The authors would like to thank Professor Howard Ceri from the Biological Sciences Department of the University of Calgary for providing bacterial strains. A. Kumar acknowledges support from NSERC. T. Thundat acknowledges financial support from the Canada Excellence Research Chair (CERC) program. The authors would also like to acknowledge help from Ms. Zahra Nikakhtari for help with videography.

בצע את פרוטוקולי הניסוי כאן לפי הסדר המתואר להלן. פרוטוקולי microfabrication ליצירת פלטפורמת microfluidic נדונים בשלב 1 שלב 2 מתאר את פרוטוקול תרבית החיידקים (איור 2), ושלב 3 נוגע להרכבה של ההתקנה הניסיונית (איור 3). לבסוף, הצעד הניסיוני בפועל מתואר בשלב 4. .1 נוהל ייצור שבבים הערה: נהלי בטיחות נאותה חייבים להיות במעקב במשך התהליכים שתוארו להלן. התייעץ עם קצין הבטיחות המוסדי לקבלת פרטים. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעצב את המסכה עם תוכנה מתאימה (למשל, L-Edit). עיצוב הערוץ מורכב ממייקרו ערוץ עיקרי של 625 רוחב מיקרומטר. האזור של הערוץ המרכזי מכיל מערך של מיקרו הודעות 50 מיקרומטר בקוטר, במרווחי 25 מיקרומטר זה מזה (ראה משלים קבצים). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להדפיס את העיצוב הזה על זכוכית &quot;x 5&quot; סיד כוס סודה (5), שבה יש עובי של 0.09 &quot;, והוא מצופה בכ 70 שכבה עבה ננומטר של כרום (Cr), באמצעות מיסוך על מנת להכין מסכת תמונה. מפתח השתמש AZ400K דקות 1. אז, לחרוט שכבת Cr באמצעות etchant Cr כ 1 דקות השתמשו אצטון להתפשט להתנגד ולנקות אותו עם פתרון פיראניה קר. (H 2 SO 4 וH 2 O 2 ביחס של 3: 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Photolithography <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקה פרוסות סיליקון 4 &quot;סטנדרטית כימי עם פתרון פיראניה עבור 20 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יש לשטוף את הרקיק עם מים די ולייבש אותו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחממים את הרקיק על פלטה חשמלית (200 מעלות צלזיוס למשך 15 דקות). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעיל פרוסות סיליקון עם photoresist. כאן, AZ4620 photoresist החיובי ספין מצופה על פרוסות סיליקון ב2,000 סל&quot;ד 25 שניות כדי לקבל שכבה עבה 12.5 מיקרומטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את כל הממס על ידי אפייה רכה של הרקיק על פלטה חשמלית על ידי צף הרקיק ל90 שניות על זרימת חנקן ב 100 מעלות צלזיוס. לאחר מכן, לשמור אותו בואקום ב tהוא אותה טמפרטורה ל60 שניות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את פרוסות בתיבה כהה ל24 שעות להתייבשות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחשוף את הרקיק לאור UV כדי להעביר את הדפוס שנועד photoresist. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטבול את פרוסות בפתרון מפתח photoresist (AZ400K) ל240 שניות. לאחר מכן, יש לשטוף את הרקיק עם אלכוהול איזופרופיל ולייבש אותו על ידי הצבת בזרם של גז חנקן. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תהליך - ICP-DRIE (ריאקטיבי העמוק יון תחריט פלזמה מצמידים אינדוקטיבי) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל תחריט DRIE. בחר את העומק לחרוט המתאים בהתאם לעומק סופי הנדרש למכשיר (50 מיקרומטר בחקירה זו). Photoresist פועל כשכבת מיסוך במהלך תהליך זה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את photoresist שנותר עם אצטון ולנקות את הרקיק. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> PDMS יציקה (polydimethylsiloxane) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש trichloromethylsilane (TCMS) לsilanizing עובש אב סיליקון. יוצקים 2 או 3 טיפות של trichloromethylsilane בבקבוקון ולמקם אותו בתא ייבוש לידעובש אב סיליקון. לאפשר 2-3 שעות לתהליך silanizing כדי להשלים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במכל נפרד, מערבב את בסיס סיליקון Sylgard 184 עם סוכן ריפוי על ידי יחס בין משקל 10: 1 להכין PDMS. דגה PDMS על ידי הכפפתו לואקום תנאים (כ 2 שעות). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים עובש אב סיליקון בבעל. , ואז לשפוך את PDMS על עובש אב סיליקון כדי ליצור את חותמת PDMS. ודא שבועות לא יוצרות בPDMS במהלך תהליך זה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לרפא את PDMS לשעה 2 ב 80 מעלות צלזיוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קלפתי את חותמת PDMS מתבנית האב. לאחר מכן, חותך את PDMS להחתים לתוך שבבים נפרדים. לבסוף, להשתמש בליבת חיתוך לקדוח חורים לכניסה (ים) ושקע (ים). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מליטה של ​​PDMS לזכוכית <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחשוף את תלוש לכסות וחותמת PDMS לפלזמת חמצן ל30 שניות. חותמת בונד PDMS ללהחליק את המכסה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להשיג אטימה ראויה בין חותמת PDMS ולהחליק את המכסה, לחשל את המכשיר על ידי לשים אותו בתנור ב 70 מעלות צלזיוס למשך 10 דקות. </li&gt; </ol></li></ol> .2 בקטריאלי תרבות הערה: פרוטוקולי בטיחות ביולוגיים נכון חייבת להיות במעקב במשך השלבים 2-4. התייעץ עם קצין הבטיחות המוסדי לקבלת פרטים. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן צלחות LB אגר <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להוסיף אגר 20 גרם לוריא-Bertani (LB) אבקות (מילר) ו500 מ&quot;ל מים ultrapure בבקבוק 1 ליטר. מערבבים להמסת האבקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר ידי מעוקר ב 15 psi, 121 מעלות צלזיוס במשך 15 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאפשר את הבקבוק להתקרר ל50-55 ° C על ספסל או באמבט מים במכסת מנוע הבטיחות הביולוגית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף את טטרציקלין האנטיביוטיקה כדי להשיג ריכוז סופי של 50 מיקרוגרם / מ&quot;ל. מערבבים היטב על ידי מתערבל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יוצקים את התערובת לתוך צלחות. ממלא כל צלחת עד 1/2 - מלא 2/3. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אוויר להבת בועות בקצרה כדי פופ אותם אם הם יוצרים. בועות אוויר הקרושה קשות כדי להפיץ את תרבות חיידקים על פני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר הצלחות להתקרר בטמפרטורת חדר למשך לילה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר הם מגניבים,לשים צלחות בחזרה לשרוול שלהם, לאטום את השקית, תווית (אנטיביוטיקה ותאריך), ולאחסן ב 4 ° C.. הערה: כסה את המלאי של צלחות עם נייר אלומיניום, כמו אור מנטרל אנטיביוטיקה רבות. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> LB מרק הכנה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 20 מרק אבקות גרם לוריא-Bertani (LB) (מילר) ו1 ליטר של מים ultrapure לבקבוק. מערבבים להמסת האבקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר ידי מעוקר ב 15 psi, 121 מעלות צלזיוס במשך 15 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאפשר בקבוק להתקרר ל50-55 ° C על ספסל או באמבט מים במכסת מנוע הבטיחות הביולוגית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף את טטרציקלין האנטיביוטיקה כדי להשיג ריכוז סופי של 50 מיקרוגרם / מ&quot;ל. מערבבים היטב על ידי מתערבל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר קריר, למקם את הבקבוק שכותרתו ב 4 ° C.. הערה: כסה את הבקבוק עם נייר אלומיניום, כמו אור מנטרל אנטיביוטיקה רבות. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חיידקים תרבות על צלחת LB אגר (פרוטוקול זה משתמש Pseudomonas fluorescens) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח את מניית החיידקים מהמקפיא (-80 °; C) ולמקם אותו על קרח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את -80 ° C מניית החיידקים וצלחת אגר LB בתוך ברדס בטיחות ביולוגי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Streak זן החיידקים על גבי צלחת אגר LB בדגם זגזג. מכסה את הצלחת אגר ודגירה אותו ב30 ºC לילה. לבסוף, לאחסן את הצלחת במקרר ב 4 מעלות צלזיוס. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את הפתרון בקטריאלי (S1) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יוצקים 50 מ&quot;ל תקשורת מרק LB לבקבוק autoclaved. ביצוע פעולה זו בתוך ברדס בטיחות ביולוגי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר את מושבת חיידקים אחת מהצלחת אגר LB לבקבוק. גם פעולה זו צריכה להתבצע בתוך ברדס בטיחות ביולוגי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים את הבקבוק בחממה שייקר ב30 מעלות צלזיוס ו150 סל&quot;ד מספיק זמן (4 שעות). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את המדולל בקטריאלי הפתרון (S2) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יוצקים 5 מ&quot;ל תקשורת מרק LB לתוך צינור פלסטיק מעוקר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדלל S1 על ידי ערבוב עם תקשורת מרק LB. ואז, מערבולת הפתרון. לדלל את הפתרון להשיג אופטי הרצוייםצפיפות אל (OD נמדד ב 600 ננומטר = 0.1). הערה: ניסויי Biofilm בדרך כלל להעסיק ערכי OD בסביבה זו. </li></ol></li></ol> .3 הכן את הגדרת הניסוי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פינצטה באמצעות חיבור צינורות גמישים מפלסטיק (0.20 &quot;ID) לכניסה (ים) ושקע (ים) של השבבים. פתחי הכניסה ושקעים שנקדחו בעבר לחלק PDMS של השבב האלקטרוני (צעד 1.5.5). בחקירה זו , השבב האלקטרוני מורכב משני פתחי הכניסה ויציאה אחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלא מזרק (ים) עם פתרון חיידקים (פתרון S2) ולהסיר את כל הבועות במזרק (ים). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר קצה מזרק (ים) (30 0.5 &quot;מחט קהה G) לתוך צינור יניקה (ים). ואז, לחבר את הצינור לשקע (ים) לבזבז מיכל. </li></ol> .4 הפעל את הניסוי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את המזרק (ים) ועד לקצה המזרק (ים). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקום ומזרק תיקון (ים) על משאבת המזרק. לאחר מכן למקם את השבב תחת מיקרוסקופ אופטי עם עדשות אובייקטיביות של דסירהגדלת ed (למשל, 40X). כסה השבב האלקטרוני עם מכשיר קאמרי תא חי כדי לשמור על סביבת טמפרטורה קבועה להתפתחות חיידקים (C ° 30 לפ fluorescens). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את המשאבה לרמת קצב זרימה הרצויה (למשל 10 μl / hr) וליזום שאיבת נוזל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שחיידקים הם הציגו לתוך התא, היווצרות biofilm גם יזם. היווצרות biofilm והתבגרות מתרחשות בדרך כלל על פני תקופה של כמה שעות או אפילו ימים. להתבונן ולקחת תמונות של צמיחת biofilm מבעד למיקרוסקופ. </li></ol>

<ol><li>Valiei, A., Kumar, A., Mukherjee, P. P., Liu, Y., Thundat, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+web+of+streamers%3A+biofilm+formation+in+a+porous+microfluidic+device%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">A web of streamers: biofilm formation in a porous microfluidic device.</a> Lab Chip. 12, 5133-5137 (2012).</li>
<li>Costerton, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacterial+Biofilms%3A+A+Common+Cause+of+Persistent+Infections%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Bacterial Biofilms: A Common Cause of Persistent Infections.</a> Science. 284, 1318-1322 (1999).</li>
<li>Flemming, H. C., Wingender, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+biofilm+matrix%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Microbiol%22%5BJournal%5D)">The biofilm matrix.</a> Nat Rev Microbiol. 8, 623-633 (2010).</li>
<li>Wong, G. C. L., O’Toole, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((All+together+now%3A+Integrating+biofilm+research+across+disciplines%5BTitle%5D)+AND+%22MRS+Bulletin%22%5BJournal%5D)">All together now: Integrating biofilm research across disciplines.</a> MRS Bulletin. 36, 339-342 (2011).</li>
<li>Yazdi, S., Ardekani, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacterial+aggregation+and+biofilm+formation+in+a+vortical+flow%5BTitle%5D)+AND+%22Biomicrofluidics%22%5BJournal%5D)">Bacterial aggregation and biofilm formation in a vortical flow.</a> Biomicrofluidics. 6, 044114(2012).</li>
<li>Rusconi, R., Lecuyer, S., Guglielmini, L., Stone, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laminar+flow+around+corners+triggers+the+formation+of+biofilm+streamers%5BTitle%5D)+AND+%22J+R+Soc+Interface%22%5BJournal%5D)">Laminar flow around corners triggers the formation of biofilm streamers.</a> J R Soc Interface. 7, 1293-1299 (2010).</li>
<li>Drescher, K., Shen, Y., Bassler, B. L., Stone, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biofilm+streamers+cause+catastrophic+disruption+of+flow+with+consequences+for+environmental+and+medical+systems%5BTitle%5D)+AND+%22P+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Biofilm streamers cause catastrophic disruption of flow with consequences for environmental and medical systems.</a> P Natl Acad Sci USA. 110, 4345-4350 (2013).</li>
<li>Marty, A., Roques, C., Causserand, C., Bacchin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formation+of+bacterial+streamers+during+filtration+in+microfluidic+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Biofouling%22%5BJournal%5D)">Formation of bacterial streamers during filtration in microfluidic systems.</a> Biofouling. 28, 551-562 (2012).</li>
<li>Taherzadeh, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Computational+Study+of+the+Drag+and+Oscillatory+Movement+of+Biofilm+Streamers+in+Fast+Flows%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnol+Bioeng%22%5BJournal%5D)">Computational Study of the Drag and Oscillatory Movement of Biofilm Streamers in Fast Flows.</a> Biotechnol Bioeng. 105, 600-610 (2010).</li>
<li>Vrouwenvelder, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+flow+regime+on+pressure+drop+increase+and+biomass+accumulation+and+morphology+in+membrane+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Water+Res%22%5BJournal%5D)">Impact of flow regime on pressure drop increase and biomass accumulation and morphology in membrane systems.</a> Water Res. 44, 689-702 (2010).</li>
<li>Mitchell, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biofilm+enhanced+geologic+sequestration+of+supercritical+CO2%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Greenhouse+Gas+Control%22%5BJournal%5D)">Biofilm enhanced geologic sequestration of supercritical CO2.</a> International Journal of Greenhouse Gas Control. 3, 90-99 (2009).</li>
<li>Soleimani, S., Van Geel, P. J., Isgor, O. B., Mostafa, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+of+biological+clogging+in+unsaturated+porous+media%5BTitle%5D)+AND+%22J+Contam+Hydrol%22%5BJournal%5D)">Modeling of biological clogging in unsaturated porous media.</a> J Contam Hydrol. 106, 39-50 (2009).</li>
<li>Kumar, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microscale+confinement+features+can+affect+biofilm+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Microfluid+Nanofluid%22%5BJournal%5D)">Microscale confinement features can affect biofilm formation.</a> Microfluid Nanofluid. 14, 895-902 (2013).</li>
<li>Neethirajan, S., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aNeethirajan%2C+S+%22Encylopedia+of+Nanotechnology%22">Encylopedia of Nanotechnology</a>. Bhushan, B., et al. , Springer. (2012).</li>
<li>Barathi, S., Vasudevan, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Utilization+of+petroleum+hydrocarbons+by+Pseudomonas+fluorescens+isolated+from+a+petroleum-contaminated+soil%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Int%22%5BJournal%5D)">Utilization of petroleum hydrocarbons by Pseudomonas fluorescens isolated from a petroleum-contaminated soil.</a> Environ Int. 26, 413-416 (2001).</li>
<li>Das, S., Kumar, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formation+and+post-formation+dynamics+of+bacterial+biofilm+streamers+as+highly+viscous+liquid+jets%5BTitle%5D)+AND+%22arXiv+preprint+arXiv%3A1312.6056%22%5BJournal%5D)">Formation and post-formation dynamics of bacterial biofilm streamers as highly viscous liquid jets.</a> arXiv preprint arXiv:1312.6056. , (2013).</li>
<li>Shaw, T., Winston, M., Rupp, C. J., Klapper, I., Stoodley, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Commonality+of+elastic+relaxation+times+in+biofilms%5BTitle%5D)+AND+%22Phys+Rev+Lett%22%5BJournal%5D)">Commonality of elastic relaxation times in biofilms.</a> Phys Rev Lett. 93, (2004).</li>
<li>Berejnov, V., Djilali, N., Sinton, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lab-on-chip+methodologies+for+the+study+of+transport+in+porous+media%3A+energy+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Lab-on-chip methodologies for the study of transport in porous media: energy applications.</a> Lab Chip. 8, 689-693 (2008).</li>
</ol>

The authors have nothing to disclose.

אנחנו הפגנו מכשיר microfluidic פשוט המחקה תווך נקבובי ללימוד פיתוח biofilm בבתי גידול מורכב. יש כמה שלבים קריטיים המכתיבים את תוצאות הניסויים. הם כוללים גיאומטריה מכשיר. בעוד בהודעה הגיאומטריה יכולה להשתנות, נקבובי המרחב מספיק לסרטים כדי ליצור יש צורך. יתר על כן, Valiei et al. 1 הוכיח כי היווצרות נחלים מתרחשת רק בטווח קצב זרימה מסוים. בספיקות נמוכות מערך סף, עיוות של biofilms לסרטים לא יכולה להיות שנצפתה. עם זאת, מעל ערך קצב זרימת סף אחר מסוים, שבר biofilm יכול לשלוט ולא לאפשר היווצרות של סרטים. נושא נוסף שפוגע ניסויים אלה הוא בועות גז שיכול להיות לכוד במערך מיקרו העמוד. בדרך כלל בועות אלה צריכים להסיר על ידי הגדלת קצב הזרימה בתחילה ולאחר מכן בהדרגה להקטין אותו לערך הרצוי. פלטפורמות microfluidicכגון אלה מציעים כמה יתרונות וכמה מגבלות. הפלטפורמה מאפשרת לנו לעבוד עם כמויות תרבות קטנות, ויש לו את הגמישות של שילוב תכונות מוגדר על ידי משתמש. לדוגמא, ניתן לדמות מבנים נקבוביים שונים על ידי שינוי הפרמטרים הגיאומטריים של מערך מיקרו עמוד. גם מבנים המחקים את המבנה של תווך נקבובי אמיתי האקראי יכולים להיות מפוברקים על פלטפורמות microfluidic 18. יתר על כן, יכולים להיות מיושמים במספר ערוצים כגון באחד מכשיר המאפשר איסוף נתונים רלוונטיים משמעותיים לניתוח סטטיסטי מדויק. עם זאת, מערכות microfluidic בדרך כלל מחקות את המבנה דו ממדים של תווך נקבובי. התקנים שיכולים לחקות את הטבע תלת ממדי של תווך הנקבובי הם בדרך כלל די מאתגרים לפברק. היווצרות והתפתחות של סרטים אינן מובנהית היטב עדיין, ומחקר נוסף נדרש בכיוון זה. הבנה של אופן שהסרטים יוצרים ולהוביל לפורמטיון של מבני biofilm הבוגרים יהיה רלוונטי למגוון רחב של תרחישים, כולל סתימה של התקנים ביו כגון סטנטים לב, biofilms באדמה, ומערכות סינון. פלטפורמת microfluidic שלנו היא צעד בכיוון זה.

לאחרונה, הפגנו דינמיקת היווצרות biofilm חיידקים במכשיר microfluidic המחקה תווך נקבובי 1. biofilms חיידקים הם למעשה מושבות של חיידקי משטח מצטבר שנארזות על ידי חומרים תאיים פולימרים (EPS) 2-4. סרטים דקים אלה של חיידקים יכולים להיווצר כמעט בכל נישה אפשרית, החל ממשטחים חלקים לגידול הרבה יותר מורכב של תווך נקבובי. Valiei et al. 1 משמש מכשיר microfluidic עם מערך של מיקרו עמודים כדי לדמות מבנה תווך נקבובי ולמד היווצרות biofilm במכשיר זה כפונקציה של קצב זרימת נוזל. הם מצאו כי בזרימה משטר מסוים, biofilms הסיבי הידוע בסרטים החל לצוץ בין עמודים שונים. יכולים להיות קשורים סרטים באחד או בשני קצוות למשטחים מוצקים, אבל שאר המבנה מושעה בנוזל. היווצרות Streamer בדרך כלל מתחילה לאחר שכבה ראשונית של biofilm יצרה והפורמט שלהיון יכול להכתיב את ההתפתחות ארוכת הטווח של biofilm בבתי גידול מורכב כאלה. לאחרונה, מספר חוקרים חקרו את הדינמיקה של היווצרות נחלים. יזדי et al. 5 הראה כי הסרטים יכולים להיווצר בתזרים טרנדו שמקורם בבועת נדנוד. בניסוי אחר, רוסקוני et al. 6 חקר את ההשפעה של עקמומיות ערוץ וגיאומטריה ערוץ על ההיווצרות של סרטים. הם מצאו כי הסרטים יכולים ליצור בסעיפים מעוגלים של microchannels, ומורפולוגיה נחלים קשורה לתנועתיות. מחקר שנערך לאחרונה הוכיח כי סרטים יכולים להיות לו השלכות רחבות בתרחישים טבעיים ומלאכותיים שונים כפי שהם יכולים לפעול כמבשרים להיווצרות של מבנים בוגרים בממשקים נקבוביים, יובילו להתפשטות biofilm מהירה והרה אסון במערכות ביו, וגם לגרום לflow- המשמעותי אינטראקציות מבנה, וכו &#39;1,7-9. לעתים קרובות סרטי biofilm טופס Iבתי גידול n מורכבים כגון תווך נקבובי. צמיחת biofilm הבנה בסביבה תקשורתית נקבובית היא רלוונטית למספר תהליכים סביבתיים ותעשייתיים כגון טיפול ביולוגי בשפכים 10, שמירה גם נשא שלמות במצבים כגון CO 2 ללכוד 11 וחיבור של הנקבוביות באדמה 12. התבוננות היווצרות biofilm בבתי גידול מורכב כזה יכול לעתים קרובות להיות מאתגרת בשל האטימות של תווך נקבובי. במצבים כאלה, פלטפורמות תווך נקבוביות מיקרופלואידיקה מבוססת יכולות להוכיח יתרון מאוד מאחר שהם מאפשרים בזמן אמת ובניטור באתר. יתרון נוסף של מיקרופלואידיקה הוא היכולת לבנות bioreactors מרובה בפלטפורמה יו-microfluidic אחת ובו זמנית לאפשר לניטור ו / או שילוב של חיישנים מקוונים. הגמישות ליישם ניסויי מעבדה מרובים במכשיר אחד ואת היכולת לאסוף נתונים רלוונטיים משמעותיים לניתוח סטטיסטי מדויק היא עו&quot;ד חשובantage של מערכות microfluidic 13,14. בהקשר של הדיון לעיל, דינמיקת היווצרות נחלים הבנה בסביבה תקשורתית נקבובית תהיה מועילה למספר יישומים. במחקר זה, אנו מפתחים פרוטוקול לחקירת היווצרות נחלים במכשיר שתווך נקבובי מחקה. ייצור של פלטפורמת microfluidic, צעדים דרושים לתרבית תאים וניסויים מתוארים. בניסויים שלנו, זן חיידקים מהסוג בר של fluorescens Pseudomonas הועסק. פ fluorescens, נמצא באופן טבעי באדמה, ממלא תפקיד מרכזי בשמירה על האקולוגיה קרקע 15. זן החיידקים המועסקים היה מהונדס גנטי כדי לבטא חלבון פלואורסצנטי ירוק (GFP) constitutively.

<table><tbody><tr><td>Flourescent Microscope</td><td>Nikon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>LB agar</td><td>Fisher</td><td>BP1425-500</td><td>suspend 40 g in 1 L of purified water</td></tr><tr><td>LB broth</td><td>Fisher</td><td>BP1427-500</td><td>suspend 20 g in 1 L of purified water</td></tr><tr><td>Biosafety hood</td><td>Microzone corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Petri dish</td><td>Fisher</td><td>875712</td><td>sterile 100 mm x 15 mm polystyrene Petri dish</td></tr><tr><td>Incubator shaker</td><td>New Brunswick Scientific</td><td></td><td>Excella E24 incubator shaker series</td></tr><tr><td>50 ml sterilized centrifuge tube</td><td>Corning</td><td>430828</td><td>Polypropylene RNase-/DNase-free</td></tr><tr><td>Tetracycline free base</td><td>MP Biomedicals</td><td>103012</td><td>50 &amp;#956;g/ml</td></tr><tr><td>SYLGARD 184 silicone</td><td>Dow Corning Corporation</td><td>68037-59-2</td><td>Elastomer Base and curing agent</td></tr><tr><td>Positive photoresist (AZ4620)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plastic tube</td><td>Cole-Parmer</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

protocol for biofilm streamer formation in a microfluidic device with micro-pillars

כמה מינים של חיידקים בעלי היכולת לצרף למשטחים וליישב אותם בצורה של סרטים דקים שמכסים. Biofilms שגדלים בתווך נקבובי רלוונטי לכמה תהליכים תעשייתיים וסביבתיים כגון טיפול בשפכים וCO 2 קיבוע. אנחנו השתמשנו Pseudomonas fluorescens, חיידק אירובי גראם שלילית, לחקור היווצרות biofilm במכשיר microfluidic שמחק תווך נקבובי. מכשיר microfluidic מורכב ממערך של מיקרו הודעות, שהיו מפוברקים באמצעות רכה ליתוגרפיה. בהמשך לכך, היווצרות biofilm במכשירים אלה עם זרימה נחקרה ואנחנו מדגימים את היווצרות biofilms הסיבי הידוע בסרטים במכשיר שלנו. הפרוטוקולים מפורטים לייצור והרכבה של מכשיר microfluidic מסופקים כאן יחד עם פרוטוקולי תרבות החיידקים. נהלים מפורטים לניסויים עם מכשיר microfluidic גם מוצגים יחד עם נציגתוצאות.

באמצעות פרוטוקול microfabrication שהוזכר לעיל, מכשיר microfluidic מבוסס PDMS נבנה. איור 1 מציג את מיקרוסקופ האלקטרונים הסורק (SEM) תמונות של PDMS מכשיר. איור 1 א מציג את סעיף הכניסה של המכשיר. כניסה כמו מזלג נוצרה כדי להשוות ראש בלחץ על פני המכשיר. הדמיה SEM נוספת הראתה גם כי קירות העמוד כמעט אנכיים (איור 1b). הפתרון התרבותי חיידקים (איור 2) היה מדולל והצפיפות האופטית שלה הותאמה לערך של 0.1. בדקנו היווצרות biofilm במכשיר microfluidic כפונקציה של זרימת קלט שיעור. כאשר פ fluorescens הוזרק למכשיר בזרימת שיעור נמוך של 0.8 μl / שעה, קובץ מצורף חיידקים והיווצרות biofilm התרחשה בקירות של המכשיר. גם לאחר תקופה ממושכת של זמן (&gt; 20 hr), אין מבני חיידקים אחרים מלבד biofilms מחבק את המשטח אנומחדש נצפה. בשלב הבא, אותו הניסוי חזר על עצמו בקצב זרימה של 8 μl / שעה. במקרה זה, היווצרות biofilm התחילה שוב אחרי כמה של עירוי של תרבות חיידקים בדילול דקות. עם זאת, לאחר כמה שעות, הופעה של מבנים סיביים המשתרעים בין מיקרו עמודים נצפתה ליד אמצע הקטע של המכשיר (איור 4). יכולים להיות דמיינו מבנים סיביים אלה באמצעות הנוכחות של חיידקים נייחים. מבנים אלה ידועים כמו סרטים והם biofilms סיבי שהם קשורים רק באחד או בשני קצוות למשטחים. שאר המבנה הוא לעתים קרובות תלוי במדיום הנוזלי (כמו במקרה זה). איור 4 מראה את זמן האבולוציה של מבנה נחלים biofilm. סרטים בדרך כלל בצורה כתוצאה מההשפעה של גזירת נוזל על biofilm ויסקו אלסטי. איור 5 מראה את הזרם וקווי מתאר מהירות זרימת עבר סדרה של עמודים. הסימולציה מראה כי הסרטים שטופס במערכת microfluidic בעצם מיושר לאורך זרימה המייעלת הנוזל. המתאם בין מבני הזרימה והיווצרות של סרטי biofilm אינו מובן עדיין היטב. עם זאת, דאס וקומאר 16 הציעו לאחרונה כי סרטים אלה מהווים כמצב נוזלי צמיג מאוד של biofilms המיסוד viscoelastic. הם בססו את השערתם על התצפית כי הזמן בקנה המידה של היווצרות נחלים biofilm בדרך כלל עולה בהרבה על סולמות זמן ההרפיה viscoelastic של biofilms. Biofilms ידוע להתנהג נוזלי viscoelastic וכלכן בזמן קשקשים גדולים בהרבה מהיקף זמן ההרפיה viscoelastic, הם בעצם מתנהגים נוזלים כצמיגים מאוד 17. על פי ניסוח זה, ניתן לצפות סרטים למקורן מקומות של לחצי גזירה גבוהים ב. איור 5 מציג את המיקומים של מהירות גבוהה בערוץ, ובמקומות אלה עולים בקנה אחד מקומות של לחצי גזירה גבוהים עם. בPHA הראשוני<html> se של צמיחה, סרטים הם נצפו למקורן ליד מקומות אלה (איור 4). <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/51732/51732fig1highres.jpg" /> תמונות מיקרוסקופ אלקטרונים 1 סריקת איור (SEM) של ערוץ microfluidic (למעלה צפייה). א) סעיף מפרצון, אזור ב) המכיל מיקרו עמודים. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51732/51732fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/51732/51732fig2highres.jpg" /> איור מעורב בתרבית החיידקים .2 צעדי סדרתית. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51732/51732fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> nt &quot;FO: לשמור-together.within-page =&quot; תמיד &quot;&gt; <img alt="איור 3" src="/files/ftp_upload/51732/51732fig3highres.jpg" /> איור 3 הגדרה לניסויי microfluidic. מיקרוסקופ 1-אופטי (הפוך), משאבת 2-מזרק, 3-תמונה ונתונים רכישה, צבע המכיל 4-מזרק (אופציונאלי), חיידקים המכילים 5-מזרק, מאגר 6-פסולת. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51732/51732fig3large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 4" src="/files/ftp_upload/51732/51732fig4highres.jpg" /> הדמיה confocal .4 זמן לשגות איור של אבולוציה של סרטים. מטוס תמונה מתאים לz = 25 מיקרומטר אמצע כלומר של מכשיר. אליפסות מקווקוים להפגין סרטי biofilm. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51732/51732fig4large.jpg" target="_blank">אנא לחצו</a>כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו. <img alt="איור 5" src="/files/ftp_upload/51732/51732fig5highres.jpg" /> איור 5 סימולציות מכאניות נוזל חישובית מראים מייעלות וקווי מתאר מהירות זרימת עבר מיקרו עמודים. זרימת נוזלים היא מלמעלה קנה מידה תחתונה ומהירות הוא במ &#39;/ שנייה. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/51732/51732fig5large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Protocol for Biofilm Streamer Formation in a Microfluidic Device with Micro-pillars at JoVE.com

Protocol for Biofilm Streamer Formation in a Microfluidic Device with Micro-pillars

Protocols for the study of biofilm formation in a microfluidic device that mimics porous media are discussed. The microfluidic device consists of an array of micro-pillars and biofilm formation by Pseudomonas fluorescens in this device is investigated.

פרוטוקול ליצירת biofilm Streamer במכשיר microfluidic עם מיקרו עמודים

Several bacterial species possess the ability to attach to surfaces and colonize them in the form of thin films called biofilms. Biofilms that grow in ...

protocol-for-biofilm-streamer-formation-microfluidic-device-with

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Bioengineering

12.2K Views.  University of Alberta. Protocols for the study of biofilm formation in a microfluidic device that mimics porous media are discussed. The microfluidic device consists of an array of micro-pillars and biofilm formation by Pseudomonas fluorescens in this device is investigated. 

Video: Protocol for Biofilm Streamer Formation in a Microfluidic Device with Micro-pillars

Pseudomonas aeruginosa and Saccharomyces cerevisiae Biofilm in Flow Cells

Many microbial cells have the ability to form sessile microbial communities defined as biofilms that have altered physiological and pathological properties compared to free living microorganisms. Biofilms in nature are often difficult to investigate and reside under poorly defined conditions1. Using a transparent substratum it is possible to device a system where simple biofilms can be examined in a non-destructive way in real-time: here we demonstrate the assembly and operation of a flow cell model system, for in vitro 3D studies of microbial biofilms generating high reproducibility under well-defined conditions2,3.
The system consists of a flow cell that serves as growth chamber for the biofilm. The flow cell is supplied with nutrients and oxygen from a medium flask via a peristaltic pump and spent medium is collected in a waste container. This construction of the flow system allows a continuous supply of nutrients and administration of e.g. antibiotics with minimal disturbance of the cells grown in the flow chamber. Moreover, the flow conditions within the flow cell allow studies of biofilm exposed to shear stress. A bubble trapping device confines air bubbles from the tubing which otherwise could disrupt the biofilm structure in the flow cell.
The flow cell system is compatible with Confocal Laser Scanning Microscopy (CLSM) and can thereby provide highly detailed 3D information about developing microbial biofilms. Cells in the biofilm can be labeled with fluorescent probes or proteins compatible with CLSM analysis. This enables online visualization and allows investigation of niches in the developing biofilm. Microbial interrelationship, investigation of antimicrobial agents or the expression of specific genes, are of the many experimental setups that can be investigated in the flow cell system.

Pseudomonas aeruginosa and Saccharomyces cerevisiae Biofilm in Flow Cells

Protocol describing the application of a flow cell system for growing and analyzing microbial biofilms for Confocal Laser Scanning Microscopy (CLSM).

Pseudomonas aeruginosa ו biofilm Saccharomyces cerevisiae בתוך תאים Flow

Many microbial cells have the ability to form sessile microbial communities defined as biofilms that have altered physiological and pathological ...

Immunology and Infection

Fabrication and Visualization of Capillary Bridges in Slit Pore Geometry

A procedure for creating and imaging capillary bridges in slit-pore geometry is presented. High aspect ratio hydrophobic pillars are fabricated and functionalized to render their top surfaces hydrophilic. The combination of a physical feature (the pillar) with a chemical boundary (the hydrophilic film on the top of the pillar) provides both a physical and chemical heterogeneity that pins the triple contact line, a necessary feature to create stable long but narrow capillary bridges. The substrates with the pillars are attached to glass slides and secured into custom holders. The holders are then mounted onto four axis microstages and positioned such that the pillars are parallel and facing each other. The capillary bridges are formed by introducing a fluid in the gap between the two substrates once the separation between the facing pillars has been reduced to a few hundred micrometers. The custom microstage is then employed to vary the height of the capillary bridge. A CCD camera is positioned to image either the length or the width of the capillary bridge to characterize the morphology of the fluid interface. Pillars with widths down to 250 &#181;m and lengths up to 70 mm were fabricated with this method, leading to capillary bridges with aspect ratios (length/width) of over 1001.

A procedure for creating and imaging capillary bridges in slit-pore geometry is presented. The creation of capillary bridges relies on the formation of pillars to provide a directional physical and chemical heterogeneity to pin the fluid. Capillary bridges are formed and manipulated using microstages and visualized using a CCD camera.

ייצור והדמיה של גשרים נימיים בגיאומטריית חריץ נקבוביות

A procedure for creating and imaging capillary bridges in slit-pore geometry is presented. High aspect ratio hydrophobic pillars are fabricated and ...

Engineering

Microfluidic Picoliter Bioreactor for Microbial Single-cell Analysis: Fabrication, System Setup, and Operation

In this protocol the fabrication, experimental setup and basic operation of the recently introduced microfluidic picoliter bioreactor (PLBR) is described in detail. The PLBR can be utilized for the analysis of single bacteria and microcolonies to investigate biotechnological and microbiological related questions concerning, e.g.&#160;cell growth, morphology, stress response, and metabolite or protein production on single-cell level. The device features continuous media flow enabling constant environmental conditions for perturbation studies, but in addition allows fast medium changes as well as oscillating conditions to mimic any desired environmental situation. To fabricate the single use devices, a silicon wafer containing sub micrometer sized SU-8 structures served as the replication mold for rapid polydimethylsiloxane casting. Chips were cut, assembled, connected, and set up onto a high resolution and fully automated microscope suited for time-lapse imaging, a powerful tool for spatio-temporal cell analysis. Here, the biotechnological platform organism Corynebacterium glutamicum&#160;was seeded into the PLBR and cell growth and intracellular fluorescence were followed over several hours unraveling time dependent population heterogeneity on single-cell level, not possible with conventional analysis methods such as flow cytometry. Besides insights into device fabrication, furthermore, the preparation of the preculture, loading, trapping of bacteria, and the PLBR cultivation of single cells and colonies is demonstrated. These devices will add a new dimension in microbiological research to analyze time dependent phenomena of single bacteria under tight environmental control. Due to the simple and relatively short fabrication process the technology can be easily adapted at any microfluidics lab and simply tailored towards specific needs.

In this protocol the fabrication, setup and basic operation of a microfluidic picoliter bioreactor (PLBR) for single-cell analysis of prokaryotic microorganisms is introduced. Industrially relevant microorganisms were analyzed as proof of principle allowing insights into growth rate, morphology, and phenotypic heterogeneity over certain time periods, hardly possible with conventional methods.

In this protocol the fabrication, experimental setup and basic operation of the recently introduced microfluidic picoliter bioreactor (PLBR) is described ...

Combining Fluidic Devices with Microscopy and Flow Cytometry to Study Microbial Transport in Porous Media Across Spatial Scales

Understanding the transport, dispersion and deposition of microorganisms in porous media is a complex scientific task comprising topics as diverse as hydrodynamics, ecology and environmental engineering. Modeling bacterial transport in porous environments at different spatial scales is critical to better predict the consequences of bacterial transport, yet current models often fail to up-scale from laboratory to field conditions. Here, we introduce experimental tools to study bacterial transport in porous media at two spatial scales. The aim of these tools is to obtain macroscopic observables (such as breakthrough curves or deposition profiles) of bacteria injected into transparent porous matrices. At the small scale (10-1000 &#181;m), microfluidic devices are combined with optical video-microscopy and image processing to obtain breakthrough curves and, at the same time, to track individual bacterial cells at the pore scale. At larger scale, flow cytometry is combined with a self-made robotic dispenser to obtain breakthrough curves. We illustrate the utility of these tools to better understand how bacteria are transported in complex porous media such as the hyporheic zone of streams. As these tools provide simultaneous measurements across scales, they pave the way for mechanism-based models, critically important for upscaling. Application of these tools may not only contribute to the development of novel bioremediation applications but also shed new light on the ecological strategies of microorganisms colonizing porous substrates.

Breakthrough curves (BTCs) are efficient tools to study the transport of bacteria in porous media. Here we introduce tools based on fluidic devices in combination with microscopy and flow cytometric counting to obtain BTCs.

שילוב התקנים נוזליים עם מיקרוסקופיה וציתום זרימה לחקר תחבורה מיקרוביאלית במדיה נקבובית על פני קשקשים מרחביים

Understanding the transport, dispersion and deposition of microorganisms in porous media is a complex scientific task comprising topics as diverse as ...

Environment

Use of a High-throughput In Vitro Microfluidic System to Develop Oral Multi-species Biofilms

There are few high-throughput in vitro systems which facilitate the development of multi-species biofilms that contain numerous species commonly detected within in vivo oral biofilms. Furthermore, a system that uses natural human saliva as the nutrient source, instead of artificial media, is particularly desirable in order to support the expression of cellular and biofilm-specific properties that mimic the in vivo communities. We describe a method for the development of multi-species oral biofilms that are comparable, with respect to species composition, to supragingival dental plaque, under conditions similar to the human oral cavity. Specifically, this methods article will describe how a commercially available microfluidic system can be adapted to facilitate the development of multi-species oral biofilms derived from and grown within pooled saliva. Furthermore, a description of how the system can be used in conjunction with a confocal laser scanning microscope to generate 3-D biofilm reconstructions for architectural and viability analyses will be presented. Given the broad diversity of microorganisms that grow within biofilms in the microfluidic system (including Streptococcus, Neisseria, Veillonella, Gemella, and Porphyromonas), a protocol will also be presented describing how to harvest the biofilm cells for further subculture&#160;or DNA extraction and analysis. The limits of both the microfluidic biofilm system and the current state-of-the-art data analyses will be addressed. Ultimately, it is envisioned that this article will provide a baseline technique that will improve the study of oral biofilms and aid in the development of additional technologies that can be integrated with the microfluidic platform.

Use of a High-throughput In Vitro Microfluidic System to Develop Oral Multi-species Biofilms

The goal of this methods paper is to describe the use of a microfluidic system for the development of multi-species biofilms that contain species typically identified in human supragingival dental plaque.&#160;Methods to describe biofilm architecture, biofilm viability, and an approach to harvest biofilm for culture-dependent or culture-independent analyses are highlighted.

שימוש בתפוקה גבוהה<em&gt; במבחנה</em&gt; מערכת Microfluidic לפתח Biofilms Multi-מינים שבעל פה

There are few high-throughput in vitro systems which facilitate the development of multi-species biofilms that contain numerous species commonly detected ...

Methods for Characterizing the Co-development of Biofilm and Habitat Heterogeneity

Biofilms are surface-attached microbial communities that have complex structures and produce significant spatial heterogeneities. Biofilm development is strongly regulated by the surrounding flow and nutritional environment. Biofilm growth also increases the heterogeneity of the local microenvironment by generating complex flow fields and solute transport patterns. To investigate the development of heterogeneity in biofilms and interactions between biofilms and their local micro-habitat, we grew mono-species biofilms of Pseudomonas aeruginosa and dual-species biofilms of P. aeruginosa and Escherichia coli under nutritional gradients in a microfluidic flow cell. We provide detailed protocols for creating nutrient gradients within the flow cell and for growing and visualizing biofilm development under these conditions. We also present protocols for a series of optical methods to quantify spatial patterns in biofilm structure, flow distributions over biofilms, and mass transport around and within biofilm colonies. These methods support comprehensive investigations of the co-development of biofilm and habitat heterogeneity.

Biofilms have complex interactions with their surrounding environment. To comprehensively investigate biofilm-environment interactions, we present here a series of methods to create heterogeneous chemical environment for biofilm development, to quantify local flow velocity, and to analyze mass transport in and around biofilm colonies.

שיטות לאפיון Co-הפיתוח של Biofilm ובית גידול הטרוגניות

Biofilms are surface-attached microbial communities that have complex structures and produce significant spatial heterogeneities. Biofilm development is ...

A Microfluidic Platform to Study Bioclogging in Porous Media

Bacterial biofilms are found in several environmental and industrial porous media, including soils and filtration membranes. Biofilms grow under certain flow conditions and can clog pores, thereby redirecting the local fluid flow. The ability of biofilms to clog pores, the so-called bioclogging, can have a tremendous effect on the local permeability of the porous medium, creating a pressure buildup in the system, and impacting the mass flow through it. To understand the interplay between biofilm growth and fluid flow under different physical conditions (e.g., at different flow velocities and pore sizes), in the present study, a microfluidic platform is developed to visualize biofilm development using a microscope under externally-imposed, controlled physical conditions. The biofilm-induced pressure buildup in the porous medium can be measured simultaneously using pressure sensors and, later, correlated with the surface coverage of the biofilm. The presented platform provides a baseline for a systematic approach to investigate bioclogging caused by biofilms in porous media under flow conditions and can be adapted to studying environmental isolates or multispecies biofilms.

The present protocol describes a microfluidic platform to study biofilm development in quasi-2D porous media by combining high-resolution microscopy imaging with simultaneous pressure difference measurements. The platform quantifies the influence of pore size and fluid flow rates in porous media on bioclogging.

פלטפורמה מיקרופלואידית לחקר סתימה ביולוגית במדיה נקבובית

Bacterial biofilms are found in several environmental and industrial porous media, including soils and filtration membranes. Biofilms grow under certain ...

In Situ Mapping of the Mechanical Properties of Biofilms by Particle-tracking Microrheology

Bacterial cells are able to form surface-attached biofilm communities known as biofilms by encasing themselves in extracellular polymeric substances (EPS). The EPS serves as a physical and protective scaffold that houses the bacterial cells and consists of a variety of materials that includes proteins, exopolysaccharides and DNA. The composition of the EPS may change, which remodels the mechanic properties of the biofilm to further develop or support alternative biofilm structures, such as streamers, as a response to environmental cues. Despite this, there are little quantitative descriptions on how EPS components contribute to the mechanical properties and function of biofilms. Rheology, the study of the flow of matter, is of particular relevance to biofilms as many biofilms grow in flow conditions and are constantly exposed to shear stress. It also provides measurement and insight on the spreading of the biofilm on a surface. Here, particle-tracking microrheology is used to examine the viscoelasticity and effective crosslinking roles of different matrix components in various parts of the biofilm during development. This approach allows researchers to measure mechanic properties of biofilms at the micro-scale, which might provide useful information for controlling and engineering biofilms.

In Situ Mapping of the Mechanical Properties of Biofilms by Particle-tracking Microrheology

Particle-tracking microrheology investigates the viscoelasticity of materials. Here, the technique is used to determine the viscoelasticity, creep compliance and effective crosslinking roles of different matrix components of a bacterial biofilm. The matrix consists of polymeric substances secreted by the bacteria and its components determine biofilm structure and mechanical properties.

במיפוי באתרו של התכונות מכניות של Biofilms ידי Microrheology מעקב חלקיקים

Bacterial cells are able to form surface-attached biofilm communities known as biofilms by encasing themselves in extracellular polymeric substances ...

Microfluidic Co-culture of Epithelial Cells and Bacteria for Investigating Soluble Signal-mediated Interactions

The human gastrointestinal (GI) tract is a unique environment in which intestinal epithelial cells and non-pathogenic (commensal) bacteria coexist. It has been proposed that the microenvironment that the pathogen encounters in the commensal layer is important in determining the extent of colonization. Current culture methods for investigating pathogen colonization are not well suited for investigating this hypothesis as they do not enable co-culture of bacteria and epithelial cells in a manner that mimics the GI tract microenvironment. Here we describe a microfluidic co-culture model that enables independent culture of eukaryotic cells and bacteria, and testing the effect of the commensal microenvironment on pathogen colonization. The co-culture model is demonstrated by developing a commensal Escherichia coli biofilm among HeLa cells, followed by introduction of enterohemorrhagic E. coli (EHEC) into the commensal island, in a sequence that mimics the sequence of events in GI tract infection.

This protocol describes a microfluidic co-culture model for simultaneous and localized culture of epithelial cells and bacteria. This model can be used for investigating the role of different soluble molecular signals on pathogenesis as well as screen the effectiveness of putative probiotic bacterial strains.

Microfluidic משותף התרבות של תאים וחיידקים אפיתל לחקירת מסיסים אותות בתיווך אינטראקציות

The human gastrointestinal (GI) tract is a unique environment in which intestinal epithelial cells and non-pathogenic (commensal) bacteria coexist. It has ...

Biology

Patterning of Microorganisms and Microparticles through Sequential Capillarity-assisted Assembly

Controlled patterning of microorganisms into defined spatial arrangements offers unique possibilities for a broad range of biological applications, including studies of microbial physiology and interactions. At the simplest level, accurate spatial patterning of microorganisms would enable reliable, long-term imaging of large numbers of individual cells and transform the ability to quantitatively study distance-dependent microbe-microbe interactions. More uniquely, coupling accurate spatial patterning and full control over environmental conditions, as offered by microfluidic technology, would provide a powerful and versatile platform for single-cell studies in microbial ecology. 
This paper presents a microfluidic platform to produce versatile and user-defined patterns of microorganisms within a microfluidic channel, allowing complete optical access for long-term, high-throughput monitoring. This new microfluidic technology is based on capillarity-assisted particle assembly and exploits the capillary forces arising from the controlled motion of an evaporating suspension inside a microfluidic channel to deposit individual microsized objects in an array of traps microfabricated onto a polydimethylsiloxane (PDMS) substrate. Sequential depositions generate the desired spatial layout of single or multiple types of micro-sized objects, dictated solely by the geometry of the traps and the filling sequence. 
The platform has been calibrated using colloidal particles of different dimensions and materials: it has proven to be a powerful tool to generate diverse colloidal patterns and perform surface functionalization of trapped particles. Furthermore, the platform was tested on microbial cells, using Escherichia coli cells as a model bacterium. Thousands of individual cells were patterned on the surface, and their growth was monitored over time. In this platform, the coupling of single-cell deposition and microfluidic technology allows both geometric patterning of microorganisms and precise control of environmental conditions. It thus opens a window into the physiology of single microbes and the ecology of microbe-microbe interactions, as shown by preliminary experiments.

We present a technology that uses capillarity-assisted assembly in a microfluidic platform to pattern micro-sized objects suspended in a liquid, such as bacteria and colloids, into prescribed arrays on a polydimethylsiloxane substrate.

דפוס של מיקרואורגניזמים ומיקרו-חלקיקים באמצעות הרכבה בסיוע נימים רציפים

Controlled patterning of microorganisms into defined spatial arrangements offers unique possibilities for a broad range of biological applications, ...