פרויקט זה נתמך על ידי NPU, אני, LO1417 (משרד החינוך, נוער וספורט, של הרפובליקה הצ'כית).

<ol>
	<li>Barbosa, I. C. R., Shikata, H., Zourelidou, M., Heilmann, M., Heilmann, I., Schwechheimer, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phospholipid+composition+and+a+polybasic+motif+determine+D6+PROTEIN+KINASE+polar+association+with+the+plasma+membrane+and+tropic+responses.">Phospholipid composition and a polybasic motif determine D6 PROTEIN KINASE polar association with the plasma membrane and tropic responses.</a> Development. 143 (24), 4687-4700 (2016).</li><li>Kato, M., Aoyama, T., Maeshima, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Ca2+-binding+protein+PCaP2+located+on+the+plasma+membrane+is+involved+in+root+hair+development+as+a+possible+signal+transducer.">The Ca2+-binding protein PCaP2 located on the plasma membrane is involved in root hair development as a possible signal transducer.</a> Plant J. 74 (4), 690-700 (2013).</li><li>Kubitscheck, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Fluorescence Microscopy: From Principles to Biological Applications. , (2013).</li><li>Janecki, A. J., Janecki, M., Akhter, S., Donowitz, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitation+of+plasma+membrane+expression+of+a+fusion+protein+of+Na/H+exchanger+NHE3+and+green+fluorescence+protein+(GFP)+in+living+PS120+fibroblasts.">Quantitation of plasma membrane expression of a fusion protein of Na/H exchanger NHE3 and green fluorescence protein (GFP) in living PS120 fibroblasts.</a> J Histochem Cytochem. 48 (11), 1479-1492 (2000).</li><li>Peitzsch, R. M., McLaughlin, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Binding+of+acylated+peptides+and+fatty+acids+to+phospholipid+vesicles:+pertinence+to+myristoylated+proteins.">Binding of acylated peptides and fatty acids to phospholipid vesicles: pertinence to myristoylated proteins.</a> Biochemistry. 32 (39), 10436-10443 (1993).</li><li>Vosolsob&#283;, S., Petr&#225;&#353;ek, J., Schwarzerov&#225;, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolutionary+plasticity+of+plasma+membrane+interaction+in+DREPP+family+proteins.">Evolutionary plasticity of plasma membrane interaction in DREPP family proteins.</a> Biochim Biophys Acta - Biomembr. 1859 (5), 686-697 (2017).</li><li>Bolte, S., Talbot, C., Boutte, Y., Catrice, O., Read, N. D., Satiat-Jeunemaitre, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FM-dyes+as+experimental+probes+for+dissecting+vesicle+trafficking+in+living+plant+cells.">FM-dyes as experimental probes for dissecting vesicle trafficking in living plant cells.</a> J Microsc. 214 (2), 159-173 (2004).</li><li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fiji:+an+open-source+platform+for+biological-image+analysis.">Fiji: an open-source platform for biological-image analysis.</a> Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).</li><li>R Development Core Team. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> R: A language and environment for statistical computing. , (2008).</li><li>Logan, D. C., Domergue, O., Teyssendier de la Serve, B., Rossignol, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+family+of+plasma+membrane+polypeptides+differentially+regulated+during+plant+development.">A new family of plasma membrane polypeptides differentially regulated during plant development.</a> Biochem Mol Biol Int. 43 (5), 1051-1062 (1997).</li><li>Ide, Y., Nagasaki, N., Tomioka, R., Suito, M., Kamiya, T., Maeshima, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+properties+of+a+novel,+hydrophilic+cation-binding+protein+associated+with+the+plasma+membrane.">Molecular properties of a novel, hydrophilic cation-binding protein associated with the plasma membrane.</a> J Exp Bot. 58 (5), 1173-1183 (2007).</li><li>Nagasaki-Takeuchi, N., Miyano, M., Maeshima, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+plasma+membrane-associated+protein+of+Arabidopsis+thaliana+AtPCaP1+binds+copper+ions+and+changes+its+higher+order+structure.">A plasma membrane-associated protein of Arabidopsis thaliana AtPCaP1 binds copper ions and changes its higher order structure.</a> J Biochem. 144 (4), 487-497 (2008).</li><li>Li, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MDP25,+A+Novel+Calcium+Regulatory+Protein,+Mediates+Hypocotyl+Cell+Elongation+by+Destabilizing+Cortical+Microtubules+in+Arabidopsis.">MDP25, A Novel Calcium Regulatory Protein, Mediates Hypocotyl Cell Elongation by Destabilizing Cortical Microtubules in Arabidopsis.</a> Plant Cell. 23 (12), 4411-4427 (2011).</li><li>Qin, T., Liu, X., Li, J., Sun, J., Song, L., Mao, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arabidopsis+microtubule-destabilizing+protein+25+functions+in+pollen+tube+growth+by+severing+actin+filaments.">Arabidopsis microtubule-destabilizing protein 25 functions in pollen tube growth by severing actin filaments.</a> Plant Cell. 26 (1), 325-339 (2014).</li><li>Nagata, T., Nemoto, Y., Hasezawa, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tobacco+BY-2+Cell+Line+as+the+&amp;#34;HeLa&amp;#34;+Cell+in+the+Cell+Biology+of+Higher+Plants.">Tobacco BY-2 Cell Line as the &amp;#34;HeLa&amp;#34; Cell in the Cell Biology of Higher Plants.</a> Int Rev Cytol. 132, 1-30 (1992).</li><li>Hellens, R. P., Anne Edwards, E., Leyland, N. R., Bean, S., Mullineaux, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=pGreen:+A+versatile+and+flexible+binary+Ti+vector+for+Agrobacterium-mediated+plant+transformation.">pGreen: A versatile and flexible binary Ti vector for Agrobacterium-mediated plant transformation.</a> Plant Mol Biol. 42 (6), 819-832 (2000).</li><li>Vermeer, J. E. M., Thole, J. M., Goedhart, J., Nielsen, E., Munnik, T., Gadella, T. W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+phosphatidylinositol+4-phosphate+dynamics+in+living+plant+cells.">Imaging phosphatidylinositol 4-phosphate dynamics in living plant cells.</a> Plant J. 57 (2), 356-372 (2009).</li><li>La&#328;kov&#225;, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determination+of+Dynamics+of+Plant+Plasma+Membrane+Proteins+with+Fluorescence+Recovery+and+Raster+Image+Correlation+Spectroscopy.">Determination of Dynamics of Plant Plasma Membrane Proteins with Fluorescence Recovery and Raster Image Correlation Spectroscopy.</a> Microsc Microanal. 22 (2), 290-299 (2016).</li></ol>

המחברים אין לחשוף.

השיטה המתוארת כאן יוצר אומדן מדויק יותר של קרום פלזמה למחיצות חלבונים הקשורים באופן עקיף לעומת גישות אחרות מבוסס על מדידת עוצמות קרינה פלואורסצנטית5. השיפור העיקרי של שיטה זו הוא כי זה לוקח בחשבון את שבירת האור ואת עקרון הסופרפוזיציה של קרום הפלזמה, את האותות cytoplasmic. למרות התוצאות האלה שיטת מתאם עם התוצאות של שיטה פשוטה המבוססת על ההשוואה של עוצמת קרינה פלואורסצנטית במיקום קרום עם הממוצע cytoplasmic אות (כפי שמוצג בעבר6), היתרון העיקרי של שיטה זו הרומן היא הקביעה של ההשתנות שיורית (מוסברים על ידי פירוק אות) המאפשר את אומדן מידת הרלוונטיות של התוצאות, במיוחד שבו האות קרום פלזמה הוא נמוך יותר מאשר האות cytoplasmic. השיטה המתוארת גם היא איתנה יותר הרעש האות כי חישוב החלוקה למחיצות חלבון אינה מבוססת על נקודה אחת בלבד.
הניתוח דורש יחיד בשני ערוצים קונאפוקלית תמונות בלבד. בניגוד FRAP גישות18 על סמך מדידות של חלבון דינמיקה דיפוזיה בחלונות זמן ארוך יותר, השיטה המתוארת ישימה יותר דינמי ויוו גישות, בעת ייבוא תמונות מהיר היא דרישה קריטי ( למשל, אות התמרה חושית החקירות, מבחני מעכבות). השיטה מתאימה להשגת במהירות כמויות גדולות של נתונים מספיקים עבור הערכות סטטיסטיות.
השיטה היא מוגבלת רק קרום יחיד. הניתוח של אותות בין שני מקרוב סמוכים הממברנות של התאים הסמוכים כיום אינו נתמך. במקרה זה, ההתאמה אות היא תובענית יותר עם סיכון גבוה יותר של חפצים.
עם זאת, הניתוח תוכנן במקור עבור הצמח ההשעיה תאים15, זה עשוי להיות מיושם עבור ניתוחים של סוגי תאים אחרים גם כן. צינורות אבקה, שערות השורש מייצגות פוטנציאל טוב מאוד מטרות של שיטה זו של ביולוגית הצמח. חיצוני ממברנות של תאי אפידרמיס צמחים ניתן לנתח לאחר אימות הקודמת כי קירות התא לא מסומנים על ידי FM 4-64, לא מוצג autofluorescence מפריעות. פרוטיסטים תאים שנמצאים ללא autofluorescence מפריעות, תאי שמרים, פטריות תאים, כמו גם תאים בעלי חיים עם קרום פלזמה חלקה עשוי להיות מנותח באמצעות השיטה המתוארת; עם זאת, עבור תאים בעלי חיים הניתוח של חלבון הפצה בחוד החנית של פיברובלסטים או על הגבול מברשת של תאים אפיתל בלתי אפשרי עקב ההגדרות של ניתוח גמיש, FM 4-64 מכתים עשויים להיות מוחלפים על ידי ויזואליזציה של גישות אחרות קרום פלזמה, כגון fluorescently מתויגות חלבונים. בזהירות, השיטה יכול לשמש עבור תאים קבוע.

An erratum was issued for: <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/video/57837/determination-plasma-membrane-partitioning-for-peripherally">Determination of Plasma Membrane Partitioning for Peripherally-associated Proteins</a>. The Affiliations section was updated.
One of the affiliations was updated from:
Department of Experimental Plant Biology, University of Science, Charles University
to:
Department of Experimental Plant Biology, Faculty of Science, Charles University

An erratum was issued for: <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/video/57837/determination-plasma-membrane-partitioning-for-peripherally">Determination of Plasma Membrane Partitioning for Peripherally-associated Proteins</a>. The Affiliations section was updated.

Erratum: Determination of Plasma Membrane Partitioning for Peripherally-associated Proteins

באופן עקיף-הקשורים פלזמה-הממברנה חלבונים הם המרכיבים העיקריים של התא איתות המסלולים. אחד התפקידים הבסיסיים שלהם הוא שלהם האגודה קרום פלזמה ארעי, דיסוציאציה, וזה חשוב עבור אותות בין קרום פלזמה לבין הציטופלסמה. יכול להיות מצורף באופן עקיף-הקשורים קרום פלזמה חלבונים על קרום פלזמה השומנים עוגנים (N-myristoylation, S-acylation או prenylation) או על ידי השומנים מחייב תחומים (אינטראקציה עם מלחי phosphatidylinositol, חומצה phosphatidic, וכו).
קרום פלזמה מחייב מאפיינים של חלבונים אלה יכול להיות בדק ויוו, למשל, כאשר חלבון מתויג fluorescently שינה מוטגנזה של חומצות אמינו מפתח, או כאשר הוא מטופל עם מעכבי שונים המשפיעים השומנים איתות. חלוקות של חלבוני ממברנה פלזמה פריפריאלי בעיקר להיות מוערכים איכותית, במיוחד במקרים, כאשר חלוקה מחדש חלבון הוא ברור. השיטה הציג היא אופטימלית במצבים כאשר חלוקה מחדש של חלבון זה רק חלקי הערכה כמותית הוא הכרחי. בגישה בשימוש תכוף של מתי קרום פלזמה האגודה מוערך מן קונאפוקלית לייזר סריקה תמונות מיקרוסקופ כמו יחס של עוצמות קרינה פלואורסצנטית קרום הפלזמה, הציטופלסמה1,2, הוא פשוט, אבל לא . זה מדויק עוצמות קרינה פלואורסצנטית ב קרום פלזמה משקפים צירוף לינארי של קרום פלזמה, הציטופלסמה האות בשל תכונת עקיפה אור טכניקה מיקרוסקופית פלורסצנטיות מסוים של רכיבים אופטיים בשימוש3. כתוצאה מכך, האות cytoplasmic כלולה גם באיזור הממברנה. מסיבה זו, דפוס מכתימים FM 4-64 לא ניתן להשתמש כמסיכה עבור בחירת אות4ממברנה. יתר על כן, מדידות פשוטות של קרום אות במיקום המוגדר על-ידי FM 4-64 מכתים המרבי תמיד באופן שיטתי מגזים האות קרום פלזמה האמיתי של חלבון קרום פלזמה הקשורים באופן עקיף כתוצאה הסופרפוזיציה של ממברנה, cytoplasmic המתחם. המרבי של אותות שנצפה מתויג fluorescently חלבונים הקשורים באופן עקיף גם לא לשפה משותפת עם המרבי של דה מרקר קרום פלזמה (קרי, FM 4-64 styryl צבע), אבל הוא זז לכיוון הציטופלסמה. מגבלה נוספת היא מבוססת על העובדה FM שיא פליטת 4-64 היא רחבה יותר בהשוואה הפסגות פליטה ירוק ניאון חלבונים כמו GFP בשל אורך גל-התלות של שבירת אור3.
השיטה המתוארת כאן, האות חלבון מתויג מולבשת על ידי שתי פונקציות אמפירי המתארת את התפלגות היפותטי של קרום פלזמה ו אות ציטופלזמה, בהתאמה. זה פירוק האות מוחל על פרופילים פלורסצנטיות ליניארי שניתן להחיל על פני השטח תא בניצב קרום פלזמה בתמונות המקור, אשר רגיל, שני ערוצים מקטעים קונאפוקלית מתויג fluorescently חלבון להביע תאים עם FM 4-64 צבע תוויות.
הפונקציה הראשונה המשמש למדידות מתאר דיפרקציה של אות הציטופלסמה בקצה התא. קבלתו של פרופילי פלורסצנטיות שנרכשו בעבר נמדדו בתאים המבטאים סימן הפרוטאין. ציטופלזמה שתייגת על ידי כרומופור אותו כמו החלבון הקשורים באופן עקיף קרום פלזמה עניין. הפונקציה השנייה המתארת דיפרקציה של אות קרום פלזמה נגזרת של זריחה של FM 4-64. האות הזה מוערכת ראשית באמצעות פונקציה לפי עקומת גאוס אשר נמצא בשימוש עבור מידול משוער של אור עקיפה של המקור. שנית, מודל זה, חוקי עבור פליטת FM 4-64 אדום, מבחינה מתמטית כשהופכים את הטופס הרלוונטי עבור אורך גל פליטה של כרומופור להשתמש בתיוג של חלבונים הקשורים באופן עקיף של עניין-קרום פלזמה. שתי הפונקציות הן מנורמל עוצמת מירבית ועל ידי הממוצע מ 10% של הערכים הגבוהים ביותר עבור אות FM 4-64 ו אות cytoplasmic חלבון, בהתאמה. על ידי פירוק זה האות (שיטת המדידה מרובע לפחות לא לינאריות), היחס של קרום פלזמה לבין השבר הציטופלסמה של החלבון שנבדקו יכול להיות מוערך בקלות ובדייקנות. הממד ממשית של מקדם חלוקה למחיצות מחושב הוא בטווח של מיקרומטר, כי ריכוז עוצמה cytoplasmic מושווה ריכוז משטח על קרום פלזמה. הוא מגדיר את המרחק של קרום פלזמה אל הציטופלסמה, שבתוכו כמות זהה של חלבונים הוא מקומי כמו האזור הסמוך של קרום פלזמה. ערך זה שווה למחיצות המקדם K2 הציגה בעבר5. השיטה מהירה מאוד, הדורש יחיד רק מקטעים קונאפוקלית רכשה באמצעות סריקת מיקרוסקופ, לייזר קונפוקלי שגרתית, זה לא דורש שהמפתחות. הליבה ניתוח יושמה במארז נייד R ונכתב מאקרו נוספות של ImageJ כדי לספק ממשק משתמש גרפי להפעיל הניתוח של תיבות הדו-שיח אינטואיטיבי. תיאור מפורט יותר של השיטה ותוכנה (פורסם קודם לכן6) ניתן למצוא ב- http://kfrserver.natur.cuni.cz/lide/vosolsob/Peripheral/.
השיטה מתאימה תאים בודדים, protoplasts, רקמות, איפה קרום פלזמה של תאים בודדים ניתן להבחנה ברורה, המבטאת מבנה מתויג fluorescently של בדק חלבונים הקשורים באופן עקיף. כרומופור תואמת ל- FM צביעת 4-64 יש להשתמש. FM 4-64 פולט פלואורסצנטי אדום; לכן, יכול להיות מתויגת חלבון שנבדקו על-ידי קרינה פלואורסצנטית חלבון עם כחול, ירוק או צהוב פליטה (למשל, ה-GFP, CFP, YFP). שינוי יציב של חומר ביולוגי מומלץ מכיוון שהיא מאפשרת תצפיות ומלאכותית יותר לשחזור פחות חלבון הפצה. זה הכרחי כי החלבון שנבדקו יש התפלגות cytoplasmic יחסית הומוגנית. הלוקליזציה של חלבון את רשתית תוך-פלזמית או אחר תאיים קרום התא יכול לייצר תוצאות מלאכותי.
בנוסף, יש להשתמש באותו חומר ביולוגי לבטא סמן cytoplasmic עבור ההשוואה. תאים יכול להיהפך של chomophore חינם (זהה לזה המשמש חלבון היקפיים תיוג, למשל, ה-GFP חינם) או על ידי חלבון מתויג עניין עם קיבולת איגוד ביטל ממברנה. ממברנה איגוד קיבולת שאפשר לבטל, לדוגמה, על-ידי חיתוך של התחום מחייב ממברנה או מוטגנזה של חומצת אמינו מפתח residua (למשל, אתרים עבור N-myristoylation, S-acylation, או prenylation, וכו ').
עבור מיקרוסקופיה קונפוקלית סריקה, יש ליצור תאים על-ידי סמן קרום כמו צבען FM 4-64. אם FM 4-64 מכתים אינו מתאים חומר לימודי (עקב autofluorescence מפריעות, צבע עניים חדירה, וכו '), קרום פלזמה ניתן שכותרתו, לדוגמה, על ידי חלבון ממברנלי אינטגרלי פלזמה מתויג כדי (chomophore המתאים mCherry, RFP, וכדומה). זה חיוני כי דה מרקר יש לוקליזציה זניח בתאים ממברנה תאיים (endomembranes).
אם עובדים עם נוגדנים ודוגמאות קבוע, שניתן לתקן אנלוגי FM 4-64FX או קרום פלזמה תיוג על ידי נוגדנים נגד מטרה המתאים יכול לשמש. במקרה זה, זה חיוני כדי להעריך את התוצאות בזהירות רבה כי קיבוע הליכים יכול להוביל לאובדן סלקטיבי של חלבונים הציטופלסמה והן קרום פלזמה.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:944px;" width="944">
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:241px;">FM 4-64</td>
			<td style="width:135px;">ThermoFisher Scientific</td>
			<td style="width:384px;">T13320</td>
			<td style="width:184px;">Plasma membrane dye</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:241px;">Dimethyl sulfoxide</td>
			<td style="width:135px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:384px;">D4540 Sigma</td>
			<td style="width:184px;">Dye solvent</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:241px;">Ordinary equipment (microscopic slides, pipettes, tips, tubes)</td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td></td>
			<td style="width:184px;">Equipment for cell labelling and microscopy</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:241px;">Confocal laser scanning microscope</td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td style="width:384px;"></td>
			<td style="width:184px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:241px;">Ordinary computer</td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td style="width:384px;"></td>
			<td style="width:184px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

determination of plasma membrane partitioning for peripherally-associated proteins

שיטה זו מספקת גישה מהירה על הקביעה של קרום פלזמה חלוקת כל מתויג fluorescently שמעניינת קשורה חלבון באמצעות הפרופילים של עוצמת קרינה פלואורסצנטית על פני קרום פלזמה. קרינה פלואורסצנטית נמדד פרופילים מצוידים על ידי מודל עבור ממברנה והפצה פלורסצנטיות הציטופלסמה לאורך קו שהוחל בניצב הפריפריה התא. מודל זה נבנה מתוך הערכים עוצמת קרינה פלואורסצנטית בתאים הפניה לבטא סמן מתויג fluorescently הציטופלסמה ועם קרום פלזמה 4-64-שכותרתו ' FM. השיטה שניתן להחיל על סוגי תאים שונים, אורגניזמים; עם זאת, ניתן להעריך רק ממברנות פלזמה של תאים שאינם סמוכים. בשיטה זו מבוסס מיקרוסקופיה מהר מתאימה עבור ניסויים, שבה צפויים שינויים עדינים ולא דינמי של קרום פלזמה-הקשורים סמני ו צורך ניתן לכמת, לדוגמא, בניתוח של גירסאות מוטציה של חלבונים, מעכב טיפולים, האות התמרה חושית תצפיות. השיטה מיושמת בחבילה R בפלטפורמות כי זה משולב עם מאקרו של ImageJ המשמשת ממשק ידידותי למשתמש.

DREPP10 הוא חלבון צמחים ספציפיים הקשורים באופן עקיף-קרום פלזמה המשויך קרום פלזמה דרך של N-myristoylation יחד עם אינטראקציה אלקטרוסטטית עם מלחי phosphatidylinositol11, 12. DREPP תוארה רכיב של מכונות איתות הסידן בתא צמח ויפעל גם עם שלד התא13,14. בניסוי שהוצגו, הטבק פראי-סוג DREPP2, לגירסתו מוטנטים שאינם-myristoylated (Gly2 מוחלף על ידי Ala) היו מתויג GFP6 , שבאה לידי ביטוי טבק ב- 2 השעיה תאים15 תחת promotor 35S16CaMV. קרום פלזמה חלוקת חלבונים אלה נמדדו ב 3-מיושן (3 ימים לאחר דילול), FM 4-64-שכותרתו ' (8 מיקרומטר) תא תרבויות6 עם (איור 1 א') וללא (איור 1B) התוספת של phosphoinositide 3-קינאז מעכבי Wortmannin (10 מיקרומטר)17, לפי הפרוטוקול המתואר לעיל. הגירסה החתוך DREPP2(Δ1-23) חסר קרום פלזמה מחייב תחום6 שימש כסמן הציטופלסמה בניה דגם התפלגות קרינה פלואורסצנטית (איור 1C).
לחשב נתונים היו שורש טרנספורמציה (ערך חיובי המתאים לערך שלילי הנמוך ביותר נוספה לכל הנתונים כדי לאחזר נתונים חיוביים בלבד), הנתונים היו נבדק על ידי ANOVA דו-כיווני R9. השפעת הטיפול מוטציה והמעכב היו מאוד משמעותי (p < 2.2 x 10-16 * * *). כל הקבוצות הושוו על ידי במבחן Tukey HSD; כל הקבוצות שונה משמעותית למעט DREPP2 מטופלים על ידי Wortmannin ו- DREPP2(G2A) שאינם מטופלים (איור 1D).
תוצאות אלו מראות בבירור כי האגודה קרום פלזמה של טבק DREPP2 חלבון היא התוצאה של N-myristoylation ו אינטראקציה אלקטרוסטטית, אשר מתפקדים co-operatively. רק ההשפעה ההדדית של N-myristoylation אתר המוטציה וטיפול Wortmannin גרם דיסוציאציה מלאה של החלבון DREPP2 של קרום פלזמה. תוצאות אלה הם על פי נתונים שפורסמו בעבר6.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57837/57837fig1.jpg"> איור 1 : ההשפעה של המוטציה N-myristoylation האתר וטיפול Wortmannin על קרום פלזמה חלוקת קרום פלזמה הקשורים באופן עקיף חלבון DREPP, אשר מעורב של סידן איתות בתא צמח. (א) סעיפים קונאפוקלית המדיאלי של טבק ב- 2 תאים המבטאים את טופס פראי סוג DREPP2-GFP, החשבונאי טופס DREPP2 (Gly2Ala)-GFP (ערוץ ירוק). תאים הודבקו תוויות עם FM צבע 4-64 (ערוץ מגנטה), סולם בר 10 מיקרומטר. (B) באותו קו תא טופלה ע י 10 מיקרומטר Wortmannin (WM). (ג) תאים המבטאים cytoplasmic סמן DREPP2(Δ1-23). (ד) קרום פלזמה מוערך למחיצות עבור כל הדגימות. המשמעות של שני אפקטים נבחנה ע י אנובה דו-כיווני (p < 2.2 x 10-16 * * * בשני המקרים; הנתונים המקוריים היו טרנספורמציה-שורש ריבועי). אותיות מציינים קבוצות שהן לא שונה באופן משמעותי מזו כפי שנקבע על ידי במבחן Tukey HSD. . שפם של תיבת-החלקות מצביעים על סמך 95%. <a href="/files/ftp_upload/57837/57837fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של הדמות הזאת.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Determination of Plasma Membrane Partitioning for Peripherally-associated Proteins at JoVE.com

Determination of Plasma Membrane Partitioning for Peripherally-associated Proteins

כאן, אנו מציגים פרוטוקול כדי לבצע ניתוח כמותי של הרמה של התאחדות קרום פלזמה מתויג fluorescently חלבונים הקשורים באופן עקיף. השיטה מבוססת על פירוק חישובית של קרום ומרכיב cytoplasmic של האות נצפו תאים עם תוויות עם סמן פלורסנט קרום פלזמה.

קביעת חלוקה למחיצות של קרום פלזמה חלבונים הקשורים באופן עקיף

This method provides a fast approach for the determination of plasma membrane partitioning of any fluorescently-tagged peripherally-associated protein ...

determination-plasma-membrane-partitioning-for-peripherally

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

8.3K Views.  Faculty of Science, Charles University. כאן, אנו מציגים פרוטוקול כדי לבצע ניתוח כמותי של הרמה של התאחדות קרום פלזמה מתויג fluorescently חלבונים הקשורים באופן עקיף. השיטה מבוססת על פירוק חישובית של קרום ומרכיב cytoplasmic של האות נצפו תאים עם תוויות עם סמן פלורסנט קרום פלזמה.

Video: Determination of Plasma Membrane Partitioning for Peripherally-associated Proteins

Measuring Plasma Membrane Protein Endocytic Rates by Reversible Biotinylation

Plasma membrane proteins are a large, diverse group of proteins comprised of receptors, ion channels, transporters and pumps.  Activity of these proteins is responsible for a variety of key cellular events, including nutrient delivery, cellular excitability, and chemical signaling.  Many plasma membrane proteins are dynamically regulated by endocytic trafficking, which modulates protein function by altering protein surface expression.  The mechanisms that facilitate protein endocytosis are complex and are not fully understood for many membrane proteins.  In order to fully understand the mechanisms that control the endocytic trafficking of a given protein, it is critical that the protein s endocytic rate be precisely measured.  For many receptors, direct endocytic rate measurements are frequently achieved utilizing labeled receptor ligands.  However, for many classes of membrane proteins, such as transporters, pumps and ion channels, there is no convenient ligand that can be used to measure the endocytic rate.  In the present report, we describe a reversible biotinylation method that we employ to measure the dopamine transporter (DAT) endocytic rate.  This method provides a straightforward approach to measuring internalization rates, and can be easily employed for trafficking studies of most membrane proteins.

Regulated endocytosis governs the cell surface expression levels of the majority of membrane proteins. Here we utilize reducible, membrane impermeant biotinylation reagents to measure the endocytic rate of the dopamine transporter (DAT), a polytopic membrane protein. The method facilitates a straightforward approach to measuring the endocytic rate of most plasma membrane proteins.

מדידת חלבון ממברנה פלזמה חליפין Endocytic ידי Biotinylation הפיך

Plasma membrane proteins are a large, diverse group of proteins comprised of receptors, ion channels, transporters and pumps.  Activity of these proteins ...

Crystallizing Membrane Proteins for Structure Determination using Lipidic Mesophases

A detailed protocol for crystallizing membrane proteins by using lipidic mesophases is described. This method has variously been referred to as the lipidic cubic phase or in meso method. The method has been shown to be quite versatile in that it has been used to solve X-ray crystallographic structures of prokaryotic and eukaryotic proteins, proteins that are monomeric, homo- and hetero-multimeric, chromophore-containing and chromophore-free, and alpha-helical and beta-barrel proteins. Recent successes using in meso crystallization are the human engineered beta2-adrenergic and adenosine A2a G protein-coupled receptors. Protocols are presented for reconstituting the membrane protein into the monoolein-based mesophase, and for setting up crystallizations in the manual mode. Additional steps in the overall process, such as crystal harvesting, are to be addressed in future video articles. The time required to prepare the protein-loaded mesophase and to set up a crystallization plate manually is about one hour.

Herein is described the procedure implemented in the Caffrey Membrane Structural and Functional Biology Group to set up manually crystallization trials of membrane proteins in lipidic mesophases.

גיבוש חלבונים בממברנה עבור קביעת מבנה באמצעות Mesophases Lipidic

A detailed protocol for crystallizing membrane proteins by using lipidic mesophases is described. This method has variously been referred to as the ...

Crystallization of Membrane Proteins in Lipidic Mesophases

Membrane proteins perform critical functions in living cells related to signal transduction, transport and energy transformations, and, as such, are implicated in a multitude of malfunctions and diseases. However, a structural and functional understanding of membrane proteins is strongly lagging behind that of their soluble partners, mainly, due to difficulties associated with their solubilization and generation of diffraction quality crystals. Crystallization in lipidic mesophases (also known as in meso or LCP crystallization) is a promising technique which was successfully applied to obtain high resolution structures of microbial rhodopsins, photosynthetic proteins, outer membrane beta barrels and G protein-coupled receptors. In meso crystallization takes advantage of a native-like membrane environment and typically produces crystals with lower solvent content and better ordering as compared to traditional crystallization from detergent solutions. The method is not difficult, but requires an understanding of lipid phase behavior and practice in handling viscous mesophase materials. Here we demonstrate a simple and efficient way of making LCP and reconstituting a membrane protein in the lipid bilayer of LCP using a syringe mixer, followed by dispensing nanoliter portions of LCP into an assay or crystallization plate, conducting pre-crystallization assays and harvesting crystals from the LCP matrix. These protocols provide a basic guide for approaching in meso crystallization trials; however, as with any crystallization experiment, extensive screening and optimization are required, and a successful outcome is not necessarily guaranteed.

The protocols describe the essential steps for obtaining diffraction quality crystals of a membrane protein starting from reconstitution of the protein in a lipidic cubic phase (LCP), finding initial conditions with LCP-FRAP pre-crystallization assays, setting up LCP crystallization trials and harvesting crystals.

התגבשות של חלבונים בממברנה ב Mesophases Lipidic

Membrane proteins perform critical functions in living cells related to signal transduction, transport and energy transformations, and, as such, are ...

Quantification of Proteins Using Peptide Immunoaffinity Enrichment Coupled with Mass Spectrometry

There is a great need for quantitative assays in measuring proteins. Traditional sandwich immunoassays, largely considered the gold standard in quantitation, are associated with a high cost, long lead time, and are fraught with drawbacks (e.g. heterophilic antibodies, autoantibody interference, 'hook-effect').1 An alternative technique is affinity enrichment of peptides coupled with quantitative mass spectrometry, commonly referred to as SISCAPA (Stable Isotope Standards and Capture by Anti-Peptide Antibodies).2 In this technique, affinity enrichment of peptides with stable isotope dilution and detection by selected/multiple reaction monitoring mass spectrometry (SRM/MRM-MS) provides quantitative measurement of peptides as surrogates for their respective proteins. SRM/MRM-MS is well established for accurate quantitation of small molecules 3, 4 and more recently has been adapted to measure the concentrations of proteins in plasma and cell lysates.5-7 To achieve quantitation of proteins, these larger molecules are digested to component peptides using an enzyme such as trypsin. One or more selected peptides whose sequence is unique to the target protein in that species (i.e. "proteotypic" peptides) are then enriched from the sample using anti-peptide antibodies and measured as quantitative stoichiometric surrogates for protein concentration in the sample. Hence, coupled to stable isotope dilution (SID) methods (i.e. a spiked-in stable isotope labeled peptide standard), SRM/MRM can be used to measure concentrations of proteotypic peptides as surrogates for quantification of proteins in complex biological matrices. The assays have several advantages compared to traditional immunoassays. The reagents are relatively less expensive to generate, the specificity for the analyte is excellent, the assays can be highly multiplexed, enrichment can be performed from neat plasma (no depletion required), and the technique is amenable to a wide array of proteins or modifications of interest.8-13 In this video we demonstrate the basic protocol as adapted to a magnetic bead platform.

Stable Isotope Standards and Capture by Anti-Peptide Antibodies (SISCAPA) couples affinity enrichment of peptides with stable isotope dilution mass spectrometry (MRM-MS) to provide quantitative measurement of peptides as surrogates for their respective proteins. Here we describe the protocol using magnetic particles in a partially automated format.

כימות של חלבונים באמצעות העשרה Immunoaffinity פפטיד יחד עם ספקטרומטריית מסה

There is a great need for quantitative assays in measuring proteins. Traditional sandwich immunoassays, largely considered the gold standard in ...

High-throughput Crystallization of Membrane Proteins Using the Lipidic Bicelle Method

Membrane proteins (MPs) play a critical role in many physiological processes such as pumping specific molecules across the otherwise impermeable membrane bilayer that surrounds all cells and organelles. Alterations in the function of MPs result in many human diseases and disorders; thus, an intricate understanding of their structures remains a critical objective for biological research. However, structure determination of MPs remains a significant challenge often stemming from their hydrophobicity. 
MPs have substantial hydrophobic regions embedded within the bilayer. Detergents are frequently used to solubilize these proteins from the bilayer generating a protein-detergent micelle that can then be manipulated in a similar manner as soluble proteins. Traditionally, crystallization trials proceed using a protein-detergent mixture, but they often resist crystallization or produce crystals of poor quality. These problems arise due to the detergent&prime;s inability to adequately mimic the bilayer resulting in poor stability and heterogeneity. In addition, the detergent shields the hydrophobic surface of the MP reducing the surface area available for crystal contacts. To circumvent these drawbacks MPs can be crystallized in lipidic media, which more closely simulates their endogenous environment, and has recently become a de novo technique for MP crystallization.
Lipidic cubic phase (LCP) is a three-dimensional lipid bilayer penetrated by an interconnected system of aqueous channels1. Although monoolein is the lipid of choice, related lipids such as monopalmitolein and monovaccenin have also been used to make LCP2. MPs are incorporated into the LCP where they diffuse in three dimensions and feed crystal nuclei. A great advantage of the LCP is that the protein remains in a more native environment, but the method has a number of technical disadvantages including high viscosity (requiring specialized apparatuses) and difficulties in crystal visualization and manipulation3,4. Because of these technical difficulties, we utilized another lipidic medium for crystallization-bicelles5,6 (Figure 1). Bicelles are lipid/amphiphile mixtures formed by blending a phosphatidylcholine lipid (DMPC) with an amphiphile (CHAPSO) or a short-chain lipid (DHPC). Within each bicelle disc, the lipid molecules generate a bilayer while the amphiphile molecules line the apolar edges providing beneficial properties of both bilayers and detergents. Importantly, below their transition temperature, protein-bicelle mixtures have a reduced viscosity and are manipulated in a similar manner as detergent-solubilized MPs, making bicelles compatible with crystallization robots. 
Bicelles have been successfully used to crystallize several membrane proteins5,7-11 (Table 1). This growing collection of proteins demonstrates the versatility of bicelles for crystallizing both alpha helical and beta sheet MPs from prokaryotic and eukaryotic sources. Because of these successes and the simplicity of high-throughput implementation, bicelles should be part of every membrane protein crystallographer&prime;s arsenal. In this video, we describe the bicelle methodology and provide a step-by-step protocol for setting up high-throughput crystallization trials of purified MPs using standard robotics.

Bicelles are lipid/amphiphile mixtures that maintain membrane proteins (MPs) within a lipid bilayer but have unique phase behavior that facilitates high-throughput screening by crystallization robots. This technique has successfully produced a number of high-resolution structures from both prokaryotic and eukaryotic sources. This video describes protocols for generating the lipidic bicelle mixture, incorporating MPs into the bicelle mixture, setting up crystallizations trials (manually as well as robotically) and harvesting crystals from the medium.

תפוקה גבוהה התגבשות של חלבונים בממברנה שימוש בשיטה Lipidic Bicelle

Membrane proteins (MPs) play a critical role in many physiological processes such as pumping specific molecules across the otherwise impermeable membrane ...

Determination of Lipid Raft Partitioning of Fluorescently-tagged Probes in Living Cells by Fluorescence Correlation Spectroscopy (FCS)

In the past fifteen years the notion that cell membranes are not homogenous and rely on microdomains to exert their functions has become widely accepted. Lipid rafts are membrane microdomains enriched in cholesterol and sphingolipids. They play a role in cellular physiological processes such as signalling, and trafficking1,2 but are also thought to be key players in several diseases including viral or bacterial infections and neurodegenerative diseases3.
Yet their existence is still a matter of controversy4,5. Indeed, lipid raft size has been estimated to be around 20 nm6, far under the resolution limit of conventional microscopy (around 200 nm), thus precluding their direct imaging. Up to now, the main techniques used to assess the partition of proteins of interest inside lipid rafts were Detergent Resistant Membranes (DRMs) isolation and co-patching with antibodies. Though widely used because of their rather easy implementation, these techniques were prone to artefacts and thus criticized7,8. Technical improvements were therefore necessary to overcome these artefacts and to be able to probe lipid rafts partition in living cells.
Here we present a method for the sensitive analysis of lipid rafts partition of fluorescently-tagged proteins or lipids in the plasma membrane of living cells. This method, termed Fluorescence Correlation Spectroscopy (FCS), relies on the disparity in diffusion times of fluorescent probes located inside or outside of lipid rafts. In fact, as evidenced in both artificial membranes and cell cultures, probes would diffuse much faster outside than inside dense lipid rafts9,10. To determine diffusion times, minute fluorescence fluctuations are measured as a function of time in a focal volume (approximately 1 femtoliter), located at the plasma membrane of cells with a confocal microscope (Fig. 1). The auto-correlation curves can then be drawn from these fluctuations and fitted with appropriate mathematical diffusion models11.
FCS can be used to determine the lipid raft partitioning of various probes, as long as they are fluorescently tagged. Fluorescent tagging can be achieved by expression of fluorescent fusion proteins or by binding of fluorescent ligands. Moreover, FCS can be used not only in artificial membranes and cell lines but also in primary cultures, as described recently12. It can also be used to follow the dynamics of lipid raft partitioning after drug addition or membrane lipid composition change12.

Determination of Lipid Raft Partitioning of Fluorescently-tagged Probes in Living Cells by Fluorescence Correlation Spectroscopy FCS

A technique to probe the lipid raft partitioning of fluorescent proteins at the plasma membrane of living cells is described. It takes advantage of the disparity in diffusion times of proteins located inside or outside of lipid rafts. Acquisition can be performed dynamically in control conditions or after drug addition.

קביעת רפסודה ליפידים חלוקת בדיקות fluorescently-מתוייגים בתאים חיים באמצעות מתאם ספקטרוסקופיה פלואורסצנטי (FCS)

In the past fifteen years the notion that cell membranes are not homogenous and rely on microdomains to exert their functions has become widely accepted. ...

Use of a Robot for High-throughput Crystallization of Membrane Proteins in Lipidic Mesophases

Structure-function studies of membrane proteins greatly benefit from having available high-resolution 3-D structures of the type provided through macromolecular X-ray crystallography (MX). An essential ingredient of MX is a steady supply of ideally diffraction-quality crystals. The in meso or lipidic cubic phase (LCP) method for crystallizing membrane proteins is one of several methods available for crystallizing membrane proteins. It makes use of a bicontinuous mesophase in which to grow crystals. As a method, it has had some spectacular successes of late and has attracted much attention with many research groups now interested in using it. One of the challenges associated with the method is that the hosting mesophase is extremely viscous and sticky, reminiscent of a thick toothpaste. Thus, dispensing it manually in a reproducible manner in small volumes into crystallization wells requires skill, patience and a steady hand. A protocol for doing just that was developed in the Membrane Structural &amp; Functional Biology (MS&amp;FB) Group1-3. JoVE video articles describing the method are available1,4. 
The manual approach for setting up in meso trials has distinct advantages with specialty applications, such as crystal optimization and derivatization. It does however suffer from being a low throughput method. Here, we demonstrate a protocol for performing in meso crystallization trials robotically. A robot offers the advantages of speed, accuracy, precision, miniaturization and being able to work continuously for extended periods under what could be regarded as hostile conditions such as in the dark, in a reducing atmosphere or at low or high temperatures. An in meso robot, when used properly, can greatly improve the productivity of membrane protein structure and function research by facilitating crystallization which is one of the slow steps in the overall structure determination pipeline. 
In this video article, we demonstrate the use of three commercially available robots that can dispense the viscous and sticky mesophase integral to in meso crystallogenesis. The first robot was developed in the MS&amp;FB Group5,6. The other two have recently become available and are included here for completeness.	
An overview of the protocol covered in this article is presented in Figure 1. All manipulations were performed at room temperature (~20 &deg;C) under ambient conditions.

Herein is described a robotic approach to high-throughput crystallization of membrane proteins in lipidic mesophases for use in structure determination using macromolecular X-ray crystallography. Three robots capable of handling the viscous and sticky protein-laden mesophase integral to the method are introduced.

שימוש ברובוט להתגבשות תפוקה גבוהה של חלבונים בממברנה בMesophases Lipidic

Structure-function studies of membrane proteins greatly benefit from having available high-resolution 3-D structures of the type provided through ...

Harvesting and Cryo-cooling Crystals of Membrane Proteins Grown in Lipidic Mesophases for Structure Determination by Macromolecular Crystallography

An important route to understanding how proteins function at a mechanistic level is to have the structure of the target protein available, ideally at atomic resolution. Presently, there is only one way to capture such information as applied to integral membrane proteins (Figure 1), and the complexes they form, and that method is macromolecular X-ray crystallography (MX). To do MX diffraction quality crystals are needed which, in the case of membrane proteins, do not form readily. A method for crystallizing membrane proteins that involves the use of lipidic mesophases, specifically the cubic and sponge phases1-5, has gained considerable attention of late due to the successes it has had in the G protein-coupled receptor field6-21 (<a href="http://www.mpdb.tcd.ie" target="_blank">www.mpdb.tcd.ie</a>). However, the method, henceforth referred to as the in meso or lipidic cubic phase method, comes with its own technical challenges. These arise, in part, due to the generally viscous and sticky nature of the lipidic mesophase in which the crystals, which are often micro-crystals, grow. Manipulating crystals becomes difficult as a result and particularly so during harvesting22,23. Problems arise too at the step that precedes harvesting which requires that the glass sandwich plates in which the crystals grow (Figure 2)24,25 are opened to expose the mesophase bolus, and the crystals therein, for harvesting, cryo-cooling and eventual X-ray diffraction data collection.
The cubic and sponge mesophase variants (Figure 3) from which crystals must be harvested have profoundly different rheologies4,26. The cubic phase is viscous and sticky akin to a thick toothpaste. By contrast, the sponge phase is more fluid with a distinct tendency to flow. Accordingly, different approaches for opening crystallization wells containing crystals growing in the cubic and the sponge phase are called for as indeed different methods are required for harvesting crystals from the two mesophase types. Protocols for doing just that have been refined and implemented in the Membrane Structural and Functional Biology (MS&amp;FB) Group, and are described in detail in this JoVE article (Figure 4). Examples are given of situations where crystals are successfully harvested and cryo-cooled. We also provide examples of cases where problems arise that lead to the irretrievable loss of crystals and describe how these problems can be avoided. In this article the Viewer is provided with step-by-step instructions for opening glass sandwich crystallization wells, for harvesting and for cryo-cooling crystals of membrane proteins growing in cubic and in sponge phases.

Herein is described procedures implemented in the Caffrey Membrane Structural and Functional Biology Group to harvest and cryo-cool membrane protein crystals grown in lipidic cubic and sponge phases for use in structure determination using macromolecular X-ray crystallography.

קצירה וCryo-קירור גבישים של חלבונים בממברנה גדלו בMesophases Lipidic לקביעת מבנה על ידי קריסטלוגרפיה Macromolecular

An important route to understanding how proteins function at a mechanistic level is to have the structure of the target protein available, ideally at ...

Intravital Microscopy for Imaging Subcellular Structures in Live Mice Expressing Fluorescent Proteins

Here we describe a procedure to image subcellular structures in live rodents that is based on the use of confocal intravital microscopy. As a model organ, we use the salivary glands of live mice since they provide several advantages. First, they can be easily exposed to enable access to the optics, and stabilized to facilitate the reduction of the motion artifacts due to heartbeat and respiration. This significantly facilitates imaging and tracking small subcellular structures. Second, most of the cell populations of the salivary glands are accessible from the surface of the organ. This permits the use of confocal microscopy that has a higher spatial resolution than other techniques that have been used for in vivo imaging, such as two-photon microscopy. Finally, salivary glands can be easily manipulated pharmacologically and genetically, thus providing a robust system to investigate biological processes at a molecular level.
In this study we focus on a protocol designed to follow the kinetics of the exocytosis of secretory granules in acinar cells and the dynamics of the apical plasma membrane where the secretory granules fuse upon stimulation of the beta-adrenergic receptors. Specifically, we used a transgenic mouse that co-expresses cytosolic GFP and a membrane-targeted peptide fused with the fluorescent protein tandem-Tomato. However, the procedures that we used to stabilize and image the salivary glands can be extended to other mouse models and coupled to other approaches to label in vivo cellular components, enabling the visualization of various subcellular structures, such as endosomes, lysosomes, mitochondria, and the actin cytoskeleton.

Intravital microscopy is a powerful tool that enables imaging various biological processes in live animals. In this article, we present a detailed method for imaging the dynamics of subcellular structures, such as the secretory granules, in the salivary glands of live mice.

מיקרוסקופית Intravital למבני ההדמיה subcellular בעכברים חיים לבטא חלבוני פלורסנט

Here we describe a procedure to image subcellular structures in live rodents that is based on the use of confocal intravital microscopy. As a model organ, ...

The Cell-based L-Glutathione Protection Assays to Study Endocytosis and Recycling of Plasma Membrane Proteins

Membrane trafficking involves transport of proteins from the plasma membrane to the cell interior (i.e. endocytosis) followed by trafficking to lysosomes for degradation or to the plasma membrane for recycling. The cell based L-glutathione protection assays can be used to study endocytosis and recycling of protein receptors, channels, transporters, and adhesion molecules localized at the cell surface. The endocytic assay requires labeling of cell surface proteins with a cell membrane impermeable biotin containing a disulfide bond and the N-hydroxysuccinimide (NHS) ester at 4 &#186;C -&#160;a temperature at which membrane trafficking does not occur. Endocytosis of biotinylated plasma membrane proteins is induced by incubation at 37 &#186;C. Next, the temperature is decreased again to 4 &#186;C to stop endocytic trafficking and the disulfide bond in biotin covalently attached to proteins that have remained at the plasma membrane is reduced with L-glutathione. At this point, only proteins that were endocytosed remain protected from L-glutathione and thus remain biotinylated. After cell lysis, biotinylated proteins are isolated with streptavidin agarose, eluted from agarose, and the biotinylated protein of interest is detected by western blotting. During the recycling assay, after biotinylation cells are incubated at 37 &#176;C to load endocytic vesicles with biotinylated proteins and the disulfide bond in biotin covalently attached to proteins remaining at the plasma membrane is reduced with L-glutathione at 4 &#186;C as in the endocytic assay. Next, cells are incubated again at 37 &#176;C to allow biotinylated proteins from endocytic vesicles to recycle to the plasma membrane. Cells are then incubated at 4 &#186;C, and the disulfide bond in biotin attached to proteins that recycled to the plasma membranes is reduced with L-glutathione. The biotinylated proteins protected from L-glutathione are those that did not recycle to the plasma membrane.

Membrane trafficking involves transport of proteins from the plasma membrane to the cell interior (i.e. endocytosis) followed by trafficking to lysosomes for degradation or to the plasma membrane for recycling. Methods described in this article are designed to study endocytosis and recycling of plasma membrane proteins.

Membrane trafficking involves transport of proteins from the plasma membrane to the cell interior (i.e. endocytosis) followed by trafficking to lysosomes ...