Este trabajo fue financiado por donaciones desde el Departamento de defensa (DoD) nos ejército investigación médica y material comando (USAMRMC) Congreso dirigido médicos investigación programas (CDMRP) (PR121604) y los institutos Nacional de artritis y lesiones músculo-esqueléticas y piel (NIAMS), NIH R01 AR068332 a Uma Sankar.

El procedimiento se realizó con la aprobación de la Indiana University School de medicina institucional Animal Care y el Comité uso (IACUC). Todas las cirugías de supervivencia se realizaron bajo condiciones estériles como se indica en las directrices de los NIH. Dolor y el riesgo de infecciones fueron manejados con analgésicos apropiados y antibióticos para asegurar un resultado exitoso.
1. anestesia y preparación
<ol><li>Peso del ratón y anestesiar con una mezcla de ketamina (100 mg/kg) y xilacina (10 mg/kg) administrado a través de la ruta del intraperitoneal (I.P.). Coloque el ratón en una jaula vacía y vigilar hasta que está totalmente sedado.</li>
	<li>Asegúrese de que el ratón es sedado con un reflejo del pellizco del dedo del pie. Aplicar ungüento oftálmico en sus ojos para protegerlos de la desecación.</li>
	<li>Retire la piel de la extremidad derecha. Limpiar el sitio quirúrgico con un etanol de matorral y 70% base de yodo. Limpiar el sitio quirúrgico a partir del centro de la rodilla y haciendo un barrido circular hacia afuera. Repita este 3 x con peelings frescos, terminando con etanol al 70%.</li>
	<li>Administrar una dosis preoperatoria de analgesia clorhidrato de buprenorfina (0,03 mg/kg) por vía subcutánea para el tratamiento del dolor postoperatorio inmediato.</li>
	<li>Coloque el ratón sobre una almohadilla de calefacción cubierta por una esponja quirúrgica estéril.</li>
</ol>2. vía de abordaje
Nota: Antes de la fractura, el peso y la altura de caída deben empíricamente determinar la cepa específica, edad y sexo de los ratones antes de la cirugía. Este procedimiento quirúrgico está optimizado para ratones machos C57BJ6 en 10 semanas de edad.
<ol><li>Coloque el ratón en su parte posterior y flexión de la rodilla de la pierna operativa. Usando una hoja de bisturí, haga una incisión de 1.5 cm centrada sobre la articulación de la rodilla.</li>
	<li>Desplazar lateralmente la rótula utilizando pinzas para exponer el extremo distal del fémur. Inserte una aguja de hipodérmica 1.5 en acero inoxidable de largo calibre 25 en el centro de la ranura trochlear, a lo largo del canal medular en una manera retrógrada y a través del extremo proximal del fémur. Tomar una radiografía para asegurar la colocación correcta del perno. Nota: La aguja debe salir el lado dorsal del ratón para crear un camino para la guía.</li>
	<li>Pasar una guía de tungsteno larga 36 calibre 4 - in a través del eje de la aguja, entrando por el centro en el fémur distal y salir el bisel en el lado dorsal del ratón.</li>
	<li>Tras la exitosa colocación de la guía, retire con cuidado la aguja de calibre 25 tirando suavemente del cubo mientras sostiene la extremidad y la guía en su lugar. Confirmar la colocación de la guía por rayos x.</li>
	<li>Mantenga un peso de 391 g desde una altura de 34,6 cm por encima del disco de impacto (figura 1A). Apoyo a posición el fémur horizontal a través de los dos puntos, tal que las regiones intertrocantéricas y supracondíleo del fémur descansan sobre los yunques de apoyo (figura 1B) y el lado lateral de la extremidad hacia el punto de carga (figura 1 ). El peso de la gota y retire con cuidado el ratón desde el dispositivo inmediatamente después de la fractura.</li>
	<li>Confirmar la localización de la fractura mediante rayos x.</li>
	<li>Inserte la tubería hipodérmicas de acero inoxidable de calibre 24 sobre la guía metálica para estabilizar el fémur fracturado. Nota: Esta aplicación puede requerir una fuerza como el punto de entrada fue generado usando una aguja de un diámetro más pequeño. Esta diferencia de diámetro con eficacia previene una migración potencial de la varilla calibre 24 a través del extremo proximal del fémur. La profundidad de inserción se siente manualmente como el tubo de Romo encuentra la cortical ósea del trocánter mayor.</li>
	<li>Confirmar la posición de la barra de acero y la estabilización del fémur fracturado por rayos x antes de retirar la guía.</li>
	<li>Corte el exceso de tubo en el extremo distal del fémur con cortadores de alambre. Enterrar la tubería expuesta debajo de la superficie de los cóndilos con unas pinzas para aplicar una suave presión hacia abajo, teniendo cuidado de no dislocar la articulación de la rodilla.</li>
	<li>Vuelva a colocar la rótula usando fórceps. Cerrar la incisión con una sutura absorbible 5-0.</li>
</ol>3. cuidados posoperatorios
<ol><li>Después de la cirugía, los ratones se pueden inyectar con hasta 500 μl de estéril salina a través de la ruta I.P. para ayudar en su recuperación postoperatoria.</li>
	<li>Controlar los animales en una cama caliente de recuperación hasta que despierte de la cirugía. Una vez que ambulatorio, devolverlos a su jaula.</li>
	<li>Seguir vigilando de cerca los ratones durante varios días después de la cirugía para asegurarse de que están sanando correctamente y recuperar la movilidad. Administrar analgesia clorhidrato de buprenorfina (0,03 mg/kg) por vía subcutánea cada 6 h durante 3 días después de la cirugía y según sea necesario después de eso. Evitar el uso de antiinflamatorios no esteroideos (AINES), como se ha demostrado para deteriorar la cicatrización ósea después de la cirugía.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Schnell, S., Friedman, S. M., Mendelson, D. A., Bingham, K. W., Kates, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+1-Year+Mortality+of+Patients+Treated+in+a+Hip+Fracture+Program+for+Elders.">The 1-Year Mortality of Patients Treated in a Hip Fracture Program for Elders.</a> Geriatric Orthopaedic Surgery &amp; Rehabilitation. 1 (1), 6-14 (2010).</li><li>Burge, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Incidence+and+economic+burden+of+osteoporosis-related+fractures+in+the+United+States,+2005-2025.">Incidence and economic burden of osteoporosis-related fractures in the United States, 2005-2025.</a> Journal of Bone and Mineral Research. 22 (3), 465-475 (2007).</li><li>Cunningham, B. 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C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fracture+healing:+mechanisms+and+interventions.">Fracture healing: mechanisms and interventions.</a> Nature Reviews in Rheumatology. 11 (1), 45-54 (2015).</li><li>Schindeler, A., McDonald, M. M., Bokko, P., Little, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone+remodeling+during+fracture+repair:+The+cellular+picture.">Bone remodeling during fracture repair: The cellular picture.</a> Seminar in Cellular and Developmental Biology. 19 (5), 459-466 (2008).</li><li>Ai-Aql, Z. S., Alagl, A. S., Graves, D. T., Gerstenfeld, L. C., Einhorn, T. 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D., Culemann, U., Meier, C., Pohlemann, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+locking+femur+nail+for+mice.">Development of a locking femur nail for mice.</a> Journal of Biomechistry. 40 (1), 215-219 (2007).</li><li>McBride-Gagyi, S. H., McKenzie, J. A., Buettmann, E. G., Gardner, M. J., Silva, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bmp2+conditional+knockout+in+osteoblasts+and+endothelial+cells+does+not+impair+bone+formation+after+injury+or+mechanical+loading+in+adult+mice.">Bmp2 conditional knockout in osteoblasts and endothelial cells does not impair bone formation after injury or mechanical loading in adult mice.</a> Bone. 81, 533-543 (2015).</li><li>Williams, J. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+CaMKK2+Enhances+Fracture+Healing+by+Stimulating+Indian+Hedgehog+Signaling+and+Accelerating+Endochondral+Ossification.">Inhibition of CaMKK2 Enhances Fracture Healing by Stimulating Indian Hedgehog Signaling and Accelerating Endochondral Ossification.</a> Journal of Bone and Mineral Research. , (2018).</li></ol>

Los autores de este manuscrito no tienen nada que revelar. El estado más de autores que no existen restricciones sobre el acceso completo a todo el material utilizado en el estudio divulgado en este manuscrito.

El objetivo de este procedimiento quirúrgico es generar fracturas femorales cerradas estandarizadas en ratones. Una ventaja clave de este modelo es que la fijación interna ocurre después de la generación de la fractura, evitando así una forma angular de la varilla intramedular. Quizás el aspecto más crítico de este protocolo es la generación de una fractura transversal estandarizada en el midshaft femoral, como la geometría de fractura depende de la fuerza de doblado aplicada y el posicionamiento de las extremidades. Colocación incorrecta del fémur durante el momento flector puede conducir a fracturas oblicuas o conminutas. La altura peso y caída debe ser determinada empíricamente, dependen de la edad, sexo y tensión de los ratones. La fuerza aplicada puede controlarse aún más utilizando un material de prueba provista de un aparato de flexión de tres puntos en lugar de un peso cayó24. Sin embargo, generando fracturas con un peso caída es un modelo clínico relevante de lesiones de alto impacto o relacionados con el estrés.
Además, pueden desarrollar complicaciones durante el procedimiento quirúrgico. La guía puede ser desplazada después de la generación de la fractura, llevando a una desalineación del fémur lesionado durante la estabilización con la varilla intramedular. Esto puede prevenirse mediante el control de la proyección de imagen radiográfica antes y después de la generación de la fractura. En el caso de fracturas conminutas, el animal debe ser excluido del estudio. Además, los animales deben ser vigilados cuidadosamente después de la cirugía para la migración de la barra intramedular, ya que esto podría afectar la movilidad y la curación de la extremidad lesionada. Una limitación de la técnica es en vivo micro-CT o análisis de la proyección de imagen de resonancia magnética (MRI) no son posibles, como el acero inoxidable varilla intramedular que comprometería la calidad de imagen. Por lo tanto, estos análisis sólo pueden ser realizado ex vivo, después de la extirpación cuidadosa de la varilla intramedular.
Aunque hay muchos modelos de fractura murino, el modelo de fractura cerrada de fémur se destaca como un simple, eficiente y un método clínicamente relevante para el estudio de la regeneración ósea. La fijación interna con una varilla intramedular, como se describe en este protocolo, proporciona suficiente estabilidad para consistente hueso curativo, pero todavía puede permitir cierto grado de movimiento axial y rotacional del fémur lesionado. Abrir modelos como osteotomías permiten la generación de estandardizado "fracturas", requieren de una fijación externa rígida del hueso, y la curación se basa en la Osificación intramembranosa. Fracturas de huesos largos agudos suelen sanan a través de una combinación de endocondral y Osificación intramembranosa. Por lo tanto, las fracturas femorales cerradas descritas en el presente Protocolo proporcionan un modelo fisiológico relevante para estudiar el mecanismo subyacente de la curación del hueso. Estudios futuros que implican fracturas femorales cerradas murinas se beneficiarían el desarrollo de una varilla intramedular radiolúcida para permitir en vivo imágenes técnicas, como el uso de medios de contraste para medir la formación de nueva vasculatura en la extremidad lesionada. En conjunto, el modelo murino fractura cerrada de fémur es una plataforma atractiva para estudiar los acontecimientos celulares y moleculares asociados a lesiones de hueso y regeneración e identificar nuevas dianas terapéuticas para acelerar la curación del hueso.

Fracturas son las lesiones más comunes que ocurren en el sistema músculo-esquelético y se asocian con una enorme carga socioeconómica, incluyendo los costos de tratamiento que se prevé para superar los $ 25 billones al año en los Estados Unidos1, 2. Aunque la mayoría de las fracturas cura sin incidente, curación se asocia con considerable tiempo de inactividad y pérdida de productividad. Aproximadamente 5-10% de todas las fracturas de resultar en un retraso cicatrización o no sindicalizados, debido a la edad u otras condiciones crónicas de salud subyacentes, tales como osteoporosis y diabetes mellitus3,4,5. No hay tratamientos farmacológicos aprobados por la FDA están disponibles actualmente para promover la curación ósea eficiente y acortar el tiempo de recuperación.
La curación de la fractura es un proceso complejo y altamente dinámico que involucra la coordinación de múltiples tipos de células. Por lo tanto, una comprensión global de los acontecimientos celulares y moleculares asociados con la regeneración ósea es crucial para la identificación de dianas terapéuticas que aceleran este proceso. Como con otras enfermedades humanas, el establecimiento de un modelo animal muy dócil y reproducible es crucial en el estudio de la curación del hueso. Animales más grandes, como ovejas y cerdos, propiedades de remodelación ósea y la biomecánica similar a los seres humanos, pero son caros, requieren mucho tiempo curativo y no son fácilmente susceptibles a manipulación genética6. Por otro lado, modelos animales pequeños, como ratas y ratones, ofrecen muchas ventajas, incluyendo una facilidad de manejo, bajo costo de mantenimiento, ciclos de reproducción cortos y una curación más corto tiempo7. Además, ratón secuenciado el genoma es completamente, lo que permite la rápida manipulación y generación de variantes genéticas. Así, el ratón es un sistema potente modelo para estudiar enfermedades humanas, lesiones y reparación de8. En los seres humanos, comorbilidades como diabetes mellitus y osteoporosis aumentan las posibilidades de una cicatrización retrasada. Varios de los actuales modelos de ratón están disponibles para estudiar los efectos de comorbilidades como diabetes mellitus y osteoporosis en lesiones de huesos y cicatrización. Pacientes que sufren de osteoporosis tienen una formación marcado disminuida del hueso durante las últimas etapas de una fractura cura9. Ratones (OVX) ovariectomizadas presentan pérdida ósea rápida y retrasada del hueso curativo similar a la observada en la osteoporosis postmenopáusica10,11. Además, muchos modelos de ratón de tipo I y tipo II diabetes imitan los fenotipos masa ósea baja y deterioro fractura cura visto en seres humanos11. Por otra parte, modelos murinos fractura sirven como una plataforma versátil para el estudio de los complejos procesos biológicos que ocurren en el callo y explorar nuevas estrategias terapéuticas que aceleran la regeneración del tejido óseo.
A pesar de las diferencias en la estructura ósea y el metabolismo, el proceso global de curación sigue siendo muy similar en ratones y seres humanos, la fractura de hueso que involucra una combinación de endocondral y Osificación intramembranosa seguido de remodelado óseo. La osificación endocondral involucra el reclutamiento de células progenitoras a regiones menos mecánicamente estables alrededor de la brecha de la fractura, donde se diferencian en condrocitos que hipertrofia y mineralizar el cartílago para producir un callo suave. La segunda ola de células progenitoras de infiltrarse en el callo y se diferencian en osteoblastos maduros que secretan nueva matriz de hueso12,13,de14,15. Durante la Osificación intramembranosa, progenitores en las superficies endóstica y periósticas directamente se diferencian en matriz secretando osteoblasts y facilitan los puentes de la fractura brecha9,11,12 ,13. Juntos, la osificaciones intramembranosa y la endocondral resultan en el desarrollo de un callo duro, que es remodelado más lejos en el tiempo para formar un hueso secundario fuerte capaz de soportar cargas mecánicas13,14 ,15. En los seres humanos sanos, el proceso de curación toma aproximadamente 3 meses, en comparación con sólo 35 días en ratones16.
Fracturas comúnmente se ha estudiado usando cualquiera de los modelos quirúrgicos abiertos o cerrados17. Abordajes quirúrgicos, tales como la generación de un defecto de tamaño crítico de abrir o completar la osteotomía, estandarizar la ubicación de la lesión y la geometría para reducir las desviaciones causadas por fracturas conminutas. Osteotomías sirven como un excelente modelo para estudiar el mecanismo subyacente detrás de una no unión debido a cicatrización se retrasa a menudo comparado con fracturas cerradas. Además, una fijación externa rígida es necesaria para estabilizar el hueso osteotomized, lo que significa que la regeneración dependerá principalmente de la Osificación intramembranosa. Abordajes quirúrgicos abiertos utilizan dispositivos tales como fijación de clavos, clavijas abrazaderas y placas de fijación para proporcionar estabilidad axial y rotacional de la extremidad fracturada; sin embargo, estos dispositivos son costosos y requieren mucho más tiempo en cirugía18,19,20,21. Por otro lado, los modelos cerrados se estabilizan con un dispositivo de fijación intramedular simple, que permite suficiente inestabilidad estimular la curación endocondral. Como resultado, modelos de fractura cerrada no imitar fácilmente las condiciones de una no Unión. Técnicas de fijación interna, como intramedular alfileres, clavos y tornillos de compresión, son ventajosas ya que son baratos, fácil de usar y minimizan el tiempo en cirugía21,,,2223. En algunos casos, pines intramedulares se insertan antes de la fractura, pero la flexión del pasador intramedular puede conducir a la angulación o desplazamiento del fémur fracturado, contribuyendo a un tamaño variable del callo y la curación. La localización de la fractura y la geometría son más difíciles de estandarizar en modelos cerrados, ya que se generan utilizando un dispositivo de flexión de tres puntos, en donde se deja caer un peso en la diáfisis. Sin embargo, con la técnica adecuada, esta vía de abordaje ofrece resultados rápidos y consistentes. Por otra parte, el modelo de fractura cerrada sirve como una herramienta clínicamente relevante para el estudio de las fracturas por impacto de alta fuerza o estrés mecánico22.
Este protocolo quirúrgico es una adaptación de los métodos anteriormente descritos utilizando un pin intramedular para estabilizar fracturas de fémur en ratas y ratones22,24,25. En primer lugar, se inserta una aguja intramedular de pequeño diámetro a través de la muesca intracondilar para establecer un punto de entrada, y se introduce una guía antes de generar una fractura transversal en el midshaft femoral usando un dependiente de la gravedad de tres puntos dispositivo de doblez. Tras la exitosa generación de una fractura cerrada de fémur, se incorpora una varilla intramedular de un diámetro más grande sobre el alambre guía para estabilizar el fémur fracturado. Este método evita el riesgo de cicatrización causada por la angulación de la pin intramedular durante la fractura, como la colocación de la fractura de la barra permite la estabilización optimizada y rotación del fémur lesionado.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Oster Minimax Trimmer</td>
			<td>Animal World Network</td>
			<td>78049-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>POVIDONE-IODINE</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>395516</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OPHTHALMIC OINTMENT</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>NC0490117</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Styker T/Pump Warm Water Recirculator</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>TP-700</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1ml Sub-Q Syringe</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>309597</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ENCORE Sensi-Touch PF</td>
			<td>Moore Medical LLC</td>
			<td>30347</td>
			<td>Latex, powder-free surgical glove</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PrecisionGlide 25G Hypodermic Needles</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>14-826-49</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultra-High-Temperature Tungsten Wire,</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>3775K37</td>
			<td>0.005&#34; Diameter, 1/16 lb. Spool, 380&#39; Long</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>304 stainless steel, 24G thin walled tubing</td>
			<td>Microgroup Inc</td>
			<td>304h24tw-5ft</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>#15 Scalpel Blades</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10015-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>#10 Scalpel Blades</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10010-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Narrow Pattern Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11002-12</td>
			<td>Serrated/Straight/12cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11066-07</td>
			<td>1x2 Teeth/Straight/7cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissector Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14081-09</td>
			<td>Slim Blades/Angled to Side/Sharp-Sharp/10cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14058-11</td>
			<td>ToughCut/Straight/Sharp-Sharp/11.5cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olsen-Hegar Needle Holder with Suture Cutter</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12002-12</td>
			<td>Straight/Serrated/12cm/with Lock</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Crile Hemostat</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>13004-14</td>
			<td>Serrated/Straight/14cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tungsten Wire Cutter</td>
			<td>ACE Surgical Supply Co., Inc.</td>
			<td>08-051-90</td>
			<td>ACE #150 Wire Cutter, tungsten carbide tips</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-0 VICRYL Suture</td>
			<td>Ethicon Suture</td>
			<td>J423H</td>
			<td>3-0 VICRYL UNDYED 27&#34; FS-2 CUTTING</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>piXarray 100 Digital Specimen Radiography System</td>
			<td>Bioptics, Inc</td>
			<td></td>
			<td>Cabinet x-ray system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Einhorn 3-Point Bending Device</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Custom Built</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

the generation of closed femoral fractures in mice: a model to study bone healing

Fracturas óseas imponen una tremenda carga socio-económica en pacientes, además de afectar de manera significativa su calidad de vida. Estrategias terapéuticas que promueven la cicatrización ósea eficiente son inexistentes y en alta demanda. Modelos animales eficaces y reproducibles de curación de las fracturas son necesarios para entender los complejos procesos biológicos asociados a la regeneración del hueso. Muchos modelos animales de curación de fractura se han generado durante los años; sin embargo, modelos murinos fractura recientemente han surgido como poderosas herramientas para el estudio de cicatrización ósea. Se han desarrollado una variedad de modelos abiertos y cerrados, pero el modelo de fractura cerrada de fémur se caracteriza por ser un método sencillo para generar resultados rápidos y reproducibles de manera fisiológicamente relevante. El objetivo de este protocolo quirúrgico es generar fracturas femorales cerradas unilaterales en ratones y facilitar una estabilización de la fractura del fémur mediante la inserción de una varilla intramedular de acero. Aunque los dispositivos tales como un clavo o un tornillo ofrecen una mayor estabilidad axial y rotacional, el uso de una varilla intramedular proporciona una suficiente estabilización consistentes resultados curativos sin producir nuevos defectos en el tejido óseo o dañar cerca suave tejido. Proyección de imagen radiográfica se utiliza para supervisar la progresión de la formación de callo ósea Unión y posterior remodelación del callo óseo. Resultados curación ósea son típicamente asociados con la fuerza del hueso sanado y medidos con pruebas de torsión. Aún, comprender el tempranos eventos celulares y moleculares asociados con la reparación de la fractura es fundamental en el estudio de la regeneración del tejido óseo. El modelo de fractura cerrada de fémur en ratones con fijación intramedular sirve como una plataforma atractiva para estudiar hueso fractura cura y evaluar estrategias terapéuticas para acelerar la curación.

La exitosa implementación de la intervención quirúrgica fue supervisada con proyección de imagen radiográfica. Pasos clave incluyen la inserción de una aguja intramedular, la colocación de un alambre de guía, la inducción de una fractura transversal en el midshaft femoral y la estabilización adecuada con una varilla intramedular (figura 2A - 2Aiv). La progresión de la curación del callo de fractura fue supervisada con imágenes radiográficas semanales hasta 28 días después de la cirugía (figura 2B). Días 10-16 post fractura, los condrocitos experimentaron la hipertrofia y producción cartílago mineralizado para formar un callo suave prominente.
Comprender los tempranos eventos celulares y moleculares involucrados en la osificaciones intramembranosa y la endocondral es importante al estudiar la cura de fractura de hueso. Fémur se tiñeron con toluidina azul en 7 y 14 días post fractura para visualizar la formación de una matriz de cartílago en el boquete de la fractura (Figura 3A). La formación de cartílago era perceptibles 7 días después de la fractura y alineado con el hueco de fractura por fractura posterior al día 14.
Tras la formación del callo blando, osteoclastos reabsorben cartílago calcificado y osteoblastos maduros sintetizan matriz ósea nueva. Inicialmente, la deposición de matriz ósea en el callo era espacial no específicos, pero una remodelación del cartílago calcificado, con el tiempo, produce estructuras más definidas en la región central y periferia del callo de fractura. Colágeno tipo 1 (COL1) es un componente importante de la matriz ósea, y su expresión mostró la organización espacial y la cantidad relativa de la matriz del hueso que se fractura la presente 14 días (figura 3B). Tomados en conjunto, estos datos demuestran la producción coordinada de cartílago y matriz ósea primaria durante la curación endocondral.
Después de eso, durante los días 17-35 post fractura, el hueso primario poco a poco fue remodelado para formar un hueso secundario fuerte de la cortical midshaft12. Microcomputed tomografía (micro-CT) análisis reveló el volumen de callo disminuido en aproximadamente un 50% entre los días 14 y 28 post fractura, indicando una remodelación eficaz del callo (Figura 4A - 4B). Aunque las técnicas radiográficas de imagen proporcionan una valiosa evaluación de los contenidos de la ósea y la microarquitectura, pruebas de torsión deben realizarse para evaluar correctamente la fuerza ósea en relación con el fémur contralateral no heridos.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58122/58122fig1.jpg"> Figura 1: diagrama del aparato de fractura y la colocación del ratón durante la generación de una fractura. (A) este panel muestra un esquema del aparato usado para generar fracturas y una identificación de los componentes: (A1) el disco de impacto, (A2) tuercas y varillas roscadas, (A3) la plataforma superior, Postes de la vertical (A4), (A5) el resorte y el vástago, (A6) la plataforma inferior, (A7) la etapa de apoyo, (A8) la perilla moleteada y (A 9) la base. Las flechas indican un desplazamiento hacia abajo de las varillas roscadas y caña después un peso cae sobre el disco de impacto. (B) fracturas se generan en la diáfisis media usando una hoja de guillotina (B1) mientras el intertrocantérea y regiones supracondílea del fémur son compatibles con yunques (B2). (C) estas imágenes demuestran el posicionamiento de las extremidades de ratón a través de los yunques de apoyo antes de la generación de una fractura. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/58122/58122fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58122/58122fig2.jpg"> Figura 2: fractura de inducción y curación progresión controlada con el uso de la radiografía de. (A) imágenes radiográficas de los ratones fueron tomadas a lo largo de la cirugía que muestra (Ai) la inserción de una aguja de calibre 25 retrógrada a través de la longitud del fémur, (Aii) la colocación de la guía de 30 calibre tungsteno antes ( Aiii) la generación de una fractura transversal y (Aiv) la estabilización del fémur fracturado con una varilla de calibre 24. (B) imágenes radiográficas semanal fueron utilizados para monitorear la progresión de la cura hasta a 28 días post fractura. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/58122/58122fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58122/58122fig3.jpg"> Figura 3: formación de cartílago y nueva deposición de matriz ósea durante la osificación endocondral. (A) este panel muestra las secciones histológicas de 7 y 14 días viejos callos teñidos con toluidina azul. La periferia del callo está delineada en rojo. (B) este panel muestra la inmunohistoquímica tinción de colágeno tipo 1 expresión como verde en el callo de fractura 14 días después de la fractura (40 X y 100 X de ampliación). Las muestras fueron contratinción con DAPI para visualizar núcleos como azul. Coche = cartílago; BM = médula ósea; Oct = viejo hueso cortical; MUS = músculo. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/58122/58122fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58122/58122fig4.jpg"> Figura 4: Análisis de Micro-CT del callo de fractura. (A) este panel muestra longitudinal y transversales micro-CT en imágenes de la fractura callo en 14 y 28 días post fractura (n = 6/Grupo). (B) este panel muestra el volumen de callo promedio (m3) en 14 y 28 días post fractura. Las barras de error representan una desviación de estándar. La comparación estadística entre los grupos de tratamiento fue realizada usando un impar 2 cola de Student t-test. Desviación estándar; p < 0.05. <a href="https://www-jove-com.remotexs.ntu.edu.sg/files/ftp_upload/58122/58122fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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The Generation of Closed Femoral Fractures in Mice: A Model to Study Bone Healing

El modelo murino fractura cerrada de fémur es una poderosa plataforma para el estudio de fracturas y nuevas estrategias terapéuticas para acelerar la regeneración ósea. El objetivo de este protocolo quirúrgico es generar fracturas femorales cerradas unilaterales en ratones con una varilla intramedular de acero para estabilizar el fémur.

La generación de fracturas femorales cerradas en ratones: un modelo para el estudio del hueso curativo

Bone fractures impose a tremendous socio-economic burden on patients, in addition to significantly affecting their quality of life. Therapeutic strategies ...

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Nanyang Technological University

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Bone Tissue and the Skeletal System

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15.1K vistas.  Indiana University School of Medicine. El modelo murino fractura cerrada de fémur es una poderosa plataforma para el estudio de fracturas y nuevas estrategias terapéuticas para acelerar la regeneración ósea. El objetivo de este protocolo quirúrgico es generar fracturas femorales cerradas unilaterales en ratones con una varilla intramedular de acero para estabilizar el fémur.

Video: The Generation of Closed Femoral Fractures in Mice: A Model to Study Bone Healing

Biomarkers in an Animal Model for Revealing Neural, Hematologic, and Behavioral Correlates of PTSD

Identification of biomarkers representing the evolution of the pathophysiology of Post Traumatic Stress Disorder (PTSD) is vitally important, not only for objective diagnosis but also for the evaluation of therapeutic efficacy and resilience to trauma. Ongoing research is directed at identifying molecular biomarkers for PTSD, including traumatic stress induced proteins, transcriptomes, genomic variances and genetic modulators, using biologic samples from subjects' blood, saliva, urine, and postmortem brain tissues. However, the correlation of these biomarker molecules in peripheral or postmortem samples to altered brain functions associated with psychiatric symptoms in PTSD remains unresolved. Here, we present an animal model of PTSD in which both peripheral blood and central brain biomarkers, as well as behavioral phenotype, can be collected and measured, thus providing the needed correlation of the central biomarkers of PTSD, which are mechanistic and pathognomonic but cannot be collected from people, with the peripheral biomarkers and behavioral phenotypes, which can.
Our animal model of PTSD employs restraint and tail shocks repeated for three continuous days - the inescapable tail-shock model (ITS) in rats. This ITS model mimics the pathophysiology of PTSD 17, 7, 4, 10. We and others have verified that the ITS model induces behavioral and neurobiological alterations similar to those found in PTSD subjects 17, 7, 10, 9. Specifically, these stressed rats exhibit (1) a delayed and exaggerated startle response appearing several days after stressor cessation, which given the compressed time scale of the rat's life compared to a humans, corresponds to the one to three months delay of symptoms in PTSD patients (DSM-IV-TR PTSD Criterian D/E 13), (2) enhanced plasma corticosterone (CORT) for several days, indicating compromise of the hypothalamopituitary axis (HPA), and (3) retarded body weight gain after stressor cessation, indicating dysfunction of metabolic regulation.
The experimental paradigms employed for this model are: (1) a learned helplessness paradigm in the rat assayed by measurement of acoustic startle response (ASR) and a charting of body mass; (2) microdissection of the rat brain into regions and nuclei; (3) enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) for blood levels of CORT; (4) a gene expression microarray plus related bioinformatics tools 18. This microarray, dubbed rMNChip, focuses on mitochondrial and mitochondria-related nuclear genes in the rat so as to specifically address the neuronal bioenergetics hypothesized to be involved in PTSD.

We describe a rat model of post traumatic stress disorder (PTSD) that reveals the persistent alterations in neuroendocrine function and the delayed long-term, exaggerated fear response, characteristic of PTSD patients. The animal model and methods described here are useful for correlating biomarkers in brain nuclei, which are mechanistic but cannot be measured in patients, with biomarkers in peripheral white blood cells, which can.

Biomarcadores en un modelo animal para Revelar correlatos neurales, hematológicas y conductuales de estrés postraumático

Identification of biomarkers representing the evolution of the pathophysiology of Post Traumatic Stress Disorder (PTSD) is vitally important, not only for ...

Investigación

Medicina

Murine Model of Wound Healing

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. Impaired wound healing, which occurs in diabetic patients for example, can lead to severe unfavorable outcomes such as amputation. There is, therefore, an increasing impetus to develop novel agents that promote wound repair. The testing of these has been limited to large animal models such as swine, which are often impractical. Mice represent the ideal preclinical model, as they are economical and amenable to genetic manipulation, which allows for mechanistic investigation. However, wound healing in a mouse is fundamentally different to that of humans as it primarily occurs via contraction. Our murine model overcomes this by incorporating a splint around the wound. By splinting the wound, the repair process is then dependent on epithelialization, cellular proliferation and angiogenesis, which closely mirror the biological processes of human wound healing. Whilst requiring consistency and care, this murine model does not involve complicated surgical techniques and allows for the robust testing of promising agents that may, for example, promote angiogenesis or inhibit inflammation. Furthermore, each mouse acts as its own control as two wounds are prepared, enabling the application of both the test compound and the vehicle control on the same animal. In conclusion, we demonstrate a practical, easy-to-learn, and robust model of wound healing, which is comparable to that of humans.

A murine model of cutaneous wound healing that can be used to assess therapeutic compounds in physiological and pathophysiological settings.

Modelo murino de Curación de Heridas

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. ...

Femoral Bone Marrow Aspiration in Live Mice

Serial sampling of the cellular composition of bone marrow (BM) is a routine procedure critical to clinical hematology. This protocol describes a detailed step-by-step technical procedure for an analogous procedure in live mice which allows for serial characterization of cells present in the BM. This procedure facilitates studies aimed to detect the presence of exogenously administered cells within the BM of mice as would be done in xenograft studies for instance. Moreover, this procedure allows for the retrieval and characterization of cells enriched in the BM such as hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) without sacrifice of mice. Given that the cellular composition of peripheral blood is not necessarily reflective of proportions and types of stem and progenitor cells present in the marrow, procedures which provide access to this compartment without requiring termination of the mice are very helpful. The use of femoral bone marrow aspiration is illustrated here for cytological analysis of marrow cells, flow cytometric characterization of the hematopoietic stem/progenitor compartment, and culture of sorted HSPCs obtained by femoral BM aspiration compared with conventional marrow harvest.

This protocol describes a procedure for serial sampling of femoral bone marrow (BM) without requiring the sacrifice of mice. This procedure facilitates longitudinal studies of the BM composition of mice over time and provides serial access to cells within the BM for ex vivo and transplantation studies.

Femoral Aspiración de médula ósea en ratones vivos

Serial sampling of the cellular composition of bone marrow (BM) is a routine procedure critical to clinical hematology. This protocol describes a detailed ...

A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all limb bone fractures fail to heal completely due to the extent of the trauma, disease, or age of the patient. Our ability to improve bone regenerative strategies is critically dependent on the ability to mimic serious bone trauma in test animals, but the generation and stabilization of large bone lesions is technically challenging. In most cases, serious long bone trauma is mimicked experimentally by establishing a defect that will not naturally heal. This is achieved by complete removal of a bone segment that is larger than 1.5 times the diameter of the bone cross-section. The bone is then stabilized with a metal implant to maintain proper orientation of the fracture edges and allow for mobility. 
Due to their small size and the fragility of their long bones, establishment of such lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. As such, long bone defect models are confined to rats and larger animals. Nevertheless, mice afford significant research advantages in that they can be genetically modified and bred as immune-compromised strains that do not reject human cells and tissue.
Herein, we demonstrate a technique that facilitates the generation of a segmental defect in mouse femora using standard laboratory and veterinary equipment. With practice, fabrication of the fixation device and surgical implantation is feasible for the majority of trained veterinarians and animal research personnel. Using example data, we also provide methodologies for the quantitative analysis of bone healing for the model.

Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice.

A-crítico tamaño femoral Defecto sencillo modelo en ratones

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all ...

Facial Nerve Axotomy in Mice: A Model to Study Motoneuron Response to Injury

The goal of this surgical protocol is to expose the facial nerve, which innervates the facial musculature, at its exit from the stylomastoid foramen and either cut or crush it to induce peripheral nerve injury. Advantages of this surgery are its simplicity, high reproducibility, and the lack of effect on vital functions or mobility from the subsequent facial paralysis, thus resulting in a relatively mild surgical outcome compared to other nerve injury models. A major advantage of using a cranial nerve injury model is that the motoneurons reside in a relatively homogenous population in the facial motor nucleus in the pons, simplifying the study of the motoneuron cell bodies. Because of the symmetrical nature of facial nerve innervation and the lack of crosstalk between the facial motor nuclei, the operation can be performed unilaterally with the unaxotomized side serving as a paired internal control. A variety of analyses can be performed postoperatively to assess the physiologic response, details of which are beyond the scope of this article. For example, recovery of muscle function can serve as a behavioral marker for reinnervation, or the motoneurons can be quantified to measure cell survival. Additionally, the motoneurons can be accurately captured using laser microdissection for molecular analysis. Because the facial nerve axotomy is minimally invasive and well tolerated, it can be utilized on a wide variety of genetically modified mice. Also, this surgery model can be used to analyze the effectiveness of peripheral nerve injury treatments. Facial nerve injury provides a means for investigating not only motoneurons, but also the responses of the central and peripheral glial microenvironment, immune system, and target musculature. The facial nerve injury model is a widely accepted peripheral nerve injury model that serves as a powerful tool for studying nerve injury and regeneration.

We present a surgical protocol detailing how to perform a cut or crush axotomy on the facial nerve in the mouse. The facial nerve axotomy can be employed to study the physiological response to nerve injury and test therapeutic techniques.

Axotomía nervio facial en ratones: un modelo para estudiar las motoneuronas respuesta a la lesión

The goal of this surgical protocol is to expose the facial nerve, which innervates the facial musculature, at its exit from the stylomastoid foramen and ...

Establishment of a Segmental Femoral Critical-size Defect Model in Mice Stabilized by Plate Osteosynthesis

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a model organism, the mouse has already been widely used in bone-related research. Large diaphyseal bone defect models in mice, however, are sparse and often use bone fixation which fills the bone marrow cavity and does not provide optimal mechanical stability. The objectives of the current study were to develop a critical-size, segmental, femoral defect in nude mice. A 3.5-mm mid-diaphyseal femoral ostectomy (approximately 25% of the femur length) was performed using a dedicated jig, and was stabilized with an anterior located locking plate and 4 locking screws. The bone defect was subsequently either left empty or filled with a bone substitute (syngenic bone graft or coralline scaffold). Bone healing was monitored noninvasively using radiography and in vivo micro-computed-tomography and was subsequently assessed by ex vivo micro-computed-tomography and undecalcified histology after animal sacrifice, 10 weeks postoperatively. The recovery of all mice was excellent, a full-weight-bearing was observed within one day following the surgical procedure. Furthermore, stable bone fixation and consistent fixation of the implanted materials were achieved in all animals tested throughout the study. When the bone defects were left empty, non-union was consistently obtained. In contrast, when the bone defects were filled with syngenic bone grafts, bone union was always observed. When the bone defects were filled with coralline scaffolds, newly-formed bone was observed in the interface between bone resection edges and the scaffold, as well as within a short distance within the scaffold. 
The present model describes a reproducible critical-size femoral defect stabilized by plate osteosynthesis with low morbidity in mice. The new load-bearing segmental bone defect model could be useful for studying the underlying mechanisms in bone regeneration pertinent to orthopaedic applications.

Although mouse models are invaluable tools for bone tissue engineering, models of long bone defects are sparse. This need motivated development of the present protocol which uses a locking plate with four screws and a dedicated jig to perform and stabilize a reproducible, femoral, critical-size defect with low morbidity.

Establecimiento de un defecto segmentario Modelo femoral de tamaño crítico en ratones estabilizado por osteosíntesis Plate

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a ...

An Intramedullary Locking Nail for Standardized Fixation of Femur Osteotomies to Analyze Normal and Defective Bone Healing in Mice

Bone healing models are essential to the development of new therapeutic strategies for clinical fracture treatment. Furthermore, mouse models are becoming more commonly used in trauma research. They offer a large number of mutant strains and antibodies for the analysis of the molecular mechanisms behind the highly differentiated process of bone healing. To control the biomechanical environment, standardized and well-characterized osteosynthesis techniques are mandatory in mice. Here, we report on the design and use of an intramedullary nail to stabilize open femur osteotomies in mice. The nail, made of medical-grade stainless steel, provides high axial and rotational stiffness. The implant further allows the creation of defined, constant osteotomy gap sizes from 0.00 mm to 2.00 mm. Intramedullary locking nail stabilization of femur osteotomies with gap sizes of 0.00 mm and 0.25 mm result in adequate bone healing through endochondral and intramembranous ossification. Stabilization of femur osteotomies with a gap size of 2.00 mm results in atrophic non-union. Thus, the intramedullary locking nail can be used in healing and non-healing models. A further advantage of the use of the nail compared to other open bone healing models is the possibility to adequately fix bone substitutes and scaffolds in order to study the process of osseous integration. A disadvantage of the use of the intramedullary nail is the more invasive surgical procedure, inherent to all open procedures compared to closed models. A further disadvantage may be the induction of some damage to the intramedullary cavity, inherent to all intramedullary stabilization techniques compared to extramedullary stabilization procedures.

This protocol describes an osteosynthesis technique using an intramedullary locking nail for standardized fixation of femur osteotomies, which can be used to analyze normal and defective bone healing in mice.

Un clavo intramedular de bloqueo para estandarizada fijación del fémur osteotomías para analizar normal y defectuoso Bone Healing en ratones

Bone healing models are essential to the development of new therapeutic strategies for clinical fracture treatment. Furthermore, mouse models are becoming ...

Development of a Direct Pulp-capping Model for the Evaluation of Pulpal Wound Healing and Reparative Dentin Formation in Mice

Dental pulp is a vital organ of a tooth fully protected by enamel and dentin. When the pulp is exposed due to cariogenic or iatrogenic injuries, it is often capped with biocompatible materials in order to expedite pulpal wound healing. The ultimate goal is to regenerate reparative dentin, a physical barrier that functions as a "biological seal" and protects the underlying pulp tissue. Although this direct pulp-capping procedure has long been used in dentistry, the underlying molecular mechanism of pulpal wound healing and reparative dentin formation is still poorly understood. To induce reparative dentin, pulp capping has been performed experimentally in large animals, but less so in mice, presumably due to their small sizes and the ensuing technical difficulties. Here, we present a detailed, step-by-step method of performing a pulp-capping procedure in mice, including the preparation of a Class-I-like cavity, the placement of pulp-capping materials, and the restoration procedure using dental composite. Our pulp-capping mouse model will be instrumental in investigating the fundamental molecular mechanisms of pulpal wound healing in the context of reparative dentin in vivo by enabling the use of transgenic or knockout mice that are widely available in the research community.

We describe a step-by-step method of performing direct pulp capping on mice teeth for the evaluation of pulpal wound healing and reparative dentin formation in vivo.

Desarrollo de un Modelo de recubrimiento pulpar directo para la Evaluación de la Pulpa Curación de Heridas y formación de dentina reparadora en ratones

Dental pulp is a vital organ of a tooth fully protected by enamel and dentin. When the pulp is exposed due to cariogenic or iatrogenic injuries, it is ...

A Minimally Invasive Model to Analyze Endochondral Fracture Healing in Mice Under Standardized Biomechanical Conditions

Bone healing models are necessary to analyze the complex mechanisms of fracture healing to improve clinical fracture treatment. During the last decade, an increased use of mouse models in orthopedic research was noted, most probably because mouse models offer a large number of genetically-modified strains and special antibodies for the analysis of molecular mechanisms of fracture healing. To control the biomechanical conditions, well-characterized osteosynthesis techniques are mandatory, also in mice. Here, we report on the design and use of a closed bone healing model to stabilize femur fractures in mice. The intramedullary screw, made of medical-grade stainless steel, provides through fracture compression an axial and rotational stability compared to the mostly used simple intramedullary pins, which show a complete lack of axial and rotational stability. The stability achieved by the intramedullary screw allows the analysis of endochondral healing. A large amount of callus tissue, received after stabilization with the screw, offers ideal conditions to harvest tissue for biochemical and molecular analyses. A further advantage of the use of the screw is the fact that the screw can be inserted into the femur with a minimally invasive technique without inducing damage to the soft tissue. In conclusion, the screw is a unique implant that can ideally be used in closed fracture healing models offering standardized biomechanical conditions.

This protocol describes a minimally invasive osteosynthesis technique using an intramedullary screw for standardized stabilization of femur fractures, which can be used to analyze endochondral bone healing in mice.

Un modelo mínimamente invasivo para analizar la fractura endocondral en ratones en condiciones biomecánicas estandarizadas

Bone healing models are necessary to analyze the complex mechanisms of fracture healing to improve clinical fracture treatment. During the last decade, an ...

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to perform a partial thoracotomy to visualize the transverse aortic arch. However, the surgical trauma caused by the thoracotomy in open-chest models changes the respiratory physiology as the ribs are dissected and left unattached after chest closure. To prevent this, we established a minimally invasive, closed chest approach via lateral thoracotomy. Herein we approach the aortic arch via the 2nd intercostal space without entering the chest cavities, leaving the mouse with a less traumatic injury to recover from. We perform this operation using standard laboratory settings for open chest TAC procedures with equal survival rates. Apart from maintaining physiological breathing patterns due to the closed chest approach, the mice seem to benefit by showing rapid recovery, as the less invasive technique appears to facilitate a fast healing process and to reduce immune response after trauma.

Here, we present a protocol of Transverse Aortic constriction (TAC) via a lateral thoracotomy. This technique is a minimally invasive, closed chest surgical procedure aiming to simulate pressure overload and heart failure in mice utilizing standard TAC laboratory settings.

Un modelo del cerrado-pecho para inducir constricción aórtica transversal en ratones

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...