</td>
			<td style="width:131px;">Manufacturer&#160;</td>
			<td style="width:143px;">Catalogue # (if applicable)</td>
			<td style="width:176px;">Part Description</td>
		</tr>
		<tr height="81">
			<td height="81" style="height:81px;width:169px;">Microdrive screws</td>
			<td style="width:131px;">Antrin</td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;">Half Circle .6UNM Titanium Screws. 8mm thread. 9mm length from under head.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:169px;">Tap-ease</td>
			<td style="width:131px;">AGS CO.</td>
			<td style="width:143px;">#TA2</td>
			<td style="width:176px;">Tapping Grease</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:169px;">Microdrives</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;">See .STL file</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:169px;">Drive Body</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;">See .STL file</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="81" rowspan="4" style="height:81px;width:169px;">Outer Polyimide Guide Tube</td>
			<td rowspan="4" style="width:131px;">Minvasive Components&#160;&#160;</td>
			<td rowspan="4" style="width:143px;">IWG Item # 72113300022-012</td>
			<td style="width:176px;">Length:12&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">ID:.0071&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">OD:.0116&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">WALL:.00225&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="81" rowspan="4" style="height:81px;width:169px;">Inner Polyimide Guide Tube</td>
			<td rowspan="4" style="width:131px;">Minvasive Components&#160;</td>
			<td rowspan="4" style="width:143px;">IWG Item # 72113900001-012</td>
			<td style="width:176px;">Length: 12&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">ID:.0035&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">OD:.0055&#8217;&#8217;,&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">WALL:.001&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">Grounding Wire</td>
			<td style="width:131px;">A-M Systems, Inc.</td>
			<td style="width:143px;">&#160;Catalog # 791900</td>
			<td style="width:176px;">.008&#39;&#39; Bare, .011&#39;&#39; Coated</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:169px;"></td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">Tri-Flow&#160;</td>
			<td style="width:131px;"></td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;">Teflon based lubricant - Aerosol</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="181" rowspan="5" style="height:181px;width:169px;">Microdrive Springs</td>
			<td rowspan="5" style="width:131px;">Lee Spring</td>
			<td rowspan="5" style="width:143px;">Part # CB0050B 07 E</td>
			<td style="width:176px;">Outside Diameter: 1.016 mm</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:176px;">Hole Diameter: 1.193 mm</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:176px;">Wire Diameter: 0.127 mm</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:176px;">Free Length 10.160 mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">Solid Length 3.581 mm</td>
		</tr>
		<tr height="59">
			<td height="80" rowspan="2" style="height:80px;width:169px;"><a name="RANGE!A24">Z-poxy 5 Minute</a></td>
			<td rowspan="2" style="width:131px;">Pacer Technology (Zap)</td>
			<td rowspan="2" style="width:143px;">PT37</td>
			<td rowspan="2" style="width:176px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:169px;">&#160;Silver Paint</td>
			<td style="width:131px;">&#160;GC Electronics</td>
			<td style="width:143px;">&#160;Part #: 22-023</td>
			<td style="width:176px;">Silver Print II</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="41" rowspan="2" style="height:41px;width:169px;"></td>
			<td rowspan="2" style="width:131px;">Tri-Flow&#160;</td>
			<td align="right" rowspan="2" style="width:143px;">20009</td>
			<td rowspan="2" style="width:176px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
		</tr>
		<tr height="59">
			<td height="100" rowspan="3" style="height:100px;width:169px;">26 Gauge Hypodermic Tube - Stainless Steel</td>
			<td rowspan="3" style="width:131px;">Small Parts&#160;</td>
			<td rowspan="3" style="width:143px;">HTXX-26T-12-10</td>
			<td style="width:176px;">Length: 12&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">ID: .012&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">OD: .018&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">EIB screws</td>
			<td style="width:131px;">Component Supply Co.</td>
			<td style="width:143px;">MX-0090-03SP</td>
			<td style="width:176px;">#00-90 x 3/16&#8217;&#8217;</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">Fine Scissors - Toughcut</td>
			<td style="width:131px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:143px;">14058-09</td>
			<td style="width:176px;">22mm</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:169px;">Transparency Paper</td>
			<td style="width:131px;">3M</td>
			<td style="width:143px;">PP2500</td>
			<td style="width:176px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:169px;">Aluminum Foil</td>
			<td style="width:131px;">Reynold&#39;s Wrap Heavy Duty</td>
			<td style="width:143px;"></td>
			<td style="width:176px;">Extra Thick</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

design and fabrication of ultralight weight, adjustable multi-electrode probes for electrophysiological recordings in mice

Il numero di indagini fisiologiche del muscolo topo, mus, ha sperimentato un recente aumento, parallelamente alla crescita nei metodi di genetica di targeting per microcircuito dissezione e la modellazione della malattia. L&#39;introduzione di optogenetics, per esempio, ha permesso per la manipolazione bidirezionale di neuroni geneticamente identificati, ad una risoluzione temporale senza precedenti. Per capitalizzare su questi strumenti e ottenere informazioni sui interazioni dinamiche tra microcircuiti cerebrali, è essenziale che si ha la possibilità di registrare da insiemi di neuroni in profondità all&#39;interno del cervello di questo piccolo roditore, in entrambe le preparazioni testa-fisso e liberamente comportarsi. Per registrare da strutture profonde e strati di cellule distinti richiede una preparazione che permette l&#39;avanzamento preciso degli elettrodi verso regioni cerebrali desiderati. Per registrare insiemi neurali, è necessario che ciascun elettrodo sia indipendente mobile, permettendo lo sperimentatore per risolvere singole celle lasciando neighbelettrodi oring indisturbati. Per fare entrambe le cose in un mouse liberamente comportarsi richiede un&#39;unità elettrodo che è leggero, resistente e altamente personalizzabile per il targeting strutture cerebrali specifiche. Una tecnica per la progettazione e la fabbricazione in miniatura, peso ultraleggero, schiere di elettrodi Microdrive che sono singolarmente personalizzabili e facilmente assemblati da parti disponibili in commercio è presentato. Questi dispositivi sono facilmente scalabili e possono essere personalizzati per la struttura nel mirino; è stato utilizzato con successo per registrare dalle regioni talamiche e corticali in un animale liberamente comportarsi durante comportamento naturale.

Costruzione impianto è un processo che inizia con la progettazione del 3D stampata hyperdrive (Figura 1), procedendo alla costruzione del pezzo inferiore (figura 2), il cono di schermatura (Figura 3), e l&#39;assemblaggio finale della hyperdrive, da costruzione individuale delle microdrives (Figura 4). Questi passaggi sono seguiti caricando i Microdrive con elettrodi (vedi 10). Dopo questa fase, è possibile utilizzare questi dispositivi per registrare da più regioni cerebrali. Nella Figura 5, viene tracciato da una registrazione simultanea del corpo genicolato laterale (LGN) e ippocampo (HPC) sono mostrati. La stabilità delle singole unità mostrate in Figura 5B è stato notevole, che mostra le forme d&#39;onda coerenti nel corso di diversi giorni. Questi neuroni sono stati confermati per essere LGN neuroni da essere sensibili alla stimolazione diodi emettitori di luce, come dimostra laperistimulus tempo istogramma (psth) in Figura 5C. In questa stessa preparazione, HPC potenziale campo locale è stato registrato come proxy per lo stato comportamentale. Queste tracce hanno evidenziato increspature taglienti onda (Figura 5D), durante la quiescenza comportamentale, in coerenza con la loro origine ippocampale. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/51675/51675fig1highres.jpg" /> Figura 1 Progettazione della hyperdrive in Solidworks. A. Schema di una sezione coronale di un cervello di topo in A / P coordinate -2,3 - -2.7 mm dal bregma. Quattro poliimmidi individuali (300 micron) sono disegnate sopra la corteccia, che illustra la destinazione di regione LGN (rosso) con elettrodi. B. Schizzo del corpo di design. Revolving il contorno blu 180 ° risultati in un modello del corpo di progettazione 3D (nel riquadro). C. Aggiunta di slot di poliimmide e auto maniglie per il corpo di design. Revolving il Highl rossocontorni ighted in B di 13 ° comporta un half-slot poliimmide (in alto a sinistra). Una maniglia dell&#39;unità viene aggiunto ruotando il contorno verde in B di 15 ° (in alto a destra). La seconda maniglia viene aggiunto utilizzando la funzione di modello circolare (in basso a sinistra). La stessa funzione può essere utilizzata per creare i 16 slot mezzo poliimmide (in basso a destra). D. Un nuovo piano viene aggiunto al progetto (in alto), che consente di creare un nuovo schizzo per il recipiente microdrive, che comprende il foro della vite, poliimmidi foro e guida antitorque (in basso). E. Queste funzioni saranno implementate nel progetto utilizzando le funzioni di taglio e di estrusione e ruotava a 360 ° per creare 16 recipienti. F. Dimensioni del disegno pezzo superiore (a sinistra) e il modello 3D (destra ). <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51675/51675fig1large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt= &quot;Figura 2&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 51675 / 51675fig2highres.jpg&quot; /&gt; Figura 2 Preparare il pezzo inferiore del hyperdrive. A. Il primo tubo poliimmide è posto sul nastro biadesivo. B. tubi successivi sono collocati singolarmente, avendo cura di ridurre al minimo lo spazio tra i tubi. C. Dopo il primo strato è disposto , un sottile strato di colla cianoacrilato si applica D. Un secondo strato di poliimmidi si aggiunge in fretta prima che la colla è asciugata. E. In cima al fascio poliimmidi, un G cannula 26 è aggiunto come segnaposto per la fibra ottica. F . L&#39;intero costrutto viene fissato saldamente con una goccia di resina epossidica. G. Dopo la rimozione della cannula, il costrutto può essere tagliato a metà con una lama di rasoio, ottenendo due pezzi inferiori identici. H. Visualizza sulla superficie di taglio di un prodotto finito pezzo inferiore, illustrando le due file doppie di quattro poliimmidie il foro per la fibra ottica. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51675/51675fig2large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/51675/51675fig3highres.jpg" /> Figura 3 Montaggio del hyperdrive. A. La matrice poliimmide viene inserito nel corpo nell&#39;unità, e allineato con la scheda di interfaccia elettronica (BEI) con la cannula 26 G. B. Una piccola quantità di resina epossidica viene utilizzato per apporre la matrice polyimid di il corpo rigido. C. Una seconda applicazione di resina epossidica può essere necessario, dopo di che la resina in eccesso deve essere dremeled via D. Vista superiore sul corpo rigido con la matrice inserita. E. Utilizzo di un piccolo pezzo di 33 G tubi poliimmide, l&#39;esterno tubi guida sono fissati nelle corrispondenti fessure del corpo rigido. F. </strong&gt; Tutti i tubi di guida esterni devono essere mappati a una guida, avendo cura di ridurre al minimo la tensione sui tubi. G. Dopo che tutti i tubi di guida esterni sono mappati, che deve essere protetta con resina epossidica e tagliare appena sopra il labbro interno. H. Un microdrive montaggio, costituito da una vite su misura, una molla 5 mm e una parte superiore deve essere montato e collocato su un binario corrispondente ad uno dei tubi di guida. I. Ciascun gruppo microdrive deve essere attentamente avvitato nel corpo di trascinamento. J. Dopo l&#39;assemblaggio, ogni tubo di guida dovrebbe avere un microdrive corrispondente K. Vista dal basso del poliimmide matrice L -.. M. Tubi Polyimide (0.005 &#39;) vengono inseriti in ogni tubo di guida esterno. N. Ogni tubo guida interiore dovrebbe andare bene comodamente nella forcella di esso è corrispondente microdrive. O. I tubi in poliammide interni sono fissati con resina epossidica alla corrispondente microdrive etagliare il più breve possibile. Dopo che tutti i tubi guida interni sono Epossidico, i tubi guida interne sporgenti dal poliimmide-matrice devono essere tagliati a filo con il labbro matrice. P. invertito vista macro del drive durante il tubo di guida interno di carico. D. Top vista macro dell&#39;unità Durante interno tubo di guida di carico. R. completamente hyperdrive con la BEI allegata, pronto per essere caricato con elettrodi montato. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51675/51675fig3large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/51675/51675fig4highres.jpg" /> . Figura 4 Preparazione del cono di schermatura modello A. Cono stampato su carta trasparenza B -. D. Un foglio di alluminio è incollato al modello utilizzando un sottile strato di resina epossidica. E. &lt;<html> / Strong&gt; Dopo aver tagliato fuori il modello, il cono è formato ed incollate con resina epossidica. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/51675/51675fig5highres.jpg" /> Figura 5 registrazioni multi-sito utilizzando il hyperdrive ultraleggero peso. A. Immagine di un mouse liberamente comportarsi con il hyperdrive impiantato. B. Esempi di due forme d&#39;onda singola unità registrazioni da questo mouse. C. Sinistra, sezione coronale del cervello di topo evidenziando il nucleo genicolato laterale, dove alcuni degli elettrodi sono stati abbassati. Destra, esempio peristimulus istogrammi temporali (PSTHs) di due neuroni LGN allineati alla stimolazione visiva (barra gialla). D. Destra, sezione coronale evidenziando l&#39;ippocampo (HPC), dove sono stati abbassato un&#39;altra serie di elettrodi. Diritto, Esempio di campo locale potenziale registrazione di un ripple ippocampale (evidenziazione rossa). nt &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/51675/51675fig6highres.jpg" /> Figura 6 Panoramica dei componenti di azionamento. (Sinistra) Panoramica completa di componenti dell&#39;iperguida. (Diritto) Illustrazione di na individuale montaggio microdrive.

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Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

Progettazione e fabbricazione di Ultralight Peso, regolabili sonde multi-elettrodo per elettrofisiologiche Registrazioni nei topi

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

design-fabrication-ultralight-weight-adjustable-multi-electrode

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

17.6K Views.  New York University Langone Medical Center. Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

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Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" (or "startle") response during the adult stage is mediated by the multi-component neuronal circuit called the Giant Fiber System (GFS). The comparative large size of the neurons, their distinctive morphology and simple connectivity make the GFS an attractive model system for studying neuronal circuitry. The GFS pathway is composed of two bilaterally symmetrical Giant Fiber (GF) interneurons whose axons descend from the brain along the midline into the thoracic ganglion via the cervical connective. In the mesothoracic neuromere (T2) of the ventral ganglia the GFs form electro-chemical synapses with 1) the large medial dendrite of the ipsilateral motorneuron (TTMn) which drives the tergotrochanteral muscle (TTM), the main extensor for the mesothoracic femur/leg, and 2) the contralateral peripherally synapsing interneuron (PSI) which in turn forms chemical (cholinergic) synapses with the motorneurons (DLMns) of the dorsal longitudinal muscles (DLMs), the wing depressors. The neuronal pathway(s) to the dorsovental muscles (DVMs), the wing elevators, has not yet been worked out (the DLMs and DVMs are known jointly as indirect flight muscles - they are not attached directly to the wings, but rather move the wings indirectly by distorting the nearby thoracic cuticle) (King and Wyman, 1980; Allen et al., 2006). The di-synaptic activation of the DLMs (via PSI) causes a small but important delay in the timing of the contraction of these muscles relative to the monosynaptic activation of TTM (~0.5 ms) allowing the TTMs to first extend the femur and propel the fly off the ground. The TTMs simultaneously stretch-activate the DLMs which in turn mutually stretch-activate the DVMs for the duration of the flight. The GF pathway can be activated either indirectly by applying a sensory (e.g."air-puff" or "lights-off") stimulus, or directly by a supra-threshold electrical stimulus to the brain (described here). In both cases, an action potential reaches the TTMs and DLMs solely via the GFs, PSIs, and TTM/DLM motoneurons, although the TTMns and DLMns do have other, as yet unidentified, sensory inputs. Measuring "latency response" (the time between the stimulation and muscle depolarization) and the "following to high frequency stimulation" (the number of successful responses to a certain number of high frequency stimuli) provides a way to reproducibly and quantitatively assess the functional status of the GFS components, including both central synapses (GF-TTMn, GF-PSI, PSI-DLMn) and the chemical (glutamatergic) neuromuscular junctions (TTMn-TTM and DLMn-DLM). It has been used to identify genes involved in central synapse formation and to assess CNS function.

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

The Giant Fiber System is a simple neuronal circuit of adult Drosophila melanogaster containing the largest neurons in the fly. We describe the protocol for monitoring synaptic transmission through this pathway by recording post synaptic potentials in dorsal longitudinal (DLM) and tergotrochanteral (TTM) muscles following direct stimulation of the Giant Fiber interneurons.

Le registrazioni elettrofisiologiche dal Percorso di Fiber Gigante D. melanogaster</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

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Neuroscienze

Multi-electrode Array Recordings of Neuronal Avalanches in Organotypic Cultures

The cortex is spontaneously active, even in the absence of any particular input or motor output. During development, this activity is important for the migration and differentiation of cortex cell types and the formation of neuronal connections1. In the mature animal, ongoing activity reflects the past and the present state of an animal into which sensory stimuli are seamlessly integrated to compute future actions. Thus, a clear understanding of the organization of ongoing i.e. spontaneous activity is a prerequisite to understand cortex function. 
Numerous recording techniques revealed that ongoing activity in cortex is comprised of many neurons whose individual activities transiently sum to larger events that can be detected in the local field potential (LFP) with extracellular microelectrodes, or in the electroencephalogram (EEG), the magnetoencephalogram (MEG), and the BOLD signal from functional magnetic resonance imaging (fMRI). The LFP is currently the method of choice when studying neuronal population activity with high temporal and spatial resolution at the mesoscopic scale (several thousands of neurons). At the extracellular microelectrode, locally synchronized activities of spatially neighbored neurons result in rapid deflections in the LFP up to several hundreds of microvolts. When using an array of microelectrodes, the organizations of such deflections can be conveniently monitored in space and time. 
Neuronal avalanches describe the scale-invariant spatiotemporal organization of ongoing neuronal activity in the brain2,3. They are specific to the superficial layers of cortex as established in vitro4,5, in vivo in the anesthetized rat 6, and in the awake monkey7. Importantly, both theoretical and empirical studies2,8-10 suggest that neuronal avalanches indicate an exquisitely balanced critical state dynamics of cortex that optimizes information transfer and information processing.
In order to study the mechanisms of neuronal avalanche development, maintenance, and regulation, in vitro preparations are highly beneficial, as they allow for stable recordings of avalanche activity under precisely controlled conditions. The current protocol describes how to study neuronal avalanches in vitro by taking advantage of superficial layer development in organotypic cortex cultures, i.e. slice cultures, grown on planar, integrated microelectrode arrays (MEA; see also 11-14).

A robust way to study neuronal avalanches, i.e. scale-invariant spatio-temporal activity bursts, indicative of critical state dynamics in cortex. Avalanches emerge spontaneously in developing superficial layers of cultured cortex which allows for long-term measurements of the activity with planar integrated multi-electrode arrays (MEA) under precisely controlled conditions.

Multi-array di elettrodi Recordings Valanghe neuronali in Culture organotipica

The cortex is spontaneously active, even in the absence of any particular input or motor output.  During development, this activity is important for the ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

Progettazione e assemblaggio di un ultraleggero motorizzato per Microdrive croniche Recordings neurali in animali di piccola taglia

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Due registrazioni elettrofisiologiche di sinapticamente-evocati Risposte astrogliale e neuronale in acute fettine di ippocampo

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

A Computer-assisted Multi-electrode Patch-clamp System

The patch-clamp technique is today the most well-established method for recording electrical activity from individual neurons or their subcellular compartments. Nevertheless, achieving stable recordings, even from individual cells, remains a time-consuming procedure of considerable complexity. Automation of many steps in conjunction with efficient information display can greatly assist experimentalists in performing a larger number of recordings with greater reliability and in less time. In order to achieve large-scale recordings we concluded the most efficient approach is not to fully automatize the process but to simplify the experimental steps and reduce the chances of human error while efficiently incorporating the experimenter's experience and visual feedback. With these goals in mind we developed a computer-assisted system which centralizes all the controls necessary for a multi-electrode patch-clamp experiment in a single interface, a commercially available wireless gamepad, while displaying experiment related information and guidance cues on the computer screen. Here we describe the different components of the system which allowed us to reduce the time required for achieving the recording configuration and substantially increase the chances of successfully recording large numbers of neurons simultaneously.

Multi-electrode patch-clamp recordings constitute a complex task. Here we show how, by automating of many of the experimental steps, it is possible to accelerate the process leading to qualitative improvement in performance and number of recordings.

Un multi-elettrodo patch-clamp Computer System-assistita

The patch-clamp technique is today the most  well-established method for recording electrical activity from individual  neurons or their subcellular ...

Direct-current Stimulation and Multi-electrode Array Recording of Seizure-like Activity in Mice Brain Slice Preparation

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the stimulation parameters (e.g., orientation, field strength, and stimulation duration) need to be examined in mice brain slice preparations. Testing and arranging the orientation of the electrode relative to the position of the mice brain slice are feasible. The present method preserves the thalamocingulate pathway to evaluate the effect of DCS on anterior cingulate cortex seizure-like activities. The results of the multichannel array recordings indicated that cathodal DCS significantly decreased the amplitude of the stimulation-evoked responses and duration of 4-aminopyridine and bicuculline-induced seizure-like activity. This study also found that cathodal DCS applications at 15 min caused long-term depression in the thalamocingulate pathway. The present study investigates the effects of DCS on thalamocingulate synaptic plasticity and acute seizure-like activities. The current procedure can test the optimal stimulation parameters including orientation, field strength, and stimulation duration in an in vitro mouse model. Also, the method can evaluate the effects of DCS on cortical seizure-like activities at both the cellular and network levels.

Studies have shown that cathodal transcranial direct-current stimulation can produce suppressive effects on drug-resistant seizures. In this study, an in vitro experimental setup was devised in which the direct-current stimulation and multielectrode array recording of seizure-like activity were evaluated in mice brain slice preparation. The direct-current stimulation parameters were evaluated.

Stimolazione diretta correnti e multi-elettrodo Array registrazione di sequestro simile attività nei topi cervello fetta di preparazione

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the ...

Spiral Ganglion Neuron Explant Culture and Electrophysiology on Multi Electrode Arrays

Spiral ganglion neurons (SGNs) participate in the physiological process of hearing by relaying signals from sensory hair cells to the cochlear nucleus in the brain stem. Loss of hair cells is a major cause of sensory hearing loss. Prosthetic devices such as cochlear implants function by bypassing lost hair cells and directly stimulating SGNs electrically, allowing for restoration of hearing in deaf patients. The performance of these devices depends on the functionality of SGNs, the implantation procedure and on the distance between the electrodes and the auditory neurons. 
We hypothesized, that reducing the distance between the SGNs and the electrode array of the implant would allow for improved stimulation and frequency resolution, with the best results in a gapless position. Currently we lack in vitro culture systems to study, modify and optimize the interaction between auditory neurons and electrode arrays and characterize their electrophysiological response. To address these issues, we developed an in vitro bioassay using SGN cultures on a planar multi electrode array (MEA). With this method we were able to perform extracellular recording of the basal and electrically induced activity of a population of spiral ganglion neurons. We were also able to optimize stimulation protocols and analyze the response to electrical stimuli as a function of the electrode distance. This platform could also be used to optimize electrode features such as surface coatings.

We present a protocol to culture primary murine spiral ganglion neuron explants on multi electrode arrays to study neuronal response profiles and optimize stimulation parameters. Such studies aim to improve the neuron-electrode interface of cochlear implants to benefit hearing in patients as well as the energy consumption of the device.

Ganglio spirale Neuron Espianto cultura e Elettrofisiologia su Multi Electrode Array

Spiral ganglion neurons (SGNs) participate in the physiological process of hearing by relaying signals from sensory hair cells to the cochlear nucleus in ...

A Visual Guide to Sorting Electrophysiological Recordings Using 'SpikeSorter'

Few stand-alone software applications are available for sorting spikes from recordings made with multi-electrode arrays. Ideally, an application should be user friendly with a graphical user interface, able to read data files in a variety of formats, and provide users with a flexible set of tools giving them the ability to detect and sort extracellular voltage waveforms from different units with some degree of reliability. Previously published spike sorting methods are now available in a software program, SpikeSorter, intended to provide electrophysiologists with a complete set of tools for sorting, starting from raw recorded data file and ending with the export of sorted spikes times. Procedures are automated to the extent this is currently possible. The article explains and illustrates the use of the program. A representative data file is opened, extracellular traces are filtered, events are detected and then clustered. A number of problems that commonly occur during sorting are illustrated, including the artefactual over-splitting of units due to the tendency of some units to fire spikes in pairs where the second spike is significantly smaller than the first, and over-splitting caused by slow variation in spike height over time encountered in some units. The accuracy of SpikeSorter's performance has been tested with surrogate ground truth data and found to be comparable to that of other algorithms in current development.

The article shows how to use the program SpikeSorter to detect and sort spikes in extracellular recordings made with multi-electrode arrays.

Una guida visiva per Ordinamento elettrofisiologiche registrazioni con &#39;SpikeSorter&#39;

Few stand-alone software applications are available for sorting spikes from recordings made with multi-electrode arrays. Ideally, an application should be ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings for Electrophysiological Determination of Ion Selectivity in Channelrhodopsins

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate electrical processes in target cells. In this context, ion selectivity of a channelrhodopsin is of particular importance. This article describes the investigation of chloride selectivity for a recently identified anion-conducting channelrhodopsin of Proteomonas sulcata via electrophysiological patch-clamp recordings on HEK293 cells. The experimental procedure for measuring light-gated photocurrents demands a fast switchable &#8211; ideally monochromatic &#8211; light source coupled into the microscope of an otherwise conventional patch-clamp setup. Preparative procedures prior to the experiment are outlined involving preparation of buffered solutions, considerations on liquid junction potentials, seeding and transfection of cells, and pulling of patch pipettes. The actual recording of current-voltage relations to determine the reversal potentials for different chloride concentrations takes place 24 h to 48 h after transfection. Finally, electrophysiological data are analyzed with respect to theoretical considerations of chloride conduction.

This article describes how the ion selectivity of channelrhodopsin is determined with electrophysiological whole-cell patch-clamp recordings using HEK293 cells. Here, the experimental procedure for investigating chloride selectivity of an anion-selective channelrhodopsin is demonstrated. However, the procedure is transferable to other channelrhodopsins of distinct selectivity.

Registrazioni patch-clamp intere cellule per la determinazione elettrofisiologica della selettività ionica in Channelrhodopsins

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate ...

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing organisms, combined with the embryonic optical clarity, served as initial compelling attributes of this model. Over the past two decades, the success of this model has been further propelled by its amenability to large-scale mutagenesis screens and by the ease of transgenesis. More recently, gene-editing approaches have extended the power of the model.
For neurodevelopmental studies, the zebrafish embryo and larva provide a model to which multiple methods can be applied. Here, we focus on methods that allow the study of an essential property of neurons, electrical excitability. Our preparation for the electrophysiological study of zebrafish spinal neurons involves the use of veterinarian suture glue to secure the preparation to a recording chamber. Alternative methods for recording from zebrafish embryos and larvae involve the attachment of the preparation to the chamber using a fine tungsten pin1,2,3,4,5. A tungsten pin is most often used to mount the preparation in a lateral orientation, although it has been used to mount larvae dorsal-side up4. The suture glue has been used to mount embryos and larvae in both orientations. Using the glue, a minimal dissection can be performed, allowing access to spinal neurons without the use of an enzymatic treatment, thereby avoiding any resultant damage. However, for larvae, it is necessary to apply a brief enzyme treatment to remove the muscle tissue surrounding the spinal cord. The methods described here have been used to study the intrinsic electrical properties of motor neurons, interneurons, and sensory neurons at several developmental stages6,7,8,9.

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

This manuscript describes methods for electrophysiological recordings from spinal neurons of zebrafish embryos and larvae. The preparation maintains neurons in situ and often involves minimum dissection. These methods allow for the electrophysiological study of a variety of spinal neurons, from the initial electrical excitability acquisition through the early larval stages.

zebrafish<em&gt; In Situ</em&gt; Spinal Cord Preparazione per elettrofisiologiche Le registrazioni da spinale sensoriali e motori neuroni

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing ...