חלק 1: הכנת התקן נוירון microfluidic <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 3 &quot;פרוסות סיליקון עם דפוס עשוי SU-8 על ידי photolithography משמש להטיל את התבנית (PDMS) polydimethylsiloxane microfluidic. אנו מתייחסים רקיק SU-8 תבניות סיליקון בדוגמת כמו הורים, או&quot; מאסטרים &quot;. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> PDMS מעורבב עם סוכן ריפוי ביחס aw / w של 10:01, כלומר, עבור 10 גרם של PDMS, 1 גרם של סוכן ריפוי מתווסף אליו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> PDMS הוא מעורב אז גם ושפך על גבי פרוסות סיליקון. פרוסות סיליקון הכלול בתוך צלחת פטרי 10 ס&quot;מ קלקר. זה לוקח בערך 12 גרם עד 15 גרם של PDMS לכיסוי הורים עם עובי של כ 4 מ&quot;מ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> האדון עם PDMS ממוקם אז dessicator ואקום עם מכסה את צלחת פטרי, ואקום מוחל. זה נעשה כדי לסייע להסיר בועות אוויר מן PDMS שהוצגו במהלך תזוזה של הסוכן ריפוי. זה לוקח בערך 15 דקות את בועות האוויר כדי להסירו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> האדון עם PDMS יוסר dessicator. אקדח אוויר עם מסנן 0.45 אממ משמש כדי להסיר בועות הנותרים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אמן ממוקם אז על צלחת 80 מעלות צלזיוס חם במשך שעה 1 כדי לרפא. </li></ol> הערה: אם dessicator ואקום אינו זמין, האב ניתן להשאיר בטמפרטורת החדר במשך כמה שעות. בועות אוויר בסופו של דבר להפיג בכוחות עצמם. אם צלחת חמה אינו זמין, PDMS ירפא בטמפרטורת החדר לאחר 24 שעות. הערה: חשוב גם לוודא כי האדון הוא ברמה במהלך תהליך ריפוי. חלק 2: לחתוך את המכשיר microfluidic נוירון <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע PDMS נרפא הבסיס, הוא נלקח אל מכסה המנוע נקי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש בלהב כירורגי, עיגול הוא חתך מסביב המכשירים. כשאדם מכניס את הלהב לתוך PDMS, חשוב ליצור קשר עם פרוסות סיליקון, אבל לא לשים יותר מדי לחץ על פרוסות סיליקון, אחר המאסטר ייסדק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם עיגול לחתוך את כל הדרך סביב המכשירים (יש 4 מכשירים לכל אחד מאסטר 3 הסיליקון &quot;), PDMS הוא הרים בזהירות את המאסטר. זה יכול להיות נכתבו על ידי מסובב בעדינות את להב כירורגי כפי שהוא מוכנס לתוך לחתוך לפני . </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשלב הבא, הם מאגרים אגרוף לתוך המכשיר באמצעות רקמות 8 מ&quot;מ ביופסיה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התקנים הם לרבעים ואז PDMS עודף גזוז משם כך שהמכשיר יתאים בצורה מסודרת על כיסוי הזכוכית קורנינג (מס &#39;1) 24 מ&quot;מ x 40 מ&quot;מ. חנקן באוויר משמש לסלק כל פסולת עודף. פסולת עיקש ניתן גם להסיר באמצעות 3M סקוטש 471 ברנד סרט ויניל. </li></ol> חלק 3: פלזמה מליטה התקנים תלושי כיסוי זכוכית. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מנקה פלזמה משמש האג&quot;ח Harrick המכשירים נוירון את תלושי לכסות. בקצרה, המכשירים מוצבים שואב פלזמה משאבת ואקום משמש לפנות אוויר החדר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחרי הלחץ ואקום הגיע 300 milliTorr, כוח מופעל על סליל חשמלי מוגדר גבוה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סליל חשמלי יוצר פלזמה &quot;גז מיונן חלקית בהיקף של אלקטרונים, יונים או מולקולות אטומים נייטרלים&quot; - <a href="http://www.harrickplasma.com/plasma_physics.php">http://www.harrickplasma.com/plasma_physics.php</a> , מתוך מולקולות האוויר הנותר נשאר בחדר. פלזמה יוצר מינים תגובתי על פני השטח של הזכוכית את המכשיר, אשר כאשר מציבים יחד יהוו קשר קבוע. פלזמה גם הופך את משטחי הידרופילי, אשר מסייע להקל על תוספת של נוזלים. בנוסף, מנקה פלזמה sterilizes המכשירים. פני השטח של המכשיר PDMS המכיל את המכשיר microfluidic ממוקם עם הפנים כלפי מעלה לתוך שואב פלזמה יחד עם שקופיות הזכוכית. משטחים פלזמה טיפול של הזכוכית המכשיר microfluidic הם התאספו על קשר אחד עם השני על ספסל נקי, הניח אז 60 מנות סטרילי מ&quot;מ. משטחים מטופלים ליצור קשר הדוק בלתי הפיך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בתוך 10 דקות של פלזמה מליטה התקנים זכוכית, פולי-L-ליזין (PLL) מתווסף אל המכשיר. לאחר 10 דקות, hydrophilicity של המכשיר יקטין שהקשה על PLL כדי להזין את המכשיר. הערה: חשוב לבדוק את בועות האוויר במכשיר לאחר תוספת של PLL. בועות האוויר בערוץ העיקריים הם רצויים, כפי שהם היו התאים לחמצן. שיטה קלה להסיר כל בועות האוויר הקיימות היא להשתמש pipet P200 מלא ul 150 של הנוזל (במקרה זה PLL), הצב את קצה ישירות בפתיחת הערוץ הראשי, לדכא בכוח P200. זה עלול צורך לחזור כמה פעמים אבל בסופו של דבר את הכוח מן pipet יניעו את הבועות החוצה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המכשירים המכיל PLL מותר דגירה לילה בתרבות תקן רקמות החממה ב 37 ° C עם 5% CO 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למחרת, דההחטאים הם שטפה פעמיים במהירות עם dH2O autoclaved. במהלך תהליך זה, נוזל לא יוסר לחלוטין מן הערוצים העיקריים, רק מתוך המאגרים. הסרת נוזל מן הערוצים העיקריים יציג בועות. אחרי 2 שטיפות מהיר, התקנים הם מלאים dH2O autoclaved והניח בחזרה מינימום של 3 שעות לתוך האינקובטור, או לילה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למחרת, התקנים הם שטפה שוב 2 פעמים מהר עם dH2O autoclaved. ואז, מדיה הבסיס העצבי, המכיל את התוספים הדרושים B27 ו glutamax עבור נוירונים culturing העיקרי עכברוש, הוא הוסיף את המכשירים. המכשירים מוצבים בחזרה לשימוש עתידי בחממה. המכשירים נמצאים כעת לקראת זריעה של נוירונים. </li></ol>

<ol>
	<li>Park, J. W., Vahidi, B., , A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+culture+platform+for+neuroscience+research..">Microfluidic culture platform for neuroscience research..</a> Nat Protoc. 1, 2128-2136 (2006).</li><li>Taylor, A. M., Blurton-Jones, M., Rhee, S. W., Cribbs, D. H., Cotman, C. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microfluidic+culture+platform+for+CNS+axonal+injury,+regeneration+and+transport.">A microfluidic culture platform for CNS axonal injury, regeneration and transport.</a> Nat Methods. 2, 599-605 (2005).</li></ol>

בסרטון זה אנו הדגימו כיצד לבצע ולהכין את מכשיר microfluidic PDMS שבו אנו משתמשים כדי נוירונים תרבות פנימה המכשיר מאפשר לנו להשיג שבריר axonal טהור מופרדות microgrooves מן התא המכיל תערובת של גופי התא, דנדריטים, ואת האקסונים . מכשירים אלה מאפשרים לחוקר לחקור את ההשפעות של טיפולים שונים, כמו גם לספק פלטפורמה לבצע פגיעה פיזית על האקסונים ולבחון מה ההשפעות טיפולים אלה על הנוירונים. המכשיר מספק גם רמת כדי נוירונים culturing המסייעת להקל על מחקרים התחבורה. בנוסף, microgrooves, אשר מפרידים בין תא תרבית תאים מתא האקסון, מאפשר בידוד fluidic בין שני תאים כך שניתן לטפל צד אחד של המכשיר ללא ולחולל את הצד השני של המכשיר ישירות עם הטיפול. תכונה זו מאפשרת לחוקר לבחון תופעות כגון התמרה האות התחבורה הנגרמות כתוצאה מהטיפול.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>PDMS</td>
<td>Reagent</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sylgard 184 with curing agent

Please consult Dow Corning to find a vendor near you</td>
</tr>
<tr>
<td>Plasam Cleaner</td>
<td>Tool</td>
<td>Harrick</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>http://www.harrickplasma.com/</td>
</tr>
<tr>
<td>Neural Basal Media</td>
<td>Reagent</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>21103-049</td>
<td>Neural Basal Media is obtained by Invitrogen under their Gibco line of cell culture reagents.</td>
</tr>
<tr>
<td>B27</td>
<td>Reagent</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>17504-044</td>
<td>B27 is a proprietary supplement available through Invitrogen under their Gibco line of cell culture reagents.</td>
</tr>
<tr>
<td>Glutamax</td>
<td>Reagent</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>35050-061</td>
<td>Glutamax is available through Invitrogen under their Gibco line of celll culture reagents.</td>
</tr>
<tr>
<td>Cornig No. 1 Cover Glass</td>
<td>cover glass</td>
<td>Corning</td>
<td>Corning No. X2935 244</td>
<td>Available through Fisher Scientific, Fish Catalog number 12-531D</td>
</tr>
<tr>
<td>60 mm Petri Dish</td>
<td>Tool</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>08-757-13A</td>
<td>60 mm polystyrene sterile petri dishes are used to house the device bound to glass.</td>
</tr>
<tr>
<td>BD Falcon 50 ml Tube</td>
<td>Tool</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>Falcon No. 352098</td>
<td>Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-49A</td>
</tr>
<tr>
<td>BD Falcon 15 ml tube</td>
<td>Tool</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>Falcon No. 352097</td>
<td>Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-70C</td>
</tr>
<tr>
<td>Poly-L-Lysine</td>
<td>Reagent</td>
<td>Sigma</td>
<td>P-1274</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>New Item</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>
			<div>
					</div>

fabrication of a microfluidic device for the compartmentalization of neuron soma and axons

בסרטון הזה, אנחנו מדגימים את הטכניקה של ליתוגרפיה רך עם polydimethyl siloxane (PDMS) שבו אנו משתמשים כדי להמציא מכשיר microfluidic עבור נוירונים culturing. בעבר, היה פרוסות סיליקון בדוגמת עם העיצוב של המכשיר נוירון microfluidic באמצעות SU-8 ו photolithography ליצור עובש מאסטר, או מה שאנו מכנים בפשטות &quot;אמן&quot;. בשלב הבא, אנחנו יוצקים פולימר סיליקון PDMS על גבי האדון אשר הוא נרפא לאחר מכן על ידי חימום PDMS עד 80 מעלות צלזיוס במשך שעה 1. PDMS יוצר תבנית שלילית של המכשיר. PDMS הוא אז לחתוך בזהירות והרים מן האדון. חורים הם אגרוף שבו מאגרי יהיה ואת PDMS עודף גזוז מן המכשיר. חנקן משמש לסלק כל פסולת עודף מהמכשיר. בשלב זה שני המכשירים נמצאים כעת מוכן לשימוש וניתן ערובה או זכוכית קורנינג לכסות מס &#39;1 עם מעקר פלזמה / מנקה או יכול להיות מחויב הפיך לזכוכית לכסות פשוט על ידי הנחת המכשיר על גבי זכוכית המכסה. מליטה הפיך של המכשיר כדי זכוכית מכוסה וידאו נפרד דורש הראשונה את המכשיר לעקר או אתנול עם 70% או מעוקר. פלזמה בטיפול sterilizes המכשירים כך שאין טיפול נוסף הוא הכרחי. היא, לעומת זאת, חשוב, כאשר פלזמה בטיפול התקנים, כדי להוסיף נוזל המכשירים בתוך 10 דקות של טיפול פלזמה בעוד משטחים עדיין הידרופילי. מחכים יותר מ 10 דקות להוסיף נוזל למכשיר מקשה על הנוזל להזין את המכשיר. המכשירים נוירון הם בדרך כלל פלזמה חייב לכסות זכוכית 0.5 מ&quot;ג / מ&quot;ל ​​poly-L-ליזין (PLL) במאגר borate 8.5 pH הוא הוסיף מיד למכשיר. לאחר מינימום של 3 שעות דוגרים עם PLL, המכשירים נשטפים במים dH2O מינימום של 3 פעמים עם 15 דקות לפחות בין כל לשטוף. לאחר מכן, המים יוסר התקשורת טריים הוא הוסיף למכשיר. בשלב זה המכשיר מוכן לשימוש. חשוב לזכור בשלב זה לא להוציא את כל המדיה מהמכשיר. תמיד להשאיר את התקשורת בערוץ הראשי.

Watch this Scientific Journal Video about Fabrication of a Microfluidic Device for the Compartmentalization of Neuron Soma and Axons at JoVE.com

Fabrication of a Microfluidic Device for the Compartmentalization of Neuron Soma and Axons

בסרטון הזה אנחנו מדגימים את הטכניקה של ליתוגרפיה רך עם polydimethyl siloxane (PDMS) שבו אנו משתמשים כדי farbricate מכשיר microfluidic עבור נוירונים culturing.

המצאה של המכשיר microfluidic עבור מידור של Neuron סומה האקסונים

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for ...

fabrication-microfluidic-device-for-compartmentalization-neuron-soma

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

35.3K Views.  University of California, Irvine (UCI). בסרטון הזה אנחנו מדגימים את הטכניקה של ליתוגרפיה רך עם polydimethyl siloxane (PDMS) שבו אנו משתמשים כדי farbricate מכשיר microfluidic עבור נוירונים culturing.

Video: Fabrication of a Microfluidic Device for the Compartmentalization of Neuron Soma and Axons

A Microfluidic Device with Groove Patterns for Studying Cellular Behavior

We describe a microfluidic device with microgrooved patterns for studying cellular behavior. This microfluidic platform consists of a top fluidic channel and a bottom microgrooved substrate. To fabricate the microgrooved channels, a top poly(dimethylsiloxane) (PDMS) mold containing the impression of the microfluidic channels was aligned and bonded to a microgrooved substrate. Using this device, mouse fibroblast cells were immobilized and patterned within microgrooved substrates (25, 50, 75, and 100 &mu;m wide). To study apoptosis in a microfluidic device, media containing hydrogen peroxide, Annexin V, and propidium iodide was perfused into the fluidic channel for 2 hours. We found that cells exposed to the oxidative stress became apoptotic. These apoptotic cells were confirmed by Annexin V that bound to phosphatidylserine at the outer leaflet of the plasma membrane during the apoptosis process. Using this microfluidic device with microgrooved patterns, the apoptosis process was observed in real-time and analyzed by using an inverted microscope containing an incubation chamber (37&deg;C, 5% CO2). Therefore, this microfluidic device incorporated with microgrooved substrates could be useful for studying the cellular behavior and performing high-throughput drug screening.

We describe a protocol for the fabrication of microfluidic devices that can enable cell capture and culture. In this approach patterned microstructures such as grooves within microfluidic channels are used to create low shear stress regions within which cell can dock.

מכשיר microfluidic עם דפוסי Groove לחקר התנהגות נייד

We describe a microfluidic device with microgrooved patterns for studying cellular behavior.  This microfluidic platform consists of a top fluidic channel ...

A Gradient-generating Microfluidic Device for Cell Biology

 The fabrication and operation of a gradient-generating microfluidic device for studying cellular behavior is described.  A microfluidic platform is an enabling experimental tool, because it can precisely manipulate fluid flows, enable high-throughput experiments, and generate stable soluble concentration gradients.  Compared to conventional gradient generators, poly(dimethylsiloxane) (PDMS)-based  microfluidic devices can generate stable concentration gradients of growth factors with well-defined profiles.  Here, we developed simple gradient-generating microfluidic devices with three separate inlets.  Three microchannels combined into one microchannel to generate concentration gradients.  The stability and shape of growth factor gradients were confirmed by fluorescein isothyiocyanate (FITC)-dextran with a molecular weight similar to epidermal growth factor (EGF).  Using this microfluidic device, we demonstrated that fibroblasts exposed to concentration gradients of EGF migrated toward higher concentrations.  The directional orientation of cell migration and motility of migrating cells were quantitatively assessed by cell tracking analysis.  Thus, this gradient-generating microfluidic device might be useful for studying and analyzing the behavior of migrating cells.

We describe a protocol for the microfabrication of the gradient-generating microfluidic device that can generate spatial and temporal gradients in well-defined microenvironment. In this approach, the gradient-generating microfluidic device can be used to study directed cell migration, embryogenesis, wound healing, and cancer metastasis.

התקן Gradient מניבות Microfluidic עבור ביולוגיה של התא

 The fabrication and operation of a gradient-generating microfluidic device for studying cellular behavior is described.  A microfluidic platform is an ...

Preparing E18 Cortical Rat Neurons for Compartmentalization in a Microfluidic Device

In this video, we demonstrate the preparation of E18 cortical rat neurons. E18 cortical rat neurons are obtained from E18 fetal rat cortex previously dissected and prepared. The E18 cortex is, upon dissection, immediately dissociated into individual neurons. It is possible to store E18 cortex in Hibernate E buffer containing B27 at 4&deg;C for up to a week before the dissociation is performed. However, there will be a drop in cell viability. Typically we obtain our E18 Cortex fresh. It is transported to the lab in ice cold Calcium free Magnesium free dissection buffer (CMFM). Upon arrival, trypsin is added to the cortex to a final concentration of 0.125%. The cortex is then incubated at 37&deg;C for 8 minutes. DMEM containing 10% FBS is added to the cortex to stop the reaction. The cortex is then centrifuged at 2500 rpm for 2 minutes. The supernatant is removed and 2 ml of Neural Basal Media (NBM) containing 2% B27 (vol/vol) and 0.25% Glutamax (vol/vol) is added to the cortex which is then re-suspended by pipetting up and down. Next, the cortex is triturated with previously fire polished glass pipettes, each with a successive smaller opening. After triturating, the cortex is once again centrifuged at 2500 rpm for 2 minutes. The supernatant is then removed and the cortex pellet re-suspended with 2 ml of NBM containing B27 and Glutamax. The cell suspension is then passed through a 40 um nylon cell strainer. Next the cells are counted. The neurons are now ready for loading into the neuron microfluidic device.

In this video we demonstrate the preparation of E18 Cortical Rat Neurons.

הכנת E18 נוירונים עכברוש קליפתיים עבור מידור בתוך המכשיר microfluidic

In this video, we demonstrate the preparation of E18 cortical rat neurons. E18 cortical rat neurons are obtained from E18 fetal rat cortex previously ...

PDMS Device Fabrication and Surface Modification

PDMS ייצור המכשיר ושינוי פני השטח

Cell Capture Using a Microfluidic Device

תא לכידת באמצעות מכשיר microfluidic

Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices

In this video, we demonstrate how to use the neuron microfluidic device without plasma bonding.  In some cases it may be desirable to reversibly bond devices to the Corning No. 1 cover glass.  This could be due, perhaps, to a plasma cleaner not being available.  In other instances, it may be desirable to remove the device from the glass after the culturing of neurons for certain types of microscopy or for immunostaining, though it is not necessary to remove the device for immunostaining since the neurons can be stained in the device.  Some researchers, however, still prefer to remove the device.  In this case, reversible bonding of the device to the cover glass makes that possible.  There are some disadvantages to non-plasma bonding of the devices in that not as tight of a seal is formed.  In some cases axons may grow under the grooves rather than through them.  Also, because the glass and PDMS are hydrophobic, liquids do not readily enter the device making it necessary at times to force media and other reagents into the device.  Liquids will enter the device via capillary action, but it takes significantly longer as compared to devices that have been plasma bonded.  The plasma cleaner creates temporary hydrophilic charges on the glass and device that facilitate the flow of liquids through the device after bonding within seconds.  For non-plasma bound devices, liquid flow through the devices takes several minutes.  It is also important to note that the devices to be used with non-plasma bonding need to be sterilized first, whereas plasma treated devices do not need to be sterilized prior to use because the plasma cleaner will sterilize them.

In this video we demonstrate how to use the neuron microfluidic device without plasma bonding.

Non-Bonding פלזמה של PDMS עבור ייצור זולה של מכשירים microfluidic

In this video, we demonstrate how to use the neuron microfluidic device without plasma bonding.  In some cases it may be desirable to reversibly bond ...

Fabrication of the Thermoplastic Microfluidic Channels

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using polymer/nanoparticle composite microscale lysis and solid phase extraction columns. The recovered samples are concentrated, small volume samples that are PCRable, without any additional cleanup. Here, we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then, we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns. We demonstrate grafting and polymerization of a carbon nanotube/polymer composite column for bacterial cell lysis. We then show the lysis process followed by solid phase extraction of nucleic acids from the sample on chip using a silica/polymer composite column. The attached protocols contain detailed instructions on how to make both lysis and solid phase extraction columns.

Here we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns.

ייצור של ערוצים Microfluidic תרמופלסטיים

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using ...

Assessing Neural Stem Cell Motility Using an Agarose Gel-based Microfluidic Device

While microfluidic technology is reaching a new level of maturity for macromolecular assays, cell-based assays are still at an infant stage1. This is largely due to the difficulty with which one can create a cell-compatible and steady microenvironment using conventional microfabrication techniques and materials. We address this problem via the introduction of a novel microfabrication material, agarose gel, as the base material for the microfluidic device. Agarose gel is highly malleable, and permeable to gas and nutrients necessary for cell survival, and thus an ideal material for cell-based assays. We have shown previously that agarose gel based devices have been successful in studying bacterial and neutrophil cell migration2. In this report, three parallel microfluidic channels are patterned in an agarose gel membrane of about 1mm thickness. Constant flows with media/buffer are maintained in the two side channels using a peristaltic pump. Cells are maintained in the center channel for observation. Since the nutrients and chemicals in the side channels are constantly diffusing from the side to center channel, the chemical environment of the center channel is easily controlled via the flow along the side channels. Using this device, we demonstrate that the movement of neural stem cells can be monitored optically with ease under various chemical conditions, and the experimental results show that the over expression of epidermal growth factor receptors (EGFR) enhances the motility of neural stem cells. Motility of neural stem cells is an important biomarker for assessing cells aggressiveness, thus tumorigenic factor3. Deciphering the mechanism underlying NSC motility will yield insight into both disorders of neural development and into brain cancer stem cell invasion.

We demonstrate that the over expression of epidermal growth factor receptors (EGFR) enhances the motility of neural stem cells(NSCs) using a novel agarose gel based microfluidic device. This technology can be readily adaptable to other mammalian cell systems where cell sources are scarce, such as human neural stem cells, and the turn around time is critical.

הערכת תנועתיות עצבי לתאי גזע באמצעות התקן הג&#39;ל מבוסס agarose Microfluidic

While microfluidic technology is reaching a new level of maturity for macromolecular assays, cell-based assays are still at an infant stage1. This is ...

Application of a C. elegans Dopamine Neuron Degeneration Assay for the Validation of Potential Parkinson's Disease Genes

Improvements to the diagnosis and treatment of Parkinson's disease (PD) are dependent upon knowledge about susceptibility factors that render populations at risk. In the process of attempting to identify novel genetic factors associated with PD, scientists have generated many lists of candidate genes, polymorphisms, and proteins that represent important advances, but these leads remain mechanistically undefined. Our work is aimed toward significantly narrowing such lists by exploiting the advantages of a simple animal model system. While humans have billions of neurons, the microscopic roundworm Caenorhabditis elegans has precisely 302, of which only eight produce dopamine (DA) in hemaphrodites. Expression of a human gene encoding the PD-associated protein, alpha-synuclein, in C. elegans DA neurons results in dosage and age-dependent neurodegeneration.
Worms expressing human alpha-synuclein in DA neurons are isogenic and express both GFP and human alpha-synuclein under the DA transporter promoter (Pdat-1). The presence of GFP serves as a readily visualized marker for following DA neurodegeneration in these animals. We initially demonstrated that alpha-synuclein-induced DA neurodegeneration could be rescued in these animals by torsinA, a protein with molecular chaperone activity 1. Further, candidate PD-related genes identified in our lab via large-scale RNAi screening efforts using an alpha-synuclein misfolding assay were then over-expressed in C. elegans DA neurons. We determined that five of seven genes tested represented significant candidate modulators of PD as they rescued alpha-synuclein-induced DA neurodegeneration 2. Additionally, the Lindquist Lab (this issue of JoVE) has performed yeast screens whereby alpha-synuclein-dependent toxicity is used as a readout for genes that can enhance or suppress cytotoxicity. We subsequently examined the yeast candidate genes in our C. elegans alpha-synuclein-induced neurodegeneration assay and successfully validated many of these targets 3, 4.
Our methodology involves generation of a C. elegans DA neuron-specific expression vector using recombinational cloning of candidate gene cDNAs under control of the Pdat-1 promoter. These plasmids are then microinjected in wild-type (N2) worms, along with a selectable marker for successful transformation. Multiple stable transgenic lines producing the candidate protein in DA neurons are obtained and then independently crossed into the alpha-synuclein degenerative strain and assessed for neurodegeneration, at both the animal and individual neuron level, over the course of aging.

This video demonstrates how to use C. elegans to assess dopaminergic neuron neurodegeneration as a model for Parkinson's disease. Furthermore, genetic screens are used to identify factors that either enhance degeneration or are neuroprotective.

יישום של C. elegans Assay ניוון Neuron דופמין עבור אימות של מחלת פרקינסון גנים אפשריים

Improvements to the diagnosis and treatment of Parkinson's disease (PD) are dependent upon knowledge about susceptibility factors that render populations ...

Preparation of Rat Brain Aggregate Cultures for Neuron and Glia Development Studies

An in vitro system that recapitulates the development and differentiation of progenitors into mature neurons and glia in the central nervous system (CNS) would provide a powerful platform for neuroscientists to investigate axo-glial interactions, properties and differentiation of multipotent progenitors, and progression of oligodendroglial lineage cells at the cellular and molecular level.  We describe here a CNS aggregate culture system from embryonic rat forebrains, which can be maintained in a serum-free medium up to 3-4 weeks and is used in our laboratory as a model to study neuron-glia interaction and CNS myelination.  This video clip will demonstrate how to isolate and grow these CNS aggregate cultures from E16 rat brain.  Furthermore, from the same brain dissection, highly enriched regular dissociated neuronal cultures can be readily obtained and used for various studies on CNS neurons or used for co-cultures with other cells. 

A protocols for an embryonic rat brain aggregate culture system is described. Multipotent progenitors in the aggregates can develop and differentiate into neurons, astrocytes and oligodendrocytes.

הכנת המוח עכברוש תרבויות מצטבר עבור Neuron ופיתוח מחקרים גליה

An in vitro system that recapitulates the development and differentiation of progenitors into mature neurons and glia in the central nervous system (CNS) ...