Ce protocole décrit une méthode pour mesurer la pression intracrânienne, la pression artérielle moyenne et la pression de perfusion cérébrale à la suite d’une hémorragie intraventriculaire non traumatique chez les rongeurs. Les pressions artérielles intracrâniennes et moyennes peuvent être mesurées avec précision et fiabilité avec un capteur à fibre optique inséré respectivement dans le cortex et l’artère fémorale du rat. Les techniques décrites ici sont traduites en milieu clinique lorsque les patients atteints d’hémorragie intraventriculaire nécessitent une surveillance invasive de la pression intracrânienne.
Les objectifs de cette étude étaient d’établir un modèle animal IVH avec une surveillance objective des PIC, MAP et CCP après IVH intraventriculaire, afin que les auteurs puissent l’appliquer davantage dans de futures expériences qui se concentreront sur les effets des ICP induits par IVH sur le dysfonctionnement ultérieur de la mémoire. Les principales difficultés peuvent inclure la précision, car les capteurs à fibre optique sont petits. La dissection de l’artère fémorale pourrait également poser un défi pour certains, en particulier ceux qui ne sont pas utilisés dans les compétences microchirurgicales.
Après avoir anesthésié le rat, insérez un thermomètre rectal pour surveiller la température en continu. Coupez les cheveux sur la tête et la région fémorale, et préparez la peau avec trois gommages alternés de bétadine et d’alcool à 70% avant la chirurgie. Aspirez toutes les sécrétions respiratoires accumulées en retirant temporairement le rat du ventilateur et en aspirant les sécrétions avec un tube PE-50 relié à une seringue de 10 millilitres.
Protégez les yeux avec une pommade stérile pour les yeux aux larmes artificielles. Avant l’incision du cuir chevelu, injectez de la bupivacaïne locale dans la peau et les tissus sous-cutanés. Placez le rat en position couchée sur un cadre stéréotaxique et barrez-le à l’oreille.
Faites une incision du cuir chevelu de 1,5 centimètre le long de la ligne médiane avec un scalpel à 15 lames. Appliquez une légère pression avec de la gaze pour l’hémostase. À l’aide d’un applicateur de pointe de coton stérile, séparez le périoste du crâne jusqu’à ce que le point de repère du bregma soit visible.
Localisez et marquez le bregma à l’aide de stéréotaxies, et marquez l’emplacement de deux trous bilatéraux de 1,4 millimètre latéral et négatif de 0,9 millimètre en arrière du bregma. À l’aide d’une perceuse portative, créez ces deux petits trous crâniens dans les hémisphères droit et gauche. Irriguer tout excès de copeaux osseux avec une solution de Ringer stérile et lactate.
Dans l’hémisphère droit, placez une canule de guidage de calibre 22 au niveau du trou de bavure pour insérer l’aiguille de calibre 28 à travers la canule jusqu’à la profondeur du ventricule latéral droit pour créer une hémorragie intraventriculaire. Connectez le capteur de pression à fibre optique à l’unité de lecture. Allumez l’unité de lecture et assurez-vous que les unités sélectionnées sont en millimètres de mercure.
Amorcez ensuite le capteur en immergeant son embout dans un petit bécher avec la solution de Ringer lactated jusqu’à ce que l’unité de lecture indique zéro et soit prête à l’emploi. Dans l’hémisphère gauche, insérez doucement le capteur de pression à deux ou trois millimètres de profondeur dans le cortex pour une surveillance en temps réel de l’ICP. Après l’insertion du moniteur ICP, tournez le tronc inférieur du rat pour un accès facile à la cuisse gauche et à l’aine.
Après une préparation stérile et l’administration locale de bupivacaïne, faites une incision cutanée de 1,5 centimètre sur le membre postérieur avec un scalpel à 15 lames. Disséquer superficiellement l’artère fémorale gauche avec un hémostatique, puis des couches plus profondes à l’aide d’une pince à pointe fine au microscope. Identifiez la veine fémorale bleu foncé pour aider à localiser l’artère adjacente.
Attachez l’artère fémorale distale à l’aide d’une suture de soie 3-0 et placez une pince métallique temporaire sur la partie proximale de l’artère fémorale. Avoir un deuxième capteur de pression à fibre optique connecté à l’unité de lecture déjà amorcé. Insérez le capteur de pression dans le tube PE-50, qui est inséré dans un Tuohy Borst qui est ensuite fermé.
Connectez le Tuohy Borst à un robinet d’arrêt à trois voies relié à une seringue d’un millimètre à une extrémité et à une aiguille de calibre 22 avec un tube PE-50 à l’autre extrémité. Sous le microscope, faites une artériotomie fémorale de deux millimètres avec des micro-ciseaux et canulez-la avec un tube PE-50 connecté au reste de l’installation. Aspirez 500 microlitres de sang à l’aide d’une seringue d’un millimètre et tournez le robinet d’arrêt à trois voies pour que le capteur de pression lise MAP.
Amorcez l’aiguille intraventriculaire de calibre 28 reliée à la tubulure PE-50 avec le sang aspiré pour les animaux en hémorragie intraveineuse et les sonneurs lactataires pour les animaux témoins du véhicule. Insérez ensuite cette aiguille dans la canule guide jusqu’à la profondeur du ventricule latéral droit. En utilisant un taux de 100 microlitres par minute, injectez le sang ou 200 microlitres de solution stérile de Ringer lactée dans le ventricule latéral droit en pompant la seringue d’un millimètre avec le pouce.
Surveillez et enregistrez la PIC, la pression artérielle et la température rectale. Surveiller et enregistrer les valeurs ICP et MAP post-injection. Après avoir terminé l’injection intraventriculaire, retirez le tube PE-50 contenant le capteur de pression inséré dans l’artère fémorale et appliquez le clip temporaire sur l’artère fémorale pour prévenir les saignements.
Attachez la partie proximale de l’artère fémorale à l’aide de la suture de soie 3-0 et fermez l’incision fémorale de manière interrompue en utilisant de la soie 3-0. Retirez la canule de guidage à l’aide de l’aiguille intraventriculaire dans le moniteur ICP. Scellez les trous de bavure avec de la cire d’os.
Et fermez l’incision crânienne avec 3-0 suture de soie interrompuement. Appliquez de la bupivacaïne topique sur l’incision et injectez 0,5 milligramme par kilogramme de carprofène. Ne laissez pas les animaux sans surveillance jusqu’à ce qu’ils aient repris suffisamment conscience pour maintenir une position couchée sternale.
Permettez aux rats de se rétablir complètement après la chirurgie sous supervision et retournez-les dans leurs cages domestiques avec un accès gratuit à la nourriture et à l’eau après la récupération. À l’exclusion du groupe fictif, les PIC ont augmenté de manière significative pendant l’injection intraventriculaire dans les groupes témoins IVH et véhicules. Les PIC étaient plus élevés dans le groupe IVH que dans le groupe de contrôle du véhicule.
Les PIC ont ensuite rapidement diminué et se sont normalisés dans les cinq minutes suivant l’injection intraventriculaire dans ces groupes d’animaux. Il a été observé que les MAP sont restés similaires tout au long de la procédure, tandis que les CPP ont diminué lors de l’injection intraventriculaire de sang ou de la solution de Ringer en lactation. Les étapes vitales de la chirurgie comprennent l’emplacement correct et le forage des trous de bavure et l’artériotomie fémorale.
Les étapes mentionnées ci-dessus doivent être suivies de près pour s’assurer que les capteurs effectuent leur travail en lisant les changements de pression avec précision.
