עבודה זו נתמכה על ידי קרן לונדבק, קרן קרלסברג ו דגמר קרן מרשל.

1. פון פריי מדידות הבסיס לפני הניתוח במשך הליך בדיקה פריי פון, עיין בסעיף 5. 2. הרדמה / הכנה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את החיות (הזרקה intraperitoneal מתערובת של 100mg/kg קטמין ו - 15 מ&quot;ג / ק&quot;ג Xylazine). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את החיה במקום שקט עד בהרדמה מלאה (למשל מכוסה במגבת נייר). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק רפלקסים על ידי צובט את קצה הזנב ואת הכפות עם פינצטה. וודאו כי בעלי החיים מגיבים לפני שתמשיך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזריק תת עורי (אזור הכתפיים לאחור) סליין איזוטוני 0.5ml עם אנטיביוטיקה, כגון אמפיצילין (כדי למנוע התייבשות ולמנוע זיהום, אם כי זו היא הליך כירורגי מינורי). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות מכונת גילוח חשמלית, לגלח את שדה הניתוח של מעט מתחת לאזור הברך לאזור הירך (עבור ימניים אנשים האיבר השמאלית האחורית מומלץ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל משחה עיניים את העיניים עם ניצן צמר גפן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את החיה על צדה הימני והמקום hindlimb שמאל על פלטפורמה קטנה כדי לשמור על מוגבה. אבטח את הרגל עם נייר דבק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחטא את שדה הניתוח לסירוגין סקראבס של אתנול בבטאדין מחוץ לאתר כירורגית. </li></ol> 3. כירורגיה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אתר את הברך עם האגודל של יד שמאל ולהשתמש אזמל לעשות אפליקציה. 1 ס&quot;מ חתך לכיוון האורך בקרבה הברך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את העור על ידי דיסקציה קהה באמצעות קצה של זוג מספריים סטרילית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפרד את שכבת השריר על ידי דיסקציה קהה ממש ליד כלי הדם לעין, קרוב לעצם הירך (עצם הירך). אם נעשה בצורה נכונה, שכבות השריר יהיה בקלות להפריד ללא דימום בכלל, לחשוף את עצב השת ממש מתחת השרירים. אם הדימום מתרחש למשל על ידי פגיעה כלי דם קרוב הברך, שימוש סטרילי צמר גפן ניצנים או חלקים של המבט כדי לספוג את הדם. לחץ עד שהדימום ייפסק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר תחת מיקרוסקופ סטריאו ובזהירות להפריד את השרירים עם זוג סטרילי פינצטה (מס &#39;2) כדי להמחיש את העצב sciatic. Retractors ניתן גם ליישם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את האזור שבו ענפי עצב sural מתוך עצב השת. העצב sural הוא הקטן ביותר מבין שלושת הענפים, הסתעפות ימינה ברגל שמאל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל תפר (6-0 תפר) סביב שני סניפים נוספים אשר עדיין פועלת במקביל (את העצבים peroneal השוקה משותף), נזהר מאוד שלא לגעת סניף sural. זהו צעד קריטי כמו עצב sural צריך להיות שנשאר שלם לחלוטין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צור קשר כירורגי חזק. אם הקשר הראשון הוא חזק, התכווצויות של הגפה יקויימו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפוס את העצבים להיות חתך מתחת תפר עם פינצטה (מס &#39;5) לחתוך את העצבים מעל ומתחת פינצטה עם זוג מספריים קטנים. הראשון על ידי חיתוך מעל זוג של פינצטה, משיכת העצבים הוא התחמק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותכים את הקצוות תפר עם זוג מספריים מיקרו בעדינות לסגור את שכבת השריר. הוסף ירידה של לידוקאין אל הפצע תפר עם קשרים כירורגית. </li></ol> 4. לאחר הניתוח <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק אם משחה העין עדיין מספיק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר בכלוב נקי תחת מגבת נייר בתנוחה נוחה. אם בחדר קר, במקום כרית תחת חום חלק הכלוב (רק תחת חלק הכלוב כמו החיה צריכים להיות מסוגלים לברוח לאזור קר יותר אם מועדפת). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא מים נגיש צ&#39;או. </li></ol> 5. פון פריי בדיקות (הבסיס, ומאותו יום לאחר הניתוח) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את הגלילים עכברים באדום פלסטיק צבעוניים על השולחן התיל יומיים, יום אחד לפני הניתוח. להרגיל במשך 15 דקות בתוך צילינדרים לפני הבדיקה. הצבע האדום של הגלילים עוזר העכברים במהירות להירגע כפי שהם לא יכולים לראות אחד את השני נמצאים באזור כהה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא כי העכברים רגועים וליישם פון חוטים פריי לחלק לרוחב הכף: החל עם החוט גרם 0.02, תחילה להפעיל כוח כדי כפתו השמאלית חמש פעמים על פני תקופה כוללת של 30 שניות (כ 2 שניות לכל גירוי) ו לבחון את התגובה של העכבר אחרי כל יישום. חזור עם נימה אותו ואת כפתו השמאלית של כל העכברים האחרים, ואז להתחיל מחדש עם כף ימין של העכבר הראשון לפני שעבר נימה הבא, למשל: <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עכבר 1: כף רגל שמאל 5 פעמים עם נימה 0.02 גרם </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עכבר 2: כפה שמאל 5 פעמים עם נימה 0.02 גר &#39;וכו&#39; </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עכבר 1: כף רגל ימין 5 פעמים עם נימה 0.02 גרם </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עכבר 2: כפה ימין 5 פעמים עם נימה 0.02 גר &#39;וכו&#39; </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עכבר 1: כף רגל שמאל 5 פעמים עם נימה 0.04 גרם </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עכבר 2: כפה שמאל 5 פעמים עם נימה 0.04 גר &#39;וכו&#39; </li></ul></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המענה על שלושה לחמישה גירויים נחשבת לתגובה חיובית. חוטים מעל thresholד יכול להיות מיושם כדי לוודא את רמת הסף. = תגובת נסיגה פתאומית כפה, פתאומי רתיעה, כפתו פתאומי ללקק. </li></ol> 6. נציג תוצאות <img src="/files/ftp_upload/3092/3092fig1.jpg" alt="איור 1" /> 1. איור פון בדיקות פריי על C57BL / 6 עכברים גיל 8-10 שבועות בוצעה 1 יום לפני המבצע שוב ושוב לאחר הניתוח. בעלי חיים 4-8 נכללו כל קבוצה. פון בדיקות פריי בצד המופעלות מיוצג על ידי ipsilateral והצד שאינו מופעל לשלוט מיוצג על ידי הנגדי. יום לאחר הניתוח החיות לפתח רגישות יתר משמעותית על כפתו פעלו בזמן הלא פעלו רק מושפעים מעט יחסית עכברים מזויף פעלו. (* &lt;0.05, ** &lt;0.01, *** &lt;0.001, יחסית ipsilateral כדי הנגדי).

<ol>
	<li>Costigan, M., Scholz, J., Woolf, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuropathic+pain:+a+maladaptive+response+of+the+nervous+system+to+damage.">Neuropathic pain: a maladaptive response of the nervous system to damage.</a> Annu. Rev. Neurosci. 32, 1-32 (2009).</li><li>Decosterd, I., Woolf, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spared+nerve+injury:+an+animal+model+of+persistent+peripheral+neuropathic+pain.">Spared nerve injury: an animal model of persistent peripheral neuropathic pain.</a> Pain. 87, 149-158 (2000).</li><li>Bourquin, A. -. F., S&#252;veges, M., Pertin, M., Gilliar, N., Sardy, S., Davidson, A. C., Spahn, D. R., Decosterd, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+and+analysis+of+mechanical+allodynia-like+behavior+induced+by+spared+nerve+injury+(SNI)+in+the+mouse.">Assessment and analysis of mechanical allodynia-like behavior induced by spared nerve injury (SNI) in the mouse.</a> Pain. 122, 14.e1-14.e14 (2006).</li><li>Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+assessment+of+tactile+allodynia+in+the+rat+paw.">Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw.</a> J. Neurosci. Methods. 53, 55-63 (1994).</li><li>Bennett, G. J., Xie, Y. -. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+peripheral+mononeuropathy+in+rat+that+produces+disorders+of+pain+sensation+like+those+seen+in+man.">A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man.</a> Pain. 33, 87-107 (1988).</li><li>Seltzer, Z., Dubner, R., Shir, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+behavioral+model+of+neuropathic+pain+disorders+produced+in+rats+by+partial+sciatic+nerve+injury.">A novel behavioral model of neuropathic pain disorders produced in rats by partial sciatic nerve injury.</a> Pain. 43, 205-218 (1990).</li><li>Hargreaves, K., Dubner, R., Brown, F., Flores, C., Joris, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+and+sensitive+method+for+measuring+thermal+nociception+in+cutanous+hyperalgesia.">A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutanous hyperalgesia.</a> Pain. 32, 77-88 (1988).</li><li>Erichsen, H. K., Blackburn-Munro, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacological+characterization+of+the+spared+nerve+injury+model+of+neuropathic+pain.">Pharmacological characterization of the spared nerve injury model of neuropathic pain.</a> Pain. 98, 151-161 (2002).</li></ol>

אין ניגודי אינטרסים הכריז.

צעדים קריטיים פגיעה בעצב sural יש להימנע כדי ללמוד לשינויים פתולוגיים את הפגיעה הבאה שלמים sural עצב את העצבים peroneal השוקה משותף. הנזק הנלווה לעצב sural עלול להוביל לשיתוק ולכן יכול להיות דמיינו כמו גרירה של הגפה האחוריות פעלה. רק בצד הלטרלי של כף הוא מעוצבבים על ידי עצב sural חסך, ולכן, רק באזור זה מתפתח נוירופתיה. בדיקות בתחומים אחרים, מעוצבבים על ידי העצבים transected, יכול מאוד הטיה הערכת סף מכני שונה. שינויים אפשריים סוגים אחרים של ligations עשוי להיות משלים במונחים של לימוד התנאים כאב פתולוגי בעקבות פגיעה עצבית היקפית, כגון פגיעה התכווצות כרונית [5] או קשירת העצב חלקית [6]. כל הליך תוצאות הניסוי לשינויים פנוטיפי ברורים אשר יש לשקול טרם בדיקה שלאחר הניתוח. יתר על כן, בדיקות חושיות אחרות כגון hyperalgesia תרמית ניתן להחיל [7], אף על פי הפנוטיפ זה SNI הבאים חזקים פחות. יישומים עתידיים טכניקה זו יכולה לשמש לבדיקת תרופות לשנות את פיתוח או תחזוקה של allodynia מכני [8]. ניתוח של עצב השת, הגרעינים השורש הגבי (DRG) ו / או חוט השדרה המותני לאפשר מחקר של המנגנונים המולקולריים האחראים הפנוטיפ המושרה. ניסויים בבעלי חיים בוצע על פי נהלי מעבדה תקינים תוך ציות מלא לתקנות הדנית האירופי. כל הניסויים אושרו על ידי ניסויים בבעלי חיים דנית תחת פקוח משרד המשפטים (מספר רשות 2006/561-1206).

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> הרדמה: קטמין ו Xylazine </td><td> אזמל נתוחים </td></tr><tr><td> עיניים משחה </td><td> פינצטה ע&quot;נ. 2 </td></tr><tr><td> גילוח חשמלית </td><td> פינצטה ע&quot;נ. 5 </td></tr><tr><td> כפפות </td><td> זוג מספריים לנתיחה בוטה </td></tr><tr><td> 70% (v / v) אתנול </td><td> מיקרו מספריים </td></tr><tr><td> צמר גפן ניצנים / מבט </td><td> 6.0 תפר Prolene שאינם נספגים </td></tr><tr><td> סטריאו מיקרוסקופ </td><td> 2 x מחזיקי מחט </td></tr><tr><td> סרט דבק </td><td> מחממים כרית </td></tr><tr><td colspan="2"> פון פריי חוטים (0.02-2.0 גרם לעכברים) (Stoelting) </td></tr></tbody></table>

the spared nerve injury (sni) model of induced mechanical allodynia in mice

כאב נוירופטי היקפי הוא מצב חמור כאב כרוני אשר עשויים לנבוע מטראומה עצבי התחושה במערכת העצבים ההיקפית. הפגיעה חסך העצב (SNI) מודל גורם לסימפטומים של כאב נוירופתי כגון כאב מכני כלומר allodynia עקב גירויים משושי כי בדרך כלל לא לעורר תגובה כואבת [1]. המודל העכבר SNI כולל קשירת של שניים שלושה סניפים של עצב השת (העצב הטיביאלי ואת העצב peroneal משותף), בעוד העצבים sural נותר בשלמותו [2]. תוצאות פצע רגישות ניכרת באזור הלטרלי של כף רגל, אשר מעוצבבים על ידי עצב sural נחסך. הצד הלא המופעלים על העכבר יכול לשמש כביקורת. היתרונות של המודל SNI הם חוסנו של התגובה וכי היא אינה דורשת כישורים microsurgical מומחה. סף התגובה לכאב מכני נקבעת על ידי בדיקה עם חוטים פון פריי כוח כיפוף הגדלת, אשר לחצה שוב ושוב על האזור הלטרלי של כף הרגל [3], [4]. תגובה חיובית כאב מוגדר לנסיגה כפה פתאומי, רתיעה ו / או כפה ללקק המושרה על ידי החוט. תגובה חיובית בשלושה מתוך חמישה גירויים חוזרים מוגדר סף הכאב. כפי שמודגם בפרוטוקול וידאו, עכברים C57BL / 6 allodynia חוויה עמוקה מוקדם ככל למחרת הניתוח לשמור על זה למשך מספר שבועות.

Watch this Scientific Journal Video about The Spared Nerve Injury SNI Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice at JoVE.com

The Spared Nerve Injury SNI Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

פגיעה נחסך עצב מודל החיה מתואר כאן כמו במודל של עכברים של כאב נוירופטי היקפי הבאים denervation חלקית של עצב השת ידי lesioning הענפים השוקה משותף עצב peroneal, עוזבים את העצב sural שנותרו ללא פגע. שינוי ההתנהגות הנובעים allodynia מכני לכמת ידי חוטים פון פריי.

פגיעה ניצלו עצב (SNI) דגם Allodynia מכונות המושרה עכברים

Peripheral neuropathic pain is a severe chronic pain condition which may result from trauma to sensory nerves in the peripheral nervous system. The spared ...

the-spared-nerve-injury-sni-model-induced-mechanical-allodynia

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

The Spared Nerve Injury (SNI) Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

63.1K Views.  Aarhus University. פגיעה נחסך עצב מודל החיה מתואר כאן כמו במודל של עכברים של כאב נוירופטי היקפי הבאים denervation חלקית של עצב השת ידי lesioning הענפים השוקה משותף עצב peroneal, עוזבים את העצב sural שנותרו ללא פגע. שינוי ההתנהגות הנובעים allodynia מכני לכמת ידי חוטים פון פריי.

Video: The Spared Nerve Injury SNI Model of Induced Mechanical Allodynia in Mice

An in vivo Rodent Model of Contraction-induced Injury and Non-invasive Monitoring of Recovery

Muscle strains are one of the most common complaints treated by physicians. A muscle injury is typically diagnosed from the patient history and physical exam alone, however the clinical presentation can vary greatly depending on the extent of injury, the patient's pain tolerance, etc. In patients with muscle injury or muscle disease, assessment of muscle damage is typically limited to clinical signs, such as tenderness, strength, range of motion, and more recently, imaging studies. Biological markers, such as serum creatine kinase levels, are typically elevated with muscle injury, but their levels do not always correlate with the loss of force production. This is even true of histological findings from animals, which provide a "direct measure" of damage, but do not account for all the loss of function. Some have argued that the most comprehensive measure of the overall health of the muscle in contractile force. Because muscle injury is a random event that occurs under a variety of biomechanical conditions, it is difficult to study. Here, we describe an in vivo animal model to measure torque and to produce a reliable muscle injury. We also describe our model for measurement of force from an isolated muscle in situ. Furthermore, we describe our small animal MRI procedure.

An in vivo Rodent Model of Contraction-induced Injury and Non-invasive Monitoring of Recovery

An in vivo animal model of injury is described. The method takes advantage of the subcutaneous position of the fibular nerve. Velocity, timing of muscle activation, and arc of motion are all pre-determined and synchronized using commercial software. Post injury changes are monitored in vivo using MR imaging/spectroscopy.

In vivo מכרסמים דגם של פגיעה הנגרמת על התכווצות ולא פולשנית לניטור של התאוששות

Muscle strains are one of the most  common complaints treated by physicians. A muscle injury is typically diagnosed from the patient history and  physical ...

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

פגיעה קריעת צוואר הרחם מבוקרת בעכברים

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

דגם איסכמיה reperfusion של פגיעה חריפה בכליות ופגיעים ההודעה פיברוזיס בעכברים

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

Tibial Nerve Transection - A Standardized Model for Denervation-induced Skeletal Muscle Atrophy in Mice

The tibial nerve transection model is a well-tolerated, validated, and reproducible model of denervation-induced skeletal muscle atrophy in rodents. Although originally developed and used extensively in the rat due to its larger size, the tibial nerve in mice is big enough that it can be easily manipulated with either crush or transection, leaving the peroneal and sural nerve branches of the sciatic nerve intact and thereby preserving their target muscles. Thus, this model offers the advantages of inducing less morbidity and impediment of ambulation than the sciatic nerve transection model and also allows investigators to study the physiologic, cellular and molecular biologic mechanisms regulating the process of muscle atrophy in genetically engineered mice. The tibial nerve supplies the gastrocnemius, soleus and plantaris muscles, so its transection permits the study of denervated skeletal muscle composed of fast twitch type II fibers and/or slow twitch type I fibers. Here we demonstrate the tibial nerve transection model in the C57Black6 mouse. We assess the atrophy of the gastrocnemius muscle, as a representative muscle, at 1, 2, and 4 weeks post-denervation by measuring muscle weights and fiber type specific cross-sectional area on paraffin-embedded histologic sections immunostained for fast twitch myosin.

The tibial nerve transection model is a well-tolerated, validated, and reproducible model of skeletal muscle atrophy. The model surgical protocol is described and demonstrated in C57Black6 mice. &#160;

חיתוך רוחב עצב הטיביאלי - מודל סטנדרטי לניוון שרירים שלד מושרה denervation בעכברים

The tibial nerve transection model is a well-tolerated, validated, and reproducible model of denervation-induced skeletal muscle atrophy in rodents. ...

The Sciatic Nerve Cuffing Model of Neuropathic Pain in Mice

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in injured sensory neurons and along the entire nociceptive pathway within the central nervous system. It is usually chronic and challenging to treat. In order to study neuropathic pain and its treatments, different models have been developed in rodents. These models derive from known etiologies, thus reproducing peripheral nerve injuries, central injuries, and metabolic-, infectious- or chemotherapy-related neuropathies. Murine models of peripheral nerve injury often target the sciatic nerve which is easy to access and allows nociceptive tests on the hind paw. These models rely on a compression and/or a section. Here, the detailed surgery procedure for the &#34;cuff model&#34; of neuropathic pain in mice is described. In this model, a cuff of PE-20 polyethylene tubing of standardized length (2 mm) is unilaterally implanted around the main branch of the sciatic nerve. It induces a long-lasting mechanical allodynia, i.e., a nociceptive response to a normally non-nociceptive stimulus that can be evaluated by using von Frey filaments. Besides the detailed surgery and testing procedures, the interest of this model for the study of neuropathic pain mechanism, for the study of neuropathic pain sensory and anxiodepressive aspects, and for the study of neuropathic pain treatments are also discussed.

Neuropathic pain is a consequence of a lesion or disease affecting the somatosensory system. The &#8220;cuff model&#8221; of neuropathic pain in mice consists of the implantation of a polyethylene cuff around the main branch of the sciatic nerve. Mechanical allodynia is tested using von Frey filaments.

דגם השת עצב איזוק של כאב נוירופתי בעכברים

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in ...

Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury

The goal of this surgical protocol is to expose the facial nerve, which innervates the facial musculature, at its exit from the stylomastoid foramen and either cut or crush it to induce peripheral nerve injury. Advantages of this surgery are its simplicity, high reproducibility, and the lack of effect on vital functions or mobility from the subsequent facial paralysis, thus resulting in a relatively mild surgical outcome compared to other nerve injury models. A major advantage of using a cranial nerve injury model is that the motoneurons reside in a relatively homogenous population in the facial motor nucleus in the pons, simplifying the study of the motoneuron cell bodies. Because of the symmetrical nature of facial nerve innervation and the lack of crosstalk between the facial motor nuclei, the operation can be performed unilaterally with the unaxotomized side serving as a paired internal control. A variety of analyses can be performed postoperatively to assess the physiologic response, details of which are beyond the scope of this article. For example, recovery of muscle function can serve as a behavioral marker for reinnervation, or the motoneurons can be quantified to measure cell survival. Additionally, the motoneurons can be accurately captured using laser microdissection for molecular analysis. Because the facial nerve axotomy is minimally invasive and well tolerated, it can be utilized on a wide variety of genetically modified mice. Also, this surgery model can be used to analyze the effectiveness of peripheral nerve injury treatments. Facial nerve injury provides a means for investigating not only motoneurons, but also the responses of the central and peripheral glial microenvironment, immune system, and target musculature. The facial nerve injury model is a widely accepted peripheral nerve injury model that serves as a powerful tool for studying nerve injury and regeneration.

We present a surgical protocol detailing how to perform a cut or crush axotomy on the facial nerve in the mouse. The facial nerve axotomy can be employed to study the physiological response to nerve injury and test therapeutic techniques.

Axotomy פנים עצב של עכברים: דגם לחקר תגובת Motoneuron לפגיעה

The goal of this surgical protocol is to expose the facial nerve, which innervates the facial musculature, at its exit from the stylomastoid foramen and ...

Photothrombosis-induced Focal Ischemia as a Model of Spinal Cord Injury in Mice

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) below the site of injury. The secondary ischemia that develops following the initial mechanical insult is a serious complication of the SCI and severely impairs the function and viability of surviving neuronal and non-neuronal cells in the SC. In addition, ischemia is also responsible for the growth of lesion during chronic phase of injury and interferes with the cellular repair and healing processes. Thus there is a need to develop a spinal cord ischemia model for studying the mechanisms of ischemia-induced pathology. Focal ischemia induced by photothrombosis (PT) is a minimally invasive and very well established procedure used to investigate the pathology of ischemia-induced cell death in the brain. Here, we describe the use of PT to induce an ischemic lesion in the spinal cord of mice. Following retro-orbital sinus injection of Rose Bengal, the posterior spinal vein and other capillaries on the dorsal surface of SC were irradiated with a green light resulting in the formation of a thrombus and thus ischemia in the affected region. Results from histology and immunochemistry studies show that PT-induced ischemia caused spinal cord infarction, loss of neurons and reactive gliosis. Using this technique a highly reproducible and relatively easy model of SCI in mice can be achieved that would serve the purpose of scientific investigations into the mechanisms of ischemia induced cell death as well as the efficacy of neuroprotective drugs. This model will also allow exploration of the pathological changes that occur following SCI in live mice like axonal degeneration and regeneration, neuronal and astrocytic Ca2+ signaling using two-photon microscopy.

Photothrombosis is a minimally invasive and highly reproducible procedure to induce focal ischemia in the spinal cord and serves as a model of spinal cord injury in mice.

Photothrombosis-induced איסכמיה מיקוד כדגם של חוט השדרה פגיעה בעכברים

Spinal cord injury (SCI) is a devastating clinical condition causing permanent changes in sensorimotor and autonomic functions of the spinal cord (SC) ...

A Repetitive Concussive Head Injury Model in Mice

Despite the concussion/ mild traumatic brain injury (mTBI) being the most frequent occurrence of traumatic brain injury, there is still a lack of knowledge on the injury and its effects. To develop a better understanding of concussions, animals are often used because they provide a controlled, rigorous, and efficient model. Studies have adapted traditional animal models to perform mTBI to stimulate mild injury severity by changing the injury parameters. These models have been used because they can produce morphologically similar brain injuries to the clinical condition and provide a spectrum of injury severities. However, they are limited in their ability to present the identical features of injuries in patients. Using a traditional impact system, a repetitive concussive injury (rCHI) model can induce mild to moderate human-like concussion. The injury degree can be determined by measuring the period of loss of consciousness (LOC) with a sign of a transient termination of breathing. The rCHI model is beneficial to use for its accuracy and simplicity in determining mTBI effects and potential treatments.

Concussion presents the most common type of traumatic brain injury. Therefore, a repetitive concussive animal model, which replicates the important features of an injury in patients, may provide a means to study concussion in a rigorous, controlled, and efficient manner.

מודל פגיע ראש החוזרים מזעזע של עכברים

Despite the concussion/ mild traumatic brain injury (mTBI) being the most frequent occurrence of traumatic brain injury, there is still a lack of ...

Induction of Accelerated Atherosclerosis in Mice: The "Wire-Injury" Model

Atherosclerosis is a proliferative fibro-inflammatory disease developing in the arterial wall, inducing a deficient blood flow or a lack of blood flow. Moreover, by rupture of the defective vascular wall, atherosclerosis induces occlusive thrombus formation, which represents the main cause of myocardial infarction or stroke and the most frequent cause of death. Despite the advances in the cardiovascular field, many questions remain unanswered, and additional basic research is essential to improve our understanding of the molecular mechanisms during atherosclerosis and its effects. Due to limited clinical studies, there is a need for representative animal models recreating atherosclerotic conditions such as neointima formation after stent implantation, balloon angioplasty, or endarterectomy. Since the mouse presents many advantages and is the most frequently used model for studying molecular processes, the current study proposes an invasive procedure of endothelial denudation, also known as the wire-injury model, which is representative of the human condition of neointima formation in arteries after revascularization procedures.

This study describes an invasive procedure for the induction of accelerated atherosclerosis in mice. In comparison to other methods using electric- or cryo-induced injury, mechanical-induced injury mimics the human condition of restenosis after revascularization therapies and is ideal for the study of the molecular mechanisms involved.

אינדוקציה של טרשת עורקים מואצת בעכברים: מודל "פגיעת חוט"

Atherosclerosis is a proliferative fibro-inflammatory disease developing in the arterial wall, inducing a deficient blood flow or a lack of blood flow. ...

A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between experimental animals. Several contusive SCI models have been developed to produce injuries using different mechanisms. The severity of the SCI is based on the height that a given weight is dropped, the injury force, or the spinal cord displacement. In the current study, we introduce a novel mouse contusive SCI device, the Louisville Injury System Apparatus (LISA) impactor, which can create a displacement-based SCI with high injury velocity and accuracy. This system utilizes laser distance sensors combined with advanced software to produce graded and highly-reproducible injuries. We performed a contusive SCI at the 10th thoracic vertebral (T10) level in mice to demonstrate the step-by-step procedure. The model can also be applied to the cervical and lumbar spinal levels.

We introduce a tissue displacement-based contusive spinal cord injury model that can produce a consistent contusive spinal cord injury in adult mice.

תולעת רקמות מבוססי חוט השדרה פגיעה בעמוד השדרה דגם עכברים

Producing a consistent and reproducible contusive spinal cord injury (SCI) is critical to minimizing behavioral and histological variabilities between ...