Este trabajo de investigación recibió apoyo financiero de la Unión Europea (transMed; H2020-MSCA-765441), el consejo de investigación alemán (DFG; PA1751/8-1, 10-1) y el Consejo de Becas de China.

Los protocolos de animales que cumplen con el §4 de la ley alemana de protección animal fueron revisados y aprobados por el comité de protección animal de la Universidad de Tubinga(Einrichtung für Tierschutz, Tierärztlichen Dienst und Labortierkunde; Inscripción No. AK02/19M). En este estudio, las retinas se obtuvieron de ratones de tipo salvaje (WT) y rd1, siendo este último un modelo bien caracterizado para la degeneración hereditaria de la retina15. Los ratones fueron alojados bajo iluminación cíclica blanca estándar, tenían acceso libre a alimentos y agua, y fueron utilizados independientemente del género.
1. Lista de verificación
<ol><li>Para garantizar condiciones estériles y evitar contaminaciones, limpie y desinfecte la campana de flujo de aire laminar con etanol al 70%. Asegúrese de dejar que el etanol se evapore por completo, para prevenir la intoxicación de los cultivos de retina.</li>
	<li>Herramientas de autoclave (por ejemplo, tijeras, fórceps y cuchara de raspado de microscopio oftálmico) antes de su uso.</li>
	<li>Prepare los siguientes medios con anticipación bajo una campana de flujo laminar, en condiciones estériles: Medio basal R16 (BM) (puede almacenarse a 4 °C durante 4 semanas), BM con suero de ternero fetal al 20% (FCS) (uso en el mismo día), BM con solución de proteinasa K al 0,12% (44 mAnson U/mg) (uso en el mismo día) y medio R16 completo con suplementos (CM) según lo descrito por Romijn16 (se puede almacenar a 4 °C durante 3 semanas) (ver Tablas S1, S2 y S3).</li>
	<li>Precaliente la solución de proteinasa K a 37 °C para activarla y utilícese en el paso 2.5.</li>
</ol>2. Preparación
<ol><li>Sacrificio rd1/WTanimal en el día postnatal (P) 5 por decapitación. Para los animales mayores de P11, use CO2 y/o luxación cervical, según las regulaciones locales de protección animal.</li>
	<li>Dependiendo de la edad del animal, antes de la enucleación, si es necesario, abra los párpados con espérceps y separe con mucho cuidado los párpados, sin tocar ni rascar el ojo por debajo.</li>
	<li>Enuclee rápidamente los ojos debajo de un estereoscopio usando fórceps curvos.</li>
	<li>Incubar los ojos en BM durante 5 min a temperatura ambiente (RT).</li>
	<li>Incubar los ojos en BM precalentado, con proteinasa K al 0,12% a 37 °C durante 15 min.</li>
	<li>Realice los siguientes pasos dentro de una campana de flujo de aire laminar para garantizar condiciones estériles. Para inactivar la proteinasa K, transferir los ojos a BM que contiene 20% FCS e incubar durante 5 min en RT.</li>
	<li>Diseccione los ojos bajo un estereoscopio, asépticamente, en una placa de Petri que contenga BM fresco en RT. Inicie la disección tan pronto como sea posible después de la enucleación. Cuanto más largo es este tiempo, más difícil es diseccionar la retina, los ojos se vuelven muy suaves.<ol>
<li>Con las fuerzas, mantenga el ojo del nervio óptico. Usando tijeras finas, haga una pequeña incisión en la córnea creando 2 bordes desde donde la córnea, la coroides y la esclerótica se pueden pelar suavemente usando 2 pares de fórceps finos(Figura 1 pasos A-C). Alternativamente, use una cánula de vía estrecha para hacer una primera incisión en la córnea y luego inserte una de las cuchillas de tijera en la abertura.</li>
		<li>Agarre la lente con pórceps finos. Coloque un segundo par de fórceps perpendicularmente a los primeros para que los primeros fórceps estén entre las 2 cañas del segundo. Tire para extraer la lente de la copa del ojo. Si el cuerpo vítreo y el ciliar todavía están unidos a la retina, retírelos cuidadosamente (Figura 1 paso D). NOTA: Los pasos 2.7.1 y 2.7.2 necesitan práctica y asegúrese de precaución para no dañar la retina.</li>
		<li>Corte la retina perpendicular a sus bordes en cuatro puntos, creando una forma de trébol de cuatro hojas(Figura 1 pasos E-F).</li>
		<li>Usando una pipeta con una base ampliamente cortada de una punta de 1 mL, sostenga la retina en una gota colgante de medio y transfiérala a un inserto de filtro de plato de cultivo colocado en un plato de cultivo de 6 pozos. La capa RPE debe estar frente a la membrana(Figura 1 paso G).</li>
		<li>Con una pipeta, retire cuidadosamente el exceso de medio del inserto.</li>
		<li>Desde los lados del pozo, añadir 1 mL de CM por pozo e incubar en una incubadora estéril a 37 °C con un 5% deCO2. No sumerja la retina en el medio, ya que esto reducirá la oxigenación y causará degeneración del tejido. El explant debe permanecer en la interfaz entre el líquido y el aire, cubierto sólo por una fina película de líquido creado por la tensión superficial del agua.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Deje el explanto retiniano intacto durante las primeras 48 h para facilitar la recuperación después del procedimiento de explantación.</li>
	<li>Cambiar el medio cada dos días (48 h). Deseche 700 μL de medio de cada pozo y agregue 900 μL de CM fresco al pozo. De esta forma, se recupera la cantidad de medio perdido por evaporación y el explante retiniano mantiene algunos de los factores neuroprotectores producidos en las 48 h anteriores.</li>
	<li>Incubar el medio eliminado en un tubo de microcentrífuga separado y cerrado junto con los cultivos para controlar y evaluar la posible contaminación (es decir, el cambio de color del medio). NOTA: Los explantes de retina se pueden mantener en cultivo durante al menos 2 semanas12.</li>
</ol>3. Después de cultivar
NOTA: Los explantes se pueden utilizar para diferentes aplicaciones experimentales (western blot, histología, monturas enteras, análisis genético, electrofisiología). Dependiendo de la aplicación, los explantes organotípicos de la retina pueden congelarse, lisearse o prepararse para la criosección. Los pasos a continuación describen la preparación histológica.
<ol><li>Realizar una fijación de 45 min con paraformacionaldehído al 4% (APA), seguida de crioprotección gradual de sacarosa (10% de sacarosa durante 10 min, 20% durante 20 min y 30% durante 2 h a temperatura ambiente (RT) o durante la noche (ON) a 4 °C). Agregue estos búferes directamente en el pozo.</li>
	<li>Corte la membrana alrededor de los explantes de la retina.</li>
	<li>Incruste tanto la membrana como el tejido retiniano en el medio para el tejido congelado.</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61868/61868fig01.jpg"> Figura 1: Procedimiento paso a paso para la preparación de cultivos organotípicos de explantes de retina. (A)Los ojos de ratón se enuclean y se transfieren a una solución de proteinasa K para permitir la separación de la esclerótica y la coroides de la retina y el RPE. Se introduce un pequeño corte en la capa esclerótica/coroides. (B) Dos fórceps se utilizan para pelar la esclerótica / capa coroides. (C) La capa coroides negra se puede ver durante el peeling. El epitelio retiniano oscuro (RPE) de subrayado permanece atado al globo ocular. La esclerótica y la coroides se eliminan junto con el nervio óptico. (D) La lente y el vítreo se extraen con fórceps.  Se extirpa el cuerpo ciliar restante. (E) La retina conserva una forma de cuenco. (F)Para aplanar la retina para cultivar en un plato, se hacen 4 cortes a igual distancia alrededor de la retina con una tijera, dándole una forma similar a un trébol. El cultivo de retina se transfiere a un inserto de cultivo de membrana en una placa de 6 pozos con el uso de una punta de pipeta cortada de 1 mL. La retina todavía conserva parte de la forma del tazón de fuente. Sin embargo, tras la eliminación del exceso de líquido que rodea la retina, se desplegará a una estructura plana. (G)En la configuración de la membrana de cultivo, el cultivo de retina está descansando sobre una membrana de policarbonato poroso (PC) sobre una solución de medio R16 completo. Para garantizar la viabilidad, el cultivo debe mantenerse en una incubadora estéril humidificada a 37 °C con un 5% de CO2,y el medio debe reemplazarse cada 48 h. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/61868/61868fig01large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura</a>

Los autores no tienen nada que revelar.

El protocolo presentado describe cultivos de explantes organotípicos de retina de ratón con RPE intacto en medio R16 definido, libre de suero y antibióticos. Este protocolo fue desarrollado originalmente a partir de finales de la década de 19807,28 y desde entonces se ha refinado continuamente6,11,12. Las aplicaciones notables incluyen estudios sobre los mecanismos de la degeneración hereditaria de la retina y la identificación de fármacos retinoprotectores23,29,30.
Para que un experimento tenga éxito, se deben tener en cuenta algunas consideraciones importantes. Estos son algunos puntos importantes de solución de problemas para ayudar a mejorar la calidad de las referencias culturales. En primer lugar, los cultivos retinianos pueden mostrar un plegamiento excesivo y/o formación de rosetas31. Esto puede ser causado por tocar la retina con un pórceps durante el procedimiento de explantación. Por otra parte, el cuerpo ciliar debe ser completamente eliminado del explant, ya que esto puede aumentar el plegamiento de la retina durante el cultivo. En segundo lugar, durante la transferencia de la retina a la placa del pozo en una gota colgante, si la retina se enfrenta a la membrana del lado equivocado hacia abajo, manténgala en la gota que cuelga de la punta de la pipeta y empuje muy suavemente el medio dentro y fuera de la punta (sin separar la gota colgante) para voltear la retina. Finalmente, si el RPE permanece atado a la esclerótica y se separa de la retina, lo más probable es que sea causado por una predigestión insuficiente de la esclerótica. Este problema podría ser especialmente importante cuando se trabaja con ojos de animales mayores o especies no roedoras (por ejemplo, cerdos) y puede resolverse aumentando la concentración de proteína K.
La realización de cultivos de explantes retinianos organotípicos es un procedimiento complejo que requiere entrenamiento y experiencia adecuados. La falta de entrenamiento puede conducir a la variabilidad en la calidad de los explantes de retina. Por estas razones, es importante monitorear y verificar la viabilidad y reproducibilidad, caracterizando, por ejemplo, la tasa de muerte celular con el ensayo TUNEL. El uso de un medio libre de antibióticos hace que los explantes de retina sean vulnerables a la contaminación por bacterias y hongos. Para minimizar este riesgo, recomendamos que se preste especial atención al trabajo en condiciones verdaderamente asépticas. Otra limitación del cultivo in vitro de la retina son las diferencias en el entorno fisioquímico en comparación con la retina in vivo (por ejemplo, el suministro de sangre coroides y retiniana, los niveles de oxígeno y glucosa, la presión intraocular, la composición del vítreo). Un sistema de perfusión continua, tal vez integrado en un biorreactor dedicado32 podría hacer que este modelo se acerque más a la condición in vivo. Además, la axotomía del nervio óptico durante la disección retiniana conducirá a la muerte de las células ganglionares, que puede inducir respuestas deestrés 8. Por lo tanto, es recomendable que el explant se deje adaptarse a las condiciones de cultivo durante al menos 2 días in vitro antes de que se someta a una manipulación o tratamiento específico.
El método descrito se realiza generalmente en tejidos retinianos inmaduros, que pueden sobrevivir bien durante 4 semanas in vitro7,33. Sin embargo, el procedimiento es adaptable a una variedad de aplicaciones, incluyendo el cultivo de la retina adulta. Aunque diferentes enfoques publicados describen el aislamiento de la retina adulta sin su RPE34,35,la incubación con solución de papaína durante un período de hasta 1 h a 37 °C antes de la disección permite que el RPE permanezca unido a la retina incluso cuando se deriva de un ratón adulto36.
El medio libre de suero y el ambiente in vitro químicamente definido proporcionan una manipulación totalmente definida y reproducible de las condiciones experimentales. Por lo tanto, los cultivos organotípicos de explantes de retina son herramientas valiosas en el campo de la oftalmología y la neurociencia, y se han utilizado para el estudio de enfermedades de la retina37,desarrollo de la retina38,39,terapia con células madre de retina40,modificaciones genéticas41y cribado farmacológico. Como ejemplo específico de pruebas de fármacos, aquí se utilizaron cultivos de explantes de retina para probar un análogo de cGMP (CN003), conocido por reducir la muerte celular de los fotorreceptores en modelos animales para la enfermedad hereditariade la retina 23 (Figura 3B). Otra posible aplicación de la técnica se describe en la Figura 3C,que ilustra cómo el control preciso del entorno tisular puede ser explotado para emular las condiciones diabéticas24. Debido a la preservación de la arquitectura del tejido durante todo el período de cultivo, los cultivos de explantes retinianos organotípicos también son adecuados para estudios electrofisiológicos. La funcionalidad neuronal en explantes de retina se han investigado utilizando la grabación de parches de abrazadera42 y la grabación de múltiples electrodos (MEA)33,43. Este último permite el registro de la actividad eléctrica de las poblaciones neuronales al mismo tiempo y ha sido explotado para caracterizar la funcionalidad de las células fotorreceptoras y ganglionares en condiciones de cultivo. En una perspectiva más amplia, los sistemas de cultivo de explantes organotípicos también se pueden aplicar en la investigación preclínica, donde se utilizaron cultivos de explantes para probar la eficacia terapéutica de la hipotermia44.
La técnica de cultivo organotípico de explantes es relativamente simple de realizar y, en comparación con los experimentos in vivo correspondientes, es menos costosa y consume mucho tiempo, y evita las preocupaciones éticas relacionadas con los estudios con animales vivos. El control preciso sobre las condiciones experimentales y la preservación de la RPE y la complejidad tisular hacen del método una herramienta valiosa para mejorar nuestro conocimiento sobre la fisiología de la retina y la fisiopatología y permitir numerosas aplicaciones experimentales.

En la investigación oftálmica, una variedad de modelos están disponibles para estudiar la retina, incluyendo cultivos celulares primarios de la retina, líneas celulares derivadas de la retina, organoides de la retina, y modelos animales in vivo 1,2,3,4,5. Sin embargo, cada uno de estos modelos sufre de inconvenientes. Por ejemplo, las células crecen aisladamente mientras que la retina es una red compleja con una multitud de interacciones célula a célula. Por lo tanto, es probable que el comportamiento de los cultivos celulares aislados sea artificial en comparación con el observado en todo un tejido. Este problema puede remediarse en parte utilizando organoides de retina diferenciados in vitro, que pueden utilizarse para estudiar el desarrollo y la biología básica6. Sin embargo, a partir de hoy, la generación de organoides de retina todavía consume mucho tiempo, requiere mucho trabajo y sufre de problemas de reproducibilidad, lo que requiere un trabajo de desarrollo adicional sustancial antes de que los organoides se puedan usar para la investigación retiniana traslacional. Por último, los estudios en animales vivos, si bien podría decirse que es el modelo que más se acerca a los requisitos de la investigación oftálmica, están asociados con fuertes preocupaciones éticas. Un buen compromiso entre la eficacia de los sistemas de cultivo celular y la situación de la vida real de los modelos animales in vivo son los cultivos de explantes retinianos organotípicos. Tales culturas también reducen el sufrimiento animal puesto que no se realizan intervenciones in vivo.
Se han descrito varios métodos para el cultivo de explantes de retina de diferentes especies5,7,8. Nuestro protocolo describe una técnica para el aislamiento del neuroretina del ratón junto con su epitelio retiniano del pigmento (RPE). Esta técnica también será adecuada para cultivos de retina de rata9. La cultura del neuroretina junto con su RPE es de importancia importante para el éxito. El EPR realiza funciones esenciales para la retina: transporte de nutrientes, iones, agua, absorción de luz y protección contra la fotooxidación, re-isomerización de todo-trans-retinal en 11-cis-retinal, que es crucial para el ciclo visual, fagocitosis de membranas fotorreceptoras desprendimiento, y secreción de factores esenciales para la integridad estructural de la retina10. El mantenimiento del RPE permite un desarrollo exitoso de los segmentos externos e internos del fotorreceptor, manteniendo la retina viable durante más tiempo11. El procedimiento descrito a continuación preserva las características histotípicas y fisiológicas de la retina durante al menos dos semanas12. Además, el cultivo de los explantes retinianos organotípicos en medio sérico y libre de antibióticos evita la presencia de sustancias desconocidas y permite una interpretación directa de los resultados12.
Los cultivos organotípicos de explantes retinianos han sido esenciales para mejorar nuestro conocimiento sobre el desarrollo y la degeneraciónde la retina 7,13,14. Mostramos aquí que son también una herramienta útil para la investigación farmacológica y que pueden ser empleados para modelar una variedad de enfermedades retinianas, incluyendo retinopatía diabética.

<table><tbody><tr><td>Biotin</td><td>Sigma</td><td>B4639</td><td></td></tr><tr><td>(+/-)-&amp;alpha;-LipoicAcid (=Thiotic acid)</td><td>Sigma</td><td>T1395</td><td></td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma</td><td>B4639</td><td></td></tr><tr><td>CDP-Choline-Na</td><td>Sigma</td><td>30290</td><td></td></tr><tr><td>Corticosterone</td><td>Sigma</td><td>C2505</td><td></td></tr><tr><td>CuSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; &amp;times; 5H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Sigma</td><td>C8027</td><td></td></tr><tr><td>DL-Tocopherol</td><td>Sigma</td><td>T1539</td><td></td></tr><tr><td>Ethanolamine</td><td>Sigma</td><td>E0135</td><td></td></tr><tr><td>FCS</td><td>Sigma</td><td>F7524</td><td></td></tr><tr><td>Filtropur BT100, 1L, 0.2&amp;micro;m</td><td>SARSTEDT</td><td>83.3942.101</td><td>for Basal Medium</td></tr><tr><td>Forceps&amp;nbsp;</td><td>F.S.T</td><td>15003-08</td><td></td></tr><tr><td>Glutamine</td><td>Sigma</td><td>G8540</td><td></td></tr><tr><td>Glutathione</td><td>Sigma</td><td>G6013</td><td></td></tr><tr><td>Insulin&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>I6634</td><td></td></tr><tr><td>L-CysteineHCl</td><td>Sigma</td><td>C7477</td><td></td></tr><tr><td>Linoleic Acid</td><td>Sigma</td><td>L1012</td><td></td></tr><tr><td>Linolenic Acid</td><td>Sigma</td><td>L2376</td><td></td></tr><tr><td>MnCl&lt;sub&gt;2 &lt;/sub&gt;x 4H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Sigma</td><td>M5005</td><td></td></tr><tr><td>Na-pyruvate</td><td>Sigma</td><td>P3662</td><td></td></tr><tr><td>NaSeO&lt;sub&gt;3 &lt;/sub&gt;x 5H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Sigma</td><td>S5261</td><td></td></tr><tr><td>Ophthalmic microscope scaping spoon</td><td>F.S.T.</td><td>10360-13</td><td></td></tr><tr><td>Progesteron</td><td>Sigma</td><td>P8783</td><td></td></tr><tr><td>Proteinase K&amp;nbsp;</td><td>MP Biomedicals</td><td>21935025</td><td>44 mAnson U/mg</td></tr><tr><td>R16</td><td>Gibco</td><td>07491252A</td><td></td></tr><tr><td>Retinol</td><td>Sigma</td><td>R7632</td><td></td></tr><tr><td>Retinyl acetate&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>R7882</td><td></td></tr><tr><td>Scissors</td><td>F.S.T</td><td>15004-08</td><td></td></tr><tr><td>Sterile filter 0.22&amp;micro;m</td><td>MILLEX GP</td><td>SLGP033RS</td><td>for supplements</td></tr><tr><td>T3&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>T6397</td><td></td></tr><tr><td>Tocopherylacetate</td><td>Sigma</td><td>T1157</td><td></td></tr><tr><td>Transferrin</td><td>Sigma</td><td>T1283</td><td></td></tr><tr><td>Transwell permeable supports</td><td>Corning</td><td>3412</td><td></td></tr><tr><td>Vitamin B1</td><td>Sigma</td><td>T1270</td><td></td></tr><tr><td>Vitamin B12</td><td>Sigma</td><td>V6629</td><td></td></tr><tr><td>Vitamin C</td><td>Sigma</td><td>A4034</td><td></td></tr></tbody></table>

long-term, serum-free cultivation of organotypic mouse retina explants with intact retinal pigment epithelium

En la investigación oftálmica, hay una fuerte necesidad de modelos in vitro de la neuroretina. Aquí, presentamos un protocolo detallado para el cultivo organotípico de laretina neuradel ratón con el epitelio retiniano intacto del pigmento (RPE). Dependiendo de la pregunta de la investigación, las retinas se pueden aislar de animales de tipo salvaje o de modelos de enfermedades, para estudiar, por ejemplo, la retinopatía diabética o la degeneración hereditaria de la retina. Los ojos de los primeros animales del día postnatal 2-9 son enucleados en condiciones asépticas. Se digieren parcialmente en la proteinasa K para permitir una separación de la coroides del RPE. Debajo del estereoscopio, se hace una pequeña incisión en la córnea creando dos bordes desde donde la coroides y la esclerótica se pueden despegar suavemente del RPE y la neuroretina. La lente se retira, y el ocular se corta en cuatro puntos para darle una forma de cuatro cuñas que se asemeja a una hoja de trébol. El tejido finalmente se transfiere en una gota colgante en un inserto de cultivo celular que sostiene una membrana de cultivo de policarbonato. Los cultivos se mantienen entonces en medio R16, sin suero ni antibióticos, en condiciones totalmente definidas, con un cambio de medio cada dos días.
El procedimiento descrito permite el aislamiento de la retina y la preservación de su contexto fisiológico e histotípico normal para períodos de cultivo de al menos 2 semanas. Estas características hacen culturas retinianas organotypic del explant un modelo excelente con el alto valor profético, para los estudios en el desarrollo retiniano, los mecanismos de la enfermedad, y la electrofisiología, mientras que también permiten la investigación farmacológica.

Después de seguir el protocolo, los explantes de retina disecados y cultivados conservan su arquitectura tisular normal, con capas distintas, desde el RPE hasta la capa de células ganglionares (GCL), como se muestra en la Figura 2. El tamaño de la capa nuclear externa (ONL) y de la capa nuclear interna (INL) se mantuvo mayormente estable durante 2-3 semanas, con una pérdida celular de progresión lenta y un adelgazamiento gradual de estas capas cada vez más evidentes si el período de cultivo se prolonga a 4 semanas y más allá. En el GCL, en cambio, debido a el axotomy del nervio óptico, una reducción marcada se observa generalmente dentro de los primeros 4 días de cultivar. Posteriormente, la población celular restante en el GCL (en su mayoría células amacrinas desplazadas) seguirá siendo viable durante otras 3-4 semanas17,18,19.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61868/61868fig02.jpg"> Figura 2 :Tipos de células que se encuentran en el cultivo de explantes de retina. Cultivo de explantes de retina en P11 derivado de animales rd1 mutantes(A)y WT(B)que muestran tinción nuclear con DAPI (izquierda, azul), fotorreceptores de varilla (centro, rojo) y células de Müller (derecha, verde). La coloración nuclear destaca todas las capas celulares principales de la retina tales como, epitelio retiniano del pigmento (RPE), capa nuclear externa (ONL), capa nuclear interna (INL), y capa de la célula del ganglio (GCL). Los tipos específicos de células en las capas nucleares, como las varillas y las células de Müller, se inmunomarcan con alfa arrestina26 y glutamina sintetasa27 anticuerpos, respectivamente. (C)Muestra una sección de longitud completa de toda una retina de ratón   rd1, con tinción DAPI destacando la consistencia, integración y desarrollo de la retina. Estas retinas fueron cultivadas por 6 días. Descripción del procedimiento: La retina y el RPE derivados de animales rd1 o WT fueron aislados en P5 y cultivados según lo descrito en el protocolo, hasta P11 con un cambio medio cada 48 h. Las culturas fueron fijadas con el 4% PFA en P11 y cryosectioned. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/61868/61868fig02large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura</a>
El medio libre de suero y el ambiente in vitro sostenido permiten tener un control total sobre las condiciones experimentales. Aquí, proporcionamos dos ejemplos para aplicaciones específicas de este protocolo. El primer ejemplo ilustra la posibilidad de utilizar explantes de retina para pruebas de drogas o con fines de detección. Las culturas retinianas organotípicas del explant fueron preparadas del salvaje-tipo (PESO) y de los modelos del ratón rd1. Este último es un modelo bien caracterizado para la degeneraciónretiniana 15. En la retina del ratón rd1, la degeneración de ONL es provocada por niveles anormalmente altos de cGMP en los fotorreceptores de varilla6,20. El exceso de cGMP causa una mayor actividad de los canales iónicos bloqueados por nucleótidos cíclicos (CNGCs) y la proteína quinasa dependiente de cGMP (PKG), lo que lleva a la muerte celular21. El tratamiento de las retinas de ratón rd1 con un análogo estructural a cGMP (nucleótido cíclico #3; CN003), que se dirige tanto a PKG como a CNGC, se probó. Después de la explantación en P5, se siguió el paradigma de tratamiento descrito en la Figura 3A. Los cultivos de explantes se fijaron con PFA al 4% en P11 y se prepararon para la criosección(Figura 3A). Para determinar la muerte celular de secciones histológicas de especímenes tratados, no tratados (NT), y del PESO, un análisis terminal22 del extremo de la mella del dUTP de la transferasa del deoxynucleotidyl (TUNEL) fue realizado. El análisis de las células etiquetadas con TUNEL mostró un alto porcentaje de células moribundas en la ONL de las muestras rd1 no tratadas, mientras que cn003 protegió los fotorreceptores de ratón rd1 cuando se aplicaron a una concentración de 50 μM23 (Figura 3B).
Una complicación frecuente de la diabetes es la retinopatía diabética, una enfermedad cegadora difícil de reproducir fielmente en modelos animales5. El segundo ejemplo destaca el uso de cultivos organotípicos de explantes retinianos para caracterizar la viabilidad de las células de la retina en condiciones que emulan la diabetes mellitus tipo 2 (DM2)24. Aquí, utilizamos 20 milímetros del inhibidor de la glucólisis 2-deoxy-glucose (2-DG)25 y lo administramos al medio de cultivo para 24 h de P10 a P11. Mostramos que someter los explantes de retina WT a tales condiciones diabéticas simuladas in vitro conduce a una extensa muerte celular neuronal de la retina(Figura 3C). Este paradigma a su vez puede ser utilizado, por ejemplo, para estudiar mecanismos degenerativos o para probar tratamientos retinoprotectores en un contexto de diabetes.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61868/61868fig03.jpg"> Figura 3:Dos ejemplos para aplicaciones de cultivos organotípicos de explantes de retina. (A)Descripción del procedimiento: Retina y RPE derivados de animales rd1 o WT se aislaron en el día postnatal (P) 5 y se cultivaron como se describió anteriormente, con un cambio de medio cada 48 h. En P7 y P9, el medio gastado fue desechado y el cm fresco que contenía el compuesto activo en una concentración de 50 μM fue añadido a la placa. Las culturas fueron fijadas con el 4% PFA en P11 y cryosectioned. (B)Pruebas compuestas en retina rd1. Las secciones fueron obtenidas del PESO, de las culturas retinianas organotípicas no tratadas (003), y no-tratadas (NT) del explant. El análisis de TUNEL (rojo) fue utilizado como marcador para la muerte celular. Tinción nuclear con DAPI (azul). La cuantificación mostrada en el gráfico de barras ilustra los porcentajes de células moribundas en wt, rd1 NT, y rd1 003 condición. El tratamiento con el compuesto 003 redujo perceptiblemente muerte celular del fotorreceptor rd1. (C)Simulación de diabetes mellitus tipo 2 (DM2) en retina WT utilizando el tratamiento con 2-desoxi-glucosa (2-DG). El análisis de TUNEL fue realizado en especímenes del NT y de T2DM. La cuantificación indica un aumento altamente significativo en la muerte celular. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/61868/61868fig03large.jpg" style="font-size: 14px;" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura</a>
Tabla S1. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/61868/Table%20S1%20-%20Basal%20Medium.doc" target="_blank">Haga clic aquí para descargar la tabla</a>  
Tabla S2. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/61868/Table%20S2%20-%20Supplements.doc" target="_blank">Haga clic aquí para descargar la tabla</a>  
Tabla S3. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/61868/Table%20S3%20-%20Complete%20Medium.doc" target="_blank">Haga clic aquí para descargar la tabla</a>

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Long-Term, Serum-Free Cultivation of Organotypic Mouse Retina Explants with Intact Retinal Pigment Epithelium

El protocolo describe explantes organotípicos de ratón neuroretina,cultivados junto con su epitelio pigmentario retiniano (EPR), en medio definido R16, libre de suero y antibióticos. Este método es relativamente simple de realizar, menos costoso y lento en comparación con los experimentos in vivo, y se puede adaptar a numerosas aplicaciones experimentales.

A largo plazo, Cultivo Sin Suero De Explantes Organotípicos De La Retina De Ratón Con Epitelio Pigmento Retiniano Intacto

In ophthalmic research, there is a strong need for in vitro models of the neuroretina. Here, we present a detailed protocol for organotypic culturing of ...

long-term-serum-free-cultivation-organotypic-mouse-retina-explants

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

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Video: Long-Term, Serum-Free Cultivation of Organotypic Mouse Retina Explants with Intact Retinal Pigment Epithelium

Whole Retinal Explants from Chicken Embryos for Electroporation and Chemical Reagent Treatments

The retina is a good model for the developing central nervous system. The large size of the eye and most importantly the accessibility for experimental manipulations in ovo/in vivo makes the chicken embryonic retina a versatile and very efficient experimental model. Although the chicken retina is easy to target in ovo by intraocular injections or electroporation, the effective and exact concentration of the reagents within the retina may be difficult to fully control. This may be due to variations of the exact injection site, leakage from the eye or uneven diffusion of the substances. Furthermore, the frequency of malformations and mortality after invasive manipulations such as electroporation is rather high.
This protocol describes an ex ovo technique for culturing whole retinal explants from chicken embryos and provides a method for controlled exposure of the retina to reagents. The protocol describes how to dissect, experimentally manipulate, and culture whole retinal explants from chicken embryos. The explants can be cultured for approximately 24 hr and be subjected to different manipulations such as electroporation. The major advantages are that the experiment is not dependent on the survival of the embryo and that the concentration of the introduced reagent can be varied and controlled in order to determine and optimize the effective concentration. Furthermore, the technique is rapid, cheap and together with its high experimental success rate, it ensures reproducible results. It should be emphasized that it serves as an excellent complement to experiments performed in ovo.

This protocol describes a method to dissect, experimentally manipulate and culture whole retinal explants from chicken embryos. The explant cultures are useful when high success rate, efficacy and reproducibility are needed to test the effects of plasmids for electroporation and/or reagent substances, i.e., enzymatic inhibitors.

Los explantes de retina enteras de pollo embriones para Tratamientos electroporación y Reactivos Químicos

The retina is a good model for the developing central nervous system. The large size of the eye and most importantly the accessibility for experimental ...

Investigación

Biología del Desarrollo

Organotypic Culture of Full-thickness Adult Porcine Retina

There is a recognized demand for in vitro models that can replace or reduce animal experiments. Porcine retina has a similar neuronal structure to human retina and is therefore a valuable species for studying mechanisms of human retinal injury and degenerative disease. Here we describe a cost-effective technique for organotypic culture of adult porcine retina isolated from eyes obtained from an abattoir. After removing the anterior segment, a trephine blade was used to create multiple neural retina-Bruch's membrane-RPE-choroid-sclera explants from the posterior segment of adult porcine eyes. A piece of sterile filter paper was used to lift the neural retina off from each explant. The filter paper-retina complex was cultured (photoreceptor side up) atop an insert, which was held away from the bottom of the culture dish by a custom-made stand. The stand allows for good circulation of the culture medium to both sides of the retina. Overall, this procedure is simple, reproducible, and permits preservation of native retinal structure for at least seven days, making it a useful model for a variety of morphological, pharmacological, and biochemical studies on mammalian retina.

Here we describe a cost-effective technique for organotypic culture of adult porcine retina for seven days. Briefly, a sterile filter paper was used to lift the neural retina off from the RPE and place photoreceptor side up on an insert raised by a custom-made stand.

Cultura organotípicos de espesor completo Retina adulto porcino

There is a recognized demand for in vitro models that can replace or reduce animal experiments. Porcine retina has a similar neuronal structure to human ...

Neurociencias

In utero and ex vivo Electroporation for Gene Expression in Mouse Retinal Ganglion Cells

The retina and its sole output neuron, the retinal ganglion cell (RGC), comprise an excellent model in which to examine biological questions such as cell differentiation, axon guidance, retinotopic organization and synapse formation[1]. One drawback is the inability to efficiently and reliably manipulate gene expression in RGCs in vivo, especially in the otherwise accessible murine visual pathways. Transgenic mice can be used to manipulate gene expression, but this approach is often expensive, time consuming, and can produce unwanted side effects. In chick, in ovo electroporation is used to manipulate gene expression in RGCs for examining retina and RGC development. Although similar electroporation techniques have been developed in neonatal mouse pups[2], adult rats[3], and embryonic murine retinae in vitro[4], none of these strategies allow full characterization of RGC development and axon projections in vivo. To this end, we have developed two applications of electroporation, one in utero and the other ex vivo, to specifically target embryonic murine RGCs[5, 6]. 
With in utero retinal electroporation, we can misexpress or downregulate specific genes in RGCs and follow their axon projections through the visual pathways in vivo, allowing examination of guidance decisions at intermediate targets, such as the optic chiasm, or at target regions, such as the lateral geniculate nucleus. Perturbing gene expression in a subset of RGCs in an otherwise wild-type background facilitates an understanding of gene function throughout the retinal pathway. Additionally, we have developed a companion technique for analyzing RGC axon growth in vitro. We electroporate embryonic heads ex vivo, collect and incubate the whole retina, then prepare explants from these retinae several days later. Retinal explants can be used in a variety of in vitro assays in order to examine the response of electroporated RGC axons to guidance cues or other factors. In sum, this set of techniques enhances our ability to misexpress or downregulate genes in RGCs and should greatly aid studies examining RGC development and axon projections.

In utero and ex vivo Electroporation for Gene Expression in Mouse Retinal Ganglion Cells

Here we present two techniques for manipulating gene expression in murine retinal ganglion cells (RGCs) by in utero and ex vivo electroporation. These techniques enable one to examine how alterations in gene expression affect RGC development, axon guidance, and functional properties.

La electroporación in vivo en el útero y el ex de la expresión génica en células de ratón ganglionares retinianas

The retina and its sole output neuron, the retinal ganglion cell (RGC), comprise an excellent model in which to examine biological questions such as cell ...

Biología

Defined Xeno-free and Feeder-free Culture Conditions for the Generation of Human iPSC-derived Retinal Cell Models

The production of specialized cells from pluripotent stem cells provides a powerful tool to develop new approaches for regenerative medicine. The use of human-induced pluripotent stem cells (iPSCs) is particularly attractive for neurodegenerative disease studies, including retinal dystrophies, where iPSC-derived retinal cell models mark a major step forward to understand and fight blindness. In this paper, we describe a simple and scalable protocol to generate, mature, and cryopreserve retinal organoids. Based on medium changing, the main advantage of this method is to avoid multiple and time-consuming steps commonly required in a guided differentiation of iPSCs. Mimicking the early phases of retinal development by successive changes of defined media on adherent human iPSC cultures, this protocol allows the simultaneous generation of self-forming neuroretinal structures and retinal pigmented epithelial (RPE) cells in a reproducible and efficient manner in 4 weeks. These structures containing retinal progenitor cells (RPCs) can be easily isolated for further maturation in a floating culture condition enabling the differentiation of RPCs into the seven retinal cell types present in the adult human retina. Additionally, we describe quick methods for the cryopreservation of retinal organoids and RPE cells for long-term storage. Combined together, the methods described here will be useful to produce and bank human iPSC-derived retinal cells or tissues for both basic and clinical research.

The production of specialized retinal cells from pluripotent stem cells is a turning point in the development of stem cell-based therapy for retinal diseases. The present paper describes a simple method for an efficient generation of retinal organoids and retinal pigmented epithelium for basic, translational, and clinical research.

Alimentador-libre las condiciones de cultivo para la generación de humanos derivados de iPSC de modelos de celulares de retina y definido sin Xeno

The production of specialized cells from pluripotent stem cells provides a powerful tool to develop new approaches for regenerative medicine. The use of ...

In vivo-like Organotypic Murine Retinal Wholemount Culture

Targeted ablations of genes and analysis of animal models is the classical strategy for enrolling specific retinal gene function. However, transgenic, retina-specific or conditional knockout mouse models often display early lethality or suffer from severe malformations, preventing an analysis beyond embryonic or early postnatal stages.
Primary cell culture is an alternative to investigate the effects of exogenously applied recombinant factors, overexpression of genes or siRNA-mediated gene knockdown in a controlled environment. Dissociated cell culture has the advantage that the endogenous signals reaching the target cells are reduced, thereby facilitating the identification of exogenously triggered effects after pharmacological manipulation. However, important cell-cell interactions are initially destroyed by enzymatic digestion or mechanical dissociation, even if re-aggregated retinospheroid cultures1 are used.
By contrast, organotypic retinal wholemount cultures provide a system close to the physiological in vivo situation with neuronal interactions and connections still preserved2-5.
In this video article we provide a step by step demonstration of (1) the establishment of in vivo-like organotypic retinal wholemount cultures including dissection peculiarities of embryonic, postnatal and adult murine eyes and (2) a dissociation and cytospin procedure for analysis of neuronal apoptosis and retinal cell proliferation in organotypic wholemounts, e.g. after culture in the presence of exogenously applied recombinant factors.

In vivo-like Organotypic Murine Retinal Wholemount Culture

This video article demonstrates the establishment of organotypic retinal wholemount cultures and a cytospin procedure for analysis of exogenously induced effects. Organotypic retinal wholemount cultures mimic the in vivo situation and significantly facilitate the accessibility of murine retinas for experimental manipulations while circumventing the disadvantages of classical murine animal models.

En vivo-como organotípicos Cultura murino wholemount retina

Targeted ablations of genes and analysis of animal models is the classical strategy for enrolling specific retinal gene function. However, transgenic, ...

Characterization of a Novel Human Organotypic Retinal Culture Technique

Previous human organotypic retinal culture (HORC) models have utilized detached retinas; however, without the structural support conferred by retinal pigment epithelium-choroid (RPE-choroid) and sclera, the integrity of the fragile retina can easily be compromised. The aim of this study was to develop a novel HORC model that contains the retina, RPE-choroid and sclera to maintain retinal integrity when culturing retinal explants.
After cutting circumferentially along the limbus to remove iris and lens, four deep incisions were made to flatten the eyecup. In contrast to previous HORC protocols, a trephine was used to cut through not only the retina but also the RPE-choroid and sclera. The resultant triple-layered explants were cultured for 72 h. Hematoxylin and Eosin staining (H&#38;E) was used to assess anatomical structures and retinal explants were further characterized by immunohistochemistry (IHC) for apoptosis, M&#252;ller cell integrity and retinal inflammation. To confirm the possibility of disease induction, explants were exposed to high glucose (HG) and pro-inflammatory cytokines (Cyt), to mimic diabetic retinopathy (DR). The Luminex magnetic bead assay was used to measure DR-related cytokines released into the culture medium.
H&#38;E staining revealed distinct retinal lamellae and compact nuclei in retinal explants with the underlying RPE-choroid and sclera, while retinas without the underlying structures exhibited reduced thickness and severe nuclei loss. IHC results indicated absence of apoptosis and retinal inflammation as well as preserved M&#252;ller cell integrity. The Luminex&#160;assays showed significantly increased secretion of DR-associated pro-inflammatory cytokines in retinal explants exposed to HG + Cyt relative to baseline levels at 24 h.
We successfully developed and characterized a novel HORC protocol in which retinal integrity was preserved without apoptosis or retinal inflammation. Moreover, the induced secretion of DR-associated pro-inflammatory biomarkers when exposing retinal explants to HG + Cyt suggests that this model could be used for clinically translatable retinal disease studies.

This study aims to develop a novel human organotypic retinal culture (HORC) model that prevents compromising retinal integrity during explant handling. This is achieved by culturing the retina with the overlying vitreous and the underlying retinal pigment&#160;epithelium-choroid (RPE-choroid) and sclera.

Caracterización de una nueva técnica de cultivo de retina organotípica humana

Previous human organotypic retinal culture (HORC) models have utilized detached retinas; however, without the structural support conferred by retinal ...

Medicina

Organotypic Retinal Explant Cultures from Macaque Monkey

Hereditary retinal degeneration (RD) is characterized by progressive photoreceptor cell death. Overactivation of the cyclic guanosine monophosphate (cGMP)-dependent protein kinase (PKG) pathway in photoreceptor cells causes photoreceptor cell death, especially in models harboring phosphodiesterase 6b (PDE6b) mutations. Previous studies on RD have used mainly murine models such as rd1 or rd10 mice. Given the genetic and physiological differences between mice and humans, it is important to understand to which extent the retinas of primates and rodents are comparable. Macaques share a high level of genetic similarity with humans. Therefore, wild-type macaques (aged 1-3 years) were selected for the in vitro culture of retinal explants that included the retina-retinal pigment epithelium (RPE)-choroid complex. These explants were treated with different concentrations of the PDE6 inhibitor zaprinast to induce the cGMP-PKG signaling pathway and simulate RD pathogenesis. cGMP accumulation and cell death in primate retinal explants were subsequently verified using immunofluorescence and the TUNEL assay. The primate retinal model established in this study may serve for relevant and effective studies into the mechanisms of cGMP-PKG-dependent RD, as well as for the development of future treatment approaches.

Retinal explants obtained from wild-type macaques were cultured in vitro. Retinal degeneration and the cGMP-PKG signaling pathway was induced using the PDE6 inhibitor zaprinast. cGMP accumulation in the explants at different zaprinast concentrations was verified using immunofluorescence.

Cultivos organotípicos de explante retiniano de mono macaco

Hereditary retinal degeneration (RD) is characterized by progressive photoreceptor cell death. Overactivation of the cyclic guanosine monophosphate ...

Retinal Explant of the Adult Mouse Retina as an Ex Vivo Model for Studying Retinal Neurovascular Diseases

One of the challenges in retina research is studying the cross-talk between different retinal cells such as retinal neurons, glial cells, and vascular cells. Isolating, culturing, and sustaining retinal neurons in vitro have technical and biological limitations. Culturing retinal explants may overcome these limitations and offer a unique ex vivo model to study the cross-talk between various retinal cells with well-controlled biochemical parameters and independent of the vascular system. Moreover, retinal explants are an effective screening tool for studying novel pharmacological interventions in various retinal vascular and neurodegenerative diseases such as diabetic retinopathy. Here, we describe a detailed protocol for retinal explants' isolation and culture for an extended period. The manuscript also presents some of the technical problems during this procedure that may affect the desired outcomes and reproducibility of the retinal explant culture. The immunostaining of the retinal vessels, glial cells, and neurons demonstrated intact retinal capillaries and neuroglial cells after 2 weeks from the beginning of the retinal explant culture. This establishes retinal explants as a reliable tool for studying changes in the retinal vasculature and neuroglial cells under conditions that mimic retinal diseases such as diabetic retinopathy.

Retinal Explant of the Adult Mouse Retina as an Ex Vivo Model for Studying Retinal Neurovascular Diseases

This protocol presents and describes steps for the isolation, dissection, culturing, and staining of retinal explants obtained from an adult mouse. This method is beneficial as an ex vivo model for studying different retinal neurovascular diseases such as diabetic retinopathy.

Explante retiniano de la retina de ratón adulto como modelo ex vivo para el estudio de enfermedades neurovasculares retinianas

One of the challenges in retina research is studying the cross-talk between different retinal cells such as retinal neurons, glial cells, and vascular ...

Caracterización y dinámica morfológica del EPR murino primario cultivado

A Simplified Method for Isolation and Culture of Retinal Pigment Epithelial Cells from Adult Mice

Retinal pigment epithelial cells (RPE) are critical for the proper function of the retina. RPE dysfunction is involved in the pathogenesis of important retinal diseases, such as age-related macular degeneration, retinitis pigmentosa, and diabetic retinopathy. We present a streamlined approach for the isolation of RPE from murine adult eyes. In contrast to previously reported methods, this approach enables the isolation and culture of highly pure RPE from adult mice. This simple and fast method does not require extensive technical skill and is achievable with basic scientific tools and reagents. Primary RPE are isolated from C57BL/6 background mice aged 3- to 14-weeks by enucleation of the eye followed by the removal of the anterior segment. Enzymatic trypsinization and centrifugation are used to dissociate and isolate the RPE from the eyecup. In conclusion, this approach offers a quick and effective protocol for the utilization of RPE in the study of retinal function and disease.

Autor destacado: Aislamiento eficiente de células epiteliales pigmentarias primarias de la retina de ratones adultos para la investigación de la retinopatía

Retinal pigment epithelium (RPE) acts as a crucial barrier between the choroid and retina, promoting the health and function of retinal cell types, such as photoreceptors. Herein, we describe a simple and effective protocol for isolating and culturing adult murine RPE.

Un método simplificado para el aislamiento y cultivo de células epiteliales pigmentarias de la retina de ratones adultos

Retinal pigment epithelial cells (RPE) are critical for the proper function of the retina. RPE dysfunction is involved in the pathogenesis of important ...

A largo plazo, Cultivo Sin Suero De Explantes Organotípicos De La Retina De Ratón Con Epitelio Pigmento Retiniano Intacto

Resumen

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En vivo-como organotípicos Cultura murino wholemount retina

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Cultivos organotípicos de explante retiniano de mono macaco

Explante retiniano de la retina de ratón adulto como modelo ex vivo para el estudio de enfermedades neurovasculares retinianas

Un método simplificado para el aislamiento y cultivo de células epiteliales pigmentarias de la retina de ratones adultos

Un método simplificado para el aislamiento y cultivo de células epiteliales pigmentarias de la retina de ratones adultos